兔子实验报告-15154130
兔子实验报告-15154130
生理兔子实验报告主题：血压测量、呼吸运动调节实验班级：151541 实验小组：第三组
实验日期：2016年5月31日
具体分工：主刀：15154114李睿哲
副手：15154111朱梦洁、15154113周紫星麻醉：15154112
陈海芹、15154115谢明思器械管理：15154130李部
实验数据记录整理：15154131毕长鹏
一、实验目的：
通过对兔子的观察、研究和分析，更好地了解兔子与人类一些相似的生命活动过程，更好地认识生物机体活动规律。
二、实验原理：
正常生理情况下，人和高等动物的动脉血压是相对稳定的。动脉血压的相对恒定对于保持合组织、器官正常的血液供应和物质代谢极为重要，动脉血压的剧烈变化会显著影响各组织、器官的正常活动。
动脉血压是心血管功能活动的综合指标。通过改变神经、体液因素或施加药物，观察动脉血压的变化情况，可以间接反映各种因素对心血管功能的自主性调节。
呼吸运动能够有节律地进行，并与机体代谢水平相适
应，主要是由于体内外各种刺激，可以通过外周或中枢化学感受器或者直接作用于呼吸中枢，反射性地调节呼吸运动的
结果。
三、实验器材：
实验动物：一只健康兔子（2.88Kg）
实验试剂：20%的乌拉坦、肝素、生理盐水、肾上腺素
实验设备：兔箱、电子称、手术灯、兔解剖台、压力换能器、
呼吸流量换能器、金属碗、纱布、注射器、气管插管、动脉插管、动脉夹、玻璃分针、止血钳、皮钳、绳子、毛剪、镊子、输液夹、皮剪、眼科剪、托盘金属、托盘陶瓷、一次性静脉输液针
四、实验步骤
1.实验仪器的准备
首先打开计算机采集系统，通道1接通压力换能器，通道2 接通呼吸流量换能器，从系统的“生理学实验”中找出“血压-呼吸的（学生）实验”，使显示器显示压力和呼吸的读数，并调节至合适比率。
2.连接压力传感器和液体传递系统
用注射器向连接动脉插管的导管内推注含有肝素的生理盐
水，使之充满液体。
家兔缺氧实验报告doc
家兔缺氧实验报告 篇一：家兔解剖实验 一、实验目的 1. 通过对家兔的外形观察、骨骼系统及内部解剖的观察，掌握哺乳类躯体轮廓、消化系统、呼吸系统、循环系统、泌尿系统和生殖系统的结构特点 2. 掌握哺乳纲动物的主要特征，理解其进步性特征 3. 熟练解剖动物的方法 二、实验原理 将家兔处死是利用静脉注射空气致死：向静脉注射空气后，进入血液形成空气栓，空气栓随血流回流至右心室，然后被送到肺动脉，造成肺栓塞，大面积的肺栓塞使人体不能进行气体交换，发生严重的缺氧和二氧化碳储留，导致猝死。 三、实验器材 活家兔、解剖盘、酒精棉球、注射器、镊子、烧杯、手术刀、手术剪、骨钳、止血钳等 四、实验步骤 1、外形观察，处死 家兔身体分为头、颈、躯干、尾和四肢五部分。颈很短，躯干较长，背部有明显的腰弯曲。前肢短小，有5指，后肢较长，具4趾。尾短小，位于躯干末端，腹部腹面近尾根处有泄殖孔和肛门，肛门在后。肛门两侧各有一个无毛区，提
起此处皮肤，开口，打开皮肤。 取10ml注射器，抽入10ml空气，三个人按住兔子，用酒精棉球将其一侧耳外侧毛擦湿，注射空气，到静脉血管。挣扎一会后死亡。 2、打开皮肤 润湿腹部中间的毛，小心用剪刀从泄殖孔稍前方剖一横口，向上剪至颈部，用手术刀使皮肤和肌肉分离，将剥下的皮肤向左右尽可能拉开露出腹部。 3、开腹腔：原位观察膈、胰腺、肝脏、各系统观察，肾脏冠切 从泄殖孔的切口处沿腹中线同样左右割开腹壁至胸骨剑突处，暴露腹腔。先观察各器官的自然位置。可观察到：胰腺：分散附着于（十二指肠）弯曲处的肠系膜上，为粉红色、分布零散而不规则的腺体。胃：囊状，横卧于膈肌后面，入口称喷门，出口称幽门。 小肠：肠管长而细，分为十二指肠、空肠和回肠三段。十二指肠呈“ U ”形，空肠和回肠界限不易区分。 大肠：分为盲肠、结肠和直肠三段。盲肠为大肠的起始段，肠管最粗大，相当于一个发酵罐，其末端有蚓突，结肠表面有横褶，直肠细长。 膈肌：呈粉色，上面血多有放射状红色细丝 肾脏：移开胃后，可在其下观察到两肾，分布于两侧，
动物学实验报告--肖敬旺.
