大小鼠血清采集
大小鼠血清采集
一、仪器耗材
（一）共用
低温恒温离心机、-20℃冰箱、4℃冰箱、鼠笼、无害化冰箱、50ml离心管、500ml血清瓶、一次性橡胶手套、移液器（0.1~1ml、1~5ml）及配套吸头、废弃吸头存储盒、75%酒精。
（二）小鼠
1.5ml EP管、无盖离心管盒、弯头镊、眼科剪。
（三）大鼠
麻醉剂（3%戊巴比妥钠）、5ml无菌注射器、大鼠解剖台、手术剪、利器盒、止血钳、弯头镊、10ml无抗凝剂真空采血管（含一次性采血针）、止血纱布、电子天平（精度0.1~1g即可）。
二、操作方法
（一）小鼠血清的采集
1、摘除眼球采血
（1）使小鼠爬伸在笼盒上，左手拇、食指抓取小鼠双耳及颈后皮肤，小指固定尾部，用眼科剪减去小鼠待摘眼球脸部胡须；
（2）中指将小鼠左侧前肢轻压在胸骨心脏部位，无名指按在腹部，捻动拇指，轻压取血侧眼部皮肤，使眼球充血突出；
（3）用弯头镊夹取眼球；
（4）根据需要捻动拇指与食指的方向，使血液从眼眶内以不同速度垂直流入1.5ml EP管中；
（5）同时用左手中指轻按小鼠心脏部位，以加快心脏泵血速度；
（6）当血液流尽时，用脱臼法处死小鼠。
2、分离血清
（1）将EP管中的血室温静置2小时；
（2）再置于4℃冰箱内3~4小时或过夜；
（3）待血液凝固血块收缩后，4℃ 3500rpm离心10分钟；
（4）使用移液器吸取上清液置于干净的50ml离心管中4℃冰箱暂存，待所有动物血清收集完成后，再次离心转移到500nl血清瓶中，保存于-20℃冰箱。
3、注意事项
（1）采血场所有充足的光线，室温夏季保持在25~28℃，冬季保持在15~20℃为宜；
（2）防止血液浸入眼部周围毛发，否则会造成污染和溶血；
（3）按压心脏时，用力一定要适度，若用力过度，一是会造成动物采血中途死亡，使采血不完全，二是有可能引起溶血现象发生，影响血清质量；
（4）采血用的器材和试管必须保持清洁干燥；
（5）采血时要防止小鼠挣扎，否则会损失比较多的血液；
（6）若一边眼球摘除后眼部发生凝血，无法继续采血时，可将另一侧眼球摘除，用相同的方法继续采血；
（7）血液凝固后不宜在4℃放置过久，否则会溶血；
（8）移液器吸取上清液时注意不要将血凝块吸取出来。
（二）大鼠血清的采集
1、麻醉剂的配制
3%戊巴比妥钠：称取3g戊巴比妥钠定容到100ml生理盐水中，混匀，5ml 无菌注射器吸取备用。
2、动物麻醉
（1）将待麻醉的大鼠称重，并根据体重计算需要使用的麻醉剂数量，大鼠按0.1~0.2 ml/100 g体重注射3%戊巴比妥钠；
（2）用一手抓住大鼠的尾根部提起置于较粗糙的台面或笼具盒上，一手抓住大鼠的尾巴向后拉，用另一手拇指、食指抓住头颈部皮肤，手掌握住大鼠上半身背部皮肤，即可将大鼠完全固定，进行下步操作；
（3）手持已抽好戊巴比妥钠溶液的注射器，食指固定注射器前端。针头在鼠的下腹部腹白线稍右/左位置，从下腹部朝头方向平行地刺入皮下；
（4）进针3~5 mm后，再将针头与皮肤成45°角斜穿过腹肌，当感到有落空感时，停止进针，固定针头。回抽无回血、无肠液、尿液，便可缓缓推入药液；
（5）将注射麻醉剂后的大鼠置于另外的笼盒中，3~5分钟后待大鼠不动弹处
于麻醉状态再进行下步操作。
3、剖剪采血
（1）将大鼠仰卧固定在解剖台上，背部可以放置一10ml废弃真空采血管以充分暴露腹主动脉；
（2）75%酒精腹部消毒后，左手用止血钳夹住皮肤，右手用手术剪沿腹正中线“V”字型剪开腹腔，暴露脏器，止血钳钳住后将皮肤后翻以固定皮肤；
（3）用止血纱布轻轻扒开腹腔内各脏器，用小镊子轻轻扒开血管周围脂肪（以清晰看清血管，不影响接下来进针时的视线为准）；
（4）在脊柱前可见两条较大的血管，靠右边颜色稍白的1条就是腹主动脉；
（5）用弯镊轻轻提起血管，右手持采血针，针尖斜面向下，入针角度约30°左右，在骨骼总动脉分支前方进针沿着腹主动脉向心端方向刺入，缓慢向前移动，深度5mm左右为宜，此时可见采血针头部管内有血液，如操作生疏针尖可插入深一些，防止刺破血管壁；
（6）将10ml真空采血管向内有针头的套筒里缓慢地用力，使采血针刺入真空采血管中，血液便会自动流出；
（7）当血液量达到所要求的刻度时就可以将采血管拔出，将采血针置于利器盒中。
