病理生理学实验指导

病理生理学实验指导汪思应郑红邓松华

安徽医科大学基础医学院病理生理教研室

目录

一，概论┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈1

二，病理生理实验基本操作方法┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈2

三，实验性肺水肿┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈3

四，兔小肠灌溉的水肿模型复制┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈3

五，缺氧┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈4

六，再吸入式缺氧┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈5

七，钾代谢障碍┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈5

八，失血性休克┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈5

九，喜树碱诱导细胞凋亡┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈6

十，急性左心衰竭┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈7

十一，急性右心衰┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈8 十二，病例讨论—肝性脑病┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈8 十三，病例讨论—急性肾功能不全┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈9 十四，病例讨论—MODS┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈10 十五，病理生理学实验教学大纲┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈11

十六，病理生理学教学大纲┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈┈12

概论

病理生理学（Pathophysiology）是一门联系基础医学和临床医学的重要桥梁学科之一。它在理论课程中主要介绍了在致病因素作用下机体的机能代谢：①发生何种改变（即临床症状及体征）；②为何发生改变（即临床症状及体征出现的机制）；③这些改变的规律性及与疾病的关系；④预防和处理这些改变的机理（即疾病防治措施的原理）。因此，病理生理学是一门理论性科学。同时它又是一门实验性科学。病理生理学的实验方法有两种，即临床研究和动物实验研究。临床研究的结果虽能直接应用于患者，但有很大的局限性。所以，病理生理学主要采取动物实验研究方法。在动物身上复制各种疾病或病理过程，作为人类相应疾病的模型。实验者可控制或改变实验条件，以研究疾病的病因、发病环节、发病机制等。还可用于疾病的实验性预防、治疗及新型药物和治疗手段的开发研究等。

人类疾病动物模型的复制有很多方法。大致归纳为以下几种：①从自然界中选择发病动物（如选择生长有肿瘤的鼠、狗等）作为疾病动物模型。但该动物模型个体间差异很大，且发病条件及病程等不易控制，已很少被直接采用。现主要用经人工选择培育的不同品系的发病动物如由Okamoto和Aoki选育成功的SHR 大鼠，其成年后100%发生高血压，常用作自发性高血压的动物模型。我国天津医学院培育成功的津白-Ⅱ小鼠，成年后易发生乳腺癌等;②根据疾病发生原因来复制疾病的动物模型。如用二乙基亚硝胺、二甲基偶氮苯来复制大鼠肝癌动物模型；我室张载福教授用盲肠结扎穿孔法造成小鼠腹腔感染来复制全身性炎症反应综合症（SIRS）的动物模型；③根据疾病发生机制复制动物模型。如本指导中用大剂量快速输液提高家兔肺毛细血管流体静压以复制的实验性肺水肿模型，动脉控制性放血造成的失血性休克模型。④根据疾病的发生环节复制疾病的动物模

型。本室将Lewis肺癌(Lewis lung carcinoma, LLC)接种小鼠足掌复制的肿瘤自发肺转移模型，将LLC及B16黑色素瘤（B16 Melanoma,B16M）细胞直接注入小鼠眼球后静脉所复制的肿瘤血道转移模型。⑤转基因动物(Transgenic Animal)或基因敲除( Gene Knock-out)复制疾病动物模型。主要用于遗传性疾病、重要基因功能的研究。

一，病理生理的实验目的

病理生理学实验课的主要目的是：①通过教学实验指导学生初步掌握人类疾病动物模型复制的基本方法；②通过典型临床病例的课堂讨论，培养学生分析病例的能力，为临床思维和临床决策打下基础；③帮助学习者锻炼操作技能、验证和复习理论知识；④通过实验与课堂讨论的具体环节，使学生初步具有进行医学研究与临床思维所必备的“严肃的科学态度、严密的科学方法和严谨的科学作风”等。