广州大学实习报告 项目名称：动物学实习 学院：生命科学学院 专业年级：13生物技术 学号：1314300053 姓名：肖敬旺 指导老师：舒琥、易祖盛、吴毅、李海燕 胡俊杰、侯丽萍、余文华 实习单位：广州大学生命科学学院 实习时间：2014.5.26—2014.5.30 广州大学教务处制
正文： 一、实习目的(宋体，加粗，四号,左对齐) 动物学是一门内容十分广博的学科，研究对象是动物各类群的形态结构、分类和有关的生命活动、发育规律、以及动物和外界环境之间多种多样关系的科学。 人们掌握了这些规律，就可能很好地认识和利用动物，使它能更对课堂知识的理解，做到理论联系实际；学会认识动物的特点，并且通过其特点对动物进行鉴定，了解其用途，以及在农业生产中的预防；掌握动物标本的采集以及制作方法；通过野外实习，提高学习的积极性与主动性对课堂知识的理解，做到理论联系实际；学会认识动物的特点，并且通过其特点对动物进行鉴定，了解其用途；掌握动物标本的采集以及制作方法；通过野外实习，提高学习的积极性与主动性；掌握所采集动物的种类名称、分类地位、分类依据、采集场所、采集方法、标本制作方法和生境描述等。 二、实习内容（宋体，加粗，四号、左对齐，） 5月26日至5月30日，在老师们的带领下，我们进行了为期5日的动物学实习。本次实习分为两个部分，分别是广州市内的陆上动物实习和深圳东山珍珠岛的临海动物实习。 5月26日，早上8:30在生化楼下进行了简单而重要的动物学实习动员。老师在动员大会上阐明了本次实习的目的、内容、要求和注意事项。随后我们变出发去中山大学博物馆参观，其中收藏的标本有国家一级保护动物大熊猫、金丝猴等37种，以及护士鲨、豹纹鲨、翻车鱼等百余种珍稀动物标本，此外还有北极熊、企鹅、鸵鸟等国外的珍稀动物标本；古生物化石标本500多件，其中7.8米长萨斯特鱼龙、3. 5米的新中国龙、兴义龙以及鳞齿鱼等具有极高的科研价值和展览价值。说实话这是第一次接触了那么多的动物标本。随后我们便出发去广州动物园，广州动物园于19 58年建成开放，目前饲养和展览着国内外400多种近5000头 (只) 动物，是我国三大城市动物园之一。在布局上，北部的麻鹰岗顶为猩猩馆、狒狒等灵长类兽舍，南坡设置中小型兽笼，西南坡有熊山、狮山、虎山、河马池等。与麻鹰岗隔湖相望的大片山岗地上，分布着猴山、熊猫馆、大象房、长颈鹿馆、犀馆、斑马馆、鹿舍等。 5月27日，早上8:30在生化楼下集中，随后我们去科学中心坐公交车向长洲岛出发。长洲岛的实习主要是捕捉昆虫，由于田野上的昆虫数量多而且种类繁多，所以我们主要在长洲岛附近的田野上进行捉虫活动。刚开始的时候，由于对捕虫网比较陌生，使用起来不太熟练，所以捕获的昆虫数量较少。但经过一个小时后，逐渐能熟练使用捕虫工具，慢慢捕获到一定数量和种类的昆虫。天气比较炎热，但是我们捕捉的非常愉快。下午，我们在生化楼504对捕获回来的昆虫进行处理，为今天捕捉到的标本展翅并制作标本，进行分类。 5月28日，早上8:30在生化楼集合，乘车向深圳东山珍珠岛出发。经过了将近３个小时的路程，我们来到了红树林并在此进行实习。红树以凋落物的方式，通过食物链转换，为海洋动物提供良好的生长发育环境，同时，由于红树林区内潮沟发达，吸引深水区的动物来到红树林区内觅食栖息，生产繁殖。由于红树林生长于亚热带和温带，并拥有丰富的鸟类食物资源，所以红树林区是候鸟的越冬场和迁徙中转站，更是各种海鸟的觅食栖息，生产繁殖的场所。红树林另一重要生态效益是它的防风消浪、促淤保滩、固岸护堤、净化海水和空气的功能。盘根错节的发达根系能有效地滞留陆地来沙，减少近岸海域的含沙量；茂密高大的枝体宛如一道道绿色长城，有效抵御风浪袭击。我们以小组为单位沿着泥沙
家兔解剖实习报告
金山学院课程实习报告报告题目《家兔活体解剖课程实习》课程名称《家畜解剖学》 实习地点动物医学家畜解剖实验室实习时间2014年12月14日 专业动物医学 年级 2014级 学生姓名陈意 学号 0146726093
（一）.实验日期2014年12月14号(8:00～11:30) （二）.家畜品种：家兔 性别：母 年龄：未知 放血后重：6.98斤 体长：75cm （三）.解剖程序和观察内容 1.活体观察 ?毛色：浅棕色前后关节：健全 ?观察巩膜为白色，瞳孔为椭圆形，眼结膜粉红色、正常 ?健康状况：良好鼻镜：湿润眼神：呆滞 2.处死 ?磨刀，绑定。 ?用手术刀切开颈动脉。进行放血。 ?放血后，用手触摸睫毛，判断是否死亡。 ?放血后称重。 3.剥皮 ?在四肢系部环切，再沿内侧正中线纵切至腹正中线。从下颌至肛门沿腹正中线做纵切 切开皮肤。
?在正中线处向外顺序剥开皮肤，剥皮时其他人员将皮拉紧，沿皮下组织层切割。先剥 四肢后剥躯干。 4.观察肌肉 ?冈上肌、冈下肌、肱三头肌斜方肌、背阔肌 臀浅肌、阔筋膜张肌、臀股二头肌
5.胸、腹部解剖观察 ?沿着腹底正中心线切开，并剪断胸壁所有肋骨的下端和隔肌的附着线，便可把整个胸 腔、腹腔暴露在外 ?肺、气管、食管(在腔静脉的背侧有气管，气管的背侧偏左有食管) ?心脏(观察心的外形，分清进出心腔的主动脉，前、腔静脉，肺动脉，肺静脉。分清 心房心室的部位，以及心耳部位 ?小肠，大肠
小肠分为十二指肠、空肠、回肠。大肠分为盲肠、结肠、直肠 测量肠管的长度：在胃的幽门后、降结肠入骨盆腔处及总肠系膜根部双结扎。把整个肠管摘除。把各段肠管的系膜分离。拉直肠管测量各段长度。 ?肝、胆囊、脾、胃 ?胰散在于十二指肠间的肠系膜中,形如脂肪 ?肾红褐色，卵圆形，位于最后肋骨和前两个腰椎横突的腹侧面。光滑单乳头肾。
(完整word版)2015 动物细胞培养技术实验报告
