兽医药理学实验

兽医药理学实验

1.兽医处方的书写（讲授）

2.实验动物的种类、捉拿及给药途径（讲授结合实验）

实验材料：小鼠5-10（22人拟分成4-5组）只，1ml注射器20支，12-16#小鼠灌胃针5个，生理盐水

3.实验动物的采血及处死方法（讲授结合实验）

实验材料：小鼠5-10只（22人拟分成4-5组），1ml注射器20支

4.水合氯醛的全身麻醉作用及氯丙嗪的增强麻醉作用（实验）

实验材料：药物——7％水合氯醛、2.5％氯丙嗪；器械——10ml注射器、酒精棉；动物——家兔3只

5.利尿药对兔的利尿作用观察（实验）

实验材料：药物——1％呋塞米注射液，7％水合三氯乙醛；器械——兔固定器，外科刀、剪刀、棉花、丝线、绷带、输尿管导管、烧杯、镊子、血管钳子；动物——家兔1只。

6.盐类泻药机理分析（实验）

实验材料：药物——10%硫酸钠、常水、生理盐水、7%水合氯醛；器械——兔手术台、剪刀、手术刀、缝线、注射器、针头；动物——家兔1只。

7.试管二倍稀释法测定MIC（讲授）

8.药物的配伍禁忌（讲授）

一. 实验动物的捉拿和固定方法

实验目的：了解常用实验动物的保定及固定方法，掌握实验小鼠的固定方法

实验内容：

1. 狗的捆绑与固定至少由2～3人进行。捆绑前实验者应先对其轻柔抚摸，避免使其惊恐或激怒；用一条粗棉绳兜住上、下颌，在上颌处打一结(勿太紧)，再绕回下颌打第二个结，然后将绳引向头后部，在颈项上打第三个结且在其上打一活结（图3.3-4）。切记住兜绳时，要注意观察狗的动向，以防被其咬伤。如狗不能合作，须用长柄狗头钳夹持其颈部，并按倒在地，以限制其头部活动，再按上述方法捆绑其嘴。捆嘴后使其侧卧，一人固定其肢体，另一人注射麻醉药。此时，应注意狗可能出现挣扎，甚至大小便俱下，以及由于这种捆绑动作往往致使狗呼吸急促，甚至屏气等问题。待动物进入到麻醉状态后，立即松捆，以防窒息。

将麻醉好的狗仰卧置于实验台上，用特制的狗头夹固定狗头(图3.3-3)。固定前将狗舌拽出口外，避免堵塞气道。将狗嘴伸入铁圈，再将直铁杆插入上、下颌之间，再下旋铁杆，使弯形铁条紧压犬的下颌（仰卧固定）或压在鼻梁上（俯卧固定）。再将狗头夹固定在手术台上。

固定好狗头后，取绳索用其一端分别绑在前肢的腕关节上部和后肢的踝关节上部，绳索的另一端分别固定在实验台同侧的固定钩上。固定两前肢时，亦可将两根绳索交叉从犬的背后穿过并将对侧前肢压在绳索下,分别绑在实验台两例的固定钩上。若采取俯卧位固定时，绑前肢的绳索可不交叉，直接绑在同侧的固定钩上。

2. 猫捉持猫时应戴手套，防止被其抓伤（图

3.4-5）。先将猫关入特制的玻璃容器中，投入乙醚棉团对其进行快速麻醉，然后乘其未醒立即固定在猫袋或实验台上。

3. 兔捉持家兔时只须实验者和助手将其抓牢或按住即可。正确捉持方法为：一手抓住家兔颈背部皮肤，轻轻提起，另一手托住其臀部，使其呈坐位姿势（图3.4-6）。

兔可固定在兔盒或兔台上（3.4-7）。在手术台上用兔头夹固定头部(图3.3-3A),把嘴套入铁圈内，调整铁圈至最适位置然后将兔头夹的铁柄固定在手术台上。或用一根较粗棉线绳一端打个活结套住兔的两只上门齿，另一端栓在实验台前端的铁柱上。做颈部手术时,可将一粗注射器筒垫于动物的项下,以抬高颈部,便于操作。兔的四肢固定和狗相同。

