双向电泳

双向电泳
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双向电泳的应用及研究进展

摘要:双向电泳是蛋白质组学研究中最常用的技术,具有简便、快速、高分辨率和重复性等优点。本文重点介绍了双向电泳的基本原理及其应用。同时对当前双向电泳技术面临的挑战和发展前景进行了讨论。

关键词: 双向电泳,应用,前景

1.1双向电泳技术概述

双向电泳(two-dimensional gel electrophoresis, 2-DE)是蛋白分离的黄金标准,由此可以分析生物样品的显著差别,

产生的结果用于诊断疾病、发现新的药物靶标和分析潜在的环境和药物的毒性。双向电泳分离技术利用复杂蛋白混合物中单个组分的电泳迁移,第一向通过电荷的不同分离,另一向通过质量的不同分离。双向电泳协同质谱技术是正在出现的蛋白组学领域的中心技术。双向电泳是一种分析从细胞、组织或其他生物样本中提取的蛋白质混合物的有力手段,是目前唯一能将数千种蛋白质同时分离与展示的分离技术,其高分辨率、高重复性和兼具微量制备的性能是其他分离方法所无与伦比的。双向电泳技术、计算机图像分析与大规模数据处理技术以及质谱技术被称为蛋白质组研究的三大基本支撑技术。可见双向电泳在蛋白质组学研究中的重要性。就像Fey和Larsen在他们的综述中提到:“尽管人们都想有新技术取代它,可是如果希望对细胞活动有全面的认识,其他技术无法在分辨率和灵敏度上与双向电泳相媲美”。

1.2双向电泳基本原理

1975年,意大利生化学家O’Farrell发明了双向电泳技术[1],双向电泳是指利用蛋白质的带电性和分子量大小的差异,通过两次凝胶电泳达到分离蛋白质群的技术。双向电泳技术依据两个不同的物理化学原理分离蛋白质。第一向电泳依据蛋白质的等电点不同,通过等电聚焦将带不同净电荷的蛋白质进行分离。在此基础上进行第二向的SDS聚丙烯酰胺凝胶电泳,它依据蛋白质分子量的不同将之分离。双向电泳所得结果的斑点序列都对应着样品中的单一蛋白。因此,上千种蛋白质均能被分离开来,并且各种蛋白质的等电点,分子量和含量的信息都能得到。

2双向电泳的应用

双向电泳的分辨率较高,自第一次应用该技术以来,其分辨率已从15 个蛋白质点发展到10 000多个蛋白质点。一般的双向电泳也能分辨 1 000~3000 个蛋白质点。因此,近年来,双向电泳被广泛应用于农业、医学等研究领域。

2.1 在动物科学中的应用

在动物科学研究方面,双向电泳被广泛应用于小鼠血清蛋白、卵巢蛋白、兔晶状体蛋白质、昆虫离体细胞膜蛋白、户尘螨蛋白、家蚕雌性附腺及其Ng突变体蛋白质、大腹园蛛毒素蛋白质、家蚕蛋白质、牛精液蛋白、猪巨噬细胞蛋白等方面的研究。如钟小兰等[2]利用双向电泳技术分析肝郁症模型大鼠血清蛋白质组的差异表达。王治东等[3]采用蛋白质组学的双向电泳和蛋白质氨基酸序列分析技术研究了8Gy γ射线照射后24 h 小鼠血清蛋白质的变化。马翔等[4]通过双向电泳和质谱技术分析性成熟小鼠卵巢蛋白质组,并对其中的一种蛋白质进行免疫组化研究。刘奕志等[5]通过双向电泳和质谱鉴定有效分离和分析兔晶状体蛋白质组的特性,为白内障的防治带来新的前景。柳亦松等[6]以大腹园蛛粗毒为材料利用双向电泳技术获得蛋白质组双向电泳图谱,检测到500 个左右的蛋白质点,并对其中部分蛋白质点进行了质谱分析。靳远祥等[7]采用双向凝胶电泳和计算机辅助分析方法,分别对家蚕(Bombyx mori)限性黄茧品种雌蚕(黄茧)和雄蚕(白茧)的中部丝腺组织细胞蛋白质进行分离和比较分析。

2.2 在植物中的应用

在植物科学研究方面,双向电泳被广泛应用于水稻蛋白质、小麦蛋白质、茶树蛋白质、杉树蛋白质等方面的研究。如易克等[8]利用双向电泳技术对水稻种子胚乳蛋白进行了分析,获得了较好的电泳图谱,为探讨水稻灌浆期间与籽粒充实相关蛋白表达的变化,建立了一套适于水稻种子胚乳蛋白双向电泳分析技术。Picard 等利用双向电泳分析了亲缘关系较近的硬粒小麦不同株系的遗传多样性。林金科等[9]利用双向电泳技术分析了茶树蛋白质组,探索出一种可获得重复性好,清晰度高的蛋白质双向电泳图谱技术,并发现

一种辨别茶树蛋白质样品质量好坏的简便方法。杨梅等[10]建立了适用于杉叶片蛋白质组研究的双向电泳技术,对杉木叶片蛋白质的溶解方法、上样量、IEF 及SDS-PAGE 电泳等关键步骤进行了优化。另外,梁文裕等[11]应用双向电泳技术分析了龙眼胚胎分化发育过程中蛋白质组分的变化。丁坤善等[12]建立了油松雌性不育系球果蛋白质双向电泳技术体系。李慧玉等[13]对樟子松突变丛生枝蛋白质进行了双向电泳分析。

2.3 在医学中的应用

目前许多研究者利用双向电泳对人体的各种组织、器官、细胞进行了研究,为疾病的诊治及了解发病机制提供了新的手段,例如,在肿瘤的研究中,寻找与肿瘤发生、发展和抗药性有关的蛋白,孙庆、杨小玉等[14]对骨肉瘤组织和正常组织进行了双向电泳分析,得到较好的电泳图谱,建立和优化人骨肉瘤蛋白质组双向电泳图像分析方法。苏坚[15]采用二维电泳、图像分析、质谱技术等方法在相同条件下,对二烯丙基二硫(DADS)处理前后SW480细胞两种样品的总蛋白质进行双向电泳,其中167个匹配的蛋白质点存在表达量上的差异。与对照组相比,处理组蛋白质表达量下调的有69 个,利用基质辅助激光解吸电离飞行时间质谱(MALDI-TOF-MS)对其中8个表达明显下调的蛋白质斑点进行分析鉴定,获得相应的肽质量指纹图谱(PMF),通过数据库搜索,确定了这8 个蛋白,这些差异蛋白质涉及细胞周期调控、细胞分化、细胞凋亡及细胞分裂增殖等众多事件。从而说明,DADS可能具有抑制结肠癌细胞生长,阻滞细胞周期,诱导细胞分化及凋亡的作用。