二，病理生理学实验课的要求

实验前①认真复习实验有关理论及预习实验指导，了解实验的大致情况;②专心听取指导教师对实验内容的讲解，熟悉实验的具体方法及操作规程;③领取并检查实验器材和药品是否齐全;④小组成员应有分工，但同时应注意合作，使每人都能得到应有的技能训练。

实验时①每人应确立严谨、实事求是的科学态度，正规和准确的技能操作耐心、细致地观察实验中出现的每个现象；而且要准确、及时、客观地记录。整个实验过程都不得敷衍、马虎和主观臆测; ②必须伴随整个实验过程进行科学思维，力求了解每个步骤和每个现象的意义;③要注意尽量减少对实验动物的不必要损伤; ④爱护实验器材，使用药品应注意节约。

实验后①认真整理和分析实验结果;②仪器和药品用完后要清点，并放回原处。应清洗者必须及时清洗干净。每个实验组，应保持自己桌面的清洁，每次下课后，打扫、整理好实验室;③按时完成实验报告，交老师评阅。

三，病理生理实验报告应书写的项目和内容

1，姓名、班次、组别、日期。

2，实验名称。

3，实验目的及原理。

4,实验动物及材料：包括种类、数量、性别、体重。

5,实验的具体步骤：简要写出主要实验方法。

6,实验结果。根据实验目的将原始记录系统化、条理化。其表达方式有：①叙述式：用文字将观察到的、与实验目的有关的现象客观地加以描述，描述时需要有时间概念与顺序。②表格式：能够较为清楚地反映观察内容，有利于相互对比。每一图表应说明一定的中心问题。图表应由学生自己设计。表内的项目及计量单位应填明。③曲线式：实验中描记的血压、呼吸等曲线应写于实验报告中。书写时，须根据原始的描记图，取其明显变化的有关各段连接而成。

7,实验结果分析或讨论。由于实验指导中的每一个实验，都经过编写单位反复试做，结果可靠。同学所做实验，次数虽少，若与这结果基本一致，即可作为分析的依据。讨论要包括：①运用所学理论，讨论和解释实验结果，论证实验目的。②实验结果提示了哪些新问题。如果出现“异常现象”，应加以分析。

8,结论：根据实验结果简要地写明。

(汪思应)

实验一基本实验操作训练

[实验目的]

1.了解病理生理学动物实验的基本用途、技术；

2.掌握气管、颈动脉、静脉及股动脉插管，输液及血压测量技术。

[药品和器材]

生理盐水（0.9%NaCl），10.0%NaCl、0.1%肝素、普鲁卡因。小动物手术器械一套（每套大号止血钳各两把，中号采止血钳两把，弯直小号止血钳各两把，有齿镊各一把，眼科剪和镊各一把，组织剪和粗剪各一把，手术刀片的刀柄一副）、粗细缝线各一卷，2ml和5 ml和30 ml注射器（第6号针头），标本架（弹簧夹）一个，搪瓷搪瓷碗（25 ml）和方盘各一个。

[实验动物]

家兔，体重2.5 kg。

[主要内容]

病理生理学教学常用实验动物简介

病理生理学实验研究采用何种动物，是决定研究成功与否的一个重要问题。一般应针对实验目的，根据各种实验动物疾病模型的经验，逐一考虑下述一系列问题：所要求的基本模型能否复制成功，成功率大小，采用的方法和所观察指标是否简单易行，实验结果稳定一致的程度如何，动物是否便于管理，所获得的实验结果和人的临床情况相比相似性的大小，需耗费的人力、物力、财力等。只有对这些因素进行综合考虑，比较以后，才能确定采用何种动物较为合适。在教学上，不但要考虑以上这些问题，还应考虑教学效果，才能满足实验的目的和要求。

