小鼠饲养

小鼠饲养
小鼠饲养

一、饲养环境

小鼠对环境的适应性的自体调节能力和疾病抗御能力较其他实验动物差,而小鼠的品种和品系繁多,各个品种和品系都有自己的特殊要求,因此必须根据实际情况给予一个清洁舒适的生活环境。不同等级的小鼠应生活在相应的设施中。

小鼠临界温度为低温10℃,高温37℃,温度中性范围30~33℃。饲养环境控制应达到如下要求:

温度18~29℃;相对湿度40~70%;最好控制在18~22℃,湿度50~60%。一般小鼠饲养盒内温度比环境高1~2℃,湿度高5~10%。

要保持温度、湿度相对稳定,日温差不超过3℃,否则会直接影响小鼠的生长发育、生产繁殖、甚至导致小鼠发生疾病,从而影响实验结果。温湿度的相对稳定对于建筑条件较差的地方可用空气调节器、加湿器、在北方用暖气进行调节。为了保持室内空气新鲜,氨浓度不超过20ppm,换气次数应达到10~20次/小时。

现在我国普遍采用无毒塑料鼠盒,不锈钢丝笼盖,金属笼架。笼架一般可移动,并可经受多种方法消毒灭菌。用清洁层流架小环境控制饲养二、三级小鼠不失为一种较好的方法。笼盒既要保证小鼠有活动的空间,又要阻止其啃咬磨牙咬破鼠盒逃逸,便于清洗消毒。带滤帽的笼具可减少微生物污染,但笼内氨气和其它有害气体浓度较高

有时影响实验结果的准确性。饮水器可使用玻璃瓶、塑料瓶,瓶塞上装有金属或玻璃饮水管,容量一般为250ml或500ml。

垫料是小鼠生活环境中直接接触的铺垫物,起吸湿(尿)、保暖、做窝的作用。因此垫料应有强吸湿性、无毒、无刺激气味、无粉尘、不可食,并使动物感到舒适。垫料必需经消毒灭菌处理,除去潜在的病原体和有害物质。一般垫料以阔叶林木的刨花或锯末为宜,也可用玉米芯加工粉碎除尘后使用。

在实验中切忌用针叶木(松、桧、杉)刨花做垫料,这类刨花发出具有芳香味的挥发性物质,可对肝细胞产生损害,使药理和毒理方面的实验受到极大干扰。

国外有专门的垫料生产企业,进行垫料的生产,而我国的垫料产业尚需开发。目前我国实验动物部门大部分采用木材加工副产品如锯末、刨花等,其来源、树木种类很难控制,给实验动物质量控制带来很多不利影响。

二、饲料和饮水

1.饲料(feed)

小鼠应饲喂全价营养颗粒饲料,饲料中应含一定比例的粗纤维,使成型饲料具一定的硬度,以便小鼠磨牙。

同时应维持营养成分相对稳定,任何饲料配方或剂型的改变都要作为重大问题记入档案。

不同种类的小鼠有不同的营养标准,如纯系小鼠和种鼠的饲料所含蛋白质成分高于一般小鼠,DBA小鼠需要高蛋白质低脂肪的饲料。

2.饮水(drinking water)

小鼠的水代谢相当快,应保证足够的饮水。一级动物饮水标准应不低于城市生活饮水的卫生标准。二级动物的饮水须经灭菌处理。也可用盐酸将水酸化(PH

2.5~

3.0),使小鼠饮用酸化水,酸化水在一定程度上可抑制细菌的生长并杀死它们,其灭菌效果可达到要求。三、四级动物饮水用高压高温方法灭菌。

三、一般饲养管理

小鼠的饲养管理非常繁琐,要求饲养人员具有高度的责任心,随时检查小鼠状况,出现问题立即加以纠正。

为了使饲养工作有条不紊,必须将各项操作统筹安排,建立固定的操作程序,使饲养人员不会遗漏某项操作,同时也便于管理人员随时检查。

1.饲喂

小鼠胃容量小,随时采食,是多餐习性的动物。成年鼠采食量一般为3~7克/天,幼鼠一般为1~3克/天。应每周添料3~4次,在鼠笼的料斗内应经常有足够量的新鲜干燥饲料,在小鼠大群饲养中,每周应固定两天添加饲料,其它时间可根据情况随时注意添加。

根据小鼠不同阶段的生长发育特点,应有不同的给饲标准。由于种鼠群和生产鼠群交配繁殖频繁,尤其生产种母鼠的负担重,能量消耗大,因此除供给足够的块料外,还要定时饲喂少量葵花籽、麦芽和拌有鸡蛋的软料。葵花籽供应量为

0.5~1克/天/只成年鼠。而麦牙和软料由于微生物条件较难控制,目前趋于淘汰不用,而致力于颗粒料的全价营养,即用维生素合剂代替。

2.给水

用饮水瓶给水,每周换水2~3次,成年鼠饮水量一般为4~7ml/天,要保证饮水的连续不断,应常检查瓶塞,防止瓶塞漏水造成动物溺死或饮水管堵塞使小鼠脱水死亡。小鼠在吸水过程中,口内食物颗粒和唾液可倒流入水瓶。为避免微生物污染水瓶,换水时应清洗水瓶和吸水管。严禁未经消毒的水瓶继续使用。

3.清洁卫生和消毒

每周应至少更换两次垫料。换垫料时将饲养盒一起移去,在专门的房间倒垫料,可以防止室内的灰尘和污染。一级以上动物的垫料在使用前应经高压消毒灭菌。

要保持饲养室内外整洁,门窗、墙壁、地面等无尘土。

坚持每月小消毒和每季度大消毒一次的制度。即每月用

0.1%新洁尔灭喷雾空气消毒一次,室外用3%来苏尔消毒,每季度用过氧乙酸(

0.2%)喷雾消毒鼠舍一次。笼具、食具至少每月彻底消毒一次,鼠舍内其它用具也应随用随消毒。可高压消毒或用

0.2%过氧乙酸浸泡。

应有周转用房,在饲养室使用一年时,将小鼠全部移入,原饲养室彻底整修消毒。

4.动物健康的外观检查

这是检查动物健康状况的一项常规工作。外观判断小鼠健康的标准是:

①食欲旺盛;②眼睛有神,反应敏捷;③体毛光滑,肌肉丰满,活动有力;④身无伤痕,尾不弯曲,天然孔腔无分泌物,无畸形;⑤粪便黑色呈麦粒状。

5.性别鉴别

成年鼠性别很易区分,雄鼠的阴囊明显;雌鼠可见阴道开口和五对乳头。

幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定,近者为雌,远者为雄。另外,雌鼠肛门和生殖器之间有一无毛小沟,而雄鼠则在肛门和生殖器之间长毛。再者,雌鼠有比雄鼠明显很多的乳头。

6.疾病预防

作为实验动物,实验前应健康无病,所以应积极进行疾病预防工作,而一旦发病则失去了作为实验动物的意义。饲养繁殖过程中应注意下几点:

(1)有疑似传染病的小鼠应将整盒全部淘汰,然后检测是否确有疾病,再采取相应措施。

(2)为了保持动物的健康,必须建立封闭防疫制度以减少鼠群被感染的机会。即应注意以下几点:

①新引进的动物必须在隔离室进行检疫,观察无病时才能与原鼠群一起饲养。

②饲养人员出入饲养区必须遵守饲养管理守则,按不同的饲养区要求进行淋浴、更衣、洗手以及必要的局部消毒。

③严禁非饲养人员进入饲养区。

④严防野生动物(野鼠、蟑螂)进入饲养区。

四.鼠的繁殖生产

不同品系、不同种群有不同的繁殖方法,适宜的繁殖方法是保证小鼠质量的前提。

(1)种鼠

种鼠可由外单位引入,也可由本单位自己保种。引种小鼠必须遗传背景明确,来源清楚,有完整的资料,包括种群名称、来源、遗传基因特点及主要生物学特性等。

进入生产的种鼠要经过挑选,即选种。选种在小鼠离乳时进行初选,种鼠应符合该品系的遗传学特征,无变异。双亲体质健康无疾病,活力强。初选时按健康标准一般选留2~5胎的仔鼠,适当延长哺乳期到23天,然后雌雄分开。同时做好记录。在育成期中出现异常者应立即淘汰,同时应适当控制营养,以防种鼠过度肥胖,影响配种。配种前按健康标准和生殖器情况进行定选。小鼠初配的适龄期为60~90天。应选择体质强壮、活泼、被毛紧披而有光泽、尾肥嫩粉红血管明显、眼鼻无异物、无外伤肿胀溃烂、外生殖器发育良好、生长发育正常的小鼠作为种鼠。

(2).繁殖方法

将种鼠按事先定的配种方案置于繁殖盒中,建立繁殖卡。配种方案因小鼠的种类品系不同而不同。

xx的繁殖如大群生产,有两种方法:

1.长期同居法:

又称频密繁殖法,此法在管理上较简单,可减少疾病传染机会。采用将1只雄鼠与1只雌鼠同居。在雌鼠分娩后几小时内可再行交配受孕。一般情况下每只雌鼠每月可产1胎。这样可充分利用小鼠的繁殖能力(特别是利用雌鼠产后发情)。由于雌鼠边怀孕边哺乳负担过重,应注意加强营养。

2.定期同居法:

又称非频密繁殖法。将1只雄鼠与6只雌鼠编为一繁殖单元。每周向雄鼠笼放入1只雌鼠,即依周次使雄鼠与1只雌鼠同居,同时将受孕雌鼠提出,置单笼分娩、哺乳、离乳,以此类推。每只雌鼠生产周期为42天,比长期同居法要长。但便于有计划供应和生产,而哺乳仔鼠又得到充分的营养,仔鼠发育好,离乳时平均体重较前法重1~2g。这时,要经常检查种鼠的生殖能力,及时淘汰受孕能力低的种鼠并增补新种。

五.不同类型鼠群的繁殖

1.近交系的维持和生产

繁殖用原种小鼠必须遗传背景明确,来源清楚、有完整的谱系资料,包括品系名称、近交代数、遗传基因特点及主要生物学特征等。引种小鼠应来自近交系的基础群,以2~5对同窝个体为宜。

小鼠近交系一旦育成,应按保种的有关规定,维持其特定的生物学特征的稳定,保持其基因性同一和基因纯合性。近交系小鼠的维持和生产包括4个群。生产过程一般是从基础群移出种子,经扩大群扩增后,建立生产群,由生产群繁殖仔鼠进入供应群(见图1)。

(1)基础群:

严格采用全同胞兄妹交配,用基础平行线系统保持品系的种源,为扩大群提供种鼠。在繁殖过程中一般保持2~4个平行谱系分支,在4~7代时进行一次修饰。每个谱系分支上,保留7~12个繁殖对,留种的同胞兄妹保持相应的数量及与原品系相同的特性。应保证小鼠不超过5~7代能追溯到一对共同祖先。

(2)血缘扩大群:

种鼠来源于基础群,采用全同胞兄妹交配繁殖。用来扩大群体个体数量,为生产群提供种鼠。血缘扩大群应设个体繁殖记录卡,本群小鼠不应超过5~7代而能追溯到其在基础群的一对共同祖先。

(3)生产群:

随机交配,用于生产供实验用的小鼠,经4个世代繁殖后即可淘汰。生产群种小鼠来自基础群或血缘扩大群。为了便于控制随机交配不超过4个世代,可采用挂指示牌的方法:

从扩大群来的种鼠F0代挂白牌,F1代挂蓝牌,F2代挂黄牌,F3代挂红牌。红牌表示已繁殖到第三世代,需更换种鼠,从扩大群取来种鼠,继续生产。

(4)供应群:

来源于上述生产群中每个世代繁殖的仔鼠,育成后供实验用。

为保证上述4个种群连续性,应做好配种计划。

注意在生产中从基础群到生产群必须控制在15代以内,即生产群的小鼠上溯15代可在基础群找到共同祖先。各群之间不能有小鼠逆向流动。当小鼠出现断代时,可从血缘扩大群中选谱系记录清楚的小鼠重新建立基础群。

同时应注意某一品系小鼠混入其它小鼠时应立即淘汰,逃出鼠盒的小鼠应立即淘汰。经过某些技术处理如人工代乳、卵巢移植等的小鼠可能形成亚系或亚群,而

应与原种群混杂。

2.封闭群小鼠的维持和生产

(1)维持

根据封闭群遗传学要求,封闭群中不应产生小群体,也不应改变封闭群特有的杂合性,应保持其遗传基因的稳定及其异质性和多态性,小鼠保种时应尽

可能多的保留繁殖个体。因此其维持和生产可采用以下几种避免近交的交配制度进行,以使近交系数的上升率不超过1%。

①随机配对交配:

配种前将雌雄个体或组分别编号,同一父母的留种鼠或同一生产单元的留种鼠编为同一号,随机与不同号的留种鼠配对。此法适用于中等或大群体维持生产。

②分组交叉交配:

将同一批种鼠,雌雄分别分组编号,配种时按组别交叉配种,可避免同窝雌雄近亲交配。

如按饲养室或笼架,可将生产群分为1到n的n个组,每组留种鼠按组别编为相应的号,配种时用1号雄鼠配2号雌鼠,2号雄鼠配1号雌鼠,依此类推。此法用于大群体生产。

③循环交配:

将留种同窝雌雄个体分别编号,如雌雄鼠都编为1号,在配种时雄性编号不变,与相邻编号的雌鼠如2号交配,2号雄鼠与3号雌鼠交配,依此类推,n 号雄鼠与1号雌鼠交配,如此形成一个环状循环。此法用于小群体生产。

(2)生产:

常用的方法有一雄多雌同居交配法和雌雄1:1同居交配法。前法优点是孕鼠另居分娩,泌乳好,仔鼠健康。

缺点是生产周期长,也可因打架而咬伤。后法优点是繁殖周期短,每月一胎。缺点是母鼠体质消耗很大,如营养跟不上,会影响动物质量。

在封闭群小鼠的生产中,不应与外来个体交配繁殖,而导致遗传污染。也不应使群体内的小鼠长期与大群隔离,而出现遗传分化。应尽力避免有意识地留种或选择小鼠进行繁殖包括对小鼠繁殖能力的选择,否则可导致小鼠固有遗传特征的改变。

六.不同鼠群的管理

1.生产鼠群的管理

繁殖种鼠负担重消耗大

要保证充足的营养,应提高饲料中蛋白质含量,在饲料中加入鸡蛋或奶粉,定时补充葵花籽。

要及时进行怀孕检查,通过观察阴道栓可知其准确怀孕日期。同时小鼠怀孕10天左右时,腹部隆起。当倒提小鼠时这种隆起可非常容易的观察到。

对于封闭群小鼠,种鼠置同一笼中配种后20天或仔鼠离乳后20天仍未受孕,可调换公鼠,20天后仍未受孕可将其淘汰。

及时淘汰体质差,与原品系特征不同的种鼠,繁殖种鼠月龄超过9~11月也要及时淘汰。

雌鼠分娩时其周围环境尽量不要变动,否则可使雌鼠受惊,导致食仔。

2.核心种群的管理

核心种群是为生产鼠群提供种鼠的种群,对于近交系则核心鼠群就是基础鼠群,其饲养管理比生产鼠群更细致。要根据育种计划进行配种留种,选2~5胎的仔鼠留种,新生仔鼠按1:1的比例选留,哺乳期可延长至23天。

