实验动物麻醉
狗麻醉解剖实验报告(3篇)
第1篇一、实验目的1. 熟悉狗的解剖结构，了解各器官的形态、位置和功能。
2. 掌握狗的麻醉、解剖和操作技巧。
3. 培养学生严谨、细致的实验态度和团队合作精神。
二、实验材料与设备1. 实验动物：健康成年狗一只（雌性，体重约10kg）。
2. 实验器材：麻醉机、手术刀、剪刀、镊子、针筒、注射器、解剖器械、生理盐水、碘伏、酒精、纱布等。
3. 实验药品：普鲁卡因、利多卡因、肾上腺素、生理盐水等。
三、实验步骤1. 麻醉：（1）首先对狗进行全身麻醉，采用静脉注射普鲁卡因和利多卡因的混合液。
（2）麻醉成功后，将狗置于解剖台上，固定四肢，准备进行解剖。
2. 解剖：（1）皮肤：观察狗的皮肤颜色、厚度和弹性，注意皮肤与肌肉的连接方式。
（2）肌肉：分离皮肤与肌肉，观察肌肉的形态、颜色和纹理，了解肌肉的起止点和作用。
（3）骨骼：分离肌肉，暴露骨骼，观察骨骼的形态、大小和连接方式，了解骨骼的支撑和保护作用。
（4）内脏器官：a. 消化系统：观察胃、小肠、大肠、肝脏、胆囊、胰腺等器官的位置、形态和功能。
b. 呼吸系统：观察气管、支气管、肺等器官的位置、形态和功能。
c. 循环系统：观察心脏、血管、淋巴等器官的位置、形态和功能。
d. 泌尿系统：观察肾脏、输尿管、膀胱等器官的位置、形态和功能。
e. 生殖系统：观察卵巢、输卵管、子宫、睾丸、附睾等器官的位置、形态和功能。
f. 神经系统：观察大脑、脊髓、神经等器官的位置、形态和功能。
g. 感觉器官：观察眼睛、耳朵、鼻子等器官的位置、形态和功能。
（5）神经系统：观察大脑、脊髓、神经等器官的位置、形态和功能。
3. 组织切片：（1）取狗的器官组织，如肝脏、肾脏、心脏等，进行固定、脱水、透明、浸蜡、切片、染色等步骤。
（2）在显微镜下观察组织切片，了解器官组织的微观结构。
4. 总结与讨论：（1）总结实验过程中观察到的狗的解剖结构特点。
（2）分析狗的器官功能与人体器官功能的异同。
（3）讨论实验过程中遇到的问题和解决方法。
实验动物麻醉
实验动物麻醉所有可能引起实验动物疼痛或不适的实验方案都必须使用合适的麻醉剂、止痛剂和镇静剂。
如麻醉剂、止痛剂或镇静剂可能影响实验数据，该实验方案可不使用麻醉剂、止痛剂或镇静剂，但必须在实验方案中予以详细说明，并在实验动物管理委员会批准后方可开展相关实验。
包括动物品系、使用途径、体重、性别、动物健康状况、温度、其它同时使用的药物在内的多种因素影响麻醉剂、止痛剂或镇静剂的使用剂量和有效时间。
因此，在使用麻醉剂时必须时刻监测实验动物的麻醉深度，以防止过度麻醉导致动物死亡或麻醉不足无法缓解动物的疼痛。
足底反射、角膜反射、肌肉紧张和对皮肤夹捏的反应是检测动物麻醉深度的有用指标，在条件许可时，推荐测量动物心率、血压、呼吸频率及体温作为检测动物麻醉深度更为精确的指标。
使用麻醉剂时，一定要注意方法的可靠性，根据不同的动物选择合适的方法。
1．麻醉剂的用量，除参照一般标准外，还应考虑个体对药物的耐受性不同。
一般说，衰弱和过胖的动物，其单位体重所需剂量较小。
在使用麻醉剂过程中，特别是使用巴比妥类药物时，一般应首先使用较小剂量，随时检查动物的反应情况，并逐步提高剂量。
