药物研发中常用的动物模型
一、常用肿瘤模型实验动物介绍：
1、BALB/c 小鼠(近交系)
特性与用途：
◇其发病率低，但对致癌因子敏感。乳腺肿瘤发生率约为10﹪~20﹪。
◇有一定数量的卵巢、肾上腺和肺部肿瘤的发生，对放射线极度敏感。易患慢性肺炎。
◇多数个体于6月龄以后出现免疫球蛋白过多症。主要是IgG1和IgA量的增加。
◇免疫球蛋白的绝对量依饲养条件而异。腹腔注射矿物油后可引起浆细胞瘤。
◇广泛地应用于肿瘤学、生理学、免疫学、核医学研究，以及单克隆抗体研究和生产等。
2、DBA/2 小鼠(近交系)
特征与用途：
◇免疫：在普通饲养条件下三月龄鼠血清免疫球蛋白量为1000ug/ml左右，仅相当C57BL/6，C3H/He和BALB/c的1/2。其中，IgM值较高，而IgG为低值。在IgG各亚类中，IgG1最高，IgG2最低。缺乏补体C5。对鼠斑疹伤寒补体C5较敏感。
◇肿瘤：对DBA/1 的大部分移植瘤有抗性。雌鼠白血病发病率为34％，雄鼠为18％，经产母鼠乳腺癌发生率为50- 60％，雌雄鼠中均有淋巴瘤生长。
◇微生物和寄生虫：对疟原虫、利什曼原虫有抗力。对猫后睾吸虫、曼氏血吸虫较敏感。对白色念球菌有抗力，由于具有Hc0等位基因，对新型隐球菌有抗力。
◇生理：红细胞多。血压较低。维生素Ｋ缺乏，氯仿和氧化乙烯引起的死亡率高。肾上腺脂质贮存少，心脏有钙盐沉着。具低嗜酒性及吗啡嗜好。对百日咳组织胺易感因子敏感。
◇病理：听源性癫痫发作率在35日龄时为100％，55日龄时为5％，约一半动物肝可出现由巨噬细胞构成的蜡样质的肉芽肿。
3、ICR 小鼠(封闭群)
特征与用途：
◇适应性强，体格健壮，繁殖力强，生长速度快，实验重复性较好。
◇雌鼠自发性畸胎瘤和管状腺瘤发病率为0%~1%，用氨基甲酸乙酯诱发时，11~16天胚胎期畸胎瘤和管状腺瘤发病率为5.9%，离乳个体管状腺瘤和囊瘤发生率为30%,孕鼠为3%。◇是国际通用的封闭群小鼠(封闭群又称远交群，是指以非近亲交配方式进行繁殖生产的一个实验动物种群，在不从其外部引入新个体的条件下，至少连续繁殖4代以上)
◇是进行免疫药物筛选，复制病理模型较常用的实验动物。
◇外周血象和骨髓细胞，具有较好的稳定性，是良好的血液学实验用动物。已广泛用于药理、毒理、肿瘤、放射性、食品、生物制品等的科研、生产和教学，与我国自行选育的昆明小鼠很类似。
4、SCID小鼠（近交系（Inbred Mice）
近交系：是指至少连续20代的全同胞兄妹交配培育而成，品系内所有个体都可追溯到起源于第20代或以后代数的一对共同祖先。
广泛应用于人类免疫学和病毒学、肿瘤学、生理学、血液病学、病理学等方面的研究，能接受人体正常组织的移植而成为一种嵌合体小鼠（即SCID-hu模型）进行人体免疫功能重建和肿瘤学方面的研究。
SCID小鼠自发性T细胞淋巴瘤（主要在胸腺）的发病率在15℅左右。而正常对照组动物却没有发现这种肿瘤的病例。淋巴瘤明显起源于胸腺，并可发生肺、淋巴结、脾、肝和肾转移。瘤体由大而均匀一的淋巴母细胞构成，细胞较大，染色质丰富，含有较大的核仁，胞浆呈嗜碱性。肿瘤细胞携带T细胞表面标记抗原。这种肿瘤的瘤块或培养细胞悬液在移植到组织相容性宿主体内后，可良好地生长传代。目前，尚未弄清：SCID突变基因与T细胞胸腺瘤高发之间的关系。
5、裸鼠
裸鼠由于无胸腺，因此缺乏免疫反应，是免疫缺陷动物。正常小鼠胸腺位于胸骨柄后方，紧贴气管，心脏腹面，呈乳白色脂肪状，分左右两叶。胸腺与机体免疫机有关系密切，现已知胸腺可分泌好几种具有生物活性的多肽类物质，总称为胸腺素，它可刺激淋巴组织产生淋巴细胞；使来自骨髓、脾脏和其它组织和淋巴原始细胞成熟为具有细胞免疫活性的T淋巴细胞，从而发挥免疫作用。裸鼠先天性无胸腺，抑制T细胞时IgM与抗原反应是有不同争论的，而在无辅助T细胞时就完全没有IgG和IgA反应。