3.育种鼠群的管理

核心种群来的育种幼鼠要雌雄分开饲养,同窝雄鼠可置于同一笼中,注意不同窝离乳的雄鼠不应同笼饲养,否则可引起打斗而致伤。注意营养适中防止过肥,而影响配种。其它饲养管理同生产种鼠一样,要保证充足的饲料饮水,及时更换垫料。如有可疑病鼠立即全盒小鼠淘汰。

对于生长发育异常,仔鼠有卷尾、脑水肿、眼睛异常、腹泻、发育不良、鼻端脱毛、被毛脱落、断尾、被毛变质、咬伤和其它不正常的小鼠应及时淘汰。

4.待发鼠群的管理

繁殖鼠润群中离乳的幼鼠可转入待发鼠群饲养,雌雄严格分开,放入群养盒,并根据小鼠的体重及时将过分拥挤的小鼠再次分开。此时不同鼠笼的待发鼠不可混养,以防咬伤。及时做好转入、供应记录,使帐目相符。其它方面的管理与生产种鼠相同。

七、计划生产和记录

1.计划生产

(1)计划配种日期=使用日期-需要天数

(2)需要天数=性周期+妊娠期+达到要求体重所需日龄

如:

某实验人员需于八月一日使用体重18~20g的昆明小鼠,则

需要天数=5+21+28=64天

其中28天是小鼠从出生到生长至体重为19g左右所需时间(查昆明小鼠日龄与体重的相关关系表)。

计划配种日龄=五月二十九日

2.记录

科学管理必须有各种完好的记录。小鼠生产繁殖中的记录工作非常重要,应随时记录生产情况,并及时总结,以发现和解决生产中出现的任何问题。

工作记录包括:

(1)种群记录和生产记录:

包括谱系记录、品系记录、个体记录、繁殖记录和工作记录。

对于近交系小鼠应包括:

①繁殖盒上的繁殖卡,包括品系名称、近交世代数、双亲号码、个体编号、出生日期、断奶日期、兄妹分窝日期、配种日期、产仔数、仔鼠雌雄数、

体重、淘汰日期等。繁殖卡应永久性保存。②谱系记录本,主要用于小鼠个体的编号,可依出生日期顺序填写,包括鼠号、代数、胎次、父号、母号、生日、交配繁殖号等。谱系记录本应与繁殖卡相对应,并永久保存。③谱系图。根据繁殖卡和谱系记录本可画出小鼠繁殖的直观的亲缘关系图,便于生产的总体安排。④生产记录,用于汇总某饲养区的生产情况,记录小鼠的离乳、淘汰、留种、意外死亡、供应等情况。⑤工作日志,记录工作人员的每日操作情况。⑥供应记录,用于记录小鼠的日龄、品系、体重等情况,以便迅速及时地供给实验者。

对于封闭群小鼠应包括:

①繁殖卡,包括品种、编号、父母鼠号、出生日期、同窝个数,配种比例及繁殖情况等。繁殖卡应永久保存。②留种卡,包括品种、编号、父母鼠号、出生日期、同窝个数等。③生产记录和工作日志同近交系小鼠。

(2)环境记录:

温湿度记录、天气情况记录、消毒灭菌记录。

(3)动物健康记录。

(4)实验处理及观察记录。

sd大鼠操作规程

SD大鼠饲养管理 操作规程 2007年11月 目录 一、SD大鼠概述 (2) 二、SD大鼠日常饲养管理 (5) 1、进入屏障及准备工作 (5) 2、饲养环境 (6) 3、饲喂 (6) 4、给水 (7) 5、换窝 (7) 6、离乳 (8) 7、留种交配 (9) 8、动物发放 (10) 9、引种 (11)

10、处死 (13) 11、SD大鼠常见疾病 (13) 12、清洁与消毒 (16) 13、退出屏障 (17) 14、常见突发事件的应急处理 (17) 一、SD大鼠概述 大鼠(Rat),啮齿目、鼠科、大鼠属,属野生褐色大鼠(Rattus norvegicus) 的变种。原产于亚洲中部及原苏联部分的温暖地区。十八世纪后期开始人工饲养,十九世纪中叶首次用于心理学的研究,二十世纪以后,大鼠应用于生命科学研究的各个领域,尤其在肿瘤学、药理学、内分泌学、营养学方面应用最为广泛。 1925年美国Sprague dawley农场用Wistar培育而成。其特点为头部狭长,尾长接近身长,产仔多,生长发育较Wistar快,抗病能力尤以对呼吸系统疾病的抵抗力强;自发肿瘤率低,对性激素感受性高; 10 周龄雄鼠体重可达300-400g,雌鼠可达180-270g。SD大鼠常用作营养学、内分泌学和毒理学研究。 行为和习性 (1)SD大鼠性情温顺,易于捉取,一般不会主动咬人,但当粗暴操作或营养缺乏时可攻击人或互相撕咬,哺乳母鼠更易产生攻击人的倾向,配种后的成年雄鼠同笼饲养互相撕咬,严重的甚至咬死。

(2)SD大鼠是杂食动物,有随时采饮的习惯。喜食煮熟的动物肉(如兔肉),甚至是同类的肉。对营养缺乏敏感,特别是维生素和氨基酸缺乏时可出现典型症状。如核黄素缺乏时出现皮炎、脱毛、体质虚弱和生长缓慢,还可引起角膜血管化、白内障、贫血和髓质退化;维生素E缺乏可导致雌大鼠生育能力降低,严重缺乏时雄鼠可终生丧失生殖能力。 (3)SD大鼠的活动多集中在黄昏到清晨这一段时间,白天常在笼内闭目休息,交配多在夜间发生。 (4)SD大鼠对空气中的粉尘、氨气、硫化氢等极为敏感,易引发呼吸道疾病,一般开放饲养的大鼠主要死因为呼吸道疾病。 (5)SD大鼠对各种刺激很敏感,环境条件的微小变化也可引起大鼠的反应,强烈的噪音可导致大鼠恐慌、互相撕咬,带仔母鼠可出现吃仔现象。 (6)SD大鼠具有群居优势,同笼多个饲养比单个饲养的大鼠体重增长快、性情温顺、易于捉取,单个饲养的则胆小易惊、不易捕捉。解剖学特点 (1)大鼠较小鼠个体较大。一般成年大鼠体长不小于18-20cm。尾上覆有短毛和环状角质鳞片,数量多于200片。上下颌各有两个切齿和六个臼齿,共16颗牙齿。齿式为(1003/1003)×2。 (2)大鼠骨骼约105-108块,大鼠的生长发育期长,长骨长期有骨骺存在,不骨化。切齿终生不断生长,大鼠需不断啃咬磨牙以维持其长度恒定,故垫料中应有部分小木块供其啃咬。