2．动物在麻醉期体温容易下降，要采取保温措施。
相比清醒的动物，麻醉后的动物反应相对迟钝。
因此，推荐使用循环水浴保温垫，不推荐使用照明灯、电加热器等不易控制温度的设备，以免灼伤实验动物。
3．静脉注射麻醉剂发挥作用速度快，静脉注射必须缓慢，同时观察肌肉紧张、角膜反射和对皮肤夹捏的反应,当这些活动明显减弱或消失时，应立即停止注射。
配制的药液浓度要适中，不可过高，以免麻醉过急；但也不能过低，以减少注入溶液的体积。
实验操作涉及腹腔注射时，不应使用腹腔注射麻醉剂。
4．气温较低时，麻醉剂在注射前应加热至动物体温水平。
5．注射麻醉剂前12小时实验动物应禁食，以防止食物回流。
注射前3小时应限制饮水。
6．如需使用抗生素以防止术后感染，手术前1小时应肌肉注射抗生素，并于手术过程中静脉注射抗生素。
动物全身麻醉实训报告
一、实训目的通过本次实训，了解和掌握动物全身麻醉的基本原理、操作方法和注意事项，提高动物实验操作技能，确保实验动物在实验过程中的安全和福利。
二、实训时间2023年11月15日三、实训地点XX大学实验动物中心四、实训内容1. 实训准备- 熟悉动物全身麻醉的原理和操作流程。
- 准备实验动物（如大鼠、小鼠等）。
- 准备麻醉药物（如戊巴比妥钠、乌拉坦等）、注射器、导管、呼吸机等设备。
2. 麻醉操作- 根据实验动物种类和体重，计算麻醉药物剂量。
- 选择合适的给药途径（如腹腔注射、静脉注射等）。
- 静脉注射麻醉药物，观察动物反应，调整麻醉深度。
- 连接呼吸机，调整呼吸参数，确保动物呼吸平稳。
- 观察动物生命体征，如呼吸、心率、血压等。
3. 麻醉深度判断- 根据动物呼吸频率、眼球、瞳孔、足和脚趾的刺激反应、肌肉紧张度等变化，将动物麻醉分为诱导期、浅外科期、深外科期和脱离深外科期。
4. 麻醉维持- 根据实验需要，调整麻醉药物剂量和给药频率，维持麻醉深度。
- 观察动物生命体征，确保麻醉效果。
5. 麻醉恢复- 实验结束后，逐渐减少麻醉药物剂量，观察动物恢复情况。
- 待动物完全清醒后，释放动物。
五、实训结果与分析1. 麻醉效果- 实验动物在麻醉过程中呼吸平稳，心率、血压等生命体征正常。
- 麻醉深度适中，动物在实验过程中无疼痛反应。
2. 麻醉操作- 麻醉药物剂量计算准确，给药途径选择合理。
- 麻醉操作规范，无操作失误。
3. 注意事项- 麻醉药物剂量不宜过大，以免导致动物死亡。
- 观察动物生命体征，确保麻醉效果。
- 麻醉过程中，避免动物挣扎，以免造成伤害。
六、实训总结通过本次实训，我掌握了动物全身麻醉的基本原理、操作方法和注意事项。
在实训过程中，我学会了如何根据实验动物种类和体重计算麻醉药物剂量，选择合适的给药途径，观察动物生命体征，调整麻醉深度，确保实验动物在实验过程中的安全和福利。
同时，我认识到麻醉操作的重要性，以及在实验过程中要严格遵守操作规范，确保实验结果的准确性。
附录二 实验动物的麻醉
100
50-70 60-80
腹腔注射
100
60 80-100
乌拉坦
静脉注射 腹腔注射 皮下注射
1000-2000 1000-2000
2000 2000 2000