4. 小鼠、大鼠实验者右手捉住小鼠尾，鼠会本能地向前爬行。左手攥紧鼠颈背部皮肤，使其腹部向上，拉直躯干，并以左手小指和掌部夹住其尾固定在左手上（图3.3-8）。可作腹腔麻醉。亦可用金属筒、有机玻璃筒或铁丝笼式固定器固定，露出尾部，作尾静脉注射。捉持大鼠的方法基本同小鼠。大鼠在惊恐或激怒时会咬人，捉拿时可戴防护手套，或用厚布盖住鼠身作防护，握住整个身体，并固定头骨，防止被咬伤。动作应轻柔，切忌粗暴。也可用钳子夹持。最后再根据需要，将大鼠置于固定笼内或捆绑四肢。

固定头骨，防止被咬伤。动作应轻柔，切忌粗暴。也可用钳子夹持。最后再根据需要，将大鼠置

5. 豚鼠右手横握豚鼠腹前部，左手轻托后肢（图3.4-9）。

6. 蛙实验者一手拇指、食指和中指控制蛙两前肢，无名指和小指压住两后肢（图3.3-10）。

实验过程：小鼠的捉拿固定

二．实验动物的给药方法

实验目的：了解常用实验动物的基本给药方法，掌握实验小鼠的皮下、腹腔及静脉给药方法，家兔的肌肉、耳静脉给药方法。

实验内容：

1. 经口投药法

(1) 口服法．

口服法是将能溶于水并且在水溶液中较稳定的药物放入动物饮水中，不溶于水的药物混于动物饲料内，由动物自行摄入。该方法技术简单，给药时动物接近自然状态，不会引起动物应激反应，适用于多数动物慢性药物干预实验，如抗高血压药物的药效、药物毒性测试等。其缺点是动物饮水和进食过程中，总有部分药物损失，药物摄入量计算不准确，而且由于动物本身状态、饮水量和摄食不同，药物摄入量不易保证，影响药物作用分析的准确性。

(2) 灌服法

灌服法是将动物适当固定，强迫动物摄入药物。这种方法能准确把握给药时间和剂量，及时观察动物的反应，适合于急性和慢性动物实验，但经常强制性操作易引起动物不良生理反应，甚至操作不当引起动物死亡。故应熟练掌握该项技术。强制性给药方法主要有两种：

①固体药物口服

一人操作时用左手从背部抓住动物头部，同时以拇、食指压迫动物口角部位使其张口，右手用镊子夹住药片放于动物舌根部位，然后让动物闭口吞咽下药物。

②液体药物灌服

小白鼠与大白鼠一般由一人操作，左手捏持小白鼠头、颈、背部皮肤，或握住大白鼠以固定动物，使动物腹部朝向术者，右手将连接注射器的硬质胃管由口角处插入口腔，用胃管将动物头部稍向背侧压迫，使口腔与食管成一直线，将胃管沿上颚壁轻轻插入食道，小白鼠一般用3 cm，大白鼠一般用5 cm的胃管(图3.4-1)。插管时应注意动物反应，如插入顺利，动物安静，呼吸正常，可注入药物；如动物剧烈挣扎或插入有阻力，应拔出胃管重插，如将药物灌入气管，可致动物立即死亡。

给家兔灌服时宜用兔固定箱或由两人操作。助手取坐位，用两腿夹住动物腰腹部，左手抓免双耳，右手握持前肢，以固定动物；术者将木制开口器横插入兔口内并压住舌头，将胃管经开口器中央小孔沿上腭壁插入食道约15 cm，将胃管外口置一杯水中，看是否有气泡冒出，检测是否插入气管，确定胃管不在气管后，即可注入药物(图3.4-2)。