实验报告-大鼠

姓名:薛桂凤学号: 实验报告(二) 一、实验目的: 1.掌握大鼠的抓取和固定。 2.掌握大鼠的编号与标记方法。 3.掌握大鼠的常用实验方法。 4.掌握大鼠的常用麻醉方法。 5.掌握大鼠的安死术。 6.掌握大鼠的釆血方法。 7.了解小鼠的采尿、粪的方法。 8.了解小鼠各种脏器标本的采集方法。 二、实验器材:SD大鼠、电子称、手套、实验托盘、固定板、烧杯、注射器(3支)、 剪刀、镊子、灌胃针头、毛细管、酒精棉球、5%水合氯醛、生理盐水 三、实验内容 1.抓取:两种方法。第一种方法:右手食指和中指夹住大鼠颈部,使其头部固定,右 手拇指及无名指分别在大鼠前爪下抓住大鼠身体。第二种方法类似单手抓取小鼠的 方法,用右手拇指及其余四指并捏住大鼠颈部背部皮肤。 2.称重:小鼠放在烧杯中称重(去除烧杯重量),记录小鼠体重210g。 3.鉴别大鼠性别:观察生殖器雄性大鼠的阴囊非常明显。 4.编号:染色法:逆毛方向涂上有色斑点,顺序由左到右,由上向下,用两种颜色 可标记99只动物。 5.给药: (1)皮下注射小于1ml/100g(俯卧固定,左手拇指和食指捏住皮肤提起,右手持针沿纵轴方向刺入皮肤,阻力消失后回抽无血注入药物,拔针)(2)皮内注射小于(麻醉后进行,先备皮)(俯卧固定,与皮肤平行刺入捏起的皮肤,阻力大,注射药物局部有皮丘后停留片刻后拔针) (3)腹腔注射(仰面固定,在腹正中线两侧腹股沟平行的位置30-45°进针,挑起皮肤和肌肉,回抽无血,注药) (4)灌胃1-2ml/100g (大鼠固定身体呈一条直线,灌胃针头顺着上颚插入咽部,先少量注药证明未入气管后继续给药) 6.釆血:尾尖釆血法、眼眶静脉丛釆血法、心脏釆血法(麻醉后) 。 7.大鼠的采尿、粪的方法 (1)少量采集:在抓取固定时受到刺激排出少量尿液和粪便 (2)长期大量采集:使用代谢笼 8.麻醉:根据大鼠体重计算麻醉药物用量5%水合氯醛按300mg/kg,给药,计算药 量为,ip 麻醉小鼠,观察小鼠麻醉期。 (1)全身麻醉的第一期(随意兴奋期):出现运动和运动失调;35秒 (2)全身麻醉的第二期(不随意兴奋期):是由意识完全丧失至深而规则的自动 呼吸开始时止;2分30秒 (3)全身麻醉的第三期:角膜反射由迟钝渐趋消失,翻正反射消失,疼痛反射 消失; 9.安死术:颈椎脱臼法:用左手按住动物的头部于实验台上,右手抓住尾根部,快速、 不间断地向后、略向上使劲拉,以致脊椎脱臼,脊髓与脑干断离而死亡。 10.解剖:观察大鼠的脏器解剖结构

大鼠和小鼠解剖图谱(照片版)

图Ⅷ-1整体骨骼侧面观The skeleton. Lateral View 图Ⅷ-2整体骨骼左前面观The skeleton. Left anterior view 1肋骨rib 2胸椎thoracic vertebra 3颈椎cervical vertebra 4颅骨cranium 5肩胛骨scapula 6肱骨hiimeius 7桡骨radius 8尺骨ulna 9掌骨metacarpal bone 10指骨digital bone 11腰椎lumbar vertebra 12髂骨ilium 13尾骨coccyx 14股骨femur 15髌骨patella 16腓骨fubula 17胫骨tibia 18跖骨metatarsal bone 19趾骨digital bone

图Ⅷ-4头骨侧面The skull. Lateral aspect

图Ⅷ-6下颌骨侧面The mandible. Lateral aspect

1枕骨occipital bone 2顶间骨interparietal bone 3矢状缝sagittal suture 4颧骨malar bone 5上颌骨maxillary bone 6前颌骨premaxillary bone 7枕外嵴external occipital creat 8顶骨parietal bone 9额骨frontal bone 10鼻骨nasal bone 11鼻间缝internasal suture 12前筛孔preethmoid pore 13蝶腭孔sphenopalatine foramen 14门齿 incisor tooth 15下颌骨mandible 16视神经孔optic foramen 17枕骨occipital bone 18茎突styloid process 19外耳道external acoustic meatus 20颞骨temporal bone 21 腭裂patoschisis 22臼齿molar tooth 23腭骨palatine bone 24翼孔pterygoid apertures 25破裂孔foramen lacerum 26枕大孔foramen magnum 27腭后孔posterior palatine foramen 28鼻后孔posterior nasal apertures 29卵圆孔foramen ovale 30鼓骨tympanic bone 31舌下神经孔hypoglossal foramen 32下颌联合mandibular symphysis 33颏孔mental foramen 34冠状突coronoid process 35下颌支ramus of mandible 36角状突process of horn 37下颌孔mandibular foramen 38翼肌窝pterygoid fossa 39髁突condylar process

小鼠解剖实验报告

°实验五:小鼠解剖实验 吴雪薇121140059 一、实验目的 1、通过实验学习给小鼠注射、灌胃等技术操作 2、了解戊巴比妥对哺乳动物的影响 3、复习解剖的基本操作 4、通过实验了解小鼠唾液腺的结构 5、通过实验了解小鼠体内器官、系统构造 二、实验原理 1、小鼠唾液腺 唾液腺由颌下腺、腮腺、舌下腺组成,颌下腺最明显,颌下腺两边弥散的是腮腺,舌下腺连于颌下腺上,容易与颌下腺上连的淋巴结搞混。 2、会厌软骨 会厌软骨即构成会厌的软骨,形状扁平,像树叶,下部附着在喉结的内壁上。会厌是喉头上前部的树叶状结构,由会厌软骨和黏膜构成。呼吸或说话时,会厌向上,使喉腔开放;咽东西时,会厌向下,盖住气管,使东西不至进入气管内。 3、小鼠体内结构 (1)胸腔:胸腔内的结构主要有食道、心、肺。 (2)腹腔:主要有胃、肝、胆、胰、脾、肠、肾(包括肾上腺)、输尿管、膀胱和生殖器官:卵巢、输卵管、子宫(雌),睾丸、附睾、精囊腺、输精管(雄)。 (3)胸腔与腹腔由膈膜隔开。 三、实验器材 注射器、烧杯、灌胃针、解剖盘、解剖剪刀、镊子、解剖针、钉子 四、实验材料 小鼠1只、戊巴比妥溶液 五、实验操作 1、抓取一只小鼠,拎住尾巴根部,使其前肢抓在抹布上,后肢提起,用注射器 向其腹腔注射0.5ml戊巴比妥溶液。 2、将小鼠放在烧杯中,观察它的反应。 3、待小鼠不再动时,用注射器向其腹腔再注射0.5ml戊巴比妥溶液,使其死亡。 4、将小鼠放在解剖盘上,用大头针将四肢固定在解剖盘上。 5、用解剖剪刀,从靠近肛门处剪开表皮直至口腔,观察唾液腺。 6、剪开口腔,观察会厌软骨。 7、剪开腹腔和胸腔,观察小鼠体内结构。 8、处理小鼠,清洗、整理实验器材。 六、实验结果 1、观察注射戊巴比妥溶液后的小鼠 本次实验第一次注射,注射了0.4ml的戊巴比妥溶液,第二次注射了0.6ml。

动物大小鼠、实验猴饲养的操作规程

附件1 实验动物饲养管理的SOP 1、目的 为规范SPF级动物房内大小鼠、仔猴的饲养规范,保证试验质量,特制定本制度。 2、范围 适用于本公司SPF级动物房内的工作人员。 3、内容 3.1准备工作 3.1.1操作人员按SPF区人员进出标准操作规程要求进入动物饲养区。 3.1.2推门时应感觉到正压存在,如有异常及时通知相关人员。 3.1.3观察看温、湿度计,并记录读数。温度湿度变化范围超过规定范围时,要及时向实验人员和实验室负责人汇报,以便尽快采取措施。 3.1.4观察水瓶有无漏水,有无动物逃逸,动物健康情况,若有异常情况,应及时向实验人员和实验室负责人汇报并记录情况。 3.1.5检查每盒动物的饮水及摄食状况,若饮水及摄食不正常的动物笼,先检查是否饮水瓶阻塞,再观察动物是否有疾病征兆。若有,立即上报。 3.1.6发现动物死亡,要调查死亡原因,判断事故死亡还是异常死亡,并报告,不能确定原因的要将整盒动物送出屏障待查。 3.2 SPF大、小鼠的饲养管理SOP 3.2.1鼠喜阴暗、安静的环境,对环境温度、湿度很敏感,经不起温度的骤变和过高的温度。最大温差小于等于4℃,温度在20~26℃,相对湿度40~70%, 1