1000 1000 1000-2000
同前
1250 同前 同前
附注：①生理学实验中常用氯醛糖-乌拉坦混合麻药。用加热法将氯醛糖溶解于 25%的乌拉 坦溶液中，氯醛糖的浓度为 5%。狗和猫静脉注射剂量为每公斤体重 1.5～2 毫升，家兔也可 用此剂量。②蛙可用 10%乌拉坦作淋巴囊注射麻醉，每只蛙的剂量约为 1 毫升，视蛙的大
（1）对中枢神经系统的作用：巴比妥类能引起意识消失，可能是阻断了脑干网状结构 上行机动系统的作用所致。但网状结构中尚含有抑制成分，它可被小剂量的巴比妥类所抑制。 因此，巴比妥类浅麻醉时，可表现为抑制的释放，痛阈会降低；深麻醉时方转入抑制。巴比
妥类的镇痛作用是不明显的，可能与经典的痛觉通路相对不受这类药物的影响有关。脊髓内
能阻滞唾液腺、肠平滑肌对乙酰胆碱的反应。
（2）对心血管系统的作用：高浓度的巴比妥类对心肌和血管平滑肌有抑制作用。巴比 妥类能抑制心血管反射活动，较小剂量的戊巴比妥钠（5～8mg /kg 体重，静脉注射）即可 使动物对阻断双侧颈总动脉的血压反应明显减小，对电刺激下丘脑、延髓和星状结的心血管
反应明显降低，并能使心交感及迷走神经节后纤维的传出冲动减少。迷走神经对心脏的紧张
肾血管反射性收缩，促进抗利尿激素的释放，引起肾血流量和尿量减少。
给药剂量及途经 常采用静脉及腹腔给药，也可作肌肉注射，其剂量见表：
动物麻醉常用药物及剂量
药物 给药途径
剂量（mg/kg 体重）
狗
实验动物的麻醉方法
实验动物的麻醉方法This model paper was revised by the Standardization Office on December 10, 2020实验动物麻醉方法麻醉(anesthesia)的基本任务是消除实验过程中所至的疼痛和不适感觉，保障实验动物的安全，使动物在实验中服从操作，确保实验顺利进行。
一、常用的麻醉药(一)常用局部麻醉剂：普鲁卡因，此药毒性小，见效快，常用于局部浸润麻醉，用时配成0.5％～1％；利多卡因，此药见效快，组织穿透性好，常用1％～2％溶液作为大动物神经干阻滞麻醉，也可用0.25％～0.5％溶液作局部浸润麻醉。
(二)常用全身麻醉剂：1.乙醚乙醚吸入法是最常用的麻醉方法,各种动物都可应用。
其麻醉量和致死量相差大,所以其安全度大。
但由于乙醚局部刺激作用大,可刺激上呼吸道粘液分泌增加；通过神经反射还可扰乱呼吸、血压和心脏的活动，并且容易引起窒息，在麻醉过程中要注意。
但总起来说乙醚麻醉的优点多，如麻醉深度易于掌握，比较安全，而且麻醉后恢复比较快。
其缺点是需要专人负责管理麻醉，在麻醉初期出现强烈的兴奋现象，对呼吸道又有较强的刺激作用，因此，需在麻醉前给予一定量的吗啡和阿托品(基础麻醉)，通常在麻醉前20－30分钟，皮下注射盐酸或硫酸吗啡(每公斤体重5～10mg)及阿托品(每公斤体重0.1mg)。
盐酸吗啡可降低中枢神经系统兴奋性，提高痛阈，还可节省乙醚用量及避免乙醚麻醉过程中的兴奋期。
阿托品可对抗乙醚刺激呼吸道分泌粘液的作用，可避免麻醉过程中发生呼吸道堵塞，或手术后发生吸入性肺炎。
进行手术或使用过程中，需要继续给予吸入乙醚，以维持麻醉状态。