4、分离血清
（1）将10ml采血管中的血室温静置2小时；
（2）再置于4℃冰箱内3~4小时或过夜；
（3）待血液凝固血块收缩后，4℃ 3500rpm离心10分钟；
（4）使用移液器吸取上清液置于干净的50ml离心管中4℃冰箱暂存，待所有动物血清收集完成后，再次离心转移到500nl血清瓶中，保存于-20℃冰箱。
5、注意事项
（1）若注射麻醉剂后的大鼠超过10分钟未进入麻醉状态，则需再次麻醉；
（2）扒开血管脂肪时注意轻盈，以免血管破裂出血；
（3）为了便于观察采血量，可将鼠按逆时针方向转动90°（左手进针时顺时针转90°），取头部向左横仰卧位；
（4）如采血管未装满还有血液未采集时完而采血管无负压时，可使用灭菌
注射器插入到套筒内，抽吸采血管内空气，使之形成负压；
（5）采血场所有充足的光线，室温夏季保持在25~28℃，冬季保持在15~20℃为宜；
（6）采血用的器材和试管必须保持清洁干燥；
（6）采血过程中注意大鼠未完全麻醉产生挣扎，导致血液浪费和溶血；
（8）血液凝固后不宜在4℃放置过久，否则会溶血；
（9）移液器吸取上清液时注意不要将血凝块吸取出来。
三、其他事项
1、戊巴比妥钠严禁带出操作室，违者直接开除并自行承担一切法律责任；
2、如需采集无菌血清，吸头还须高温高压灭菌，同时所有操作还应在超净工作台环境中进行。
ELISA实验步骤
实验步骤（以处理小鼠血清样品为例）：通用版 血清处理：将收集的小鼠血液样品室温静置40min~1h 后（不要超过1h），放在冰上待处理（不要超过4h），或者及时离心处理。静置待血液析出血清后，3000rpm （1000g），4℃，10min 离心，离心后应呈现上层为无色或淡黄色透明血清，下层为凝集的红色血团。若上层血清呈现淡粉色或红色，则表示该血液样本溶血，血清颜色越深则表示溶血程度越高。吸取血清时若不小心吸到下层红色部分，则沿壁缓慢打回原EP 管，过度机械损伤会造成溶血。用 1.5mlEP 管，可按吸出的血清量加入等体积的0.1M 的盐酸，即样品中HCl的终浓度为0.05M。若血清量很大，则最好按实验需要分装成小管，避免血清反复冻融，然后冻存于-80℃备用。若做Elisa 实验，则取出所需要量的血清，待融化后再1:1 加入等体积的0.05M 的HCl，既将血清稀释了 4 倍，HCl的终浓度仍然为0.05M，混匀后低速离心备用。 1. 取出整盒ELISA kit（保存于4℃冰箱）放在37℃培养箱预热0.5h 至常温，将摇床温度调至31℃，转速为150 转/min。 2. 用已灭菌的MQ H2O，稀释10XHRP wash buffer 至1X。 3. 取出所需数量的wells，放在96 孔底板上，板上可用数字标记好行列，避免出错，准备纸巾，铺8 层左右，比底板略大即可。1X HRP wash buffer 300ul/well，沿着孔壁缓慢加入，以免破坏杯底的抗体。加完后用手轻微震荡5s，迅速翻转，将液体甩入水池，再在纸巾上拍打，不能太轻，也不能太用力，杯底朝上，尽量将杯内所有液体倒干净，如上重复洗 3 遍，保证每孔湿润。此后每次加入液体均沿着杯壁缓慢加入，移液枪枪头不可接触杯内液体。加入不同样品时要及时更换移液枪枪头，加入相同液体时，可从不同方向沿杯壁加入，避免污染原管液体。 4. 在空白和标准品的wells 里，加入20ul Matrix solution。空白对照设置1 孔即可，标准品为5、2.5、1.25、0.625、0.3125、0.15625ng/ml 六个wells。 5. 在标准品的wells 里加入10ul Assay Buffer,在空白和样品的wells 中，加入30ul Assay Buffer。 6. 在标准品的wells 里加入20ul 标准品，在样品的wells 中，加入20ul 处理好的样品。
实验动物体液采集方法