一、实验目的 1、学习并掌握动物细胞培养的无菌操作技术。 2、学习并掌握细胞传代培养的方法。 3、学习并掌握用倒置荧光显微镜观察细胞细胞形态。 二、实验原理 细胞培养（cell culture）：细胞在体外条件下生长，细胞不再形成组织。 动物细胞培养（animal cell culture）就是从动物机体中取出相关的组织，将它分散成单个细胞（使用胰蛋白酶或胶原蛋白酶）然后，放在适宜的培养基中，让这些细胞生长和增殖。由于细胞具有生长和自我复制的能力，为细胞体外培养和研究提供可能。 动物细胞培养可分为原代培养和传代培养。 原代培养（primary culture）即直接从动物机体分离、获得组织细胞，在无菌条件下，用胰蛋白酶消化或机械分散等方法，将动物组织分散成单个细胞开始首次培养长出单层细胞的方法。 传代培养（subculture）当细胞生长增值达到一定密度，用胰蛋白酶将细胞消化分散成单细胞，将细胞转移到新的培养皿中扩大培养的方法。 高等生物是由多细胞构成的整体，在整体条件下要研究单个细胞或某一群细胞在体内的功能活动是十分困难的，但如果把或细胞拿到体外培养、增殖并进行观察和研究，则方便简单的多。被培养的动物细胞是非常好的实验对象和实验研究材料，对体外培养的活细胞进行研究可以帮助人类探索防治各种疾病途径和机制，也可以人为地诱导和改变细胞的遗传性状和特性，因此，动物细胞体外培养技术是研究细胞分子机制非常重要的实验手段，被广泛应用于医学、生物技术、基因工程等研究领域。 三、细胞培养相关设施及材料 1、细胞培养室 无菌操作区：只限于细胞培养及其它无菌操作，与外界隔离。 孵育区：培养箱设定的条件为37℃，5%CO2。 制备区：培养液及有关培养用液体的制备，液体制备后应该在净化工作台进行过滤除菌。 储藏区：包括冰箱、干燥箱、液氮罐等。 清洗区和消毒灭菌区：清洗区为相对污染区，消毒灭菌区与清洗区分开。 2、细胞培养常用基本设施： 荧光显微镜、超净工作台、孵箱、电热鼓风干燥箱、冰箱、液氮罐、消毒器、恒温水浴槽、滤器等。 细胞培养常用器皿：培养瓶、培养板、培养皿，玻璃瓶、吸管，离心管、冻存管，注射器，烧杯、量筒等。 3、细胞培养用品的清洗、消毒 新玻璃器皿要用5%稀盐酸浸泡，以中和其表面碱性物质：刷洗： 硫酸清洁液浸泡：浓硫酸+重铬酸钾+蒸馏水； 冲洗：流水冲洗15-20次，蒸馏水冲洗3次，三蒸水漂洗1-3次。 所有需灭菌的器械、物品灭菌前均需包装，防止灭菌后污染。使用时放入超净工
实验动物学实验报告大鼠,小鼠,小鼠的基本实验操作,大鼠的基本实验操作
实验一小鼠的基本实验操作 一、实验目的:通过实际操作,掌握小鼠的一般操作方法,包括小鼠的抓拿、标记、给药(灌 胃、腹腔注射、皮下、肌肉、尾静脉注射)、取血(眶后静脉丛,摘眼球)、脊椎脱臼法处死、大体解剖。 二、实验动物:昆明小鼠2只(1雌1雄) 三、实验步骤 1、抓取与固定,标记 2、去毛 3、给药:消化道、腹腔注射、尾静脉注射 4、取血:眼眶后静脉丛、尾静脉、眼球摘除法、断头法 5、麻醉:氯胺酮腹腔麻醉 6、处死:脊椎脱臼法 7、解剖: 雄性:睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺(在膀胱下方,胶质状,透明) 雌性:双角子宫、卵巢 肾上腺、胆囊、甲状腺、胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏、甲状腺 四、实验结果 1、抓取与固定标记: 抓取:抓小鼠的尾根部 固定:抓住小鼠的尾根部,让小鼠在粗糙平面上爬行,后拉尾跟部,右手的拇 指与食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤,小指与无名指将尾巴固定在手掌面。并标记: 2、灌胃法:左手抓取小鼠固定后,右手持特制灌胃针,沿一侧口角进针,紧贴咽后壁,头后仰以便伸直消化道,进针2/3后灌生理盐水0、5ml 3、注射给药: 腹腔注射: 从下腹部的两侧进针 ,进针时针与腹部成45°。进针后稍微晃动针,如无粘滞感则可注射药物 尾静脉注射:一人固定小鼠,另一人用左手中指与拇指将尾拉直,食指托住尾部,在尾动脉位置进针注射0、5ml生理盐水。注射完毕拔出针头,用无菌棉球压迫止血。 4、采血 从眼角内侧0、5cm处进针 眼球摘除法:左手抓取用固定小鼠,右手持弯头镊在眼球根部将眼球摘除,头朝下,眼眶内血迅速流出。 5、麻醉: 0、5%氯胺酮腹腔麻醉:本小鼠重22g,按100mg/kg的药量给药,2分钟麻醉成功 6、处死: 脊椎脱臼法:按住头部,将尾根部向后上方以短促的力量拉即可致死 7、解剖: 雄性:寻找到睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺 雌性:双角子宫、卵巢 3、7、2 肾上腺:米粒大小 胰腺:位于胃下方,类似于脂肪组织,浑浊状 3、7、4 ,胆囊:芝麻大小,浅绿色,半透明,
小鼠解剖实验报告
°实验五：小鼠解剖实验 吴雪薇121140059 一、实验目的 1、通过实验学习给小鼠注射、灌胃等技术操作 2、了解戊巴比妥对哺乳动物的影响 3、复习解剖的基本操作 4、通过实验了解小鼠唾液腺的结构 5、通过实验了解小鼠体内器官、系统构造 二、实验原理 1、小鼠唾液腺 唾液腺由颌下腺、腮腺、舌下腺组成，颌下腺最明显，颌下腺两边弥散的是腮腺，舌下腺连于颌下腺上，容易与颌下腺上连的淋巴结搞混。 2、会厌软骨 会厌软骨即构成会厌的软骨，形状扁平，像树叶，下部附着在喉结的内壁上。会厌是喉头上前部的树叶状结构，由会厌软骨和黏膜构成。呼吸或说话时，会厌向上，使喉腔开放；咽东西时，会厌向下，盖住气管，使东西不至进入气管内。 3、小鼠体内结构 （1）胸腔：胸腔内的结构主要有食道、心、肺。 （2）腹腔：主要有胃、肝、胆、胰、脾、肠、肾（包括肾上腺）、输尿管、膀胱和生殖器官：卵巢、输卵管、子宫（雌），睾丸、附睾、精囊腺、输精管（雄）。 （3）胸腔与腹腔由膈膜隔开。 三、实验器材 注射器、烧杯、灌胃针、解剖盘、解剖剪刀、镊子、解剖针、钉子 四、实验材料 小鼠1只、戊巴比妥溶液 五、实验操作 1、抓取一只小鼠，拎住尾巴根部，使其前肢抓在抹布上，后肢提起，用注射器 向其腹腔注射0.5ml戊巴比妥溶液。 2、将小鼠放在烧杯中，观察它的反应。 3、待小鼠不再动时，用注射器向其腹腔再注射0.5ml戊巴比妥溶液，使其死亡。 4、将小鼠放在解剖盘上，用大头针将四肢固定在解剖盘上。 5、用解剖剪刀，从靠近肛门处剪开表皮直至口腔，观察唾液腺。 6、剪开口腔，观察会厌软骨。 7、剪开腹腔和胸腔，观察小鼠体内结构。 8、处理小鼠，清洗、整理实验器材。 六、实验结果 1、观察注射戊巴比妥溶液后的小鼠 本次实验第一次注射，注射了0.4ml的戊巴比妥溶液，第二次注射了0.6ml。