一般鼠饲养盒内温度比环境高1~2℃,湿度高5~10%。噪音60分贝以下,氨浓度14/(mg/m3)以下.通风换气大于等于15次/小时。光照循环条件是是12小时明/12小时暗,如果光照条件与上述不符,且没有实验方案支持,必须通知实验动物管理部的管理人员。 3.2.2鼠饲养在聚碳酸酯的实底的笼盒里,笼子底部放高压灭菌的玉米芯做垫料。除非实验方案有特殊的要求,和/或有动物管理委员会的批准,方可以进行改动。鼠是群居性动物,可能时尽量成群饲养,但每笼不得超过5只。 3.2.3饲料和饮水:鼠通过实验室等级颗粒料或等同的其它饲料自由采食,或者由实验动物管理部管理层或专题负责人提出建议。加饲料时,观察动物采食量,若尚有剩余饲料,则与新鲜饲料混合后喂。根据笼内鼠的多少参考如下饲料量饲喂,不宜太多。工作日每天检查一次料盒,周末一次。在更换笼具时,根据需要添加饲料。鼠采食量一般为5g(100g体重24小时),请根据动物的实际体重计算并投喂。鼠通过水瓶自由饮水。工作日每天检查1次水瓶,周末一次,每周至少更换一次水瓶。鼠饮水量一般为8~11ml(100g体重24小时)如果要求进行饲料/饮水的消耗量计算,则要根据实验方案进行记录。某些实验需要对饲料/饮水进行限制,或者给予特殊的饲料/饮水。 3.2.4鼠笼具的更换 鼠笼具(包括垫料)每周更换两次,通常为周二和周四。更换时,将鼠笼从笼架上取下放在工作车或工作台上,鼠取出放在干净的笼具中,加上盖子,放好标签,将笼架用75%酒精擦洗干净后放回笼架。换笼具时同时观察动物健康情况。换下的笼具和盖子放在推车上推到饲养室靠污物走廊的门口后开门将鼠盒放在污物走廊地上,然后关闭该门。工作车不准推入污物走廊。换出脏垫料做无害化处理。 3.2.5清洁卫生:饲养室内保持整洁,门窗,墙壁,地面,鼠盒,笼架每天 2

小鼠解剖图完整版

图Ⅸ-1 整体骨骼侧面观The skeleton. Lateral view 图Ⅸ-2 整体骨骼背面观The skeleton. Dorsal view 1 背肋dorsal rib 2 胸椎thoracic vertebra 3 颈椎cerical vertebra 4 顶间骨interparietal bone 5 顶骨parietal bone 6 额骨frontal bone 7 鼻骨nasal bone 8 锁骨clavicle 9 肩胛骨scapula 10 肱骨hemerus 11 髌骨patella 12 腰椎lumbar vertebra 13 荐椎sacral vertebra 14 尾椎caudal vertebra 15 坐骨ischium 16 髂骨

ilium 17 股骨femur 18 腓骨fibula 19 胫骨tibia 20 跖骨metatarsal bone 21 趾骨digital bone 22 胸肋sternal rib 23 头骨skull 24 指骨digital bone 25 桡骨radius 图Ⅸ-3 背柱背面The vertebral column. Dorsal aspect

1 枢椎axis 2 胸椎thoracic vertebra 3 第II 胸椎I Ith thoraac vertebra 4 第1 腰椎I st lumbar vertebra 5 第 6 腰椎6th lumbar vertebra 6 耻骨pubis 7 闭孔obturator foramen 8 寰椎atlas 9 第7 颈椎seventh cervical vertebra 10 胸肋sternal rib 1l 背肋dorsal rib 12 第4 腰椎4th lumbar 13 髂骨ilium 14 荐椎sacral vertebra 15 坐骨ischimn 16 尾椎caudal vertebra

小鼠解剖之欧阳学文创作

实验一小鼠大体解剖 欧阳学文 注意事项:请按教师的指令进行操作,谨防被小鼠咬伤; 如发生意外,请立即报告老师! 一、实验目的 1. 掌握小鼠的抓取和固定方法; 2. 掌握小鼠的解剖方法; 3. 熟悉脏器系数的测定方法 4. 了解一般实验动物的抓取和固定方法 5. 了解一般实验动物的生物样本的采集方法 二、实验内容 1. 小鼠的抓取和固定 正确的抓取固定动物,是为了不损害动物健康,不影响观察指标,并防止被动物咬伤,保证实验顺利进行。抓取固定动物的方法依实验内容和动物类而定。抓取固定动物前,必须对各种动物的一般习性有所了解,抓取固定时既要小心仔细,不能粗暴,又要大胆敏捷,确实达到正确抓取固定动物的目的。

(1)单手抓取固定法 小鼠性情较温顺,挣扎力小,比较容易抓取和保定。抓取时,用左手拇指和食指捏住小鼠尾巴中部(图1)放在格板或铁笼上。趁着小鼠试图挣脱的瞬间,迅速用另外三个手指压住小鼠的尾巴根部握入手掌(图2);放松拇指和食指,用另外三个手指控制小鼠,然后用食指和拇指捏住小鼠头部两边疏松的皮肤提起小鼠(图3),完成抓取保定。注意,抓小鼠尾巴应抓住尾巴中部或根部,不能仅捏住小鼠尾巴的尾端,因为这时小鼠的重量全部集中到尾端,如果小鼠挣扎,有可能弄破尾端。 在进行解剖、手术、心脏采血、尾静脉注射时,可将小鼠用线绳捆绑在木版上,或固定在尾静脉注射架及粗试管中。 图1 图2 图3 (2)双手抓取固定法 抓取时先用右手抓取鼠尾提起,置于鼠笼或实验台向后拉,在其向前爬行时,用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤(图4),将鼠体置于左手心中,把后肢拉直,以

无名指按住鼠尾,小指按住后腿即可(图5)。这种在手中固定方式,能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。 如进行解剖、手术、心脏采血和尾静脉注射时,则需将小鼠作一定形式的固定,解剖手术和心脏采血等均可使动物先取背卧位(必要时先行麻醉),再用大头针将鼠前后肢依次固定在腊板上。尾静脉注射时,可用小鼠尾静脉注射架固定(图6),先根据动物大小选择好合适的固定架,并打开鼠筒盖,手提鼠尾巴,让动物头对准鼠筒口并送入筒内,调节鼠筒长短合适后,露出尾巴,固定筒盖即可进行尾静脉注射或尾静脉采血等操作。 图4 图5 图6 2. 小鼠的处死方法 (1)颈椎脱臼处死法

小鼠解剖图谱

图Ⅸ-1整体骨骼侧面观The https://www.360docs.net/doc/2a18181732.html,teral view 图Ⅸ-2整体骨骼背面观The skeleton.Dorsal view 1背肋dorsal rib 2胸椎thoracic vertebra 3颈椎cerical vertebra 4顶间骨interparietal bone 5顶骨parietal bone 6额骨frontal bone 7鼻骨nasal bone 8锁骨clavicle9肩胛骨scapula10肱骨hemerus11髌骨patella12腰椎lumbar vertebra 13荐椎sacral vertebra14尾椎caudal vertebra15坐骨ischium16髂骨ilium17股骨femur18腓骨fibula19胫骨tibia20跖骨metatarsal bone21趾骨digital bone22胸肋sternal rib23头骨skull24指骨digital bone25桡骨radius

图Ⅸ-3背柱背面The vertebral column.Dorsal aspect 1枢椎axis2胸椎thoracic vertebra3第II胸椎I Ith thoraac vertebra4第1腰椎I st lumbar vertebra5第6腰椎6th lumbar vertebra6耻骨pubis7闭孔obturator foramen8寰椎atlas9第7颈椎seventh cervical vertebra10胸肋sternal rib1l背肋dorsal rib12第4腰椎4th lumbar13髂骨ilium14荐椎sacral vertebra15坐骨ischimn16尾椎caudal vertebra