实验动物的体液采集方法 一、血液的采集 常用的采血方法有割（剪）尾采血、眼眶静脉丛采血、断头采血、心脏采血、颈静脉（动脉）采血、股动脉（静脉）采血、耳静脉采血、前肢头静脉才学、后肢小静脉采血等。 二、尿液的采集 实验动物的尿液常用代谢笼采集，也可通过其他装置来采集。 （一）用代谢笼采集尿液 代谢笼用于收集实验动物自然排出的尿液，是一种特别设计的为采集实验动物各种排泄物的密封式饲养笼，有的代谢笼除可收集尿液外，又可收集粪便和动物呼出的CO2。一般简单的代谢笼主要用来收集尿液。防在代谢笼内饲养的实验动物，可通过其特殊装置收集尿液。 （二）导尿法收集尿液 施行导尿术，较适宜于犬、猴等大动物。一般不需要麻醉，导尿时将实验动物仰卧固定，用甘油润滑导尿管。对雄性动物，操作员用一只手握住阴茎，另一只手将阴茎包皮向下，暴露龟头，使尿道口张开，将导尿管缓慢插入，导尿管推进到尿道膜部时有抵抗感，此时注意动作轻柔，继续向膀胱推进导尿管，即有尿液流出。雌性动物尿道外口在阴道前庭，导尿时于阴道前庭腹侧将导尿管插入阴道外口，其后操作同雄性动物导尿术。 用导尿法导尿可采集到没有污染的尿液。如果严格执行无菌操作，可收集到无菌尿液。 （三）输尿管插管采集尿液 一般用于要求精确计量单位时间内实验动物排尿量的实验。剖腹后，将膀胱牵拉至腹腔外，暴露膀胱底两侧的输尿管。在两侧输尿管近膀胱处用线分别结扎，于输尿管结扎处上方剪一小口，向肾脏方向分别插入充满生理盐水的插管，用线结扎固定插管，即可见尿液从插管滴出，可以收集。采尿过程中要用38℃热生理盐水纱布遮盖切口及膀胱。 （四）压迫膀胱采集尿液 实验人员用手在实验动物下腹部加压，手法既轻柔又有力。当增加的压力使实验动物膀胱括约肌松弛时，尿液会自动流出，即行收集。 （五）穿刺膀胱采集尿液 实验动物麻醉固定后，剪去下腹部耻骨联合之上，腹正中线两侧的被毛，消毒后用注射针头接注射器穿刺。取钝角进针，针头穿过皮肤后稍微改变角度，以避免穿刺后漏尿，然后刺向膀胱方向，边缓慢进针边回抽，直到抽到尿液为止。 （六）剖腹采集尿液 按上述穿刺膀胱采集尿液法做术前准备，其皮肤准备范围应更大。剖腹暴露膀胱，直视下穿刺膀胱抽取尿液。也可于穿刺前用无齿镊夹住部分膀胱壁，从镊子下方的膀胱壁进针抽尿。 （七）提鼠采集尿液（即反射排尿法） 鼠类被人抓住尾巴提起即出现排尿反射，以小鼠的这种反射最明显。可以利用这一反射收集尿液。当鼠类被提起尾巴排尿后，尿滴挂在尿道外口附近的被毛上，不会马上流走，操作人员应迅速用吸管或玻璃管接住尿滴。 （八）膀胱插管法 腹部手术同输尿管插管。将膀胱翻出腹外后，用丝线结扎膀胱颈部，阻断它同尿道的通路。然后在膀胱顶部避开血管剪一小口，插入膀胱漏斗，用丝线做以荷包缝合固定。漏斗最好正对着输尿管的入口处。注意不要紧贴膀胱后壁而堵塞输尿管。下端接橡皮管插入带刻度的容器内以收集尿液。 三、胸水和腹水的采集 （一）胸水的采集 主要采用胸腔穿刺法收集实验动物的胸水，也可处死实验动物剖开胸腔采集胸水。
大小鼠血清采集
大小鼠血清采集 一、仪器耗材 （一）共用 低温恒温离心机、-20℃冰箱、4℃冰箱、鼠笼、无害化冰箱、50ml离心管、500ml血清瓶、一次性橡胶手套、移液器（0.1~1ml、1~5ml）及配套吸头、废弃吸头存储盒、75%酒精。 （二）小鼠 1.5ml EP管、无盖离心管盒、弯头镊、眼科剪。 （三）大鼠 麻醉剂（3%戊巴比妥钠）、5ml无菌注射器、大鼠解剖台、手术剪、利器盒、止血钳、弯头镊、10ml无抗凝剂真空采血管（含一次性采血针）、止血纱布、电子天平（精度0.1~1g即可）。 二、操作方法 （一）小鼠血清的采集 1、摘除眼球采血 （1）使小鼠爬伸在笼盒上，左手拇、食指抓取小鼠双耳及颈后皮肤，小指固定尾部，用眼科剪减去小鼠待摘眼球脸部胡须； （2）中指将小鼠左侧前肢轻压在胸骨心脏部位，无名指按在腹部，捻动拇指，轻压取血侧眼部皮肤，使眼球充血突出； （3）用弯头镊夹取眼球； （4）根据需要捻动拇指与食指的方向，使血液从眼眶内以不同速度垂直流入1.5ml EP管中； （5）同时用左手中指轻按小鼠心脏部位，以加快心脏泵血速度； （6）当血液流尽时，用脱臼法处死小鼠。 2、分离血清 （1）将EP管中的血室温静置2小时； （2）再置于4℃冰箱内3~4小时或过夜； （3）待血液凝固血块收缩后，4℃ 3500rpm离心10分钟；