实验动物学实验报告
实验动物学实验报告 一、实验动物：小鼠 二、操作流程：抓取，固定，编号，给药，取血，麻醉，绝育，解剖。 三、具体操作 1、抓取：抓取小鼠时，右手抓住小鼠尾巴，不要过于用力，以免惊吓小鼠。左手从小鼠身体后部向前抓（以免小鼠向后缩咬伤自己），抓住小鼠颈部。固定住小鼠后，将小鼠皮肤往上抓，尽量将小鼠背部皮肤抓住。左手将小鼠腹部朝向自己，把小鼠尾巴用左手无名指和小指夹住，这时小鼠腹部皮肤紧绷，不能动弹。 2、固定：通常使用固定器进行固定。将固定器拧开后，抓住小鼠尾巴，使其钻入固定器中，再将拧下的固定器部分装好，使小鼠尾部露出，再将可旋转的铁片固定住即可进行后续实验。 3、编号：编号方式有两种：①剪脚趾编号：把小鼠腹面朝上，在下的脚趾从左至右依次编为1~10号，剪10号脚趾加1~9号脚趾依次编为11~19号，在上的脚趾依次编为20,30,40,50,60,70,80,90号，其余编号与11~19号类似。②打耳钉编号：耳钉上均有唯一编号，通过使用耳钉钳将耳钉打在小鼠耳朵上即可。实验时通常使用的是第一种方式进行编号，第二种编号通常用于需要长距离运输的动物。 4、给药：常用的给药方式有： ①口服给药：即灌胃。将注射器装入药物溶液，装上灌胃针（灌胃针有直头和弯头两种，区别不大）。如上所述，抓取小鼠后，使其头部朝上，尽量呈一直线，取灌胃针，从小鼠嘴角一侧缓缓插入（保持刻度在自己能看到的位置），顺着小鼠口腔食道的弧度让小鼠将针咽入，灌胃过程中如果遇到阻碍一定要及时拔出灌胃针，不可强行灌胃以免伤及小鼠食道以及肺部。灌胃针顺利进入后基本与小鼠身体呈一条直线，注入适量体积后再顺着食道缓缓取出灌胃针。 ②静脉注射：小鼠尾部有3条静脉和1条动脉，3条静脉非别位于背部，及两侧。静脉注射时一般选取两侧静脉，因为其相对于背部静脉更为清晰饱满。将小鼠固定后，用酒精擦拭其尾部静脉，使其充血，以便注射。之后使注射器针孔处朝上，针与尾部呈约30°扎入尾部后向上轻挑，再向内扎入部分，此过程应该比较顺畅，没有阻碍，若阻碍较大则有可能扎入到了皮肤中。扎入后将活塞向后回抽一点可见到有血回流，则说明成功扎入静脉当中，注射适当体积后迅速拔针，用酒精进行消毒。 5、取血：有断尾取血法和眼眶取血法两种。本次实验使用的是眼眶取血法。抓取小鼠，固定其头部用手指将其上下眼睑分开，露出其眼球并且不能闭上。用玻璃毛细管从其上眼角处扎入眼球后方毛细血管从，使血液顺着毛细管留下，取血完成后快速将毛细管取下。 6、麻醉：抓取老鼠，使其头部朝下，使其腹部脏器向胸腔靠拢，露出腹部空腔，以免刺伤脏器。将注射器竖直扎入靠近后腿部腹腔，刺入之后稍微向前倾斜但不要向前刺入，一般注入0.5mL麻醉剂即可。随后拔出针，方向小鼠，等待几分钟后即可麻醉。 7、绝育：绝育手术是通过剪除雌鼠卵巢或雄鼠输精管来实现的。将麻醉的雌鼠背面朝上，从其胸腔和尾部之间向下三分之一处剪开一个小口，用镊子将其卵巢取出，上面呈现红色斑点的部分即为卵巢，用剪刀将这一部分剪除，然后用缝合针线将其缝合，缝合方法为将针穿过后，将线缠绕镊子两圈再逆时针缠绕两
兔子实验报告
生理兔子实验报告 主题：血压测量、呼吸运动调节 实验班级：151541 实验小组：第三组 实验日期：2016年5月31日 具体分工：主刀：李睿哲 副手：朱梦洁、周紫星 麻醉：陈海芹、谢明思 器械管理：李部 实验数据记录整理：毕长鹏 一、实验目的： 通过对兔子的观察、研究和分析，更好地了解兔子与人类一些相似的生命活动过程，更好地认识生物机体活动规律。 二、实验原理： 正常生理情况下，人和高等动物的动脉血压是相对稳定的。动脉血压的相对恒定对于保持合组织、器官正常的血液供应和物质代谢极为重要，动脉血压的剧烈变化会显着影响各组织、器官的正常活动。动脉血压是心血管功能活动的综合指标。通过改变神经、体液因素或施加药物，观察动脉血压的变化情况，可以间接反映各种因素对心血管功能的自主性调节。 呼吸运动能够有节律地进行，并与机体代谢水平相适
应，主要是由于体内外各种刺激，可以通过外周或中枢化学感受器或者直接作用于呼吸中枢，反射性地调节呼吸运动的结果。 三、实验器材： 实验动物：一只健康兔子（ 实验试剂：20%的乌拉坦、肝素、生理盐水、肾上腺素? 实验设备：兔箱、电子称、手术灯、兔解剖台、压力换能器、呼吸流量换能器、金属碗、纱布、注射器、气管插管、动脉插管、动脉夹、玻璃分针、止血钳、皮钳、绳子、毛剪、镊子、输液夹、皮剪、眼科剪、托盘金属、托盘陶瓷、一次性静脉输液针 四、实验步骤 1.实验仪器的准备 首先打开计算机采集系统，通道1接通压力换能器，通道2接通呼吸流量换能器，从系统的“生理学实验”中找出“血压-呼吸的（学生)实验”，使显示器显示压力和呼吸的读数，并调节至合适比率。 2.连接压力传感器和液体传递系统 用注射器向连接动脉插管的导管内推注含有肝素的生理盐水，使之充满液体。 3.动物准备 1)术前准备
实验六 兔子的解剖
---------------------------------------------------------------最新资料推荐------------------------------------------------------ 实验六兔子的解剖 实验六家畜（兔子）的解剖一、实验目的：1、通过对兔子解剖观察，认识哺乳动物各器官系统的基本结构； 2、学习解剖哺乳类的方法。 二、实验要求：掌握哺乳类肌肉、消化、呼吸、泄殖、循环和神经系统的形态构造及特点。 1/ 42
? ? ? ?三、实验内容： 1、家兔外形观察 2、兔子剥皮，观察肌肉系统。 3、内部结构解剖，观察兔子的消化、呼吸、泄殖、循环和神经等器官系统的形态构造。
---------------------------------------------------------------最新资料推荐------------------------------------------------------ 四、实验材料和用具：??1、家兔2、器具：解剖器械、兔解剖台、 10 ml注射器?3、试剂：75%乙醇棉球、纱布 3/ 42