病理生理学实验常用的动物有：兔、大白鼠、小白鼠、狗等。它们和人一样，都属于哺乳类动物。它们的生理特性与人接近。现将病理生理学实验常用的动物用途简介如下：

（一）家兔

家兔能用于复制许多病理过程和疾病，如：水肿、炎症、电解质紊乱、酸碱平衡紊乱、出血性休克、DIC、肺癌、动脉粥样硬化、高脂血症、心律失常、慢性肺心病、慢性肺动脉高压、肺水肿、肝炎、胆管炎、阻塞性黄疸、肾性高血压、肾小球肾炎、急性肾功能衰竭等。

特点：①价格较低，性温顺，易饲养，繁殖率高，容易选到调节类似的对照组兔。因此，当实验中必须用较大动物时，常用家兔；②在血液循环方面，家兔血管虽较狗略细，但很容易做到直接描记颈动脉压、股动脉压、肺小动脉契压、中心静脉压等。兔的心血管系统机能较猫、狗为差，用来观察血压反应不如狗。手术时，兔易发生反射性衰竭，血压反应不稳定，故给兔做手术时，动作要轻。兔的减压神经是独立走向的，便于观察减压神经对心、血管系统的作用。家兔心脏在离体情况下，搏动很久，是观察有害因子对哺乳类动物心脏直接作用较合适的一个模型。离体兔耳，又可作为观察有害因子对血管直接作用的一个模型；③家兔适用于研究发热、解热药和检查致热源；④消化系统方面：家兔系草食动物，消化系统与人类相差较远，缺乏呕吐反射，所以不能用家兔作消化系统方面的研究；⑤其他：家兔对组织胺不敏感，对注射组织胺并不产生血压下降，甚至出现升压反应；因此，对家兔注射大量组织胺，并不能造成过敏性休克模型。

实验用家兔体重必须2.5公斤以上。

（二）小鼠

小鼠能用于复制许多病理过程和疾病，如：水肿、炎症、缺氧、多种癌、肉瘤、白血病、多种传染病、慢性气管炎等。

特点：①小鼠是实验室最常用的一种动物，价格低廉，便于大量繁殖，对动物实验同种、纯种、性别和年龄的要求，比较容易满足，生活条件也容易控制。因而只要符合实验要求，应尽量采用。它适合于需要大量动物的实验，容易满足统计学的要求。例如：胰岛素、促肾上腺皮质激素的生物效价测定，毒物半致死量的测定；②小鼠对许多疾病有易感性，因而适用于研究这类疾病，例如：血吸虫病、疟疾、流感、脑炎等病。小鼠的纯种品系甚多，每系有其独特的生物特性，对某些疾病易感，例如：C3HA系对癌瘤敏感，C58系则抗癌；因此，纯系小鼠广泛应用于各种肿瘤的研究；③当研究指标主要为组织学特别是电镜观察时，应用小鼠因器官较小，可节约人力、物力。例如：用于研究慢性气管炎时肺的变化；

④小鼠具有发达的神经系统，能应用于复制神经官能症模型；⑤小鼠对外界环境适应性差，不耐冷热，经不起饥饱，比较娇嫩；因此，做实验时要耐心细致，动作要轻，不然会干扰实验结果。

实验用小鼠常用品系有昆明种小鼠、BALB/C、C57BL/6等,必须6-8周龄，18-20克。可根据实验要求选择性别。

（三）大白鼠

大白鼠能用于复制许多病理过程和疾病，如：水肿、炎症、缺氧、休克、DIC、心肌梗塞、肝炎、肾性高血压、各种肿瘤等。

特点：①大白鼠和小白鼠相似，便于大量繁殖、对动物实验同种、纯种、性别和年龄的要求，比较容易满足，生活条件也容易控制，适合于需要大量动物而小白鼠不能满足实验要求时，如：间断亚硝胺口服或胃肠道外给药能诱发大白鼠