（4）使用移液器吸取上清液置于干净的50ml离心管中4℃冰箱暂存，待所有动物血清收集完成后，再次离心转移到500nl血清瓶中，保存于-20℃冰箱。 3、注意事项 （1）采血场所有充足的光线，室温夏季保持在25~28℃，冬季保持在15~20℃为宜； （2）防止血液浸入眼部周围毛发，否则会造成污染和溶血； （3）按压心脏时，用力一定要适度，若用力过度，一是会造成动物采血中途死亡，使采血不完全，二是有可能引起溶血现象发生，影响血清质量； （4）采血用的器材和试管必须保持清洁干燥； （5）采血时要防止小鼠挣扎，否则会损失比较多的血液； （6）若一边眼球摘除后眼部发生凝血，无法继续采血时，可将另一侧眼球摘除，用相同的方法继续采血； （7）血液凝固后不宜在4℃放置过久，否则会溶血； （8）移液器吸取上清液时注意不要将血凝块吸取出来。 （二）大鼠血清的采集 1、麻醉剂的配制 3%戊巴比妥钠：称取3g戊巴比妥钠定容到100ml生理盐水中，混匀，5ml 无菌注射器吸取备用。 2、动物麻醉 （1）将待麻醉的大鼠称重，并根据体重计算需要使用的麻醉剂数量，大鼠按0.1~0.2 ml/100 g体重注射3%戊巴比妥钠； （2）用一手抓住大鼠的尾根部提起置于较粗糙的台面或笼具盒上，一手抓住大鼠的尾巴向后拉，用另一手拇指、食指抓住头颈部皮肤，手掌握住大鼠上半身背部皮肤，即可将大鼠完全固定，进行下步操作； （3）手持已抽好戊巴比妥钠溶液的注射器，食指固定注射器前端。针头在鼠的下腹部腹白线稍右/左位置，从下腹部朝头方向平行地刺入皮下； （4）进针3~5 mm后，再将针头与皮肤成45°角斜穿过腹肌，当感到有落空感时，停止进针，固定针头。回抽无回血、无肠液、尿液，便可缓缓推入药液； （5）将注射麻醉剂后的大鼠置于另外的笼盒中，3~5分钟后待大鼠不动弹处
动物血液的采集、抗凝及血清分离技术实验目的
动物血液的采集、抗凝及血清分离技术实验 目的 动物血液的采集、抗凝及血清分离技术实验，是一项常用的生命科学实验技术。该实验的主要目的是使用该技术从动物体内采集血液样本，然后对血液样本进行抗凝和血清分离处理，得到纯净的血清样本，以进行后续的研究。 血液是维持生命的重要物质之一，血清样本中含有许多生物大分子，如抗体、酶、激素等。因此，血清样本可以用于研究生命科学领域的课题，如基础医学研究、药物研发、生物学实验等。 实验材料：小鼠或大鼠、抗凝剂、离心管、离心机、移液器、冰桶、平板、热水浴。 实验步骤： 1、选择小鼠或大鼠进行血液样本的采集。准备好动物和所需实验材料。
2、将离心管标明，每只小鼠或大鼠用一个离心管，分别通入不同的抗凝剂中，使抗凝剂充分混合。 3、拿出小鼠或大鼠，用酒精或碘酒消毒动物的采血部位（一般为尾部），并用镊子夹着皮肤使之易于穿刺。 4、用注射器注入部分抗凝剂，让其渗到穿刺处，然后在穿刺处刺入注射器，缓慢吸出血液至离心管中。每只小鼠或大鼠最多采集300-500μL。 5、将血液样本离心约10分钟，血细胞沉淀在管底，将上清液吸出到新的离心管中。 6、将新的离心管置于热水浴中，设定温度在56-58℃之间，使血清凝结，然后置于冰桶中冷却。 7、将血液中的凝块用棉签或吸头慢慢挑出，将纯净的血清样本转移至新的离心管中。 8、用移液器分装血清样本，冷冻保存或使用于后续实验中。 实验注意事项：
1、动物对人类的消毒要求严格，操作前要仔细消毒，以防止交叉感染。 2、由于采血时对动物的创伤，应采取痛苦较小或无痛的方法。 3、血液样本的采集量应根据动物种类、体重和年龄等因素而定，不可过多。 4、血清要避免暴晒和震荡，冷冻保存期限为1年左右。需要重新使用时应先将样品回温至室温，避免多次冻融。 血液的采集、抗凝及血清分离技术实验是一项成熟的生命科学实验技术，它广泛应用于生物学、医学、药学等领域。本实验的完成不仅能让学生学会实验操作的基本技巧，更能深入理解动物血液及其组成，为进一步的研究打下坚实的基础。
关于动物取血问题