2 注射给药

(1) 皮下注射

皮下注射是将药物注射于皮肤与肌肉之间，适合于所有哺乳动物。实验动物皮下注射一般应由两人操作，熟练者也可一人完成。由助手将动物固定，术者用左手捏起皮肤，形成皮肤皱褶，右手持注射器刺入皱褶皮下，将针头轻轻左右摆动，如摆动容易，表示确已刺入皮下，再轻轻抽吸注射器，确定没有刺入血管后，将药物注入(图3.4-4)。拔出针头后应轻轻按压针刺部位，以防药液漏出，并可促进药物吸收。鸽、禽类常选用翼下注射。

(2) 肌肉注射

肌肉血管丰富，药物吸收速度快，故肌内注射适合于几乎所有水溶性和脂溶性药物，特别适合于狗、猫、兔等肌肉发达的动物。而小白鼠、大白鼠、豚鼠因肌肉较少，肌肉注射稍有困难，必要时可选用股部肌肉。鸟类选用胸肌或腓肠肌。肌内注射一般由两人操作，小动物也可由一人完成。助手固定动物，术者用左手指轻压注射部位，右手持注射器刺入肌肉，回抽针栓，如无回血，表明未刺入血管，将药物注入，然后拔出针头，轻轻按摩注射部位，以助药物吸收。

(3) 腹腔注射

腹腔吸收面积大，药物吸收速度快，故腹腔注射适合于多种刺激性小的水溶性药物的用药，并且是啮齿类动物常用给药途径之一。腹腔注射穿刺部位一般选在下腹部正中线两侧，该部位无重要器官。腹腔注射可由两人完成，熟练者也可一人完成。助手固定动物，并使其腹部向上，术者将注射器针头在选定部位刺入皮下，然后使针头与皮肤成45o°角缓慢刺入腹腔，如针头与腹内小肠接触，一般小肠会自动移开，故腹腔注射较为安全(图3.4-5)。刺入腹腔时，术者可有阻力突然减小的感觉，再回抽针栓，确定针头未刺入小肠、膀胱或血管后，缓慢注入药液。

(4) 静脉注射

静脉注射将药物直接注入血液，毋需经过吸收阶段，药物作用最快，是急、慢性动物实验最常用的给药方法。静脉注射给药时，不同种类的动物由于其解剖结构的不同，应选择不同的静脉血管。

①兔耳缘静脉注射

将家兔置于兔固定箱内，没有兔固定箱时可由助手将家兔固定在实验台上，并特别注意兔头不能随意活动。剪除兔耳外侧缘被毛，用乙醇轻轻擦拭或轻揉耳缘局部，使耳缘静脉充分扩张。用左手拇指和中指捏住兔耳尖端，食指垫在兔耳注射处的下方（或以食指、中指夹住耳根，拇指和无名指捏住耳的尖端）,右手持注射器由近耳尖处将针(6号或7号针头)刺入血管（图3.3-7,3.4-6）。再顺血管腔向心脏端刺进约1cm，回抽针栓，如有血表示确已刺入静脉，然后由左手拇指、食指和中指将针头和兔耳固定好。右手缓慢推注药物入血液。如感觉推注阻力很大，并且局部肿胀，表示针头已滑出血管，应重新穿刺。注意兔耳缘静脉穿刺时应尽可能从远心端开始，以便重复注射。

②小白鼠与大白鼠尾静脉注射

小白鼠尾部有三根静脉，两侧和背部各一根，两侧的尾静脉更适合于静脉注射。注射时先将小白鼠置于鼠固定筒内或扣在烧杯中，让尾部露出，用乙醇或二甲苯反复擦拭尾部或浸于40~50℃的温水中加热1分钟，使尾静脉充分扩张。术者用左