食道癌，而在小白鼠则很少引起食道癌；因而，在这种情况下，采用大白鼠较为合适；②大白鼠较小白鼠体大，对需要作大体型的实验，用大白鼠较为合适，例如：可用于直接记录血压，其血压反映较家兔为好，大白鼠可用于研究休克，DIC时血液循环变化，大白鼠后肢可用作肢体血管灌流实验，其心脏可用作离体心脏实验，从大白鼠胸导管采取淋巴能研究疾病时淋巴的变化；③大白鼠无胆囊，因此，常用大白鼠胆管收集胆汁，进行疾病时胆汁功能研究；④大白鼠的垂体-肾上腺系统功能很发达，常用作应急反应和肾上腺、垂体等内分泌功能实验，大白鼠的高级神经活动发达，因此，也广泛用于神经官能症的研究。

大白鼠常用品系有SD、Wister，常用6-8周龄，体重250克的大鼠。

动物的捉拿和固定及其他操作方法

动物的捉拿和固定是进行动物实验的基本操作之一，实验者应当掌握娴熟，首先，应对动物的一般习性有所了解，然后依其习性的不同，采用相应温顺的方法，迅速将其固定在便于实验操作和观察记录的体位。下面介绍几种常用动物的捉拿和固定方法。

（一）家兔的捉拿和固定,颈部手术、股动脉分离及插管

1，家兔的捉拿和固定：

家兔习性温顺，除脚爪锐利应避免被其抓伤，较易捕捉，捉拿时切忌以手提兔耳。拖拉四肢或提拿腰背部。正确的方法是用右手抓住其项背部皮毛，轻提动物，再以左手托住其臀部，使兔的体重主要落在左手掌心。

家兔的固定，依不同的实验需要，常用兔盒固定或兔台固定。我室采用兔台固定：在需要观察血压、呼吸和进行颈、胸、腹部手术时，应将家兔以仰卧位固定于兔手术台上，固定方法是，先以四条1.0cm宽的布带做成活的圈套，分别

套在家兔的四肢腕或踝关节上方，抽紧布带的长头，将兔仰卧位放在兔台上，再将兔头固定器固定。然后将两前肢放平直，把两前肢的系带从背部交叉穿过，使对侧的布带压住本侧的前肢，将四肢分别系在兔台的木桩上。练习耳缘静脉注射。

2，家兔颈部手术、股动脉分离及插管：

家兔称重固定于兔台后，剪去其颈部兔毛，在取5.0-7.0ml1%普鲁卡因皮下浸润麻醉，沿颈正中切开颈部皮肤约10.0cm，分离皮下筋膜组织，可见三块肌肉：即颈正中的胸骨舌骨肌，两侧的胸锁乳突肌。在胸锁乳突肌外缘与皮瓣交界处是颈外静脉，钝性分离光滑一侧颈外静脉，在下面穿两条线，结扎颈外静脉远心端，在近心端靠近结扎处剪一小口插入静脉导管（静脉导管连接静脉输液装置，注意排除管道的气体），结扎固定，打开静脉输液装置的螺旋夹，如果输液畅通时，即调整螺旋夹使液体维持5-10滴/分钟以保持插管通畅。

分离开胸骨舌骨肌，其下方是气管，分离并“倒T型”切开气管，插入气管插管及结扎。准备描计呼吸。

在气管的左右后方，各有一条与交感神经、迷走神经伴行的颈动脉，分离颈动脉并穿线两条，结扎颈动脉远心端，用动脉夹夹住近心端，在近心端靠近结扎处剪一小口插入动脉导管（动脉导管内充含肝素的生理盐水，并与血压计相连，血压计压力140mmHg左右），结扎并固定导管，松开动脉夹可测量血压。

剪去一侧腹股沟兔毛，触摸股动脉搏动以确定其位置，在1.0%普鲁卡因皮下浸润麻醉下，沿股动脉走行方向切开皮肤，分离皮下组织，在股动脉隐窝处找出并小心分离出股动脉，穿线两条，结扎股动脉远心端，用动脉夹夹住近心端，在近心端靠近结扎处剪一小口插入动脉导管（动脉导管与50mL注射器相连，并用肝素抗凝），结扎并固定导管，松开动脉夹可放血。