裸大鼠目前主要应用于人癌的移植研究。因裸大鼠无胸腺，缺少T细胞，故能成功地移植异种皮肤和异种肿瘤，包括小鼠肿瘤及人肿瘤。
Rat(大鼠)分类：
1.Wistar大鼠: 封闭群大鼠
2.SD大鼠: 封闭群大鼠
3.F344/N大鼠: 近交系大鼠，可允许多种肿瘤移植生长，用于毒理学、肿瘤学和生理学研究。
4.Lou/CN和Lou/MN大鼠: 近交系大鼠，常用于单克隆抗体的研制。
常用模型动物的体重：
药物推向临床前，所选用的动物品种应不少于3种，而且其中之一是比较大的动物。常用动物序列是：小鼠-大鼠-狗或猴子。
实验动物选择的一般原则：(1)一般选用成年动物，注意动物年龄与人的对应，动物年龄与
体重一般呈正相关。一般选择的实验动物年龄体重应尽可能一致，相差不超过10%。
肿瘤模型中常选用动物类型：(1)近亲系(2)无菌动物和悉生动物(3)无胸腺裸鼠
动物模型：移植性肿瘤模型、人体肿瘤异种移植动物模型
药理学研究中的动物模型选择方法：一般选择成年健康动物，PK参数测定最好使用犬、猴等大型动物；做药物分布实验时，一般选用大鼠或小鼠较为方便；做药物排泄实验时，一般也首选大鼠。
药物毒性实验：测定LD50,常用封闭群的小鼠或大鼠。
给药部位选择：小鼠静脉注射一般采用尾静脉注射法。
大鼠静脉注射一般采用阴茎静脉注射,也有尾静脉注射、浅背侧跖静脉注射、舌下静脉注射。猴皮下注射可在猴的颈后、腰背皮肤进行，静脉注射常选用前肢桡静脉或后肢隐静脉。
人与动物药物剂量换算：根据体表面积换算。
二十种常见实验动物模型
二十种常见实验动物模型 一、缺铁性贫血动物模型 缺铁性贫血（iron deficiency anemia，IDA）是体内用来合成血红蛋白（HGB）的贮存铁缺乏，HGB合成减少而导致的小细胞低色素性贫血，主要发生于以下情况：（1）铁需求增加而摄入不足，见于饮食中缺铁的婴幼儿、青少年、孕妇和哺乳期妇女。（2）铁吸收不良，见于胃酸缺乏、小肠粘膜病变、肠道功能紊乱、胃空肠吻合术后以及服用抗酸和H2受体及抗剂等药物等情况。（3）铁丢失过多，见于反复多次小量失血，如钩虫病、月经量过多等。 IDA是一种多发性疾病，据报道，在多数发展中国家，约2/3的儿童和育龄妇女缺铁，其中1/3患IDA，因此，研究IDA的预防和治疗具有重要的意义。在这些研究中，缺铁性贫血的动物模型（Animal model of IDA），又是实施研究的基础工具。常见的IDA动物模型的构建技术如下： 实验动物：一般选用SD大鼠，4周龄，雌雄不拘，体重65g左右，HGB≥130g/L。 建模方法：低铁饲料加多次少量放血法。低铁饲料一般参照AOAC 配方配制，采用EDTA浸泡处理以去除饲料中的铁，饲料中的含铁量是诱导SD大鼠形成缺铁性贫血模型的关键，现有研究表明，饲喂含铁量<15.63mg/Kg的饲料35天，SD大鼠出现典型IDA表现，而饲喂