背景知识?哺乳类动物（Mammal）哺乳类是一种恒温的高等脊椎动物，体表被有毛发，大部分都是胎生，并藉由乳腺哺育后代。 骨骼肌肉发达，运动能力强。 大脑皮层发达，脑容量增大，视觉和嗅觉的高度发展，听觉比其他脊椎动物有更大的特化。 哺乳动物是动物发展史上最高级的阶段，也是与人类关系最密切的一个类群。
---------------------------------------------------------------最新资料推荐------------------------------------------------------ 实验操作步骤：外形观察：13页 5/ 42
动物学实验报告
广州大学实习报告 项目名称：动物学实习学院：生命科学学院 专业年级：学号：姓名：肖敬旺指导老师：实习单位：广州大学生命科学学院 实习时间： 13生物技术 1314300053 舒琥、易祖盛、吴毅、李海燕 胡俊杰、侯丽萍、余文华 2014.5.26—2014.5.30 广州大学教务处制 正文： 一、实习目的 (宋体，加粗，四号,左对齐) 二、实习内容（宋体，加粗，四号、左对齐，） 5月26日至5月30日，在老师们的带领下，我们进行了为期5日的动物学实习。本次 实习分为两个部分，分别是广州市内的陆上动物实习和深圳东山珍珠岛的临海动物实习。 5月27日，早上8:30在生化楼下集中，随后我们去科学中心坐公交车向长洲岛出发。 长洲岛的实习主要是捕捉昆虫，由于田野上的昆虫数量多而且种类繁多，所以我们主要在长 洲岛附近的田野上进行捉虫活动。刚开始的时候，由于对捕虫网比较陌生，使用起来不太熟 练，所以捕获的昆虫数量较少。但经过一个小时后，逐渐能熟练使用捕虫工具，慢慢捕获到 一定数量和种类的昆虫。天气比较炎热，但是我们捕捉的非常愉快。下午，我们在生化楼504 对捕获回来的昆虫进行处理，为今天捕捉到的标本展翅并制作标本，进行分类。 5月28日，早上8:30在生化楼集合，乘车向深圳东山珍珠岛出发。经过了将近３个小 时的路程，我们来到了红树林并在此进行实习。红树以凋落物的方式，通过食物链转换，为 海洋动物提供良好的生长发育环境，同时，由于红树林区内潮沟发达，吸引深水区的动物来 到红树林区内觅食栖息，生产繁殖。由于红树林生长于亚热带和温带，并拥有丰富的鸟类食 物资源，所以红树林区是候鸟的越冬场和迁徙中转站，更是各种海鸟的觅食栖息，生产繁殖 的场所。红树林另一重要生态效益是它的防风消浪、促淤保滩、固岸护堤、净化海水和空气 的功能。盘根错节的发达根系能有效地滞留陆地来沙，减少近岸海域的含沙量；茂密高大的 枝体宛如一道道绿色长城，有效抵御风浪袭击。我们以小组为单位沿着泥沙 滩采集贝壳，因为路不好走，所以走得时候很小心翼翼。虽然鞋子都沾满了泥，不过非 常开心。随后我们坐车去我们住宿的地方，吃过晚饭后我们便在篮球场上对我们今天的贝壳 之类的进行分类。 5月29日，早上9点钟我们出发去南澳岛参观了卖鱼的市场，认识了许多之前未见过的 种类，随后我们便去买东西吃了，哈哈蹭吃，非常开心。下午我们便出发去小岛收集贝壳， 最爽的事情莫过于坐飞艇了，那速度就是快，特别是在超越别人的那一刻，内心不免有一丝 自豪感，在到达岛屿后我们便分工合作，去海边，沙滩等地方寻找我们所期望的东西，我们 发现了许多海胆海参之类的东西，甚至有些东西开始把海胆直接弄到就吃，太厉害了，持续 了将近3个小时的海边收集工作我们坐船回去了，还是那种感觉，坐船非常爽。晚上我们便 又是在球场上面开始工作了，一起工作的时光总是那么美好，但是又是那么短暂的。 5月30日，上午，我们在珍珠岛上观看工人植珠过程操作，并去了标本室看标本，大家 也购买了一些珍珠粉之类的。中午吃完饭后，大家整理个人内务后乘车返回大学城。至此， 整个动物学实习过程结束。 ……… 三、实习总结或体会（宋体，加粗，四号、左对齐，）
狗的解剖实验报告
狗的解剖实验报告 篇一：解剖母鸡实验报告 实验报告--母鸡的解剖 试验时间：XX年12月7日 一、解剖程序 把鸡处死，方法：在鸡的颈部靠近头处开口放血致死，然后进行解剖观察 二、观察内容 （一）消化系统 1. 口腔：无软腭，无唇齿，有上下喙，舌形态与喙相似。 2.嗉囊：食管的膨大部，位于叉骨之前，直接在皮下，偏右 2. 腺胃：纺锤形，粘膜层有胃腺 3. 肌胃：紧接腺胃，近圆形，呈暗红色，粘膜面被覆的角质膜又称鸡内金 4. 十二指肠：位于腹腔右侧，前端与肌胃相接，灰白色，管状
5. 空肠：前接十二指肠，后接回肠，灰白色，管状 6. 回肠：前接空肠，后接结直肠，夹在两条盲肠之间，灰白色，管状 7. 直肠：管腔较大，自回盲口直达泄殖腔 8.盲肠：一对相对很长的盲肠，壁内有丰富的淋巴组织，基部处集成盲肠扁桃体 9.泄殖腔：是消化泌尿生殖系统后端共同通道，由前向后分为粪道泄殖道肛道 10.胰腺：夹在十二指肠肠袢之间，淡黄色，长条形 11. 肝：位于腹腔前下部，暗褐色，分左右两叶，右叶内侧有一绿色胆囊 （二）呼吸系统 1.气管：较长而粗，半透明管状，位于皮下，偏右，进入胸腔在心基上方分为两个支气管 2. 鸣管：位于气管与支气管交叉处，分鸣骨和内外鸣膜，是发声器官 3. 肺：鲜红色，位于胸腔背侧，有很深的肋压迹。 4.气囊：肺内支气管粘膜突出形成，外被浆膜。
（三）心血管系统 心脏：位于胸腔前下方，心基朝向前方，椎体形 （四）生殖系统 1. 卵巢：位于左侧前半部的腹侧，上有大小不一的卵泡。 2. 输卵管：分为：漏斗部，壶腹部，峡部，子宫，阴道五部分 壶腹部：受精部位 壶腹部：卵白分泌部位 峡部：形成卵壳膜 子宫部：形成卵壳 阴道部：在蛋壳外面形成一层角质薄膜 （五）淋巴系统 1.腔上囊（法氏囊）：位于鸡的泄殖腔的背侧，是泄殖腔的一个盲囊 2.脾：位于腺胃和肌胃交界处背侧，深红色 （六）泌尿系统
动物实验报告讲解
实验动物学实验报告 学院： 学号： 姓名 时间：