利用双向电泳技术建立和优化了人血清蛋白质图谱,为进一步开展疾病的血清蛋白质组学研究奠定基础。刘希成等[16]对人未做处理的血清以及去除白蛋白和免疫球蛋白G(IgG)的蛋白质组学方法进行比较和优化,质谱分析了9 个差异蛋白点,鉴定为8 种蛋白质,其中7 种为功能蛋白质。胡成效等[17]通过双向电泳分析系统性红斑狼疮(SLE)患者外周血单个核细胞蛋白质表达谱的变化,发现有11 个蛋白点在SLE 患者组表达上调,9 个表达下调,SLE 患者外周血单个核细胞蛋白质表达发生了明显改变,为从淋巴细胞蛋白质谱变化的整体角度上阐明SLE 发生的分子机制及免疫调控通路奠定了基础。赵慧辉[18]采用双向凝胶电泳和基质辅助激光解析电离飞行时间质谱(MALDI-TOF-MS)对8 例心绞痛血瘀症患者血瘀症程度变化前后的血浆进行比较蛋白质组学研究,寻找心绞痛血瘀症相关蛋白。结果初步发现了凝聚素(Clusterin)、载脂蛋白A-Ⅰ(ApoA-Ⅰ)在血瘀症程度变轻后表达增加,而纤维蛋白原β链(Fibrinogen βchain)、维生素D 结合蛋白(Vitamin D-Binding Protein)、结合珠蛋白β链(Haptoglobin βchain)等在血瘀症程度变轻后表达降低。以上这些物质均可能与心绞痛血瘀症相关,但结果有待运用其它生物学的方法进行具体的验证并探索其机制。另外双向电泳还应用在临床诊断、病理研究、药物筛选、新药开发、食品检测、甚至物种鉴定等方面。

3双向电泳技术的局限性及方法的改进

虽然双向电泳技术具有其他蛋白质分离技术无可比拟的分离能力,目前仍然存在着一些技术细节上的挑战和缺陷。主要有以下几个方面:

3.1蛋白样品制备效率偏低

样品制备是双向电泳的第一步,其成功与否是决定双向电泳分离能力高低的关键。在蛋白质样品提取过程中,一些低浓度蛋白质往往会相对过早丢失。此外,一些难溶的蛋白,尤其是膜蛋白的提取效率较低。目前一些公司如Bio-Rad研制出一种顺序提取试剂盒,专用于提取一些难溶的膜蛋白。

3.2疏水性膜蛋白的难于分离与检测

一般来说,疏水性膜蛋白比亲水性蛋白质更难操作。膜蛋白更易于聚集在管壁上,由于蛋白质组的研究常在nmol甚至fmol水平上进行,这种特性将会导致很大的损失,甚至完全丢失。另外,α-螺旋跨膜蛋白在变性的2-D胶上不能很好被有效分离。若要分离这些蛋白质,需要有机溶剂分馏法或者反相HPLC等技术的辅助。

3.3极端酸性或碱性蛋白质的难于分离

极性蛋白质尤其是碱性蛋白质在细胞中常与DNA结合,在信号转导中起着调控作用,因此分离这类蛋白质有着很重要的意义。在胶条水合时,选用窄范围IPGs(固相PH梯度胶条)如pH 3~7或pH 7~10水合上样会引起明显的横纹,影响蛋白点的分离。目前用杯上样水合可以提高分离效果。在杯上样时,一般将蛋白样品

放在酸性窄范围IPGs的阴极端或在碱性窄范围IPGs的阳极端。

3.4蛋白质的动态分辨率有待提高

对于一根固定长度和pH范围的IPGs胶条,最多能分离几千个蛋白质。因此,要将某一种组织的所有蛋白质在仅一个pH范围的IPGs上分离是不可能的。一般采用多个pH范围的IPGs进行分离。在样品水合上样前,需将蛋白样品按不同pH范围进行预分离,可以提高低丰度蛋白质的分辨率。

3.5自动化程度需进一步提高

在双向电泳进行过程中,有不少步骤需要手工操作,因此比较费时,而且易产生误差,造成低重复性。也不利于实现高通量分离蛋白质。目前,双向电泳后半部分操作如蛋白胶图的软件分析和蛋白点的切割和处理已实现半自动化,大大加速双向电泳进程。蛋白质组学理想的高通量全系统方法应包括以下部分:样品收集技术、高分辨电泳装置、自动化凝胶染色仪、半自动化图像分析软件、机器人模拟的斑点处理过程、MALDI-TOF 和串联质谱仪,并且具有整合的生物信息学软件,可以链接到单个模块并进行畅通的样品处理、追踪、数据分析和数据归档。

3.6蛋白质定量的问题

在蛋白样品水合前,一般需要测定样品中蛋白含量。最常用方法用Bradford法测定蛋白浓度。由于蛋白样品含有去污剂如SDS和还原剂DTT等物质,因此,用此法测定蛋白浓度线性关系差,测定结果出现偏差,给不同样品或处理条件下蛋白表达差异比较带来误差。目前,一些公司已经开发了蛋白定量测定试剂盒,提高样品中蛋白定量的准确性。

4 前景与展望

目前双向电泳技术尚未完善,手工操作较多,经验性强,且存在许多局限性,尽管如此,该技术目前仍然是蛋白质组研究中不可替代的分离方法,随着蛋白质组学的兴起,对技术有了新的要求和挑战。随着相关学科的发展和技术的进一步完善以及新仪器的开发,限制双向电泳的羁绊不断被突破,双向电泳将在今后的研究中以其独到的优势继续发挥不可替代的作用。

双向电泳技术在生物医学中的应用现状和应用前景

1 双向电泳技术

1.1双向电泳技术概述

双向电泳(two-dimensional gel electrophoresis, 2-DE)是蛋白分离的黄金标准,由此可以分析生物样品的显著差别,

产生的结果用于诊断疾病、发现新的药物靶标和分析潜在的环境和药物的毒性。双向电泳分离技术利用复杂蛋白混合物中单个组分的电泳迁移,第一向通过电荷的不同分离,另一向通过质量的不同分离。双向电泳协同质谱技术是正在出现的蛋白组学领域的中心技术。双向电泳是一种分析从细胞、组织或其他生物样本中提取的蛋白质混合物的有力手段,是目前唯一能将数千种蛋白质同时分离与展示的分离技术,其高分辨率、高重复性和兼具微量制备的性能是其他分离方法所无与伦比的。双向电泳技术、计算机图像分析与大规模数据处理技术以及质谱技术被称为蛋白质组研究的三大基本支撑技术。可见双向电泳在蛋白质组学研究中的重要性。就像Fey和Larsen在他们的综述中提到:“尽管人们都想有新技术取代它,可是如果希望对细胞活动有全面的认识,其他技术无法在分辨率和灵敏度上与双向电泳相媲美”。