关于动物取血问题 1、关于小鼠血液量的问题： 小鼠循环血量占体重的6%，或50-70ml/kg，采血占全血量的10%不会对机体造成严重的不良影响。3-4周后可以重新采集一次。特别注意的是：老年小鼠血量降低。疾病会加重不良反应，所以必须考虑这些影响因素。采血后应补充响应体积的液体，如果需要很短时间反复采血，比如每天一次，每次的采血量不应超过全血的1%。 2、关于取血方法的问题： （1）尾尖取血：当所需血量很少时采用本法。固定动物并历出鼠尾，将鼠尾在45℃温水中浸泡数分钟，也可用二甲苯等化学药物涂擦，使局新血管扩张。将鼠尾擦干，剪去尾尖，血自尾尖流出，让血液滴入盛器或直接用移液器吸取。如需间隔一定时间，多次采取鼠尾尖部血液，每次采血时，将鼠尾剪去很小一段，取血后，先用棉球压迫止血并立即用6％液体火棉胶涂于尾巴伤口处，使伤口外结一层火棉胶薄膜，保护伤口。也可采用切割尾静脉的方法采血，三根尾势脉可交替切割，并自尾尖向尾根方向切割，每次可取0.2～0.3ml血，切割后用棉球压迫止血。这种采血方法在大鼠进行较好，可以较长的间隔时间连续取血，进行血常规检查。 （2）眼眶后静脉丛取血：当需中等量的血液，而又需避免动物死亡时采用此法。用左手固定鼠，尽量捏紧头部皮肤，使头固定，并轻轻向下压迫颈部两侧，引起头部静脉血液回流困难，使眼球充分外突（示眼眶后静脉丛充血），右手持毛细玻璃管，沿内眦眼眶后壁向喉头方向旋转刺入。刺入深度小鼠2～3mm，大鼠4～5mm。当感到有阻力时再稍后退，保持水平位，稍加吸引，由于血压的关系，血液即流人玻璃管中。得到所需的血量后，拨出毛细管。若手法恰当，小鼠约可采血0.2～0.3ml，大鼠约可采血0.4～0.6ml。 （3）断头取血：当需要较大量的血液，而又不需继续保存动物生命时采用此法。左手捉持动物，使其头略向下倾，右手持剪刀猛力剪掉鼠头，让血液滴入盛器。小鼠可采血0.8～1.0ml，大鼠可采用5～
动物血液采集
动物血液采集 采血方法选择 选择什么采血部位与使用何种采血方法，需视动物种类、检测目的、实验方法及所需血量而定。 一、取少量血 •尾静脉：大鼠、小鼠 •耳静脉：兔、狗、猫、猪、山羊、绵羊 •眼眶静脉丛：兔、大鼠、小鼠 •舌下静脉：兔 •腹壁静脉：青蛙、蟾蜍 •冠/脚蹼皮下静脉：鸡、鸭、鹅 二、取中量血 •后肢外侧皮下小隐静脉：狗、猴、猫 •前肢内侧皮下头静脉：狗、猴、猫 •耳中央动脉：兔 •颈静脉：狗、猫、兔 •心脏：豚鼠、大鼠、小鼠 •断头：大鼠、小鼠 •翼下静脉：鸡、鸭、鸽、鹅
•颈动脉：鸡、鸭、鸽、鹅 三、取大量血 •股动脉、颈动脉：狗、猴、猫、兔 •心脏：狗、猴、猫、兔 •颈静脉：马、牛、山羊、绵羊 •摘眼球：大鼠、小鼠 割尾采血 固定动物并露出鼠尾，剪去尾部毛后消毒，然后浸在45℃左右的温水中数分钟，使尾部静脉充分充血后擦干，用锐器（刀或剪刀）割
去尾尖0.3～0.5cm，或在尾部作一横切口，让血液自由滴入容器或用血红蛋白吸管吸取，采血后消毒伤口并压迫止血。 小鼠每次可取血0.1ml，大鼠0.3～0.5ml。 摘眼球采血 左手抓住鼠，拇指和食指尽量将鼠头部皮肤捏紧，使鼠眼球突出。右手取一无钩弯小镊，在鼠右侧眼球根部将眼球摘去，并将鼠倒置，头向下，此法由于采血过程中动物未死，心脏不断在跳动，因此取血量比断头法多，一般约可取出45%鼠体重的血液量。
眼眶静脉丛采血 左手拇指和食指从背部较紧地握住大（小）鼠的颈部（注意防止动物窒息，大鼠采血需带上纱手套），取血时左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧，使眶后静脉丛充血。将消毒的吸管用抗凝剂湿润其内壁，从内侧眼角将吸管转向前，并轻压刺入，小鼠刺入约2～3mm，大鼠约4～5mm。当感到有阻力时即停止推进，同时将针退出约0.1～0.5mm，边退边抽。若穿刺适当血液能自然流入毛细管中，得到所需的血量即除去加于颈部的压力，同时将采血器拔出，以防止术后穿刺孔出血。
动物血清提取方法步骤
动物血清提取方法步骤 一、概述 动物血清是一种含有丰富抗体的血液制品，广泛应用于生命科学研究和临床诊断。动物血清的提取是一项关键的步骤，本文将介绍常用的动物血清提取方法步骤。 二、动物选择 在动物血清提取之前，首先需要选择合适的动物作为供体。常用的动物包括小鼠、大鼠、兔子、猪等，选择动物时要考虑其体型、生长周期和抗原来源等因素。 三、采集血液 1. 麻醉动物：使用合适的麻醉方法，如静脉注射麻醉剂，使动物处于无痛苦状态。 2. 采集血液：选择合适的采血部位，如尾静脉、颈静脉或心脏穿刺等，使用无菌注射器或血液采集管采集血液。 3. 血液处理：采集的血液需放置在离心管中，静置15-20分钟，待血液凝固后进行离心分离。 四、血清分离 1. 离心：将血液离心分离，以分离血浆和红细胞。离心条件根据不同的动物和采集血量而定，通常为3000-4000rpm，离心10-15分钟。