手拉尾尖部，右手持注射器(以4号针头为宜)将针头刺入尾静脉，

然后左手捏住鼠尾和针头，右手注入药物(图3.4-7)。如推注阻力

很大，局部皮肤变白，表示针头未刺入血管或滑脱，应重新穿刺，

注射药液量以0．15 m1／只为宜。幼年大白鼠也可做尾静脉注

射，方法与小白鼠相同，但成年大白鼠尾静脉穿刺困难，不宜采

用尾静脉注射。

③狗前肢头静脉注射狗前肢小腿前内侧有较粗的头静脉和后肢外侧小隐静脉，是狗静脉注射较方便的部位。注射时先剪去该部位被毛，以酒精消毒。用压脉带绑扎肢体根部，或由助手握紧该部位，使头静脉充分扩张。术者左手抓住肢体末端，右手持注射器刺入静脉，此时可见明显回血，然后放开压脉带，左手固定针头，右手缓慢注入药物(图3.4-8)。

④家禽静脉注射家禽可选择翼下肱静脉或蹼间静脉(图3.4-9)进行注射给药。方法同于其它动物。

实验过程：1. 小鼠的灌胃、皮下、腹腔及静脉给药方法

三.实验动物的取血方法

实验目的：了解常用实验动物的基本采血方法，掌握实验小鼠尾静脉及眼眶采血方法，家兔的耳静脉采血及心脏采血方法。

实验内容：

血液常被比喻为观察内环境的窗口，在需要检测内环境变化的生理实验中常需要采取血液样本。因实验动物解剖结构和体型大小差异，及所需血量的不同，取血方法不尽相同。

1. 兔

①耳中央动脉取血乙醇涂擦耳中央动脉部位，使其充分扩张，用注射器刺入耳中央动脉抽取动脉血样，一次性取血时也可用刀片切一小口，让血液自然流出，收取血样；取血后用棉球压迫局部，予以止血。

②股动脉取血将家兔仰卧位固定。术者左手以动脉搏动为标志，确定穿刺部位，右手将注射器针头刺入股动脉，如流出血为鲜红色，表示穿刺成功，应迅速抽血，拔出针头，压迫止血。

③耳缘静脉取血耳缘静脉可供采取少量静脉血样，方法与前述耳缘静脉注射给药相似。

④心脏穿刺取血将家兔仰卧位固定，剪去心前区被毛，用碘酒消毒皮肤。术者用装有7号针头的注射器，在胸骨左缘第三肋间或在心跳搏动最显著部位刺入心脏，刺入心脏后血液一般可自动流入注射器，或者边刺入边抽吸，直至抽出血液。抽血后迅速拔出针头。心脏取血可获得较大量的血样。

[注]：如需要抗凝血样时，应事先在注射器或毛细管内加入适量抗凝剂，如枸橼酸钠或肝素，将它门均匀浸润注射器或毛细管内壁，然后烘干备用。

2. 大白鼠和小白鼠

①断尾取血固定动物，露出尾部，用二甲苯擦拭尾部皮肤或将鼠尾浸于45~50℃的热水中数分钟，使其血管充分扩张，然后擦干，剪去尾尖数毫米，让血自行流出，也可从尾根向尾尖轻轻挤压，促进血液流出，同时收集血样，取血后用棉球压迫止血。该方法取血量较少(图3.6-1)。

②眼球后静脉丛取血术者用左手抓持动物，拇指、中指从背侧稍用力捏住头颈部皮肤，阻断静脉回流，食指压迫动物头部以固定，右手将一特制的毛细吸管(45o)自内眦部(眼睑和眼球之间)插入，并沿眼眶壁向眼底方向旋转插进，直至有静脉血自动流入毛细吸管，取到需要的血样后，拔出吸管(图3.6-2) 。