双向电泳常见问题

双向电泳常见问题 1. 重泡胀后的胶可以不用转移到另一个电泳槽,直接跑2D 的一向吗? 一般情况下是可以的。但当上样量特别大时,可能会有一部分蛋白质没有被胶条吸收,这样跑完1D 和2D 胶后,会有很多横向条纹。所以在这种情况下,最好在重泡胀后,将胶条转移到另外一个电泳漕中进行电泳。 2. 为什么我在等电聚焦前加的矿物油在聚焦后会减少,暴露出了胶条的背面? 这是因为BioRad 的电泳槽有个盖子。为了固定电泳槽中的胶条,这个盖子上设计了对应的突起,以便压住胶条。由于虹吸作用,这个突起会导引矿物油到相邻的空电泳槽,从而降低有胶条的电泳槽中的矿物油液面。如果由此把胶条暴露在空气中,那对等电聚焦的影响将是毁灭性的。为了防止这个现象的发生,可以在相邻的空电泳槽里,也加入适量(80 %满)的矿物油。 3. 跑第一向时,为什么要设定一个电流的最大值电压(50 μ A/ 胶)? 电流的平方和功率成正比。电流增大,功率增大,放出的热量也随之增大,就会导致胶条的温度增加。当温度超过30 摄氏度时,缓冲液里的尿素就容易解离,产生一些极性分子,从而对等电聚焦产生影响。 4. 跑第一向时,为什么刚开始的电压比较低,而后逐渐增高? 刚开始时,体系内的带电小分子比较多(比如无机盐和双极性分子)。所以在这个阶段,电流主要是由这些小分子的移动所产生的。由于这些分子质量小,移动他们不需要很高的电压。当这些小分子移动到他们的目的地时(无机盐移动到极性相反的电极;两性分子移动到对应的pH 条带),体系内的蛋白质才开始肩负起运载电流的任务,逐渐向所对应的pH 区域移动。 5. 跑第一向时,为什么会产生一条蓝色的条带,并逐渐向酸性端移动? 蓝色条带是缓冲液中痕量的溴酚蓝被聚焦所产生的。溴酚蓝也是pH 指示剂,当它移动到酸性区时(pH4 ),颜色会变成黄色。溴酚蓝的这个移动过程大体上发生在极性小分子的聚焦之后,蛋白质大分子聚焦之前。 6. 跑第一向时,为什么电压总达不到预定值? 当上样量比较大时或体系内盐分比较多时,聚焦的电压有可能达不到所设定的数值。 7. 跑第一向时,在电压达到预定值后,电流为什么会降低? 当上样量比较少时,所有蛋白在较短的时间内就移动到所对应的pH 值区域值,从而变成中性分子。这样,体系的电阻越来越大,在恒定的电压下,电流就会越来越小。 8. 跑第一向时,为什么在两个电极丝附近有气泡产生? 等电聚焦完成后,所有的蛋白质都移动到了相应的pI 值区域,而成为中心分子。这是加在体系上的电压就开始电解水分子,在阳极产生氧气,在阴极产生氢气。 9. 重泡胀缓冲液(rehydration buffer)中的硫脲的作用是什么,双极性分子的作用是什么?硫脲的作用是增加蛋白质的溶解性,特别是碱性蛋白的溶解性。双极性分子的作用也是增加蛋白质的溶解性。当蛋白移动到相应的pH 值后,就变成了中性分子。而不带电荷的蛋白质分子容易聚集,从而降低其在随后的二向胶时的迁移效率,可能会造成竖的脱尾。而硫脲和双极性小分子则会鉴定中性蛋白质之间的相互作用,防止它们的聚集。 10. 怎样估计2D 胶上蛋白质点的分子量和pI 值? 可以用BioRad 生产的2D 胶标准蛋白来校准。也可以用体系内已知蛋白来做比对。11. 为什么2D 胶上的蛋白点有横的和竖的脱尾? 横的脱尾可能是:1 )一向等电聚焦不完全;2 )某些蛋白质本身的原因(糖蛋白);3 )

双向凝胶电泳(2-DE)_百替生物

双向凝胶电泳(2-DE) 双向凝胶电泳的原理是第一向基于蛋白质的等电点不同用等电聚焦分离,第二向则按分子量的不同用SDS-PAGE分离,把复杂蛋白混合物中的蛋白质在二维平面上分开。近年来经过多方面改进已成为研究蛋白质组的最有使用价值的核心方法。 分离蛋白质组所有蛋白的两个关键参数是其分辨率和可重复性。在目前情况下,双向凝胶电泳的一块胶板(16cm×20cm)可分出3~4千个,甚至1万个可检测的蛋白斑点,这与10万个基因可表达的蛋白数目相比还是太少了。80年代开始采用固定化pH梯度胶,克服了载体两性电解质阴极漂移等许多缺点而得以建立非常稳定的可以随意精确设定的pH梯度。由于可以建立很窄的pH范围(如0.05U/cm),对特别感兴趣的区域可在较窄的pH范围内做第二轮分析,从而大大提高了分辨率。此种胶条已有商品生产,因此基本上解决了双向凝胶电泳重复性的问题。这是双向凝胶电泳技术上的一个非常重要的突破。第二向SDS-PAGE有垂直板电泳和水平超薄胶电泳两种做法,可分离10~100kD分子量的蛋白质。 其中灵敏度较高的银染色法可检测到4ng蛋白,最灵敏的还是用同位素标记,20ppm的标记蛋白就可通过其荧光或磷光的强度而测定。用图像扫描仪、莱赛密度仪、电荷组合装置可把用上述方法得到的蛋白图谱数字化,再经过计算机处理,去除纵向和横向的曳尾以及背景底色,就可以给出所有蛋白斑点的准确位置和强度,得到布满蛋白斑点的图像,即所谓“参考胶图谱”。蛋白质组研究的主要困难是对用双向凝胶电泳分离出来的蛋白,进行定性和定量的分析。最常用的方法是先把胶上的蛋白印迹到PVDF(polyvinylidene difluoride)膜上后再进行分析,确定它们是已知还是未知蛋白。现在的分级分析法是先做快速的氨基酸组成分析,也可先做4~5个循环的N末端微量测序,再做氨基酸组成分析;结合在电泳胶板上估计的等点电和分子量,查对数据库中已知蛋白的数据,即可作出判断。有文献报道,N末端4个残基序列的数据就可以给出很多的信息而得到相当准确的结果。如再结合C末端序列,判断结果的准确性会更高。对分离得到的蛋白质作进一步的确切鉴定需要有足够数量的纯蛋白,电泳时蛋白质已经过了高度纯化。现在一块胶板可允许上到高达mg数量级的样品,因此每个分离的蛋白斑点可有μg数量的蛋白,这样使本来是微量的蛋白也可希冀被鉴定。 蛋白质的翻译后修饰和加工,是指在肽链合成完成后进行的化学反应,如磷酸化、羟基化、糖基化、二硫键形成,以及最近发现的蛋白质自剪接等等,可能有一百种以上。翻译后修饰和加工对蛋白质的正常生理功能是必需的,它们的变化往往和疾病的发生有关。用双向凝胶电泳可以进行翻译后修饰的研究,如用32P标记可以研究磷酸化蛋白的变化。双向凝胶电泳中常可发现的蛋白质拖曳现象,很可能是一个蛋白的不同翻译后修饰产物所造成的。拖曳图像变化在疾病诊断上可能提供重要的信息。 双向凝胶电泳技术当前面临的挑战是:(1)低拷贝蛋白的鉴定。人体的微量蛋白往往还是重要的调节蛋白。除增加双向凝胶电泳灵敏度的方法外,最有希望的还是把介质辅助的激光解吸/离子化质谱用到PVDF膜上,但当前的技术还不足以检出拷贝数低于1000的蛋白质。(2)极酸或极碱蛋白的分离。(3)极大(>200kD)或极小(<10kD=蛋白的分离。(4)难溶蛋白的检测,这类蛋白中包括一些重要的膜蛋白。(5)得到高质量的双向凝胶电泳需要精湛的技术,因此迫切需要自动二维电泳仪的出现。 双向电泳操作方法 1蛋白质样品制备 秧苗蛋白质样品的提取按Davermal等(1986)的方法进行。100mg材料剪碎后加入10mgPVP-40(聚