（二）大白鼠的捉拿和固定

大白鼠牙齿锋利，要提防被其咬伤，从鼠笼内捉拿时右手最好带手套，捉住其尾巴，提出置于实验台上，以左手拇指和食指、中指抓住两耳后项背部皮肤，将鼠固定在左手掌中，右手进行操作，也可伸开左手之虎口，敏捷地从背部插向腋下，使食指位于左前肢前，拇指、中指位于左前肢之后，一把抓住，右手进行操作，如操作时间较长，可参照家兔固定方法将其固定在大白鼠固定板上。

（三）小鼠的捕捉和固定

小鼠较大白鼠温和，虽也要提防被其咬伤手指，但勿需带手套捕捉。可先用右手抓住鼠尾提起，置于鼠笼或实验台上，用左手的拇指和食指抓住小鼠两耳后项背部皮肤，将鼠体置于左手心中，拉直后肢，以无名指及小指按住鼠尾。同时右手可手持注射器作小鼠腹腔等注射。

（汪思应）

实验二实验性肺水肿

［目的要求］

1.复制实验性肺水肿

2.结合理论掌握肺水肿的表现及其发生机理

［实验原理］

大剂量快速输液导致兔肺毛细血管流体静压升高，肺组织液生成大于回流，引

起肺水肿的发生。

［实验动物］

家兔，体重2.5 kg。

[药品及器材]

1.0%普鲁卡因，肾上腺素,生理盐水（0.9%NaCl）,常规小动物实验用器材。[步骤及观察]

一实验组

1.取兔一只，称体重后仰卧固定于兔台上、剪去颈部被毛，在1%普鲁卡因局麻下切开颈部皮肤，按常规操作，分离气管和一侧颈外静脉，在下面穿一线。切开气管，插入气管插管。准备描计呼吸。把静脉导管连接静脉输液装置，注意排除管道的气体。结扎颈外静脉远心端，在近心端靠近结扎处剪一小口插入静脉导管，结扎固定，打开静脉输液装置的螺旋夹，如果输液畅通时，即拧紧螺旋夹。

2.描计一般正常呼吸，并用听诊器听肺的呼吸音，然后输入37℃生理盐水（输入总量按100-120ml/kg,输记速度为180-200滴/分）待滴注将近完毕立即从输液瓶中加入稀释肾上腺素生理盐水（按肾上腺素0.45mg/kg体重）。

3.密切观察呼吸改变和气管插管是否有粉红色泡沫液体流出，并用听诊器听诊肺部有无湿性罗音出现，当证明肺水肿出现时，则夹住气管，处死动物，打开胸腔，用线在气管分叉处结扎（防止肺水肿液流出）在结扎处上方切断气管，小心把心脏及其血管分开，（勿损伤肺）把肺取出，用滤纸吸去肺表面的水分后称取肺重，计算肺系数，用排水法测肺体积。然后肉眼观察肺大体的改变，并切开肺，观察肺水肿和正常肺组织切片。

肺系数=肺重（克）/兔体重（千克）

正常肺系数4.0-5.0

二对照组

与实验组基本相同，除不加肾上腺素外。

[注意事项]

1.实验兔和对照兔的输记速度应基本一致，输液不要太快，以控制在180-200滴/分为宜。

2.解剖取出肺时，注意勿损伤肺表面和挤压肺组织，以防止水肿液流出，影响肺的数值。

（郑红、汪思应）参考实验一兔小肠灌溉的水肿模型复制

[实验目的]

1．学会小肠灌溉标本的制作。

2．了解毛细血管压，胶体渗透压，晶体渗透压在水肿发生中的作用。

[实验目的]