3.小鼠解剖及动物原代细胞培养

实验三、小鼠解剖及动物原代细胞培养 引言:细胞培养指的是在无菌条件下,把动、植物细胞从组织中取出,在体外 模拟体内的生理环境,使离体的细胞在体外生长和繁殖,并且维持其结构和功能的一种培养技术。动物细胞培养可分为原代培养和传代培养。从供体获得组织细胞,在无菌条件下,用胰蛋白酶消化或机械分散等方法,将动物组织分散成单个细胞开始首次培养长出单层细胞的方法称为细胞的原代培养。当培养的动物细胞生长增殖达到一定密度,形成致密的单层细胞时,用胰蛋白酶将细胞消化分散成单细胞,从一个容器中以1:2或其他比例转移到另一个容器中扩大培养的方法,称为细胞的传代培养。传代培养的累计次数就是细胞的培养代数。 细胞培养的意义:具有其他生物技术无可比拟的优点;培养条件易改变和控制,便于单因子分析;便于人们直接对细胞内结构、细胞生长及发育等过程的观察;在生物学的各个领域(如分子生物学、细胞生物学、遗传学、免疫学、肿瘤学及病毒学等)已被广泛应用。 细胞培养的局限性:在脱离机体复杂环境下,细胞培养条件与躯体环境有一定距离;观察到的结果有时难以正确反映机体内的状况;细胞培养得到的产物少。培养细胞的条件有水的质量、无菌环境,最适温度、渗透压、气体条件、最适PH、营养条件和培养基质等。 1.实验材料: 实验室购买的雄性小鼠、13.5天孕鼠。 DMEM培养基(胎牛血清、青/链霉素溶液)、胰蛋白酶溶液、PBS溶液(NaCl 8.00g,Na2HP04 1.15g,KCl 0.20g,KH2P04 0.20g,pH调至7.2,超纯水定容到1000mL,分装,121 ℃灭菌20 min) 2.实验步骤: 2.1 处死小鼠 用右手拇指和食指捏住雄性小鼠或怀孕雌鼠尾巴中部放在铁笼上,使小鼠前肢接触铁笼(后肢悬空),左手从小鼠后方向前按住鼠头及颈部。左手拇指、食指用力向下按压鼠头及颈部,同时右手抓住鼠尾根部用力拉向后上方,造成颈椎脱臼,造成小鼠立即死亡。当小鼠停止抽搐,松开左手。将整个小鼠浸入盛有75%乙醇的烧杯中。 2.2 解剖小鼠 将雄性小鼠或怀孕雌鼠从烧杯中移入超净台取出后放在无菌大平皿中,用碘酒棉球消毒腹部的被毛,然后再用酒精棉球擦拭碘酒擦过的部位。用镊子提起腹部皮肤,剪刀剪开皮肤,打开腹腔,将剪开的皮肤分别拉向两边。观察小鼠内脏器官。

南方科技大学生物小鼠解剖英文实验报告

姓名班级学号实验日期2014.5.21 科目实验名称Mouse Dissection 合作者指导教师成绩 LAB 10: Mouse Dissection Introduction: In biomedical research, animal models are always regarded as indispensable tools. They contribute to the scientific discovery in biology and our understanding of the functions of individual genes, even the mechanism of different diseases. Typically, although mice are different from humankind in size and appearance, they have a distinct genetic similarity. At the same time, mice have an efficient ability to reproduce, so they are important research tools for experiments in the lab. In this experiment, we will exercise to dissect a mouse, so that we can observe the inside of a mammalian body to identify the female and male mice. Learning and recognizing the anatomical structure of mice, including. Materials and Methods: Materials: Operation plate, Scissor, Forceps, Alcohol cotton, Mouse. Methods: [we get a male mouse] Part 1: Observations of external features. Make a table T-1. 1.Having an overhead view, identify the mouse’s head, neck, truck, and tail; observe the dorsal and ventral surfaces. Roughly record what is seen. 2.Observe the thorax which is supported by the rib cage, and the abdomen, and the details of appendages attached to the abdomen. 3.Find the mouth, two external nostrils, two external auditory canals, and anus, which are on the body surface. 4.Have a simply look at the surface of reproductive organ, prepuce, urethral and penis including. And locate the saclike scrotum; feel for the paired testes in the scrotum. Note the rough features. Part 2: Observation of organs and structures inside the mouse. [Open the Ventral Body Cavities, Thoracic Cavity, and Abdominopelvic Cavity in order. We must break the ribs near the attachment to the vertebral column to fold back the upper flaps.] Make a table T-2. 1.Ventral Body Cavities. a. Make a longitudinal incision through the skin with a dissecting scissor, from the neck to the preputial opening. Pierce the body wall below the ribs, with the blades angled upward, so that it won’t damage the internal organs. b. Pull the sides of the longitudinal incision, and look for the diaphragm. Then make two

小鼠骨髓的综合性实验报告

小鼠骨髓的综合性实验报告 本科学生综合性实验报告 学号姓名 学院专业、班级 实验课程名称: 教师及职称 开课学期至学年学期 填报时间年月日 云南师范大学教务处编印 一( 实验设计方案 实验名称实验序号 实验室实验时间 一、实验目的 1、学习并掌握小鼠骨髓细胞染色体的制备方法。 2、观察小鼠染色体的形态特征,统计细胞的染色体数目。 3、了解微核发生的机制; 4、掌握微核实验的一般程序和实践意义; 5、掌握对实验动物进行药物处理的一般程序; 6、掌握进行实验设计的一般程序和规则,并锻炼实践能力。 二、实验原理、实验流程或装置示意图

1、骨髓细胞具有高度的分裂增殖能力。因此可以直接得到中期细胞而不必象血淋巴细胞或组织那样要经过体外培养。经秋水仙素处理后,分裂增殖中的骨髓细胞由于纺缍体的形成受到抑制,染色体不能正常趋向两极而使之停留于中期,同时染色体缩短,轮廓清晰,把收获的细胞进行低渗,固定处理,使细胞处于膨胀状态,再将细胞悬液滴在载片上,使细胞破裂,染色体散开,染色后即可观察到染色体。 2、微核(Micronucleus):染色单体或染色体的无着丝点断片,或因纺锤体受损而丢失的整个染色体,在细胞分裂后期,仍然遗留在细胞质中。末期之后,单独形成一个或几个规则的次核,被包含在子细胞的胞质内,因比主核小,故称为微核。凡能使染色体发生断裂或使染色体和纺锤体联结损伤的化学物,都可用微核试验来检测。各种类型的骨髓细胞都可形成微核,但有核细胞的胞质少,微核与正常核叶及核的突起难以鉴别。 嗜多染红细胞是分裂后期的红细胞由幼年发展为成熟红细胞的一个阶段,此时红细胞的主核已排出,因胞质内含有核糖体,姬姆萨染色呈灰蓝色,成熟红细胞的核糖体已消失,被染成淡桔红色。骨髓中嗜多染红细胞数量充足,微核容易辨认,而且微核自发率低,因此,骨髓中嗜多染红细胞成为微核试验的首选细胞群。 三、实验设备及材料 1、材料:小白鼠(2n=40) 2、器具:注射器(1ml,5ml各一支)、托盘、解剖剪、镊子、吸管、离心管、离心机、载片、滤纸、白纱布小块等。 3、药品: 0.15mg/ml 秋水仙素, 1%柠檬酸三钠,固定液(3份甲醇,1份冰乙酸,临用时现配),Giemsa染液,2.2%柠檬酸钠,0.01M磷酸缓冲液(PBS)pH6.8。 4、生物显微镜、解剖剪、镊子、注射器、载玻片、盖玻片、塑料吸瓶、吸水纸等。四、实验方法步骤及注意事项

小鼠解剖图(完整版)