双向电泳笔记

1.当你在首次对未知样品进实验时,建议你使用以下的样品溶液: 将蛋白溶解在: ·8M尿素,4%CHAPS, 60 mM DTT, 2% Pharmalyte 3-10, 0.002%溴酚蓝。 溶解大蛋白或疏水蛋白量更难溶的蛋白可以使用以下方法: ·7M尿素,2M硫脲,4%CHAPS, 60M DTT, 2% Pharmalyte pH 3-10, 0.002%溴酚 蓝。 2.为了从蛋白含量很低并且含有大量干扰物质的组织(如植物组织)中制备样品,你可以使用以下推荐方法。该方法产生的蛋白溶液中不包含盐,核酸及其它污染物。 ·将组织在研钵中用液氮研碎。将粉末悬浮在含有10%TCA,0.3%DTT的丙酮中。 在-18?C 条件下过夜并离心。用丙酮清洗沉淀,干燥沉淀并将沉淀溶于9M尿素, 2%CHAPS,1%DTT,2% Pharmalyte 3-10(52,63)中。 3.等电聚焦在变性条件下进行,能产生高分辩率和高清晰度的结果。利用尿素和去污剂的混合液,能达到完全的变性和溶解,确保各种蛋白质以单一形态存在,并且减少凝集和分子间的相互作用。 尿素(Urea):使蛋白质溶解和变性,通常使用浓度为8mol/L,但为了使蛋白质完全溶解的需要,尿素的浓度往往增加到9或9.8mol/L。 CHAPS :促使疏水蛋白质溶解并减少蛋白质间的结合 还原剂:打断二硫键使蛋白质完全展开,往往使用DTT或DTE 载体两性电解质混合物:载体两性电解质的混合物在等电聚焦过程中不影响梯度,还能促进样品的溶解度,并且等电聚焦过程中在整个梯度范围内能产生更一致性的导电性。 经典的再水化液组成:8 M urea, 0.5% (w/v)CHAPS, 0.2%(w/v)DTT, 0.5% IPG缓冲液或Pharmalyte, 0.002%溴酚蓝。 ***不要让干燥的IPG胶条在室温下存留时间超过10分钟,胶条会从空气中吸收水分,将IPG 胶条密封好在-20℃以下温度保存。再水化至少需要十个小时。 矿物油加入:利用微量移液器从槽的一端逐滴加入,直至一半条胶被覆盖,然后从另一端逐滴加入,直至整条胶被覆盖。 ****聚焦时间过长会发生过聚焦,导致产生水平的条纹,可以在双向电泳的最后结果中见到。 4.可选操作:加入分子量标准蛋白。

胶内酶切及MALDI-TOF-TOF质谱鉴定操作步骤

蛋白质肽谱制备 1.凝胶,用解剖刀将胶带切成1-2mm2大小的胶片放入小管中。 ★凝胶染色分为:A:硝酸银染色 B:考马斯亮蓝染色 C:胶体蓝染色 ★胶粒分为:A:一维SDS-Page胶粒 B:二维双向电泳胶粒 2.凝胶加入脱色液100ul浸泡,振荡20min,弃取溶液,重复1-2次直至蓝色褪尽,乙腈100ul,弃废液。 ★如果为二维双向电泳胶粒,直接进行第3步骤。 ★如果为一维SDS-Page胶粒,需要加两个步骤: ①加入50uLDTT还原液,30min,56度,弃废液,加100ul乙腈脱水5-10min ②加入50ul碘乙酰胺烷基化,于暗处30min(开冻干机) 3.凝胶加100ul脱色液,洗5-10min,乙腈100ul,弃废液,冰冻干燥20min. 4. 凝胶加入15-20ul酶液(0.01ug/ul),置于4度放置30min,待酶液完全被吸收,补充酶解缓冲液(25mMNH4HCO3)15-20ul,使胶完全浸没,37度保温15小时以上或过夜。 ★如果一管中的胶粒很多,15-20ul酶液不足让所有胶粒都吸涨,可视情况多加酶液。补同体积酶解缓冲液后,胶粒刚好被液体浸住。(后边提取液I、提取液II也可相应多加,且提取时间也可相应增长。)5.加提取液I(5%TFA)100ul,40度加热水浴1小时,每30min,超声一次,3min左右。 6.将提取液吸到另一干净的管中,冰冻干燥;向胶块中加入提取II(50%乙腈,2.5%TFA)100ul,30度保温1小时,每30min,超声一次,3min左右。 7. 将提取液合并,氮气吹干乙腈后,冰冻干燥。(冻干的肽段放-20度冰箱保存) 8.向冻干肽段加入2~10ul(根据未脱色以前胶粒的颜色深浅,判断样品的量多少)的0.1%TFA溶液混匀。(如果不能及时上质谱检测,建议不要复溶冻干肽段。) 9. 取0.5ul~0.8ul样品点靶。待干,再点0.5ul基质,上质谱。 溶液配制 1.100mMNH4HCO3:称取1.975gNH4HCO3溶于250ml的去离子水中 2.脱色液配方乙腈:50mMNH4HCO3=1:1 3. 10mmol/LDTT还原液:称取1.54mg溶于1ml100mMNH4HCO3中 4.55mmol/L烷基化溶液:称取10.2mg碘乙酰胺溶于1mL100mMNH4HCO3中 5.酶解贮液:Trypsin(Promega,V5111)制备为0.5ug/ul水溶液,分装1-3ug -20度保存(粉末+40ul水——>2~6ul分装。) 6.酶解工作液:Trypsin终浓度为0.01ug于25mMNH4HCO3溶液(2ul稀释50倍=100ul) 7.肽提取液I:5%TFA(v/v)水溶液 8.肽提取液II: 乙腈:5%TFA=1:1

双向电泳技术在生物医学中的应用现状和应用前景

双向电泳技术在生物医学中的应用现状和应用前景 1 双向电泳技术 1.1双向电泳技术概述 双向电泳(two-dimensional gel electrophoresis, 2-DE)是蛋白分离的黄金标准,由此可以分析生物样品的显著差别,产生的结果用于诊断疾病、发现新的药物靶标和分析潜在的环境和药物的毒性。双向电泳分离技术利用复杂蛋白混合物中单个组分的电泳迁移,第一向通过电荷的不同分离,另一向通过质量的不同分离。双向电泳协同质谱技术是正在出现的蛋白组学领域的中心技术。 双向电泳是一种分析从细胞、组织或其他生物样本中提取的蛋白质混合物的有力手段,是目前唯一能将数千种蛋白质同时分离与展示的分离技术,其高分辨率、高重复性和兼具微量制备的性能是其他分离方法所无与伦比的。双向电泳技术、计算机图像分析与大规模数据处理技术以及质谱技术被称为蛋白质组研究的三大基本支撑技术。可见双向电泳在蛋白质组学研究中的重要性。就像Fey和Larsen在他们的综述中提到:“尽管人们都想有新技术取代它,可是如果希望对细胞活动有全面的认识,其他技术无法在分辨率和灵敏度上与双向电泳相媲美”。 1.2 双向电泳技术的原理 双向电泳技术是蛋白质组学研究的核心技术之一。它利用了各种蛋白质等电点和分子量的不同来分离复杂蛋白质组分,具有较高的分辨率和灵敏度,目前已成为复杂蛋白质组分检测和分析的最好的生化技术。IPG - DALT系统双向电泳技术原理简明:首先利用等电聚焦( isoelectric focusing ,IEF) 将蛋白质沿pH 梯度分离至各自等电点(isoelectric point ,pI),通过电荷分离蛋白质;然后沿垂直的方向以十二烷基磺酸钠-聚丙烯酰胺凝胶电泳( sodium dodecyl sulphate polyacryla -mide gel electrophoresis ,SDS-PAGE),通过分子量分离蛋白质。所得蛋白双维排列图中每个点代表样本中一个或数个蛋白质,而蛋白质的等电点、分子量和在样本中的含量也可显现出来。蛋白双向电泳的分辨率和灵敏度很高,一般可分离