③心脏取血适用于取血量较大时，方法与家兔心脏取血相同，但所用针头可稍短。

3. 狗一般采用前肢头静脉取血，方法同静脉注射给药。

4. 家禽可采用切断颈总动脉和颈静脉一次性取血,或从翼下肱静脉、蹼间静脉取血。实验过程：1. 小鼠尾静脉及眼眶采血

四.实验动物的处死方法

实验目的：了解常用实验动物的处死方法，掌握实验小鼠颈椎脱臼法及摘除眼球法，家兔的空气拴塞处死法。

实验内容：

1.颈椎脱臼法颈椎脱臼常用于小白鼠，术者左手持镊子或用拇指、食指固定鼠头后部，右手捏住鼠尾，用力向后上方牵拉，听到鼠颈部喀嚓声即颈椎脱位、脊髓断裂，鼠瞬间死亡。

2. 断头、毁脑法断头、毁脑常用于蛙类。可用剪刀剪去头部，或用金属探针经枕骨大孔破坏脑和脊髓而致死。大鼠和小鼠也可用断头法处死，术者需戴手套，两手分别抓住鼠头与鼠身，拉紧并暴露颈部，由助手持剪刀，从颈部剪断鼠头。

3. 空气拴塞法术者用50~100 ml注射器，向静脉血管迅速注入空气，气体栓塞血管而使动物死亡。使猫与家兔致死的空气量为10~20 m1，狗为70~150 m1。

4. 放血法

①鼠可用摘除眼球，从眼眶动静脉大量放血而致死。

②家兔和猫可在麻醉状态下切开颈部，分离出颈总动脉，用止血钳或动脉夹夹闭两端，在其中间剪断血管后，缓慢打开止血钳或动脉夹，轻压胸部可迅速放出大量血液，动物立即死亡。

③狗在麻醉状态下，可横向切开股三角区，切断股动静脉，血液喷出，同时用自来水冲洗出血部位，防止血液凝固，几分钟后动物死亡。

实验过程：1. 小鼠颈椎脱臼法及摘除眼球处死

实验四水合氯醛的全身麻醉作用及氯丙嗪的增强麻醉作用

[目的]

1.了解水合氯醛对兔的麻醉作用以及主要的体征变化。

2.了解氯丙嗪的增强麻醉作用。

[材料] 兔板,5ml注射器2支,1ml注射器1支，5号针头三支。

[药物] 7%水合氯醛,2.5%氯丙嗪。

[动物] 兔三只。

[方法]取兔三只,称体重,观察正常情况如呼吸,脉搏,体温,痛觉反射,翻正反射,瞳孔，角膜反射等然后分别给各兔注射药物。

甲兔：静脉注射半麻醉量水合氯醛,即7%水合氯醛,2.5ml/kg体重。

乙兔：静脉注射全麻醉量水合氯醛,即7%水合氯醛,1.25ml/kg体重。

丙兔：先静脉注射氯丙嗪(2.5%氯丙嗪 0.12ml/kg体重)后静脉注射半麻醉量水合氯醛(即7%水合氨醛1.25ml/kg体重),分别观察各兔的反应及体征。

[结果]记录: 将实验结果填入下表。

表1 水合氯醛的全身麻醉作用及氯丙嗪的增强麻醉作用结果

兔号体

重

药物

麻醉

时间用药前用药后

出

现

时

间

维

持

时

间

痛觉

反射

翻正

反射

角

膜

反

射

痛

觉

反

射

翻

正

反

射

角膜

反射

甲全麻醉量水合氯醛

乙半麻醉量水合氯醛

丙氯丙嗪+半麻醉量水合氯醛

[思考题]

1. 氯丙嗪作为麻醉前给药有什么好处?