慢性实验预备手术的过程中，仍用麻醉口罩给药，而在一般急性使用,麻醉后可以先进行气管切开术,通过气管套管连接麻醉瓶继续给药。
在继续给药过程中，要时常检查角膜反射和观察瞳孔大小(如发现角膜反射消失，瞳孔突然放大，应立即停止麻醉。
麻醉兔子的实验报告
一、实验目的1. 掌握麻醉兔子的方法，确保实验动物的安全。
2. 学习观察麻醉兔子的生理变化，为后续实验打下基础。
3. 提高动物实验操作技能，培养严谨的科学态度。
二、实验原理麻醉是利用药物使动物暂时失去意识、感觉和反射能力的一种方法。
实验中常用的麻醉方法有吸入麻醉、静脉麻醉和肌肉注射麻醉等。
本实验采用肌肉注射麻醉，通过注射麻醉药物使兔子进入麻醉状态。
三、实验材料1. 实验动物：家兔1只2. 实验器材：注射器、针头、解剖盘、剪刀、镊子、纱布、酒精棉球、生理盐水等3. 实验药物：盐酸氯胺酮注射液（2%）四、实验步骤1. 准备工作（1）将兔子放入实验室内，适应环境。
（2）将实验器材和药物准备好。
2. 麻醉（1）在兔子耳朵后部找到肌肉丰满的区域，用酒精棉球消毒。
（2）选用合适长度的针头，抽取盐酸氯胺酮注射液（2%）。
（3）将针头垂直刺入兔子肌肉，缓慢注射药物。
（4）观察兔子反应，待兔子出现四肢无力、呼吸平稳、意识丧失等麻醉状态时，即可进行后续实验操作。
3. 观察麻醉兔子的生理变化（1）观察兔子呼吸频率、深度和节律。
（2）观察兔子心率、血压和脉搏。
（3）观察兔子瞳孔大小和反应。
（4）观察兔子肌肉松弛程度。
4. 实验结束（1）实验结束后，将兔子从实验器材中取出，放入笼内。
（2）观察兔子恢复情况，确保其安全。
五、实验结果与分析1. 麻醉效果兔子注射盐酸氯胺酮注射液后，迅速进入麻醉状态，呼吸平稳，肌肉松弛，符合实验要求。
2. 生理变化（1）呼吸频率：实验前兔子呼吸频率约为40次/分钟，麻醉后呼吸频率降低至20次/分钟。
（2）心率：实验前兔子心率约为120次/分钟，麻醉后心率降低至80次/分钟。
（3）血压：实验前兔子血压约为120/80mmHg，麻醉后血压降低至80/60mmHg。
（4）瞳孔大小：实验前兔子瞳孔大小适中，麻醉后瞳孔缩小。
（5）肌肉松弛程度：实验前兔子肌肉紧张，麻醉后肌肉松弛。
六、实验结论1. 肌肉注射盐酸氯胺酮注射液是一种有效的麻醉方法，可以安全地使兔子进入麻醉状态。
实验动物的麻醉方法
实验动物的麻醉方法 The Standardization Office was revised on the afternoon of December 13, 2020实验动物麻醉方法麻醉(anesthesia)的基本任务是消除实验过程中所至的疼痛和不适感觉，保障实验动物的安全，使动物在实验中服从操作，确保实验顺利进行。
一、常用的麻醉药(一)常用局部麻醉剂：普鲁卡因，此药毒性小，见效快，常用于局部浸润麻醉，用时配成％～1％；利多卡因，此药见效快，组织穿透性好，常用1％～2％溶液作为大动物神经干阻滞麻醉，也可用％～％溶液作局部浸润麻醉。
(二)常用全身麻醉剂：1.乙醚乙醚吸入法是最常用的麻醉方法,各种动物都可应用。
其麻醉量和致死量相差大,所以其安全度大。