实验一：小鼠实验 一、实验目的 1、掌握小鼠抓取、固定的基本方法； 2、掌握小鼠的雌雄鉴别方法； 3、掌握小鼠的标记方法； 4、掌握小鼠的基本采血技术； 5、掌握小鼠的常用给药方法； 6、掌握小鼠的解剖方法，熟悉内部脏器的自然位置； 二、实验材料 1、实验动物：每组两只雌鼠，两只雄鼠； 2、实验器械及试剂：鼠笼；小鼠固定器和小鼠固定板；眼科剪；眼科镊；解剖刀；1ml注射器；毛细玻璃管；灌胃针；苦味酸染料；葡萄糖液；2%水合氯醛； 三、实验内容及方法 1、小鼠的抓取和固定 抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。 2、小鼠的雌雄鉴别 雄鼠的阴囊明显，雄鼠可见阴道开口和五对乳头。幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定，近者为雌，远者为雄。另外，雌鼠肛门和生殖器之间有一无毛小沟，而雄鼠则在肛门和生殖器之间长毛。 3、小鼠的标记方法 1）耳孔法 用耳号钳在耳上打洞或者用剪刀在耳边缘剪缺口，左耳为十位，右耳为个位。 2）剪趾法 适用于出生一周以内新生仔鼠； 3）染色法
用毛笔将苦味酸涂在动物的不同部位，注意逆着毛发生长方向刷。 4、小鼠的基本采血 1）剪尾采血 当所需血量很少时采用本法。固定动物并历出鼠尾，将鼠尾在45℃温水中浸泡数分钟，也可用酒精棉球涂擦，使局新血管扩张。将鼠尾擦干，再用刀片剪去1-2mm，让血液滴入盛器或直接用移液器吸取，同时自尾根部向尾尖按摩。取血后，先用棉球压迫止血并立即用6％液体火棉胶涂于尾巴伤口处，使伤口外结一层火棉胶薄膜，保护伤口。也可采用切割尾静脉的方法采血，三根尾势脉可交替切割，并自尾尖向尾根方向切割，每次可取0.2～0.3ml血，切割后用棉球压迫止血。这种采血方法在大鼠进行较好，可以较长的间隔时间连续取血，进行血常规检查。 2）眼眶后静脉丛取血 当需中等量的血液，而又需避免动物死亡时采用此法。用左手固定鼠，尽量捏紧头部皮肤，使头固定，并轻轻向下压迫颈部两侧，引起头部静脉血液回流困难，使眼球充分外突（示眼眶后静脉丛充血），右手持毛细玻璃管，沿内眦眼眶后壁向喉头方向旋转刺入。刺入深度小鼠2～3mm。当感到有阻力时再稍后退，保持水平位，稍加吸引，由于血压的关系，血液即流人玻璃管中。得到所需的血量后，拨出毛细管。若手法恰当，小鼠约可采血0.2～0.3ml。 3）心脏取血 动物仰卧固定在固定板上，剪去心前区部位的被毛，用碘酒酒精消毒皮肤。在
家兔呼吸运动神经的调节(实验报告)
家兔呼吸运动神经的调节 【实验目的】 1.学习测定兔呼吸运动的方法。 2.进一步掌握测定动脉血压的相关技术。 3.学习哺乳类动物的手术操作，掌握气管插管和神经血管分离术 4.探讨血液中PCO2、PO2和[H+]对家兔呼吸运动的影响及机制 5.探讨迷走神经在家兔呼吸运动调节中的作用及机理 【实验器材】 1.1 动物体重 2.5 kg家兔(rabbit)，雌雄不拘。 1.2 器材BL420E+生物信号处理系统，呼吸换能器（pressure-gradient transducer） 1.3 药品试剂20%乌来糖（urethane)，12%磷酸二氢钠(Sodium dihydrogen phosphate)，5%碳酸氢钠（Sodium bicarbonate)，N2，CO2。 【实验步骤】 1. 家兔称重，按1 g/kg 体重耳缘静脉20%乌来糖麻醉家兔，家兔麻醉后将其仰卧，固定四肢和头。 2. 颈部手术颈正中切口5～7 cm左右皮肤。用血管钳钝性分离出气管穿线备用，用玻璃分针分离出两侧的迷走神经穿线备用、分离出一侧颈总动脉3 cm备用。 3.气管插管用手术剪在甲状软骨下1 cm处剪一“⊥”切口,插入气管插管，结扎固定。 4.将气管插管一端连接呼吸换能器。
5观察记录（observations) 1.记录家兔正常的呼吸频率和通气量 2.记录增加气道长度前后家兔呼吸运动的变化 3.按5ml/kg体重剂量静脉注射12%磷酸二氢钠溶液，注射速度5-6 ml/min，观察家兔呼吸运动的变化。10 min后，颈总动脉采血0.5 ml，作血气分析 4.. 按bm nnnBE×0.5×体重计算出50 g/L碳酸氢钠剂量，按4 ml/min速度静脉注射，观察呼吸变化。10 min后，颈总动脉采血0.5 ml，作血气分析 5. 记录切断一侧、两侧迷走神经前后家兔的呼吸频率和幅度的变化。 6. 记录用强度5 V、频率20 Hz、波宽2 ms的连续电脉冲刺激一侧迷走神经中枢端前后家兔的呼吸频率和幅度的变化。 【实验结果】 图1.正常呼吸曲线
实验动物学实验报告
实验动物学实验报告 Document number：NOCG-YUNOO-BUYTT-UU986-1986UT
实验一大、小鼠的基本实验操作 一、实验目的:通过实际操作，掌握大、小鼠的一般操作方法，包括大、小鼠的抓取和固定、性别鉴定、给药、采血。 二、实验动物：昆明小鼠4只（2雌2雄）、大鼠4只（2雌2雄）、灌胃器2个、注射器4个、酒精、棉球、生理盐水、小鼠固定器1个、大鼠固定器1个。 三、实验步骤 1、抓取和固定 抓取：左手抓小鼠的尾根部 固定：左手抓住小鼠的尾根部，让小鼠在粗糙平面上爬行，后拉尾跟部，右手的拇指和食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤，小指和无名指将尾巴固定在手掌面。 同样操作将大鼠抓取和固定 2、性别鉴定： 抓取和固定小鼠 观察肛门与生殖器间的距离和二者之间的毛发。雄性：距离长，毛发密（和其他部位一样）；雌性：距离短，毛发稀疏。 同样鉴别方法，重复鉴别大鼠。 3. 给药 灌胃法 按正确方法用左手抓取和固定小鼠，使腹部朝上，颈部拉直。
固定后，右手持持接灌胃针的注射器吸取药液（或事先将药液吸好），将针头从口角插入口腔内，然后用灌胃针头压其头部，使口腔与食管成一直线，再将灌胃针头沿上腭壁轻轻进入，转动针头刺激动物吞咽，然后沿咽后壁慢慢插入食道。 当感觉有落空感时表明灌胃针可能进入胃内，向外抽动注射器活塞，感觉有负压，此时可将药液灌入。 用大鼠重复同样操作 注射给药 皮下注射 用左手拇指和食指轻轻提起动物颈后肩胛间皮肤， 右手持注射器，使针头水平刺入皮下，针头能自由拨动无牵阻，推送药液时注射部位隆起。拨针时，以手指捏住针刺部位 用大鼠重复同样操作 腹腔注射 以左手固定小鼠，使腹部向上， 右手持注射器从下腹两侧向头方刺入皮下，针头稍向前，再将注射器沿45 角斜向穿过腹肌进入腹腔，此时有落空感，回抽无回血或尿液，即可注入药液。 用大鼠重复同样操作 尾静脉注射 先将动物固定在暴露尾部的固定器内， 用75％酒精棉球反复擦拭尾部使血管扩张，