利用血管机械阻断与否，使局部组织液生成增加或减少。

[药品和器材]

生理盐水（0.9%NaCl），10.0%NaCl、0.1%肝素、普鲁卡因。小动物手术器械一套（每套大号止血钳各两把，中号采止血钳两把，弯直小号止血钳各两把，有齿镊各一把，眼科剪和镊各一把，组织剪和粗剪各一把，手术刀片的刀柄一

副）、粗细缝线各一卷，2ml和5 ml和30 ml注射器（第6号针头），标本架（弹簧夹）一个，搪瓷碗（25 ml）和搪瓷方盘各一个。

[实验动物]

家兔，体重2.5 kg。

[实验步骤]

（一）兔小肠灌流标本的制作

1.取家兔一只，称重后背位固定于兔板，1%普鲁卡因局部麻醉后，自剑突下

2.0cm做腹部正中切口约8.0cm，打开腹腔，用温盐水纱布覆盖切口及周围皮毛。

2.在左腹侧腔将小肠轻轻牵出，并一侧（使动脉位于静脉之上）。找到肠系膜前动、静脉（相当于人的肠系膜上A、V），管径较细，色红且有搏动的一根为动脉，另一根为静脉。

3.在靠近肠系膜前动脉的根部用小弯止血钳分离动脉约1.5 cm，分离时注意不要损伤动脉的分支。然后穿两根细线备用。

4.自耳缘静脉注射0.1%肝素1.0 ml/kg，1-2分钟后结扎肠系膜前动脉的近心端，向远心方向插入细塑料管约1.0cm。扎牢后，将此线在细塑料管上再做一次结扎以防脱落。

5.于动脉插管结扎线下第一根动脉分支的上方，动脉和静脉之间穿一根粗线将肠管和静脉一并结扎，然后在第一根分支的上方再穿一线将肠管单独结扎，并从两扎线间将肠管和静脉切断。注意标本侧的静脉是游离的，其内的液体可以自由流出。

6.自扎线处开始向下排空小肠约25.0 cm，在小肠20.0 cm和离动脉插管5 .0cm

的血管处穿两根粗线，将肠管和血管一并结扎两次，然后在两结扎线间剪断，最后沿图中虚线所示游离标本。

7.将标本悬挂在标本架上，在肠游离缘上支肠长垂直剪3-4个小口，以肠腔内容物能流出为度。

8.以5 ml注射器吸取生理盐水，经动脉插管冲去血管中的血液，该标本即可用于灌溉。

（二）灌流装置的准备。

（三）灌流: ①0.9%NaCl; ②中分子右旋糖苷灌流, 25 cm水柱压力加压灌流; ③0.9%NaCl灌流;④10.0% NaCl灌流;⑤100 cm水柱压力加压灌流。[结果与讨论]

（郑红、汪思应）

实验三缺氧

[实验目的]：

1，在动物身上复制缺氧性、血液性等缺氧模型；

2，并观察缺氧动物呼吸，活动状态、皮肤及内脏颜色的变化，分析不同类型缺氧的发病机理；

3，观察麻醉、年龄等因素对缺氧耐受性的影响。

[实验原理]：

人为制造小白鼠处于密闭环境，由于不断用氧，使其吸入气体氧分压下降，复制小鼠低张性缺氧动物模型，腹腔注射亚硝酸盐、吸如CO复制小鼠等张性缺氧动物模型。

[实验动物]：小白鼠（18-22g,雌性或雄性）。

[药品器材]：碳酸氢钠、甲酸、浓硫酸、5%亚硝酸钠、1%美兰、10%乌拉坦，0.1%氰化钾、生理盐水、凡士林、25 ml广口瓶、一氧化碳发生装置、手术剪刀、镊子、30 ml、5 ml及1 ml注射器、氧气袋。