锥栗果实双向电泳体系的建立

福建农林大学学报(自然科学版)第39卷第5期Journa l of Fujian A griculture and Forestry U n i versity(N a t ura l Sc i ence Ed iti on)2010年9月 锥栗果实双向电泳体系的建立 郑诚乐,钟凤林,潘东明,刘小芝 (福建农林大学园艺学院,福建福州350002) 摘要:通过对传统双向电泳技术进行改进和优化,包括对锥栗果实蛋白不同提取方法的优化和不同p H值范围IPG胶条的比较等,以建立适于锥栗果实蛋白质组分析的双向电泳方法.结果表明,使用裂解液直接提取蛋白的方法所获得的双向电泳图谱稳定性和重复性较好,分辨率较高,经银染后可分辨出400多个蛋白点,其等电点主要分布于p H4-7. 关键词:锥栗;蛋白质组;双向电泳 中图分类号:S664.2;Q946.33文献标识码:A文章编号:1671-5470(2010)05-0475-05 Establis h m ent of t wo-di m ensional electrophoresis syste m for chinquapin fruits Z HENG Cheng-le,Z HONG Feng-li n g,PAN Dong-m ing,LI U X iao-zh i (Co lleg e o fH o rti culture,Fu ji an A g ricu lt ure and F orestry U niversity,Fuzhou,F uji an350002,Ch i na) Abstrac t:T he conven tiona l t w o-di m ensi onal electropho res i s techno l ogy w as i m proved i n o rder to deve l op an appropriate approach for proteo m ics of ch i nquapin fruits.T he study w as done by opti m izi ng different prote i n extraction me t hods and co m pa ri ng IPG str i ps at d ifferen t p H values.W it h the i m proved pro tein extraction m ethod,a stab l e,reproduc i b l e and h i gh reso l u tion2-D e l ectrophoresis m ap w as obta i ned.A fter sil ver staini ng,m ore than400prote i n spo ts w ere detected,w ith t he ir isoe l ec tric po i nts(pI)m a i nly at p H 4-7. K ey word s:chinquapi n(Castanea henry i R ehd.&W il s.);pro teom e;t w o-di m ensi onal e l ec trophoresis 双向电泳(t w o-d i m ensional e lectropho resis,2-DE)是蛋白质组学研究中的核心技术之一,是目前常用的能够连续在一块胶上分离数千种蛋白质的方法,广泛应用于生物学研究的各个方面.双向电泳技术利用蛋白质的等电点和相对分子质量差别将各种蛋白质区分开来,其通量高、分辨率和重复性好以及可与质谱联用的特点,使其成为目前最流行、可靠的蛋白质组研究手段.对蛋白进行分离、鉴定,分析特异蛋白的功能及其作用机制已成为当今研究热点[1-3]. 锥栗(Castanea henry i Rehd.&W ils.)是我国南方栽培驯化最早、利用最久的经济林树种之一,也是我国古老的名特优稀落叶果树[4,5].锥栗果实外形光洁美观、果肉细嫩香甜,含有淀粉、糖、蛋白质等主要营养成分及18种钙、锌、磷、钾、铁等矿物质[6].目前对锥栗果实营养品质的研究主要集中在成分分析方面[4-9],有关其营养品质的变异和相关性的研究尚未见报道.应用双向电泳对锥栗蛋白质组分进行质谱分析在国内外都少见报道.因此,本试验通过建立适于处暑红锥栗果实蛋白质分离的双向电泳体系,对蛋白质样品的制备、电泳参数和固相p H梯度干胶条等进行优化,以期提高锥栗果实蛋白质双向电泳的分辨率和重复性,得到适于其分析的双向电泳试验条件. 1材料与方法 1.1试剂与仪器 丙烯酰胺、甲叉双丙烯酰胺、I PG胶条(pH3-10,13、18c m;p H4-7,13、18c m)、I PG buffer(p H3-10;p H4-7)、胶条覆盖液(矿物油)、Phar m y lte、碘乙酰胺、C HAPS、二硫苏糖醇(DTT)和TE M ED均购自Am ersha m Phar m acia公司;苯甲基磺酰氟(P M SF)购自Sig m a公司;其他试剂为国产分析纯. 收稿日期:2009-09-22修回日期:2010-03-10 基金项目:国家支撑计划项目(2007BAD07B01);福建省科技厅资助项目(K02058). 作者简介:郑诚乐(1963-),男,副教授,博士.研究方向:果树栽培.Ema i:l zcl2003@126.co m.通讯作者潘东明(1956-),男,教授,博士生导师.研究方向:果树栽培生理及生物技术.Em ai:l pdm6666@126.co m.

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电泳原理 阳极电泳用水溶性树脂是一种高酸值的羧酸盐,在水中溶解后以分子和离子平衡 状态存在于直流电场中,通电后,由于两极的电位差,离子定向移动,阴离子沉积在阳极表面,而阳离子在阴极表面获得电子还原成胺,它是一个电化学反应,包括电泳、电解、电沉 积和电渗四个同时进行的过程。 1.电泳:在直流电压作用下,分散在介质中的带电胶体粒子在电场作用下向与其所 带电荷相反的电极方面移动,叫电泳。 2.电沉积:阴离子树脂放出电子沉积在阳极表面,形成不溶水的漆膜,此过程叫电 沉积。 3.电渗:电泳逆过程,当阴离子树脂在阳极上,吸附在阳极上的介质在内渗力的作 用下,从阳极穿过沉积的漆膜进入漆液,称电渗。 4.电解:电流通过漆液时水便发生电解阴极放出氢气,阳极放出氧气,此过程 即为电解。 电泳涂料 有人说,电泳涂料可划分为三代,第一代为环氧树脂涂料,第二代为丙烯酸树脂涂料, 第三代为聚氨酯涂料。由于环氧涂料主要应用于汽车底盘,第三代主要用于阴极电泳漆,涂覆于首饰表面,故目前主要介绍第二代,即丙烯酸树脂涂料。此树脂如一团乱麻,羧基藏于里,胺基接于外,其中最先的羧基有70%被胺基取代,因其树脂中存在-COONHR,使树脂成为水溶性。铝型材表面涂覆的丙烯酸树脂多采用胺基树脂为固化剂进行交联固化,同时, 涂料分子均匀性对工艺操作有很大影响,一般说,乳化越好,分子越均匀。 涂装工艺流程 1 .除油:如有酸回收装置,推荐采用碱性除油,因碱性除油后,铝型材表面比较光亮,且 不会与后面的碱蚀发生副作用,如用碱性除油,其主要成份是 Na 2 CO 3 和NaOH。 2 .水洗:自来水洗去前道工序的酸或碱。 3 .蚀:加入碱蚀剂的碱蚀工序,会降低型材表面光亮度,但效果并不十分明显,主要应注意不可使槽中Al 3 含量过大,温度过高,否则易产生洗不去的花斑,涂漆烘干后呈黄色。 二道水洗:最好有喷淋或加大溢流,以保证清洗彻底。 除灰:用HNO 3 效果较好,但要注意加强水洗(最少二道+喷淋)。 水洗:自来水用H 2 SO 4 除灰,一道水洗即可,用HNO 3 除灰,需二道水洗 氧化:H 2 SO 4 氧化一般为20min,使氧化膜达到9u,某些公司推销的所谓的 高温氧化剂,其主要成份是一种混酸,建议不要使用,对氧化膜的色泽、硬度、可着色性均 无好处。 水洗:自来水二道加大溢流。 着色:用单锡盐、单镍盐、锡镍复合盐均可,注意不要有色差,因为色差会在 电泳涂漆后加大。 水洗:最好加喷淋,以期尽量减少对后道工序酸的带入量。 热纯水洗:要求电导率<100us/cm,温度70-80℃,PH=4-6,尤其是银白涂漆型材或氧化中电压较大的型材应在此槽中处理较长的时间,PH值可用三乙胺进行调整。