但由于乙醚局部刺激作用大,可刺激上呼吸道粘液分泌增加；通过神经反射还可扰乱呼吸、血压和心脏的活动，并且容易引起窒息，在麻醉过程中要注意。
但总起来说乙醚麻醉的优点多，如麻醉深度易于掌握，比较安全，而且麻醉后恢复比较快。
其缺点是需要专人负责管理麻醉，在麻醉初期出现强烈的兴奋现象，对呼吸道又有较强的刺激作用，因此，需在麻醉前给予一定量的吗啡和阿托品(基础麻醉)，通常在麻醉前20－30分钟，皮下注射盐酸或硫酸吗啡(每公斤体重5～10mg)及阿托品(每公斤体重。
盐酸吗啡可降低中枢神经系统兴奋性，提高痛阈，还可节省乙醚用量及避免乙醚麻醉过程中的兴奋期。
阿托品可对抗乙醚刺激呼吸道分泌粘液的作用，可避免麻醉过程中发生呼吸道堵塞，或手术后发生吸入性肺炎。
进行手术或使用过程中，需要继续给予吸入乙醚，以维持麻醉状态。
慢性实验预备手术的过程中，仍用麻醉口罩给药，而在一般急性使用,麻醉后可以先进行气管切开术,通过气管套管连接麻醉瓶继续给药。
在继续给药过程中，要时常检查角膜反射和观察瞳孔大小(如发现角膜反射消失，瞳孔突然放大，应立即停止麻醉。
万一呼吸停止，必须立即施行人工呼吸。
医学实验手册：动物麻醉与术后护理
医学实验手册：动物麻醉与术后护理动物实验中麻醉的基本目的是为了消除实验过程中的疼痛和不适感觉，保障实验动物的安全，使动物在实验中服从操作，确保实验顺利进行。
一、麻醉方法实验动物一般较难合作，因此，实验中常采用全身麻醉。
通过使用吸入或静脉麻醉药、肌肉松弛药和镇痛药等多种药物，达到完全制动和有效镇痛的目的。
全身麻醉按照给药途径不同，分为吸入全身麻醉、静脉全身麻醉、腹腔全身麻醉、肌肉全身麻醉和复合全身麻醉。
1、吸入全身麻醉使用乙醚麻醉兔及大小鼠时，可将动物放入玻璃麻醉箱内，把装有浸润乙醚棉球的小烧杯放入麻醉箱，然后观察动物。
动物开始时自主活动，不久出现异常兴奋、不停挣扎的现象，随后排出大小便，渐渐由兴奋转为抑制，倒下不动，呼吸变慢。
若动物四肢紧张度明显减低、角膜反射迟钝、皮肤痛觉消失，则表示动物已进入麻醉，可进行手术和实验操作。
在实验过程中应随时观察动物的变化，必要时把乙醚烧杯放在动物鼻部，以维持麻醉的时间与深度。
2、静脉全身麻醉静脉全身麻醉具有操作用具和操作技术简单、麻醉诱导平稳、术中易于管理的优点，故广泛用于实验外科的动物麻醉。
3、腹腔全身麻醉腹腔注射简单易行，是实验动物常用的全麻给药途径之一，尤其是兔、鼠等小动物。
穿刺方法为先将动物固定，腹面向上，穿刺部位约在腹部后1/3处略靠外侧，注射针头刺入皮下后，以45°穿过腹肌，出现阻力突然减弱后固定针头，回吸无任何液体或气体吸出，即可缓慢注入药液。
为避免伤及内脏，可使实验动物处于头低位，使内脏移向上腹部。
4、肌肉全身麻醉肌肉全身麻醉操作用具和操作技术简单，术中易于管理，但麻醉效果不稳定，需依实际情况与其他方法结合应用。
将针头垂直迅速刺入大腿外侧肌肉，回抽如无回血，将药物注入。
5、复合全身麻醉单一静脉麻醉的效果和时间均受限，肌肉松弛程度很难达到手术要求，故一般需要多种药物复合应用。
复合全麻诱导平稳、肌肉松弛、血压脉搏容易保持稳定，有利于气管插管及实验的顺利进行，术后实验动物恢复平稳，及早清醒。