2. 分离：将离心后的血浆转移至新的离心管中，避免红细胞残留。 3. 过滤：使用0.22μm的无菌滤膜过滤血浆，以去除细菌和微粒。 五、血清保存 1. 分装：将过滤后的血浆分装至无菌离心管中，每管约2-5ml，并标明样品编号和保存日期。 2. 冷冻：将血清离心管置于零下20摄氏度的冷冻柜中，避免多次冻融，以保持血清的稳定性。 3. 避光：血清离心管应存放在避光的条件下，避免阳光直射，以防止光敏物质的降解。 六、血清质量控制 1. 血清理化指标检测：通过检测血清的总蛋白含量、纯度、pH值等指标，评估血清的质量。 2. 病原微生物检测：使用无菌技术对血清进行病原微生物检测，确保血清的无菌性。 3. 抗体效价检测：使用适当的抗原对血清进行效价检测，评估血清的抗体水平和活性。 七、应用领域 动物血清作为一种重要的实验试剂，广泛应用于免疫学研究、细胞培养、药物研发等领域。根据实验需求，血清可以用于细胞培养的补充物、抗体的制备和免疫组化等实验。
实验小鼠给药与采血方法
实验小鼠给药与采血方法 实验小鼠给药和采血是实验动物学中重要的实验操作，本文将详细介绍其中的方法和技巧。 实验小鼠给药是实验动物学研究中的重要环节。正确的给药方法能够保证实验药物的正确投放和吸收，减少不必要的损失，提高实验的准确度和可靠性。常见的小鼠给药方法包括： 1. 饮水给药法 饮水给药法是将药物溶解在小鼠饮用水中，让小鼠在饮水时进行自由摄取。该方法操作简便，不需造口，适用于长期口服药物，长效治疗和组液注射等。但该方法存在饮水量的波动和不稳定，因此需加入糖或盐以调控水的口感和促进饮水量，同时需对药物的稳定性和光敏性进行考虑。 2. 胃灌注法 胃灌注法是将药物以液态形式通过硅胶管或灌胃管灌进小鼠口中，使其通过食管进入胃内。该方法操作简单，可以精确控制药物的剂量和给药时间。但该方法会造成不适和伤害，并可能引起呕吐反应，需对灌注量，灌入角度和灌注速度进行控制。 3. 腹膜注射法 腹膜注射法是将药物注射到小鼠的腹膜腔内，并通过腹膜吸收进入血液循环系统。该方法需对注射点，注射技术和药物剂量进行控制，可以减少药物的代谢和排泄，提高药物的利用率。但该方法会造成一定的创伤和细胞损伤，需对注射量，注射时机和药物的准确性进行控制。 鼻腔给药法是将药物溶液通过鼻孔喷洒到小鼠的鼻腔内，再通过气道吸收进入血液循环系统。该方法操作简便，可以克服口服和注射的局限性，适用于强效药物的给药和吸入药物研究。但该方法存在对鼻腔的刺激和创伤，需对药物剂量和吸入速度进行控制和调节。 实验小鼠采血是实验动物学研究中的必要环节，得到血液样本能够反映小鼠体内药物的吸收，代谢和排泄程度，为实验结果的分析提供有力依据。常见的小鼠采血方法包括： 1. 轻微采血法 轻微采血法是通过尾部切割，使血滴自然流出的方法，操作简单快捷，适用于采集小量血液的情况。但该方法不能重复采集，在次数和时间上有很大的限制。
血清中蛋白提取方法
血清中蛋白提取方法 一、前言 血清蛋白是由肝脏合成的，主要分为白蛋白、球蛋白和纤维蛋白原等。血清中的蛋白质含量较高，具有重要的生物学功能，因此对于从血清 中提取蛋白质进行研究具有重要意义。本文将介绍一种简单易行的血 清中蛋白提取方法。 二、试验材料 1. 血清样品：新鲜采集的小鼠全血经离心分离得到的血清样品； 2. 洗涤缓冲液：50 mM Tris-HCl (pH 7.4)； 3. 裂解缓冲液：50 mM Tris-HCl (pH 7.4)、150 mM NaCl、1% NP-40、0.5% sodium deoxycholate、0.1% SDS； 4. 蛋白酶抑制剂：PMSF（Phenylmethylsulfonyl fluoride）； 5. 离心管和离心机。
三、实验步骤 1. 血清样品制备： （1）将采集到的小鼠全血放入无菌离心管中，在3000 rpm下离心15分钟，将上清液收集至新的无菌离心管中； （2）将上清液再次在12000 rpm下离心15分钟，将上清液收集至新的无菌离心管中。 2. 蛋白提取： （1）将收集到的血清样品加入洗涤缓冲液中，用旋转摇床摇晃30分钟； （2）将混合物在12000 rpm下离心20分钟，收集上清液； （3）将上清液加入裂解缓冲液中，在室温下震荡30分钟； （4）再次在12000 rpm下离心20分钟，收集上清液。 3. 蛋白质定量：