附双向电泳完整的操作步骤第一向等电聚焦1从冰箱中取-20

附:双向电泳完整的操作步骤 (一)第一向等电聚焦 1. 从冰箱中取-20℃冷冻保存的水化上样缓冲液(I)(不含DTT,不含Bio-Lyte)一小管(1ml/管),置室温溶解。 2. 在小管中加入0.01g DTT,Bio-Lyte 4-6、5-7各2.5ml,充分混匀。 3. 从小管中取出400ml水化上样缓冲液,加入100ml样品,充分混匀。 4. 从冰箱中取-20℃冷冻保存的IPG预制胶条(17cm pH 4-7),室温中放置10分钟。 5. 沿着聚焦盘或水化盘中槽的边缘至左而右线性加入样品。在槽两端各1cm左右不要加样,中间的样品液一定要连贯。注意:不要产生气泡。否则影响到胶条中蛋白质的分布。 6. 当所有的蛋白质样品都已经加入到聚焦盘或水化盘中后,用镊子轻轻的去除预制IPG胶条上的保护层。 7. 分清胶条的正负极,轻轻地将IPG胶条胶面朝下置于聚焦盘或水化盘中样品溶液上,使得胶条的正极(标有+)对应于聚焦盘的正极。确保胶条与电极紧密接触。不要使样品溶液弄到胶条背面的塑料支撑膜上,因为这些溶液不会被胶条吸收。同样还要注意不使胶条下面的溶液产生气泡。如果已经产生气泡,用镊子轻轻地提起胶条的一端,上下移动胶条,直到气泡被赶到胶条以外。 8. 在每根胶条上覆盖2-3ml矿物油,防止胶条水化过程中液体的蒸发。需缓慢的加入矿物油,沿着胶条,使矿物油一滴一滴慢慢加在塑料支撑膜上。 9. 对好正、负极,盖上盖子。设置等电聚焦程序。 10.聚焦结束的胶条。立即进行平衡、第二向SDS-PAGE电泳,否则将胶条置于样品水化盘中,-20℃冰箱保存。 (二)第二向SDS-PAGE电泳 1. 配制10%的丙烯酰胺凝胶两块。配80ml凝胶溶液,每块凝胶40ml,将溶液分别注入玻璃板夹层中,上部留1cm的空间,用MilliQ水(没有milliq的话ddh2o也行,注,水云深浪按)、乙醇或水饱和正丁醇封面,保持胶面平整。聚合30分钟。一般凝胶与上方液体分层后,表明凝胶已基本聚合。 2. 待凝胶凝固后,倒去分离胶表面的MilliQ水、乙醇或水饱和正丁醇,用MilliQ水冲洗。 3. 从-20℃冰箱中取出的胶条,先于室温放置10分钟,使其溶解。 4. 配制胶条平衡缓冲液I。 5.在桌上先放置干的厚滤纸,聚焦好的胶条胶面朝上放在干的厚滤纸上。将另一份厚滤纸用MilliQ水浸湿,挤去多余水分,然后直接置于胶条上,轻轻吸干胶条上的矿物油及多余样品。这可以减少凝胶染色时出现的纵条纹。 6. 将胶条转移至溶涨盘中,每个槽一根胶条,在有胶条的槽中加入5ml胶条平衡缓冲液I。将样品水化盘放在水平摇床上缓慢摇晃15分钟。 7. 配制胶条平衡缓冲液II。 8. 第一次平衡结束后,彻底倒掉或吸掉样品水化盘中的胶条平衡缓冲液I。并用滤纸吸取多余的平衡液(将胶条竖在滤纸上,以免损失蛋白或损坏凝胶表面)。再加入胶条平衡缓冲液II,继续在水平摇床上缓慢摇晃15分钟。 9. 用滤纸吸去SDS-PAGE聚丙烯酰胺凝胶上方玻璃板间多余的液体。将处理好的第二向凝胶放在桌面上,长玻璃板在下,短玻璃板朝上,凝胶的顶部对着自己。 10.将琼脂糖封胶液进行加热溶解。 11.将10×电泳缓冲液,用量筒稀释10倍,成1×电泳缓冲液。赶去缓冲液表面的气泡。 12.第二次平衡结束后,彻底倒掉或吸掉样品水化盘中的胶条平衡缓冲液II。并用滤纸吸取多余的平衡液(将胶条竖在滤纸上,以免损失蛋白或损坏凝胶表面)。 13.将IPG胶条从样品水化盘中移出,用镊子夹住胶条的一端使胶面完全浸末在1×电泳缓冲液中。然后将胶条胶面朝上放在凝胶的长玻璃板上。其余胶条同样操作。 14.将放有胶条的SDS-PAGE凝胶转移到灌胶架上,短玻璃板一面对着自己。在凝胶的上方加入低熔点琼脂糖封胶液。 15.用镊子、压舌板或是平头的针头,轻轻地将胶条向下推,使之与聚丙烯酰胺凝胶胶面完全接触。注意不要在胶条下方产生任何气泡。在用镊子、压舌板或平头针头推胶条时,要注意是推动凝胶背面的支撑膜,不要碰到胶面。 16.放置5分钟,使低熔点琼脂糖封胶液彻底凝固。 17.在低熔点琼脂糖封胶液完全凝固后。将凝胶转移至电泳槽中。 18.在电泳槽加入电泳缓冲液后,接通电源,起始时用的低电流(5mA/gel/17cm)或低电压,待样品在完全走出IPG胶条,浓缩成一条线后,再加大电流(或电压)(20-30mA/gel/17cm),待溴酚蓝指示剂达到底部边缘时即可停止电泳。 19.电泳结束后,轻轻撬开两层玻璃,取出凝胶,并切角以作记号(戴手套,防止污染胶面)。