实验动物学实验报告
实验一大、小鼠的基本实验操作 一、实验目的:通过实际操作，掌握大、小鼠的一般操作方法，包括大、小鼠的抓取和固定、性别鉴定、给药、采血。 二、实验动物：昆明小鼠4只（2雌2雄）、大鼠4只（2雌2雄）、灌胃器2个、注射器4个、酒精、棉球、生理盐水、小鼠固定器1个、大鼠固定器1个。 三、实验步骤 1、抓取和固定 1.1抓取：左手抓小鼠的尾根部 1.2固定：左手抓住小鼠的尾根部，让小鼠在粗糙平面上爬行，后拉尾跟部，右手的拇指和食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤，小指和无名指将尾巴固定在手掌面。 1.3同样操作将大鼠抓取和固定 2、性别鉴定： 2.1抓取和固定小鼠 2.2观察肛门与生殖器间的距离和二者之间的毛发。雄性：距离长，毛发密（和其他部位一样）；雌性：距离短，毛发稀疏。 2.3同样鉴别方法，重复鉴别大鼠。 3. 给药 3.1 灌胃法 3.1.1按正确方法用左手抓取和固定小鼠，使腹部朝上，颈部拉直。 3.1.2固定后，右手持持接灌胃针的注射器吸取药液（或事先将药液
吸好），将针头从口角插入口腔内，然后用灌胃针头压其头部，使口腔与食管成一直线，再将灌胃针头沿上腭壁轻轻进入，转动针头刺激动物吞咽，然后沿咽后壁慢慢插入食道。 3.1.3当感觉有落空感时表明灌胃针可能进入胃内，向外抽动注射器活塞，感觉有负压，此时可将药液灌入。 3.1.3用大鼠重复同样操作 3.2 注射给药 3.2.1皮下注射 3.2.1.1用左手拇指和食指轻轻提起动物颈后肩胛间皮肤， 3.2.1.2右手持注射器，使针头水平刺入皮下，针头能自由拨动无牵阻，推送药液时注射部位隆起。拨针时，以手指捏住针刺部位 3.2.1.3用大鼠重复同样操作 3.2.2腹腔注射 3.2.2.1以左手固定小鼠，使腹部向上， 3.2.2.2右手持注射器从下腹两侧向头方刺入皮下，针头稍向前，再将注射器沿45 角斜向穿过腹肌进入腹腔，此时有落空感，回抽无回血或尿液，即可注入药液。 3.2.2.3用大鼠重复同样操作 3.2.3尾静脉注射 3.2.3.1先将动物固定在暴露尾部的固定器内， 3.2.3.2用75％酒精棉球反复擦拭尾部使血管扩张， 3.2.3.3以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，用中指从下面托起鼠，右手
家兔缺氧实验报告
竭诚为您提供优质文档/双击可除 家兔缺氧实验报告 篇一：家兔缺氧实验 家兔低张性缺氧(hypotonichypoxiaofRabbit) [实验目的]：缺氧指组织供氧不足或用氧障碍，从而引起细胞代谢，功能以致形态结构发生异常变化的病理过程。缺氧分为低张性缺氧，血液性缺氧，循环性缺氧，组织性缺氧四种类型。本次实验通过复制低张性缺氧动物模型,观察急性缺氧过程中机体的代偿适应性变化,分析其发生机制。 [实验动物]：家兔 [实验药品及器材]： bL-410生物机能实验系统，动脉插管,气管插管,缺氧瓶,注射器,注射针头,动脉夹,常规手术器械,血气分析仪,针;1%普鲁卡因,钠石灰,肝素生理盐水。 [实验步骤]： 1.称重，全麻（3%戊巴比妥钠，1ml/kg）,固定，剪毛。 2.气管插管，颈总动脉插管，剑突连拉力换能器描记呼吸。
3.描记正常血压，呼吸（频率/节律），心率，口唇颜色。 4.将气管插管与缺氧瓶连接，记录缺氧开始后上述指标变化。 〔实验结果〕 血压心率呼吸频率呼吸幅度动脉血液颜色粘膜颜色 正常 缺氧5min 缺氧10min 缺氧20min 〔讨论〕： 1.缺氧早期，呼吸加深加快，心率加快，粘膜及血液颜色变化不大。机制如下： 本实验中，家兔的呼吸仅与缺氧瓶相通，呼出的co2被钠石灰吸收，吸入气体的氧分压不断下降，最终导致pao2下降，当pao2＜60mmhg的时候，便可以引起如下变化：由于上述机体代偿性改变，pao2有所恢复，脱氧血红蛋白仍小于5g/dl，故不能出现发绀,血液及粘膜颜色无明显变化。 2．缺氧晚期：pao2越来越低，过低的pao2可抑制呼吸、心血管、神经等系统的功能。使机体处于失代偿状态，出现呼吸减慢或不规则，血压↓，心率↓此时pao2↓↓，cao2↓↓。脱氧血红蛋白可超过5g/dl,出现发绀（cyanosis）。
实验十二 家兔的外形和内部解剖
实验十二家兔的外形和内部解剖 一、实验目的 通过对家兔骨骼的观察及内部解剖，认识哺乳类动物各系统的基本结构及其适应于陆生的进步性特征，学习哺乳类解剖的方法，掌握哺乳类动物的主要特征。 二、实验内容 家兔外形和骨骼系统的观察；内部解剖及各系统主要器官观察。 三、实验仪器设备 电脑、投影仪、解剖器、解剖盘等。 四、实验材料和用具 家兔健康活体标本、家兔解剖示范标本、家兔骨骼标本、一次性注射器等。 五、实验操作与观察 在家兔的耳部找到血管，注射入空气，（观察相关录像）待兔死后进行解剖。（视频1） （一）膈及胸、腹腔的观察 把兔放在解剖盘内，腹面朝上，四肢分开，用剪刀在腹正中部剪开皮肤及肌肉层，沿中线向后到达膀胱的基部。向前剪至胸骨时可见一肌肉质的膈把体腔分成胸腔和腹腔两部分，注意勿剪坏腹腔内的脏器，膈有何功能? 用剪刀刺破隔的一侧，注意空气的进入，用骨钳剪断胸骨两侧的肋骨，移去胸骨，将胸壁向
两侧拉开就可看到胸腔内的脏器。胸腔与腹腔内有哪些脏器? 它们均靠系膜悬挂在体腔内。（视频2）