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❖ 小鼠皮下注射
❖ 大鼠腹腔注射
❖ 小鼠尾静脉注射
家兔耳缘静脉注射
前肢头静脉注射
后肢小隐静脉注射
❖灌 胃 法
实验动物备皮
动物的被毛常能影响实验操作和结果的观察， 因此实验中常需去除或剪短动物的被毛。除毛的方 法有剪毛、拔毛和脱毛三种。
剪毛：固定动物后，用粗剪刀剪去所需部位的被毛。
拔毛：兔耳缘静脉注射或取血时以及给大、小白鼠 作尾静脉注射时，需用拇指、食指将局部被毛拔去， 以利操作。
青紫蓝兔
新西兰白兔
豚鼠
中华大蟾蜍
狨
猴
动物麻醉
动物的抓取 动物的备皮
注射给药法
动物的给药途径 经口给药法
皮下注射 皮内注射 肌肉注射 腹腔注射 静脉注射
灌胃法
其他途径
呼吸道给药 脊髓腔内给药 直肠内给药
❖ 小鼠的抓取固定与腹腔注射
狗嘴固定法
家兔的抓取
盒式固定法 台式固定法
马蹄形固定法
袋鼠 犰狳 刺猬 蝙蝠 猕猴，狨猴，猩猩 兔，鼠兔 大鼠，小鼠，豚鼠，仓鼠，地鼠，沙鼠等 江豚 狗，猫，鼬 海狗 马，驴，螺 猪，牛，羊，鹿
长爪沙鼠
SD大鼠
Wistar大鼠
狼犬
华北犬 墨西哥无毛犬
墨西哥无毛犬
猕猴
小 猎 兔 犬 （ 比 格 狗 ）
中 国 猎 犬 西藏牧羊犬
日 本 大 耳 白 兔 家兔
水合氯醛
用5％溶液；犬静脉注射100mg/kg，腹腔注射 150mg/kg，兔和鼠用后常有肌肉紧张，宜与乌 拉坦合用；临用前将两药等量混合，用60℃等渗 盐水配制成5％～10％注射液，按1～2m1/kg静 脉注射。麻醉持续时间长，ห้องสมุดไป่ตู้度较浅，苏醒期常 有激惹现象。一般只用于不要求存活的刺激较轻 的手术。
麻醉前用药
麻醉前用药是指在手术前30分钟以内适当使用抗 胆碱类药物(如阿托品)及镇静镇痛药物(如安定、 鲁米那、度冷丁等)，可以减少呼吸道的分泌物和 防止呕吐，使动物安静以保证麻醉诱导的平稳和 减少麻醉药物的用量。
常用麻醉药物
吸入麻醉药
巴比妥类
静脉麻醉药 分离麻醉药
神经安定镇痛药 其他
乙醚
给药途径
（一）皮下注射
注射时以左手拇指和食指提起皮肤，将连有5（1/2） 号针头的注射器刺入皮下。皮下注射部位一般狗、 猫多在大腿外侧，豚鼠在后大腿的内侧或小腹部； 大白鼠可在侧下腹部。兔在背部或耳根部注射。
（二）皮内注射
皮内注射时需将注射的局部脱去被毛，消毒后，用 左手拇指和食指按住皮肤并使之绷紧，在两指之间， 用结核菌素注射器连4(1/2)细针头，紧贴皮肤表层 刺入皮内，然后再向上挑起并再稍刺入，即可注射 药液，此时可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。
脱毛：脱毛系指用化学药品脱去动物的被毛，适用 于无菌手术野的准备以及观察动物局部皮肤血液循 环和病理变化。
麻醉前准备及麻醉前用药
麻醉设备，麻醉药品和人员的准备 实验动物的准备 麻醉前用药
实验动物的准备
包括实验前动物禁食12-24小时，禁水4-6小时， 以免手术时动物呕吐和误吸。如果用狗作为手术 对象，那么在手术前还要将狗嘴捆绑。同时还要 根据手术要求选择麻醉方法和准备手术器械、药 品等。