图Ⅸ-1 整体骨骼侧面观The skeleton、Lateral view 图Ⅸ-2 整体骨骼背面观The skeleton、Dorsal view 1 背肋dorsal rib 2 胸椎thoracic vertebra 3 颈椎cerical vertebra 4 顶间骨interparietal bone 5 顶骨parietal bone 6 额骨frontal bone 7 鼻骨nasal bone 8 锁骨clavicle 9 肩胛骨scapula 10 肱骨hemerus 11 髌骨patella 12 腰椎lumbar vertebra 13 荐椎sacral vertebra 14 尾椎caudal vertebra 15 坐骨ischium 16 髂骨ilium 17 股骨femur 18 腓骨fibula 19 胫骨tibia 20 跖骨metatarsal bone 21 趾骨digital bone 22 胸肋sternal rib 23 头骨skull 24 指骨digital bone 25 桡骨radius 图Ⅸ-3 背柱背面The vertebral column、Dorsal aspect

1 枢椎axis 2 胸椎thoracic vertebra 3 第II 胸椎I Ith thoraac vertebra 4 第1 腰椎I st lumbar vertebra 5 第 6 腰椎6th lumbar vertebra 6 耻骨pubis 7 闭孔obturator foramen 8 寰椎atlas 9 第7 颈椎seventh cervical vertebra 10 胸肋sternal rib 1l 背肋dorsal rib 12 第4 腰椎4th lumbar 13 髂骨ilium 14 荐椎sacral vertebra 15 坐骨ischimn 16 尾椎caudal vertebra 图Ⅸ-4 胸廓背面The thorax.Dorsal aspect

大鼠饲养

目录 一、SD大鼠概述 (2) 二、SD大鼠日常饲养管理 (5) 1、进入屏障及准备工作 (5) 2、饲养环境 (6) 3、饲喂 (6) 4、给水 (7) 5、换窝 (7) 6、离乳 (8) 7、留种交配 (9) 8、动物发放 (10) 9、引种 (11) 10、处死 (13) 11、SD大鼠常见疾病 (13) 12、清洁与消毒 (16) 13、退出屏障 (17) 14、常见突发事件的应急处理 (17) 一、SD大鼠概述 大鼠(Rat),啮齿目、鼠科、大鼠属,属野生褐色大鼠(Rattus

norvegicus)的变种。原产于亚洲中部及原苏联部分的温暖地区。十八世纪后期开始人工饲养,十九世纪中叶首次用于心理学的研究,二十世纪以后,大鼠应用于生命科学研究的各个领域,尤其在肿瘤学、药理学、内分泌学、营养学方面应用最为广泛。 1925年美国Sprague dawley农场用Wistar培育而成。其特点为头部狭长,尾长接近身长,产仔多,生长发育较Wistar快,抗病能力尤以对呼吸系统疾病的抵抗力强;自发肿瘤率低,对性激素感受性高;10周龄雄鼠体重可达300-400g,雌鼠可达180-270g。SD大鼠常用作营养学、内分泌学和毒理学研究。 行为和习性 (1)SD大鼠性情温顺,易于捉取,一般不会主动咬人,但当粗暴操作或营养缺乏时可攻击人或互相撕咬,哺乳母鼠更易产生攻击人的倾向,配种后的成年雄鼠同笼饲养互相撕咬,严重的甚至咬死。 (2)SD大鼠是杂食动物,有随时采饮的习惯。喜食煮熟的动物肉(如兔肉),甚至是同类的肉。对营养缺乏敏感,特别是维生素和氨基酸缺乏时可出现典型症状。如核黄素缺乏时出现皮炎、脱毛、体质虚弱和生长缓慢,还可引起角膜血管化、白内障、贫血和髓质退化;维生素E缺乏可导致雌大鼠生育能力降低,严重缺乏时雄鼠可终生丧失生殖能力。 (3)SD大鼠的活动多集中在黄昏到清晨这一段时间,白天常在笼内闭目休息,交配多在夜间发生。 (4)SD大鼠对空气中的粉尘、氨气、硫化氢等极为敏感,易引

大、小鼠饲养与管理操作指南

大、小鼠饲养与管理操作指南 1、大、小鼠的日常饲养管理 1.1、人员进入屏障前必须经过一更、淋浴间、进入第二更穿防护服,佩戴帽、口罩和乳胶手套等,防护服和手套的外包装等放入指定的地方。 1.2、人员进入后,首先巡视整个动物房,观察动物有无逃逸,死亡;有无足量饲料和饮水;有无漏水;垫料更换与否;并做好记录。 2、小鼠 2.1、小鼠胃容量小,随时采食,是多餐习性的动物。成年鼠每天采食量一般为3~7g,幼鼠一般为1~3g。在鼠笼内的食盒应经常有足够量的新鲜干燥饲料,在小鼠大群饲养中,每周应固定2天添加饲料,其他时间可根据情况随时注意添加。 2.2、根据小鼠不同阶段的生长发育特点,应有不同的给饲标准。由于鼠群和生产鼠交配繁殖频繁,尤其生产种母鼠的负担重,能量消耗大,因此除供给足够的块料外,还要定时饲喂少量葵花籽、鸡蛋。葵花籽供应量为每只成年鼠每天0.5~1g。而鸡蛋供应量每周窝0.5个。

2.3、应注意观察记录动物采食的量,饲料太硬或霉变时,动物采食减少。避免鼠因饲料太松磨牙啃咬成为碎料从而导致的浪费。 3、大鼠 3.1、大鼠的胃容量约为4~7mL,50g大鼠的食料量约为10~19g/d,饮水量为20~45mL/d,如用于鼠的繁殖实验,应在饮水中添加维生素或添加其它含维生素的食物。 3.2、刚离乳的幼鼠需加喂软料,哺乳期加喂葵花籽。大鼠具有随时采食的习惯,应保证其充足的饲料和饮水。 3.3、饲料按照少量多次的原则添加,软料则应每日更换。一般情况下饲料添加量掌握在每次添加时上次添加的饲料已基本吃完为宜。 4、饮水瓶的更换 4.1、每次更换饮水瓶时,不采用向瓶中加水的方式,应使用新的高压好的备用饮水瓶,已使用过的饮水瓶应撤出实验饲育室。 4.2、更换前将洁净贮物间内的饮水瓶装箱推入动物房,从鼠盒的盒盖上取下用过的水瓶,丢入存放箱中,同时取一新装满水的水瓶插在盒盖上。