1.低张性低氧血症：取体重相似，性别相同的小白鼠三只分别装入三个广口瓶内，观察小白鼠正常活动情况，呼吸频率（次/10秒），深度、皮肤和口唇的颜色，然后塞紧瓶塞，记录时间，以后每三分钟重复观察上述指标一次（如有其他变化则随时记录）直到动物死亡为止。动物尸体在实验做完后，依次打开腹腔，比较血液或肝脏颜色。

2，麻醉对机体耐受缺氧的影响：体重相近的小白鼠两只，其中一只腹腔内注入10.0%乌拉坦0.1ml/10g。分别放在广口瓶中，塞紧瓶塞后，开始记时。以下步骤同实验1。

3，年龄对机体耐受缺氧的影响：取1只成年鼠和一只新生红皮鼠，同放在一个广口瓶（红皮小鼠放入一小青霉素瓶中）盖紧瓶塞，观察小鼠活动等情况，记录生存时间。

4，亚硝酸的中毒缺氧：取体重相近小鼠3只，甲鼠腹腔内注射5.0%亚硝酸钠0.2 ml，乙鼠在注射亚硝酸钠后（同剂量），再注射1%美兰0.2 ml，丙鼠腹腔内注射生理盐水0.2 ml对照。观察各鼠呼吸、皮肤颜色和全身活动，存活时间。

5，一氧化碳中毒缺氧：取小鼠两只，观察正常活动，口唇、鼻、尾部皮肤颜色，呼吸频率。取1只小鼠放入250 ml广口瓶内，用注射器抽10 ml一氧化碳注入瓶内，立即盖上瓶盖，注意动物行为状态和皮肤颜色变化，呼吸频率。待小鼠痉挛跌倒时，迅速打开瓶盖，取出小鼠并进行通氧等急救措施，观察

恢复情况；另一只小鼠重复CO中毒实验，但不进行抢救，死后进行解剖，观察皮肤、内脏和血液的颜色。

6，请自己设计一实验，观察环境温度对小鼠缺氧耐受性的影响（附于实验报告中）。

（汪思应、郑红）

参考实验二再吸入式缺氧

[实验目的]：

1．在动物身上复制乏氧性缺氧模型；

2．并观察缺氧动物血氧指标变化，分析不同类型缺氧的发病机理；

[实验原理]：

人为制造家兔处于密闭环境，使其吸入气体氧分压下降，复制家兔低张性缺氧动物模型，并观测血氧指标的变化。

[实验动物]：

家兔，体重2.5 kg。

[药品器材]：生理盐水（0.9%NaCl），20.0%NaOH、0.1%肝素、普鲁卡因。小动物手术器械一套（每套大号止血钳各两把，中号采止血钳两把，弯直小号止血钳各两把，有齿镊各一把，眼科剪和镊各一把，组织剪和粗剪各一把，手术刀片的刀柄一副）、粗细缝线各一卷，2ml和5 ml和30 ml注射器（第6号针头），标本架（弹簧夹）一个，搪瓷碗（25 ml）和搪瓷方盘各一个，氧气袋，

血压计，血红素测定装置等。

[实验步骤]：

1，称重后背位固定于兔台上，手术部位去毛。

2，1%普鲁卡因局麻下，切开颈部正中皮肤约5-8 cm，分离气管并作气管插管，于气管两侧分离颈总A穿线备用。

3，局麻下，切开腹股沟部皮肤，分离一侧股动脉，穿线备用。

4，耳缘V注入肝素2.0ml/kg(500u/ml),使全身肝素化。

5，侧颈总A做动脉插管结扎固定并与血压描计相连。气管插管与呼吸描计相连，股A内插入通针头的细塑料管，结扎备用。

6，描计正常呼吸曲线（包括血压曲线）。以另一侧颈总A行夹闭反射。

7，自股A放血数滴于表面器皿上测动物HB含量。

8，用吸管吸取20.0%NaOH10-20 ml于再吸入式缺氧瓶内，塞紧瓶塞。将瓶之A端与气管插管之侧管相连，使兔的呼吸只能与缺氧瓶水柱压记相通，立即记录开始缺氧时间，缺氧过程中，不断摇动缺氧瓶，使兔呼出气之CO2充分为NaOH所吸收。