含铁40.30mg/Kg的饲料SD大鼠出现缺铁，但并不表现贫血症状。建模时一般采用去离子水作为动物饮水，以排除饮水中铁离子的影响。少量多次放血主要用于模拟反复多次小量失血导致的铁丢失，还可以加速贫血的形成。放血一般在低铁饲料饲喂2周后进行，常用尾静脉放血法，1～1.5ml/次，2次/周。 模型指标：（1）HGB≤100g/L；（2）血象：红细胞体积较正常红细胞偏小，大小不一，中心淡染区扩大，MCV减小、MCHC降低；（3）血清铁（SI）降低，常小于10μmol/L，血清总铁结合力（TIBC）增高，常大于60μmol/L。 需要指出的是，以上模型不能用于铁吸收不良相关IDA的防治研究。根据具体的研究需要，也可以适当调整建模方法。 二、白血病动物模型 用免疫耐受性强的人类胎儿骨片植入重症联合免疫缺陷病(SCID)小鼠皮下，出于人类造血细胞与造血微环境均植入小鼠，建立具有人类造血功能的SCID小鼠模型称为SCID－hu小鼠。再将髓系白血病患者的骨髓细胞植入SCID－hu小鼠皮下的人类胎儿骨片内，植入的髓系白血病细胞选择性生长在SCID－hu小鼠体内的人类造血微环境中，即为人类髓系白血病的小鼠模型。SCID小鼠是由于其scid所致。T、B淋巴细胞功能联合缺陷，这种小鼠能接受人类器官移植物。 造模方法：
实验1实验动物的捉持法和给药法 (1)
实验1 实验动物的捉持法和给药法 一、常用实验动物的捉持法 1．蛙和蟾蜍 通常以左手握持，用食指和中指夹住左前肢，拇指压住右前肢，右手将下肢拉直，左手用无名指及小指夹住（图1）。 图1 蟾蜍捉持法 2．小鼠 （1）双手法：右手提鼠尾，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，向后方轻拉鼠尾，使小鼠前肢固定在粗糙面上。迅速用左手拇指和食指捏其双耳间颈背部皮肤，无名指、小指和掌心夹其背部皮肤和尾部，便可将小鼠牢固捉持（图2）。 图2 小鼠双手捉持法 （2）单手法：小鼠置于笼盖上，先用左手食指和拇指抓住鼠尾，后手掌尺侧和小指夹住鼠尾，然后左手拇指与食指捏住颈部皮肤（图3）。 图3 小鼠单手捉持法 3. 大鼠 大鼠容易激怒咬人，捉持时应戴防护手套。先用右手抓住鼠尾，再用左手拇指和食指握住头部，其余手指与掌部握住背部和腹部。注意不要捏其颈部，以防用力过大、过久，窒息死亡。 4．家兔 一只手抓住兔颈背部皮肤，将兔轻轻提起，另一只手托住臀部，使兔呈蹲坐姿势（图4）。切不可用手握持双耳提起兔子。 图4 家兔捉持法 5．豚鼠
豚鼠性情温和，不咬人，用手轻轻握住身体即可抓起。 6. 猫 应戴好防护手套。轻声呼唤，慢慢将手伸入猫笼，轻抚猫头、颈和背部，一只手抓住颈背部皮肤，另一只手抓住腰背部。性情凶暴的猫可用布袋或网套捉持，操作中应防其利爪和牙齿伤人。 7. 狗 驯服的狗可戴上特制嘴套，用绳带固定于耳后颈部；凶暴的狗可用长柄捕狗夹钳住狗的颈部，然后套上嘴套。狗嘴也可用绳带固定，操作时先将绳带绕过狗嘴的下颌打结，再绕到颈后部打结，以防绳带滑落。狗麻醉后四肢固定于手术台上，取下嘴套或绳带，将一金属棒经两侧嘴角，穿过口腔压于舌上，再用绳带绕过金属棒绑缚狗嘴，并固定于手术台上。应将狗舌拉出口腔，以防窒息。 二、常用实验动物给药法 1. 经口给药法 此法有口服与灌胃两种方法。适用于小鼠、大鼠、豚鼠、兔、犬等动物。口服法可将药物放入饲料或溶于饮水中令动物自由摄取。若为保证剂量准确，可应用灌胃法。 （1）灌胃法 小鼠：左手捉持小鼠，腹部朝上，右手持灌胃管经口角插入口腔，使灌胃管与食管成一直线，再沿上颚壁缓慢插入食管，稍感有阻力时(大约灌胃管插入1／2)，如动物安静，呼吸无异常，即可注入药液。如遇阻力应抽出灌胃管重新插入，若药液误注气管，小鼠可立即死亡。一次灌注药量0.1－0.3ml／10g体重。操作宜轻柔，防止损伤食管（图5）。灌胃管可用粗大的注射针头制作，磨钝针尖制成，管长4-5cm，直径1mm，连接于1-2ml 注射器上即成。 图5 小鼠灌胃法 大鼠：左手捉持大鼠，右手持灌胃器，灌胃方法与小鼠相同。若两人合作时，可由助手协助固定后肢与尾巴。