小鼠肝细胞线粒体的超活染色及观察实验报告

细胞生物学实验报告 题目:小鼠肝细胞线粒体的超活染色及观察 姓名:刘恋学号:201000140049 系年级:10级生科2班 一、【实验目的】 1.掌握线粒体的超活染色原理及方法。 2.观察动物肝细胞内线粒体的形态、数量与分布。 二、【实验原理】 1.线粒体是细胞内一种重要细胞器,是细胞进行呼吸作用的场所。细胞的各项活动所需要的能量,主要是通过线粒体呼吸作用来提供的。活体染色是应用无毒或毒性较小的染色剂真实地显示活细胞内某些结构而又很少影响细胞生命活动的一种染色方法。詹纳斯绿B(Janus green B)是线粒体的专一性活体染色剂。线粒体中细胞色素氧化酶系使染料保持氧化状态呈蓝绿色,而在周围的细胞质中染料被还原,成为无色状态。 不同细胞中线粒体的形态和数目不同。在电子显微镜下,线粒体的外形多样,如圆形、椭圆形、哑铃形和杆状。线粒体的数目与细胞类型和细胞的生理状态有关,线粒体多聚集在细胞生理功能旺盛的区域。 线粒体的细胞色素氧化酶能使詹纳新绿染料始终保持在氧化状态而呈蓝色,周围细胞内的染料却被还原成无色的色基,在进行细胞的体外染色时,至少要使材料在詹纳斯绿染料中染色15min后再盖上盖玻片,以使材料充分氧化。 2.活体染色是指用燃料标记生活有机体的细胞或组织但又无毒害的一种染色方法。它的目的是显示活细胞内的某些结构,同时即不影响细胞的生命活动也不会产生任何物理、化学变化导致细胞的死亡。活染技术可用来研宄生活状态下的细胞形态结构和生理、病理状态。 活体染色之所以能固定、堆积在细胞内某些特殊的部分,主要是染料的“电化学”特性起作用。碱性燃料的胶粒表面带阳离子,酸性染料的胶粒表面带有阴离子;而被染的部分本身也是具有阴离子或阳离子,这样,它们被此就发生了吸引作用。但不是任何染料都可以作为活体染色剂之用,应选择那些对细胞无毒性或毒性极小的染料配成稀的溶液来使用。一般以碱性染料最为常用,因为碱性染料具有溶解在类脂质的特性,易于被细胞吸收,如中性红、詹钠斯绿、次甲基蓝、甲苯胺蓝、亮焦油紫等。其中詹钠斯绿和中性红两种碱性染料是活体染色剂中最常用的染料,分别对线粒体和液泡系有特异性的染色。詹纳斯绿B这种碱性染料是活体染色中重要的材料,对线粒体的染色有专一性,可专一性地对线粒体进行活染,这是由于线粒体内的细胞色素氧化酶系的作用,使染料始终保持氧化状态(即有色状态),呈蓝绿色;而线粒体周围的细胞质中,这些染料被还原成无色的色基。

小鼠解剖

实验一小鼠大体解剖 注意事项:请按教师的指令进行操作,谨防被小鼠咬伤; 如发生意外,请立即报告老师! 一、实验目的 1. 掌握小鼠的抓取和固定方法; 2. 掌握小鼠的解剖方法; 3. 熟悉脏器系数的测定方法 4. 了解一般实验动物的抓取和固定方法 5. 了解一般实验动物的生物样本的采集方法 二、实验内容 1. 小鼠的抓取和固定 正确的抓取固定动物,是为了不损害动物健康,不影响观察指标,并防止被动物咬伤,保证实验顺利进行。抓取固定动物的方法依实验内容和动物类而定。抓取固定动物前,必须对各种动物的一般习性有所了解,抓取固定时既要小心仔细,不能粗暴,又要大胆敏捷,确实达到正确抓取固定动物的目的。 (1)单手抓取固定法 小鼠性情较温顺,挣扎力小,比较容易抓取和保定。抓取时,用左手拇指和食指捏住小鼠尾巴中部(图1)放在格板或铁笼上。趁着小鼠试图挣脱的瞬间,迅速用另外三个手指压住小鼠的尾巴根部握入手掌(图2);放松拇指和食指,用另外三个手指控制小鼠,然后用食指和拇指捏住小鼠头部两边疏松的皮肤提起小鼠(图3),完成抓取保定。注意,抓小鼠尾巴应抓住尾巴中部或根部,不能仅捏住小鼠尾巴的尾端,因为这时小鼠的重量全部集中到尾端,如果小鼠挣扎,有可能弄破尾端。 在进行解剖、手术、心脏采血、尾静脉注射时,可将小鼠用线绳捆绑在木版上,或固定在尾静脉注射架及粗试管中。 图1 图2 图3 (2)双手抓取固定法

抓取时先用右手抓取鼠尾提起,置于鼠笼或实验台向后拉,在其向前爬行时,用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤(图4),将鼠体置于左手心中,把后肢拉直,以无名指按住鼠尾,小指按住后腿即可(图5)。这种在手中固定方式,能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。 如进行解剖、手术、心脏采血和尾静脉注射时,则需将小鼠作一定形式的固定,解剖手术和心脏采血等均可使动物先取背卧位(必要时先行麻醉),再用大头针将鼠前后肢依次固定在腊板上。尾静脉注射时,可用小鼠尾静脉注射架固定(图6),先根据动物大小选择好合适的固定架,并打开鼠筒盖,手提鼠尾巴,让动物头对准鼠筒口并送入筒内,调节鼠筒长短合适后,露出尾巴,固定筒盖即可进行尾静脉注射或尾静脉采血等操作。 图4 图 5 2. 小鼠的处死方法 (1)颈椎脱臼处死法 此法是将实验动物的颈椎脱臼,断离脊髓致死,为小鼠最常用的处死方法。操作时实验人员用右手抓住鼠尾根部并将其提起,放在鼠笼盖或其他粗糙面上,用左手拇指、食指用力向下按压鼠头及颈部,右手抓住鼠尾根部用力拉向后上方,造成颈椎脱臼,脊髓与脑干断离,实验动物立即死亡。 (2)断头处死法 此法适用于鼠类等较小的实验动物。操作时,实验人员用左手按住实验动物的背部,拇指夹住实验动物右腋窝,食指和中指夹住左前肢,右手用剪刀在鼠颈部垂直将鼠头剪断,使实验动物因脑脊髓断离且大量出血死亡。 3 .小鼠解剖步骤 (1)处死小鼠 将小鼠采用颈椎脱臼法处死后,置台秤上称重。 图6

小鼠解剖实验报告(干货)

小鼠解剖实验报告°实验五:小鼠解剖实验吴雪薇 121140059 一、实验目的 1、通过实验学习给小鼠注射、灌胃等技术操作 2、了解戊巴比妥对哺乳动物的影响 3、复习解剖的基本操作 4、通过实验了解小鼠唾液腺的结构 5、通过实验了解小鼠体内器官、系统构造 二、实验原理 1、小鼠唾液腺 唾液腺由颌下腺、腮腺、舌下腺组成,颌下腺最明显,颌下腺两边弥散的是腮腺,舌下腺连于颌下腺上,容易与颌下腺上连的淋巴结搞混。 2、会厌软骨 会厌软骨即构成会厌的软骨,形状扁平,像树叶,下部附着在喉结的内壁上。会厌是喉头上前部的树叶状结构,由会厌软骨和黏膜构成。呼吸或说话时,会厌向上,使喉腔开放;咽东西时,会厌向下,盖住气管,使东西不至进入气管内。 3、小鼠体内结构

(1)胸腔:胸腔内的结构主要有食道、心、肺。(2)腹腔:主要有胃、肝、胆、胰、脾、肠、肾(包括肾上腺)、输尿管、膀胱和生殖器官:卵巢、输卵管、子宫(雌),睾丸、附睾、精囊腺、输精管(雄)。 (3)胸腔与腹腔由膈膜隔开。 三、实验器材 注射器、烧杯、灌胃针、解剖盘、解剖剪刀、镊子、解剖针、钉子 四、实验材料 小鼠1只、戊巴比妥溶液 五、实验操作 1、抓取一只小鼠,拎住尾巴根部,使其前肢抓在抹布上,后肢提起,用注射器向其腹腔注射0。5ml戊巴比妥溶液。 2、将小鼠放在烧杯中,观察它的反应. 3、待小鼠不再动时,用注射器向其腹腔再注射0.5ml戊巴比妥溶液,使其死亡. 4、将小鼠放在解剖盘上,用大头针将四肢固定在解剖盘上。 5、用解剖剪刀,从靠近肛门处剪开表皮直至口腔,观察唾液腺。

6、剪开口腔,观察会厌软骨。 7、剪开腹腔和胸腔,观察小鼠体内结构. 8、处理小鼠,清洗、整理实验器材。 六、实验结果 1、观察注射戊巴比妥溶液后的小鼠 本次实验第一次注射,注射了0.4ml的戊巴比妥溶液,第二次注射了0.6ml。 小鼠先是身体颤抖,趴在烧杯底不怎么动,后开始出现用爪子挠脸的行为,然后开始乱动甚至依靠烧杯壁直立起来,最后倒下,身体仍在颤抖且较剧烈,在大约两分半后不怎么动了,但身体还在颤抖。 2、观察唾液腺

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