双向电泳操作步骤

双向电泳操作步骤 水化上样( 被动上样) 1. 从冰箱中取出IPG 胶条,室温放置10min。 2. 沿水化盘槽的边缘从左向右线性加入样品,槽两端各1cm 左右不加样,中间的样品液一定要连贯。注意:不要产生气泡,否则会影响胶条中蛋白质的分布。 3. 用镊子轻轻撕去IPG 胶条上的保护层。注意:碱性端较脆弱,应小心操作。 4. 将IPG胶条胶面朝下轻轻置于水化盘中样品溶液上。注意:不要将样品溶液弄到胶条背面,因为这些溶液不会被胶条吸收;还使胶条下面的溶液产生气泡。如产生了气泡,用镊子轻轻地提起胶条的一端,上下移动胶条,直到气泡被赶走。 5. 放置30~45min 大部分样品被胶条吸收,沿着胶条缓慢加入矿物油,每根胶条约3ml(17cmIPG),防止胶条水化过程中液体蒸发。 6. 置等电聚焦仪于- 20℃水化11~15h。 第一向等电聚焦 1. 将纸电极置于聚焦盘的正负极上,加ddH2O 5~8μl 润湿。 2. 取出水化好的胶条,提起一端将矿物油沥干,胶面朝下,将其置于刚好润湿的滤纸片上杂交以去除表面上的不溶物。 3. 将IPG 胶条胶面朝下置于聚焦盘中,胶条的正极(标有+)对应于聚焦盘的正极,确保胶条与电极紧密接触。 4. 在每根胶条上覆盖2- 3ml 矿物油。 5. 对好正、负极,盖上盖子。设置等电聚焦程序。 6. 聚焦结束的胶条,立即进行平衡、第二向SDS-PAGE电泳。或将胶条置于样品水化盘中,- 20℃冰箱保存,电泳前取出胶条,室温放置10 分钟,使其溶解。 第二向SDS-PAGE电泳 1. 配制12%的丙烯酰胺凝胶。 2. 待凝胶凝固后,倒去分离胶表面的MilliQ水、乙醇或水饱和正丁醇,用MilliQ 水冲洗。 3. 配制胶条平衡缓冲液I 4. 在桌上先放置干的厚滤纸,聚焦好的胶条胶面朝上放在干的厚滤纸上。将另一份厚滤纸用MilliQ水浸湿,挤去多余水分,然后直接置于胶条上,轻轻吸干胶条上的矿物油及多余样品,这样可以减少凝胶染色时出现的纵条纹。 5. 将胶条转移至样品水化盘中,加入6ml(17cmIPG)平衡缓冲液I ,在水平摇床上缓慢摇晃15 分钟。 6. 配制胶条平衡缓冲液II 。 7. 第一次平衡结束后,取出胶条将之竖在滤纸上沥去多余的液体,放入平衡缓冲液II 中,继续在水平摇床上缓慢摇晃15 分钟。 8. 用滤纸吸去SDS-PAGE胶上方玻璃板间多余的液体,将二向凝胶放在桌面上,凝胶的顶部面对自己。 9. 将琼脂糖封胶液加热溶解。 10. 在100ml 量筒中加入TGS 电泳缓冲液。 11. 第二次平衡结束后,取出胶条,用滤纸吸去多余的平衡液(将胶条竖在滤纸上,以免损失蛋白或损坏凝胶表面)。 12. 用镊子夹住胶条的一端使胶面完全浸末在1×电泳缓冲液中漂洗数次。 13. 将胶条背面朝向玻璃板,轻轻放在长玻板上,加入低熔点琼脂糖封胶液。 14. 用适当厚度的胶片,轻轻地将胶条向下推,使之与聚丙烯酰胺凝胶胶面完全接触。注意:不要在胶条下方产生气泡,应推动凝胶背面的支撑膜,不要碰到面胶。

双向凝胶电泳比较三种常用蛋白质提取方法

ISS N 100727626 C N 1123870ΠQ 中国生物化学与分子生物学报 Chinese Journal of Biochemistry and M olecular Biology 2005年10月 21(5):691~694 ?技术与方法? 双向凝胶电泳比较三种常用蛋白质提取方法 翁 瑜1),2), 曾群力2),3), 姜 槐2), 许正平2),3)3 (1)浙江大学生命科学学院;2)浙江大学医学院浙江省生物电磁学重点研究实验室;3)浙江大学医学院环境基因组学研究中心,杭州 310031) 摘要 组织(或细胞)的蛋白质提取效率直接影响蛋白质双向凝胶电泳(22DE)的分辨率.为探索建立适用于人乳腺癌细胞株MCF27蛋白质提取的最佳条件,比较目前在双向凝胶电泳中常用的3种蛋白质提取方法对MCF27细胞总蛋白的提取效率.MCF27细胞经培养后,分别采用M2PER试剂、标准裂解液或含硫脲裂解液提取其总蛋白质,然后进行双向凝胶电泳,并根据凝胶上蛋白质斑点的丰度和分布特点判断所得双向电泳图谱的质量,以确定MCF27细胞蛋白质提取的相对最佳方法.结果显示,M2PER试剂法得到的图谱分辨率较低,蛋白质主要集中分布在分子量15~70kD,pH417~613的范围内;标准裂解液法得到的图谱分辨率有所提高,蛋白质分布比M2PER试剂法得到的图谱广;硫脲裂解液法得到的图谱是三者中分辨率最高的,尤其是高丰度蛋白和高分子量蛋白分离效果比前两者好.结果表明,在3种常用的蛋白质提取方法中,硫脲裂解液对细胞蛋白质的溶解性最佳,相对更适合于提取MCF27细胞的蛋白质,并与双向凝胶电泳条件更兼容. 关键词 蛋白质提取,双向凝胶电泳,MCF27,条件优化 中图分类号 Q503 Comparison of Three Protein Extraction Methods by Tw o2 Dimensional E lectrophoresis WE NG Y u1),2),ZE NG Qun2Li2),3),J I ANG Huai2),X U Zheng2Ping2),3)3 (1)College o f Life Sciences,2)Bioelectromagnetics Laboratory,3)Research Center for Environmental G enomics, Zhejiang Univer sity School o f Medicine,Hangzhou 310031,China) Abstract Protein extraction from tissue or cells is a key step to achieve high2res olution protein separation in tw o dimensional electrophoresis(22DE).Three routine cellular total protein extraction methods were com pared in order to determine an optimal one for human breast cancer cell line MCF27.The cultured MCF27cells were lysed by M2PER kit,standard lysis buffer or im proved lysis buffer,respectively.Then the extracted total proteins were subjected to22DE,and the best extraction method was determined by the indexes of protein distribution and abundance on corresponding silver2stained gel.Data showed that use of M2PER kit gave the lowest res olution,in which m ost proteins were distributed in the pI ranging from417to613with m olecular weight between15kD and70kD.Standard lysis bu ffer im proved protein res olution with broader protein distribution pattern.Im proved lysis bu ffer generated the best res olution am ong these three methods,especially for the high2abundance and high m olecular weight proteins.Based on above results,we concluded that the im proved lysis bu ffer has the best protein s olubilization ability,which renders it much m ore suitable for cellular protein extraction from MCF27,and is m ore com patible with the conditions of22DE. K ey w ords protein extraction,tw o dimensional electrophoresis,MCF27,optimization 收稿日期:2004212203,接收日期:2005203221 国家自然科学基金项目(N o.50137030,30170792),浙江省自然科学基金项目(N o.301524)和浙江省卫生厅重点项目(N o.2004Z D006)资助 3联系人 T el:0571287217386,Fax:0571287217410,E2mail:zpxu@https://www.360docs.net/doc/6a2982318.html, Received:December3,2004;Accepted:M arch21,2005 Supported by National Natural Science F oundation of China(N o.50137030,30170792),and Natural Science F oundation of Zhejiang Province(N o.301524),and K ey Program of Health Bureau of Zhejiang Province(N o.2004Z D006) 3C orresponding author T el:0571287217386,Fax:0571287217410,E2mail:zpxu@https://www.360docs.net/doc/6a2982318.html,