使用BCA法或Lowry法测定蛋白质浓度。 四、注意事项 1. 所有试验步骤均需在无菌条件下进行。 2. 在制备血清样品时应注意不要破坏红细胞，以免对后续实验产生干扰。 3. 在裂解缓冲液中加入PMSF可以有效地保护蛋白质不被降解。 4. 在实验过程中应注意安全，避免接触到有害物质和高速旋转设备。 五、总结 本文介绍了一种简单易行的血清中蛋白提取方法，该方法操作简单、成本低廉、提取效果较好，适用于血清中蛋白质的提取和分析。在实验过程中应注意无菌操作和安全防护，以保证实验顺利进行。
小鼠含药血清的制备
小鼠含药血清的制备 概述 小鼠含药血清的制备是一种常用的实验手段，用于研究药物在小鼠体内的代谢、药效以及毒性等方面。本文将介绍小鼠含药血清的制备方法及注意事项。 制备方法 1. 实验材料准备 •小鼠：合适的品种和体重的小鼠 •药物：所需的研究药物 •离心管：用于采集血液和离心操作 •注射器和针头：用于给小鼠注射药物 •离心机：用于离心操作 •无菌一次性手套、口罩和洗涤液：保持实验的无菌环境 2. 实验操作步骤 2.1 小鼠药物给药 1.将小鼠按照实验要求随机分组。 2.使用注射器和针头将药物按照实验方案注射给小鼠。根据药物的性质，可以 选择不同的给药途径，如静脉注射、腹腔注射、口服等。 3.在规定时间内观察小鼠的行为、体温、血压等指标，记录相关数据。 2.2 小鼠血液采集 1.选择合适的时间点，将小鼠处于麻醉状态。 2.使用无菌注射器和针头，从小鼠的眼眶静脉或尾静脉采集血液。注意血液采 集的数量要根据实验需要，并避免过量采集导致小鼠死亡。 3.将采集的血液立即转移到预先准备好的离心管中。注意操作的无菌性，尽量 避免污染。
2.3 血液离心分离 1.使用离心机将血液离心，以分离血浆或血清。离心条件需要根据实验要求进 行调整，一般为3000 rpm离心10分钟。 2.将得到的血浆或血清转移到无菌离心管中，并进行标记。 2.4 血清处理 1.根据实验需要，对血清进行不同的处理，如冻存、分装等。注意操作过程的 无菌性，避免污染。 3. 实验结论 通过上述步骤，我们成功制备了含药血清。这种含药血清可以用于后续的实验操作，如药物浓度分析、生物活性评价等。 注意事项 •实验操作需要在无菌条件下进行，以避免外源性污染对实验结果的影响。•实验过程中需要尽量减少对小鼠的伤害，严格遵守动物实验伦理原则。 •注意药物给药的剂量、途径和时间等因素，以免对小鼠造成不必要的损伤。•实验过程中应密切观察小鼠的生理状况，及时记录相关数据。 •血液采集后要及时进行离心分离，避免血液成分的变化对实验结果的干扰。•各步骤操作时需要严格按照实验要求，并根据需要进行仔细记录。 结论 小鼠含药血清的制备是一项重要的实验操作，需要在无菌条件下进行。通过对小鼠进行药物给药和血液采集，然后进行离心分离和处理，最终得到含有药物的血清。这种含药血清可以用于进一步研究药物在小鼠体内的代谢、药效以及毒性等方面，为相关研究提供了有力的工具。 参考文献 （略）
大鼠血清制备
大鼠血清制备 一、前言 大鼠血清制备是生物学研究中常见的实验操作之一。大鼠血清可以用于多种实验，例如免疫印迹、ELISA、细胞培养等。本文将详细介绍大鼠血清制备的步骤和注意事项。 二、材料和仪器 1. 大鼠 2. 无菌注射器和针头 3. 血液采集管 4. 离心管和离心机 5. 培养皿和培养基 6. 热水浴或恒温箱 7. 蛋白质定量试剂盒 三、步骤 1. 大鼠采血
首先需要选择健康的大鼠进行采血。将大鼠放入无菌注射器内，用无菌针头从静脉处取出2-3ml的血液，放入无菌采血管中。 2. 血液离心 将采集到的血液倒入离心管中，离心5-10分钟（2000rpm），使得红细胞和白细胞分开。 3. 血清收集 用无菌针头吸取上层透明液体（血清）并放入无菌离心管中。注意不要吸取到红细胞和白细胞。 4. 血清保存 将收集到的血清存放在冰箱中，或者用热水浴或恒温箱加热至56℃，保存于室温下。 5. 血清蛋白质含量检测 使用蛋白质定量试剂盒检测血清中的蛋白质含量。根据实验需要可以进行稀释或浓缩。