但灌胃管必须长6－8cm，直径1.2mm，尖端呈球状，并安装在5 －10ml的注射器上。注药前应回抽注射器，证明未插入气管（无空气逆流）方可注入药液。一次投药量1—2ml／100g体重。 家兔：需两人合作，一人坐好将兔躯体夹于两腿之间，左手紧握双耳固定头部，右手抓住两前肢固定前身，使兔头稍向后仰；另一人将木或竹制开口器横放于兔口中，将兔舌压住，以8号导尿管经开口器中央小孔，沿上颚壁慢慢插入食管15－18cm。为避免误入气管，可将导尿管外口端放入清水杯中，无气泡逸出方可注入药液，并应再注入少量清
实验动物的给药方法
3.4 实验动物的给药方法 3.4.1 经口投药法 (1) 口服法． 口服法是将能溶于水并且在水溶液中较稳定的药物放入动物饮水中，不溶于水的药物混于动物饲料内，由动物自行摄入。该方法技术简单，给药时动物接近自然状态，不会引起动物应激反应，适用于多数动物慢性药物干预实验，如抗高血压药物的药效、药物毒性测试等。其缺点是动物饮水和进食过程中，总有部分药物损失，药物摄入量计算不准确，而且由于动物本身状态、饮水量和摄食不同，药物摄入量不易保证，影响药物作用分析的准确性。 (2) 灌服法 灌服法是将动物适当固定，强迫动物摄入药物。这种方法能准确把握给药时间和剂量，及时观察动物的反应，适合于急性和慢性动物实验，但经常强制性操作易引起动物不良生理反应，甚至操作不当引起动物死亡。故应熟练掌握该项技术。强制性给药方法主要有两种： ①固体药物口服 一人操作时用左手从背部抓住动物头部，同时以拇、食指压迫动物口角部位使其张口，右手用镊子夹住药片放于动物舌根部位，然后让动物闭口吞咽下药物。 ②液体药物灌服 小白鼠与大白鼠一般由一人操作，左手捏持小白鼠头、颈、背部皮肤，或握住大白鼠以固定动物，使动物腹部朝向术者，右手将连接注射器的硬质胃管由口角处插入口腔，用胃管将动物头部稍向背侧压迫，使口腔与食管成一直线，将胃管沿上颚壁轻轻插入食道，小白鼠一般用3 cm，大白鼠一般用5 cm的胃管(图3.4-1)。插管时应注意动物反应，如插入顺利，动物安静，呼吸正常，可注入药物；如动物剧烈挣扎或插入有阻力，应拔出胃管重插，如将药物灌入气管，可致动物立即死亡。 给家兔灌服时宜用兔固定箱或由两人操作。助手取坐位，用两腿夹住动物腰腹部，左手抓免双耳，右手握持前肢，以固定动物；术者将木制开口器横插入兔口内并压住舌头，将胃管经开口器中央小孔沿上腭壁插入食道约15 cm，将胃管外口置一杯水中，看是否有气泡冒出，检测是否插入气管，确定胃管不在气管后，即可注入药物(图3.4-2)。 3.4.2 注射给药
常用实验动物的给药途径和方法
常用实验动物的给药途径和方法 在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态的变化，常需将药物注入动物体内。由于实验目的、动物种类、药物剂型不同，给药途径和方法也多种多样。 一经口给药法 (一)灌胃法 此法给药剂量准确，是借灌胃器将药物直接灌到动物胃内的一种常用给药方法。 1、白鼠灌胃法：抓起小鼠，以左手拇指、食指固定头部，小指、无名指和掌心夹注尾巴，使腹部朝上，颈部拉直，右手持灌胃器，将灌胃针从鼠的口角插入口腔，从舌背沿上腭插入食道。灌胃量0.2～0.5ml/10g。 胃管可用适宜口径的硬质塑料管或磨去针头的8号注射针头弯成适当的弧度制成。 注意，操作时不要用力猛插，以免插破食道或误插入器官造成动物死亡。 2、白鼠灌胃法：左手戴上棉手套，用左手拇指和食指将大鼠头部固定，将大鼠 灌胃器沿腭后壁慢慢插入食道。