(二)消化系统： 在口角处做一切口，拉长口裂，观察口腔内齿和舌，口腔顶部有横的褶膜盖在硬腭外面。`用放大镜观察口腔内舌的表面，可见许多乳头（内有味蕾）有何功能? 剥开头部的皮肤，观察三对唾液腺（耳壳基部的耳下腺，下颌内侧的颌下腺和舌下腺）。 (1)耳下腺：位于耳壳基部的腹前方，剥开皮肤即可见。为不规则的淡红色腺体，其腺管开口于口腔底部(不必寻找)。 (2)颌下腺：在颈部腹中线上，口腔底的基部，将附近脂肪清除，可见有一对椭圆形的腺体，腺管开口于口腔底部（不必寻找）。 (3)舌下腺：位于左右颌下腺的上方，埋在肌肉下。形小、淡黄色。将附近淋巴节（圆形）移开，即可看到扁平长条形的舌下腺，由腺体的内侧伸出一对舌下腺管，伴行颌下腺管开口于口腔底。 (4)沿口角将颊部剪开，清除一侧的咀嚼肌，并用骨剪剪开该侧的下颌骨与头骨的关节，即可将口腔全部揭开。 2．口腔：口腔的前壁为上下唇；两侧壁是颊部，上壁是腭，下壁为口腔底。口腔前面牙齿与唇之间为前庭。位于最前端的1对长而呈凿状的牙为门牙，上门牙内侧有一对小门牙。后面有短而宽且具有磨面的前臼齿及臼齿。可用家兔的头骨进行对照观察。
家兔血压实验报告
家兔血压实验报告文件排版存档编号：[UYTR-OUPT28-KBNTL98-UYNN208]
家兔血压实验报告 家兔血压实验报告 实验报告 实验次序:一实验项目:家兔血压调节 班级:11临本姓名:符宏展学号:112号 实验类型: 二、实验操作原始记录及实验结果的分析 实验时间:2016年4月11日 马健明符宏展朱佛妹叶超群黄小花张鹏黄锦霞 [目的与要求] 1 学习直接测定家兔动脉血压的急性实验的方法 2观察神经,体液因素对心血管活动的影响 [基本原理] 在正常人体内,任何高等动物的动脉血压时相对稳定的.这种相对稳定是通过神经和体液调节来实现的,其中以静动脉窦-主动脉弓压力感受性反射最为重要.此反射即可使升高的血压下降,又可使降低血压升高,故有血压缓冲 反射之称.家兔的主动脉神经在解剖上独成一支,易于分离与观察起作用本实验是应用液导系统直接测定动脉血压,即由动脉插管与压力传感器 连通,其内充满抗凝液体,构成液导系统,将动脉插管插入动脉,动脉内的压力及其变化,可通过封闭的液导系统传导压力感受器, 由计算机采集系统记录下来 [动物与器材] 家兔 ,手术台, 常用手术器械, 止血钳,眼科剪,支架,双凹管, 气管插管,动脉插管,三道管, 动脉夹,计算机采集系统 ,压力传感器,保护电极,照 明灯,纱布,棉球,丝线,注射器,生理盐水,4%柠檬酸钠,20%-25%氨基甲酸已酯,肝素,肾上腺素,已酰胆碱 【方法与步骤】 1、实验仪器的准备 打开计算机采集系统，接通压力传感器。从显示器的“实验项目”中找出“循环实验”的“家兔血压的调节”条，使显示器显示压力读数。 2、连通液导系统并制压 将压力传感器的下方支管，通过输液管连接三通管，再连接动脉插管。上侧管供制压时排除管内空气使用。先用装有20ml 4%柠檬酸钠的注射器，通过三通管向连接动脉插管的输液管内推注，使之充满液体后，再用止血钳夹住动脉插管端的输液管。然后继续向三通管内推注，直至充满压力传感器
动物实验报告
实验动物学实验报告 学院: 学号: 姓名 时间:
精品文库 实验一：小鼠实验 、实验目的 掌握小鼠的常用给药方法； 掌握小鼠的解剖方法，熟悉内部脏器的自然位置; 二、实验材料 1、实验动物：每组两只雌鼠，两只雄鼠; 2、实验器械及试剂：鼠笼；小鼠固定器和小鼠固定板；眼科剪；眼科镊；解剖 刀；1ml 注射器；毛细玻璃管；灌胃针；苦味酸染料；葡萄糖液； 2%水合氯醛; 三、实验内容及方法 1、小鼠的抓取和固定 抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时， 用左手拇指 和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中，把后肢拉 直，以无名指按住鼠尾， 小指按住后腿即可。这种在手中固定方式，能进行实验 动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以 及其他实验操作。 2、小鼠的雌雄鉴别 雄鼠的阴囊明显，雄鼠可见阴道开口和五对乳头。幼鼠或仔鼠则主要从外生 殖器与肛门的 距离判定，近者为雌，远者为雄。另外，雌鼠肛门和生殖器之间有 无毛小沟，而雄鼠则在肛门和生殖器之间长毛。 3、小鼠的标记方法 1）耳孔法 用耳号钳在耳上打洞或者用剪刀在耳边缘剪缺口， 左耳为十位，右耳为个位。 2）剪趾法 适用于出生一周以内新生仔鼠; 3）染色法 用毛笔将苦味酸涂在动物的不同部位，注意逆着毛发生长方向刷。 1、 掌握小鼠抓取、固定的基本方法; 2、 掌握小鼠的雌雄鉴别方法; 3、 掌握小鼠的标记方法; 4、 掌握小鼠的基本采血技术; 5、 6、
4、小鼠的基本采血 1）剪尾采血 当所需血量很少时采用本法。固定动物并历出鼠尾，将鼠尾在45 C温水中浸泡数分钟，也可用酒精棉球涂擦，使局新血管扩张。将鼠尾擦干，再用刀片剪去1-2mm，让血液滴入盛器或直接用移液器吸取，同时自尾根部向尾尖按摩。取血后，先用棉球压迫止血并立即用6%液体火棉胶涂于尾巴伤口处，使伤口外结一层火棉胶薄膜，保护伤口。也可采用切割尾静脉的方法采血，三根尾势脉可交 替切割，并自尾尖向尾根方向切割，每次可取0.2?0.3ml血，切割后用棉球压迫止血。这种采血方法在大鼠进行较好，可以较长的间隔时间连续取血，进行血常规检查。 2）眼眶后静脉丛取血 当需中等量的血液，而又需避免动物死亡时采用此法。用左手固定鼠，尽量捏紧头部皮肤，使头固定，并轻轻向下压迫颈部两侧，引起头部静脉血液回流困难，使眼球充分外突（示眼眶后静脉丛充血），右手持毛细玻璃管，沿内眦眼眶后壁向喉头方向旋转刺入。刺入深度小鼠2?3mm。当感到有阻力时再稍后退，保持水平位，稍加吸引，由于血压的关系，血液即流人玻璃管中。得到所需的血量后, 拨出毛细管。若手法恰当，小鼠约可采血0.2?0.3ml 0 3）心脏取血 动物仰卧固定在固定板上，剪去心前区部位的被毛，用碘酒酒精消毒皮肤。在左侧第3?4肋间，用左手食指摸到心搏处，右手取连有4?5号针头的注射器, 选择心搏最强处穿刺，当针刺入心脏时，血液由于心脏跳动的力量自动进人注射器。此法要求实验者掌握以下要点：要迅速而直接插入心脏，否则，心脏将从针尖处滑脱；如第一次没刺准，将针头抽出重刺，不要在心脏周围乱探，以免损伤心、肺；要缓慢而稳定的抽吸，否则，太多的真空反而使心脏塌陷。若不需保留动物生命时，也可麻醉后切开动物胸部，将注射器直接刺人心脏抽吸血液。 5、小鼠的常用给药方法1）经口给药：小鼠灌胃 左手抓住鼠背部及颈部皮肤将动物固定，右手持灌胃针，将灌胃针插入动物口中，沿咽后