实验六：盐类泻药的机理分析【原理】

1. 泻药种类

● 容积性类泻药：硫酸钠、硫酸镁、氯化钠等 （盐类泻药）

● 润滑性泻药：液体石蜡、植物油、动物油等 （油类泻药）

● 刺激性泻药：大黄、芦荟、番泻叶、蓖麻油等 （植物性泻药）

2. 容积性类泻药特点

不易被肠壁吸收、易溶于水的盐类离子。 作用机理：

3. 硫酸钠药理学

● 药理作用：小剂量——盐类健胃作用；大剂量——下泄。

单胃动物 3-8h 产生效果，复胃动物18h 左右产生作用。

● 主要应用：

用于马属动物大肠便秘；反刍动物瓣胃及皱胃阻塞；做健胃药，多与其他盐类配伍使用；用

于排出消化道内毒物、异物，配合驱虫药排出虫体等；10％～20%的高渗溶液外用治疗化脓

创、瘘管等

五. 应用注意：

1、治疗大肠便秘时，硫酸钠合适的浓度为4%~6%。浓度过低效果太差，浓度过高可继发肠

炎，加重机体脱水。

2、硫酸钠不适用小肠便秘治疗易引发胃扩张；

3、硫酸钠禁与钙盐配合应用。

【实验目的】：了解盐类泻药的下泻作用的机理。

【实验材料】：药物——10%硫酸钠、常水、生理盐水、7%水合氯醛；器械——兔手术台、

剪刀、手术刀、缝线、注射器、针头；动物——家兔1只。

【实验方法】：

1. 取一只兔，放于手术台上，保定。用7%水合氯醛按(1.6ml/kg)麻醉。剖开腹腔，选择小肠

一段，分为三等分(甲段、乙段、丙段)，每段长约5~7cm ，用线结扎隔开。

2. 用注射器向肠腔内注入下列药液： 甲段： 10%硫酸钠溶液 5~8ml 乙段： 常水 5~8ml 丙段： 生理盐水 5~8ml

3. 注射完后将肠管放回腹腔，注意保温，经30~40min 后取出观察各段肠管的变化。

【实验结果】： 吸收大量水分 阻止肠道水分被吸收

有利于软化粪便 使肠内容积增大 对肠粘膜产生机 械刺激作用 内服 肠道形成高渗溶液

解离出的盐离子及溶液渗 透压的刺激作用

促进肠管蠕动

容积变化情况以“＋”、“－”号表示。

思考题：分析实验结果，说明泻药的下泻机理。

实验五 利尿药对兔的利尿作用观察（实验）

【实验原理】：

1. 常用的利尿药

高效利尿药： 呋塞米，依地尼酸，布美他尼。

中效利尿药： 氢氯噻嗪和氯肽酮。

低效利尿药：螺内酯、氨苯蝶啶和阿米洛利；

2. 作用机制：

高效利尿药作用于肾小管髓袢升支粗段皮质和髓质部。

中效利尿药作用于髓袢升支粗段皮质部。

弱效利尿药抑制远曲小管及集合管的Na+ —K+交换。

三类利尿药对血K+的影响不同，通过对钠离子重吸收的影响进而影响机体的酸碱平衡。

3. 呋塞米（呋喃苯胺酸，速尿）

【药理作用】

抑制Na+、Cl-的主动转运，导致原尿Na+、Cl-浓度增高，尤其是Cl-浓度显著提高，降低肾脏对尿液的稀释功能。

由于从髓袢升支再吸收到髓质间液的Na+、Cl-减少，影响其高渗状态的形成，使肾脏浓缩功能降低，从而产生强大的利尿作用。

【实验目的】：熟悉家兔输尿管的分离技术；了解高效利尿药呋塞米的利尿作用及作用机理。

【实验材料】：药物——1％呋塞米注射液，7％水合三氯乙醛；器械——兔固定器，外科刀、剪刀、棉花、丝线、绷带、输尿管导管、烧杯、镊子、血管钳子；动物——家兔1只。

【实验步骤】：1.

2. 流出的尿量用量筒记录，然后静注生理盐水25ml ，观察尿量的变化。10min 后再由静脉注射1％呋塞米注射液(5mg/kg)。

3. 每隔10min 观察并记录其尿量的变化

【实验结果】

剪毛 称重 固定 消毒

分离皮下组织和肌肉 暴露腹腔 找出膀胱或肾脏 找出输尿管 结扎 插输尿管 连接胶管 引致腹壁外 引流尿液 水合三氯乙醛麻醉 近肾端切口 1.6ml/kg

兔号药物正常尿量给生理盐

水后尿量

给药后尿量变化

10′20′30′40′

1 速尿

【思考题】高效利尿药的作用机理是什么？