苯巴比妥钠：长效巴比妥类
氯胺酮
适用于大多数实验动物。肌肉、腹腔或静脉注射皆 可。对犬等体型较大动物，呼吸抑制不明显，但对 鼠类则常有严重呼吸抑制，对免和鼠的镇痛效果不 可靠。单独使用氯胺酮亦有骨骼肌紧张、唾液和气 管支气管分泌物增多以及咽反射消失过迟等缺点， 与安定合用可纠正此类缺点。静注诱导剂量，为1 ％氯胺酮溶液2～5ml/kg，复合安定1～2mg/kg。 维持剂量每次用诱导量的1/3～1/2。肌肉或腹腔注 射氯胺酮用5％～10％溶液4～10 m1诱导。
神经安定镇痛药
神经安定镇痛合剂由强麻醉性镇痛药和神经安定 药组成。如氟芬合剂。神经安定镇痛合剂对大多 数动物可产生良好的麻醉作用，给药途径有肌肉、 腹腔或静脉注射，单独使用神经安定镇痛合剂， 适用于无需肌肉松弛的表浅外科小手术。
乌拉坦
用20％溶液静脉注射，剂量1g/kg；亦可作腹腔、 肌肉或皮下注射，剂量1～1.5g/kg，宜用于鼠类。 作用温和持久，有效麻醉时间可长达6～10小时， 对于深度外科麻醉，呼吸及循环均无明显抑制。但 此药本身有致癌作用，不能用作与肿瘤有关的实验。 工作人员亦应小心，禁止长期接触。使用此药的动 物，用后即作为有害废弃物，严格按照规定深埋或 作其他无害处理。
(1)药理学作用：乙醚在简便装置中也容易挥发。乙醚 的使用是比较安全的，因为它很少因为过量而致动 物死亡。
(2)不良反应：动物诱导时不舒服，而且乙醚对粘膜的 刺激可导致咳嗽、大量的支气管和唾液腺分泌物， 偶尔还会导致喉痉挛。乙醚还能在动物的麻醉苏醒 期后诱发既有的慢性呼吸系统疾病急性发作，特别 是兔和啮齿类动物。乙醚是可燃的，和空气或氧气 构成爆炸性混合物。
巴比妥类
硫喷妥钠：超短效巴比妥类
戊巴比妥钠：短效巴比妥类，多用3％溶液。静脉 一次注射，犬用40mg/kg，兔、鼠用30mg／kg， 腹腔注射剂量增加20％，可维持持2小时有效全麻， 在外科麻醉中，对呼吸和循环系统都有严重抑制。 用于兔、鼠死亡率较高；用于大等较大动物，亦需 要辅助呼吸和其他复苏措施，且完全苏醒需要6～8 小时。
（三）肌肉注射 肌肉注射应选肌肉发达，无大血管通过的部位，一 般多选臀部。注射时垂直迅速刺入肌肉，回抽针栓 如无回血，即可进行注射。给小白鼠、大白鼠等小 动物作肌肉注射时，用左手抓住鼠两耳和头部皮肤， 右手取连有5（1/2）针头的注射器，将针头刺入大 腿外侧肌肉，将药液注入。
（四）腹腔注射 用大、小白鼠做实验时，以左手抓住动物，使腹部 向上，右手将注射针头于左（或右）下腹部刺入皮 下，使针头向前推 0.5～1.0cm，再以45度角穿过 腹肌，固定针头，缓缓注入药液，为避免伤及内脏， 可使动物处于头低位，使内脏移向上腹。若实验动 物为家兔，进针部位为下腹部的腹白线离开1cm处。
动物麻醉
麻醉系
基本任务
麻醉（anesthesia）的基本任务是消除实 验过程中所致的疼痛和不适感觉，保障实 验动物的安全，使动物在实验中服从操作， 确保实验顺利进行。
常用实验动物种类
最常用的是哺乳类动物
动物目名称 实验动物名称
有袋目 贫齿目 食虫目 翼手目 灵长目 兔形目 啮齿目 鲸目 食肉目 鳍足目 奇蹄目 偶蹄目