9，意动物血压及呼吸变化，当血压降至原水平1/2时，立即自股动脉采血（开始几滴血液弃去），测定HB含量，并行颈A夹闭反射。

10，血压降至20mmHg时，停止缺氧，观察其恢复情况

改良沙利氏血色素测定法

①于血色素稀释管内加1%盐酸至10.0%刻度处。

②用血红蛋白吸管于表面皿内吸血至20立方毫米刻度处，用脱脂棉擦去管口周围的血液。

③将吸管迅速浸入稀释管中的盐酸内，轻轻将管内血液吹出，反复吸入上部之

盐酸将吸管的血洗净，将稀释管插入血色素比色架内，静止10分钟。

④10分钟后于比色管内缓慢加入蒸馏水稀释，边加边混匀，当管内颜色接近于

标准比色柱时，加水的速度要慢。

⑤当管内颜色与标准比色柱一致时，从管壁刻度记下读数，即为100ml血压所

含血红蛋白的克数。

（郑红、汪思应）

参考实验三钾代谢障碍

[目的要求]

1.观察高血钾对心脏的毒性作用

2.了解和掌握高血钾心电图改变的特征。

[实验原理]

腹腔或静脉注射钾，造成动物血清钾增高。

[实验动物]

鼠(SD或Wister, 250.0g) 或家兔(体重2.5 kg)。

[药品与器材]

20.0%乌拉坦溶液、2.0%、5.0%、10.0%氯化钾溶液。5ml注射器、小儿头皮针、手术剪、心电图机或二导生理记录仪。

[实验步骤与观察]

1.鼠高血钾

（1）动物称重、仰卧固定，用20.0%乌拉坦0.5ml/100g体重腹腔注射麻醉。（2）在心电图机原有的电极检紧包铝皮，套上6号注射针头（勿松动）。然后将

电极分别入四肢踝部皮下，导线按右前肢（红），左前肢（黄）、右后肢（黑）、左后肢（绿）顺序。（如用生理二导记录仪，则按二导仪导线联后方式连接）。（3）记录一段正常心电图，纸长以每实验小组内每人分到4-5个园形为度。（4）由腹腔推入5.0%氯化钾1.0 ml，注射后5分钟记录一次心电图变化。（或注射2.0%氯化钾2.0 ml）

（5）从首次推注氯化钾起，每5分钟再注射5.0%氯化钾0.5 ml。每次注后5分钟记录一次心电图改变（有可能要随时记录）发生室颤时，立即开胸观察心跳状态。

2.兔高血钾

（1）称重后仰卧固定，可不麻醉，若躁动可用20.0%乌拉坦5.0 ml/kg耳缘静脉麻醉。

（2）局麻下由胸壁正中线切开皮肤，切口约4-5厘米，分离左侧胸壁肌肉，用粗剪刀在靠近胸骨缘处剪断第二及第三肋骨，用扩胸器撑开胸腔切口，暴露心脏。（3）连接心电图导线，按右前肢（红）、左前肢（黄）、右后肢（黑）、左后肢（绿）顺序。

（4）记录一段正常心电图。（或二导仪）

（5）用小儿头皮针插入耳缘静脉，并用胶布固定，经耳缘静脉推注2.0%氯化钾1.0 ml/ kg 1分钟注完，注射后5分钟记录一次心电图或二导仪的变化。

（6）以后每5分钟由耳缘静脉注入2.0%氯化钾2 ml，间断记录心电变化，若在30分钟仍未出现室颤，可由耳缘静脉缓慢注入10%氯化钾，并观察心电变化情况，直至家兔心脏停博。

[注意事项]