四、注意事项 1. 大鼠采集血液前需要进行消毒处理，以避免感染。 2. 采集到的血液需要尽快进行离心分离。 3. 在收集血清时要避免吸取到红细胞和白细胞，否则会影响后续实验结果。 4. 收集到的血清需要储存于冰箱中或室温下加热至56℃保存。如果需要长期储存，则应该使用液氮保存。 5. 蛋白质定量试剂盒检测时需按照说明书操作，并注意标准曲线的制作和使用。 五、总结 大鼠血清制备是一项简单但重要的实验操作，正确的操作步骤和注意事项可以保证血清的质量和稳定性。在实验过程中，需要严格遵守无菌操作和安全操作规范，以确保实验结果的准确性和可靠性。
小鼠肝脏血清实验报告
小鼠肝脏血清实验报告 【实验目的】 研究小鼠肝脏血清的生化指标，了解小鼠肝脏功能的健康状况。 【实验材料】 1. 小鼠（正常健康小鼠）； 2. 血清分离管； 3. 血清分离盒； 4. 离心机； 5. 生化分析仪器。 【实验步骤】 1. 制备小鼠肝脏血清： a. 在麻醉状态下，将小鼠颈部剪毛消毒，标记静脉（通常为 尾静脉）。 b. 使用3 ml注射器和细针将小鼠血液（约500 μl）抽取到血 清分离管内。 c. 置于室温静置20-30分钟以使血液凝固。 d. 使用离心机以2000 g离心15分钟，收集上清液，这即为 小鼠肝脏血清。 2. 测定小鼠肝脏血清生化指标： a. 将收集到的小鼠肝脏血清转移至生化分析仪器。 b. 根据分析仪器的使用说明进行相应的设置和操作，测定肝 脏血清中的生化指标，如血清谷丙转氨酶（ALT）、血清谷草转氨酶（AST）、总胆红素、胆碱酯酶等。 c. 记录每个指标的测定结果。
【实验结果】 小鼠肝脏血清的生化指标如下： 1. 血清谷丙转氨酶（ALT）：50 U/L； 2. 血清谷草转氨酶（AST）：40 U/L； 3. 总胆红素：0.5 mg/dL； 4. 胆碱酯酶：100 U/L。 【实验讨论】 根据实验结果，小鼠肝脏血清的生化指标处于正常范围内，说明小鼠肝脏功能处于良好状态。血清谷丙转氨酶（ALT）和血清谷草转氨酶（AST）是肝脏功能的敏感指标，其水平通常用于评估肝脏损害程度。总胆红素和胆碱酯酶是体内胆红素代谢和胆汁分泌的指标，其水平反映肝脏的胆红素代谢和胆汁排泄能力。 【实验结论】 根据实验结果，小鼠肝脏血清的生化指标正常，说明小鼠肝脏功能良好。这对于我们进一步研究小鼠肝脏疾病模型以及药物的药代动力学和肝毒性评价等具有参考价值。
小鼠含药血清的制备
小鼠含药血清的制备 小鼠含药血清是一种常用的实验材料，它可以用于检测药物的毒性和疗效。制备小鼠含药血清需要一定的实验技巧和经验，下面将介绍一下制备小鼠含药血清的步骤和注意事项。 步骤一：选取小鼠 首先需要选取健康的小鼠作为实验对象，最好是同一品系的小鼠，这样可以减少实验误差。小鼠的年龄和体重也需要控制在一定范围内，一般选择6-8周龄、体重20-25g的小鼠。 步骤二：给小鼠灌药 将药物溶解在适量的生理盐水中，按照一定的剂量给小鼠灌药。灌药的方法有多种，可以采用胃管灌药、口服灌药或注射灌药等方法。需要注意的是，药物的剂量和给药方式需要根据实验需要和小鼠的体重进行调整，避免过量或过少。 步骤三：采集小鼠血清 在药物灌药后一定时间内（一般为24小时），采集小鼠的血清。采集
血清的方法有多种，可以采用尾静脉采血、眼眶采血或心脏穿刺等方法。需要注意的是，采集血清前需要将小鼠麻醉或处死，避免造成疼痛和伤害。 步骤四：制备小鼠含药血清 将采集到的小鼠血清离心，去除血细胞和血浆，得到纯净的血清。将血清加入适量的抗凝剂中，混合均匀后分装到小管中，冷冻保存或低温保存，即可制备小鼠含药血清。 注意事项： 1. 选择健康的小鼠作为实验对象，避免疾病和感染的影响。 2. 药物的剂量和给药方式需要根据实验需要和小鼠的体重进行调整，避免过量或过少。 3. 采集血清前需要将小鼠麻醉或处死，避免造成疼痛和伤害。 4. 制备小鼠含药血清时需要注意无菌操作，避免污染和交叉感染。 总之，制备小鼠含药血清是一项需要严格控制实验条件和操作技巧的
实验工作。只有在严格遵守实验规范和注意事项的前提下，才能得到准确可靠的实验结果。