双向凝胶电泳技术原理与应用

双向凝胶电泳技术原理与应用 Principle and application of two-dimensional gel electrophoresis 姓名:XX 班级:检验本科1113班 学号:XXX 【摘要】人类基因组计划与美国塞莱拉遗传信息公司于2001年在美国《科学》杂志和英国《自然》杂志联合宣布,他们绘制出了准确、清晰、完整的人类基因组图谱,至此,人类基因组计划已基本完成,随着后基因组时代的到来,蛋白质组学得到了空前的发展,蛋白质组研究旨在揭示基因表达的真正执行生命活动的全部蛋白质的表达规律和生物功能。包括蛋白质组、蛋白质组学、功能蛋白质组学和结构基因组学等新的概念的提出,蛋白质组学已成为当今生物领域中极其活跃的学科。其中双向电泳(two-dimensional electrophoresis,2.DE)是蛋白质组研究的三大关键核心技术之一 【abstract】Human gene group plans and United States sailaila genetic information company Yu 2001 in United States Science under magazine and United Kingdom natural under magazine joint announced, they draws out has accurate, and clear, and complete of human gene Group map, at this point, human gene group plans has basic completed, as Hou gene group era of comes, protein group learn get has unprecedented of development, protein group research aimed at reveals gene express of real implementation life activities of all protein of express law and biological function. Includes proteome, proteomics, structural proteomics and functional genomics of new concepts, such as proposed, proteomics has become extremely active in the field of biological sciences. Two-dimensional gel electrophoresis (two-dimensional electrophoresis,2.DE) is one of the three key core technologies of proteome research

蛋白质双向凝胶电泳原理及应用

蛋白质双向凝胶电泳原理及应用 一、双向凝胶电泳(2-DE)的原理 双向凝胶电泳(two-dimensional electrophoresis,2-DE)的原理是第一向基于蛋白质的等电点不同用等电聚焦分离,蛋白质沿pH梯度分离至各自的等电点;第二向则按分子量的差异用SDS-PAGE聚丙烯酰胺凝胶进行分离,把复杂蛋白混合物中的蛋白质在二维平面上分开。近年来经过多方面改进已成为研究蛋白质组的最有使用价值的核心方法。 二、关键参数 分辨率和可重复性。目前,双向凝胶电泳的一块胶板(16cm×20cm)可分出3~4千个,甚至1万个可检测的蛋白斑点。采用固定化pH梯度胶,克服了载体两性电解质阴极漂移等许多缺点而得以建立非常稳定的、可以随意精确设定的pH梯度。建立很窄的pH范围(如0.05U/cm),对意向区域在pH范围内做第二轮分析,从而大大提高分辨率,威斯腾生物实验中心对这方面的研究比较全面和成熟。 灵敏度。双向凝胶电泳灵敏度较高的银染色法可检测到4ng蛋白,最灵敏的是用同位素标记,20ppm的标记蛋白可通过其荧光或磷光的强度而测定。双向凝胶电泳用图像扫描仪、莱赛密度仪、电荷组合装置可把用上述方法得到的蛋白图谱数字化,再经过计算机处理,就可以给出所有蛋白斑点的准确位置和强度,得到布满蛋白斑点的图像,即“参考胶图谱”。三、蛋白质组研究的主要困难 对用双向凝胶电泳分离出来的蛋白,进行定性和定量分析。双向凝胶电泳最常用的方法是先把胶上的蛋白印迹到PVDF膜上后再进行分析,确定是已知还是未知蛋白。现在的分级分析法是先做快速的氨基酸组成分析,也可先做4~5个循环的N末端微量测序,再做氨基酸组成分析;结合在电泳胶板上估计的等点电和分子量,查对数据库中已知蛋白的数据,即可作出判断。 四、蛋白质的翻译后修饰和加工 指在肽链合成完成后进行的化学反应,如磷酸化、羟基化、糖基化、二硫键形成等,可能有一百种以上。双向凝胶电泳翻译后修饰和加工对蛋白质的正常生理功能是必需的,它们的变化往往和疾病的发生有关。用双向凝胶电泳可以进行翻译后修饰的研究,如用32P标记可以研究磷酸化蛋白的变化。双向凝胶电泳中常可发现的蛋白质拖曳现象,很可能是一个蛋白的不同翻译后修饰产物所造成的。拖曳图像变化在疾病诊断上可能提供重要的信息。

双向电泳步骤--标准操作完整版

细胞裂解(蛋白质提取) 一、试剂配置: PBS配方 氯化钠(MW 58.44) 130mM 8g 氯化钾(MW 74.5) 2.7mM 0.2g 十二水和磷酸氢二钠(MW 358) 10 mM3.63g 磷酸二氢钾(MW 136) 2 mM0.24g 加水至1L配好后进行高压灭菌。 Washing buffer(500mL)配方 Tris(MW 121.1) 10mM 0.605g 蔗糖(MW 342) 250mM 42.75g 加水溶解,用HCl调pH至7.0后用孔径为0.22μm滤膜过滤(使用1M盐酸略高于2750uL调pH) 裂解储液配方(细胞): 尿素(MW 60.06) 7M 4.2g 硫脲(MW 76.12) 2M 1.52g CHAPS(MW614.89) 4%(W/V)0.4g 加超纯水定容至10mL后经0.22μm一次性滤膜过滤,过滤后分装成20小管,每小管500uL,-20℃冰箱保存。 裂解储液配方(组织): 尿素(MW 60.06)5M3g 硫脲(MW 76.12) 2M1.52g

CHAPS(MW614.89) 2% 0.2g Tris(MW 121.1)40mM 0.048g 加超纯水定容至10mL后经0.22μm一次性滤膜过滤,过滤后分装成20小管,每小管500uL,-20℃冰箱保存。 裂解液: 裂解液储液 100uL IPG buffer(pH可选) 2% 2uL Pi 2uL NucLease mix(100×) 1uL PMSF(100mM:20mg/mL) 1mM 1uL DTT(0.411g/mL) 40mM 1.5uL Pi:每片使用200uL超纯水溶解后按10 uL分装 考马斯亮蓝G-250: 考马斯亮蓝G-250 0.01% 100g 95%乙醇 4.7% 50ml H3PO4 8.5% 85g 将考马斯亮蓝G-250溶于50ml95%乙醇中,与用水溶解的100mlH3PO4混合后稀释至1000ml,之后使用滤纸过滤。 二、实验准备: 1、准备冰盒,细胞裂解过程均在冰盒内进行(4℃); 2、准备4℃离心机,开机降温,保证温度下降至4℃; 3、取出置于-20℃保存的试剂,需冰上融化,最后取出细胞样品。

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