灌胃针插入时应无阻力，如有阻力或动物挣扎则应退针或将针拔出，重新再插。灌胃器由注射器和特殊的灌胃针构成。灌胃量10～20ml/kg 3 兔、犬等:灌胃一般要借助于开口器、灌胃管进行。先将动物固定，再将开口器固定于上下门齿之间，然后将灌胃管(常用导尿管代替)从开口器的小孔插入动物口中，沿咽后壁而进入食道。插入后应检查灌胃管是否确实插入食道。可将灌胃管外开口放入盛水的烧杯中，若无气泡产生，表明灌胃管被正确插入胃中，未误入气管。此时将注射器与灌胃管相连，注入药液。 4、猪的胃内灌注法：给猪下鼻饲管较困难，因猪的鼻翼与上唇联合形成吻突，鼻腔内上下鼻夹与鼻中隔通道极窄，只能通过F10－12号的导尿管，F14号以上的导尿管不能插入，故一般均给猪采用经口入胃的灌胃方法。具体方法是，预先做好一矩形小木块，中间有一洞，让小猪咬住，将其固定，然后再由此洞下胃管。此种操作较为简便。 5、鸟类：包括鸽、鸡等，经口灌胃给药，可由助手将其身体用毛巾裹住固定好。实验者用左手将动物向后拉，使其颈部倾斜，用左拇指和食指将动物嘴撬开，其他三只手指固定好动物头部，右手取带有灌胃针头的注射器，将灌胃针头由动物舌后插入食管。不要象其它动物灌胃时插的太深，如动物不挣扎，插针头又很顺利，即可将药液经口或食管上端罐入胃内。罐入速度要慢。
常用实验动物
常用实验动物 1、小鼠 喜欢群居，怕热，高温容易中暑 雌雄性小鼠交配后10~12小时，在雌性小鼠阴道口会形成白色的阴道栓 主要解剖学特性 消化系统：食管内壁有角质化鳞状上皮，利于灌胃；有胆囊；胰腺分散，色淡红，似脂肪组织。 生殖系统：雌性小鼠为双子宫型，呈“Y”形，卵巢不予腹腔相通，无宫外孕。 骨髓为红骨髓，无黄骨髓，终身造血。 皮肤无汗腺。 小鼠常用品种、品系 １. 近交系小鼠 C3H：1975年从美国引进，野生色毛； ? C57BL/6：1975年从日本引进，黑色毛； ? BALB/c：Bagg1913年获得小鼠白化株，经近亲繁殖20代以上育成，毛色为白色； ? DBA：分为DBA/1和DBA/2两个品系，1977年由美国实验动物中心引进，毛色均为浅灰色。 2、封闭群小鼠 ①KM小鼠：我国使用量最大的远交种小鼠，白色，抗病、适应力强，繁殖、成活率高。 ②ICR：1973年由日本国立肿瘤研究所引入我国，白色，其显著特点是繁殖
力强。 ③LACA ：1973年由英国实验动物中心引入我国，白色。其实是小鼠改名而成。 ④NIH ：由美国国立卫生研究院培育，白色，繁殖力强，幼仔成活率高，雄性好斗 3、突变系 1、裸鼠：第11对染色体上的裸基因（nu）导致无毛裸体、无胸腺 2、SCID小鼠：第16对染色体上的Scid隐性基因突变基因导致T、B淋巴细胞联合免疫缺陷．外观与普通小鼠差别不大，被毛白色，体重发育正常 3、快速老化模型小鼠：4~6月龄以前与普通小鼠的生长一样，4~6月龄以后迅速出现老化症状。如心、肺、脑、皮肤等器官老化，出现骨质疏松和老化淀粉样变。侏儒症：比正常小鼠体型小，缺少生长素和促甲状腺素，用于内分泌研究。小鼠在医学、生物学的应用 1、重组近交系小鼠将双亲品系的基因自由组合和重组产生一系列的子系，是遗传分析的重要依据，用作基因定位及其连锁关系的研究 2、提供自然的动物模型 2、大鼠染色体数2n=42 喜独居，喜啃咬，性情较凶猛、抗病力强，对新环境适应力强，但对环境刺激、炎症反应敏感。强烈噪音可引起食仔或抽搐；湿度低于40%易发生环尾巴症。行为表现多样，情绪反应敏感，易接受通过正负强化进行的多种感觉指令的训练雌性2.5月龄达到性成熟，具有产后发情、产后妊娠的特点。寿命2.5～3年。解剖学特征
实验动物的给药途径和方法及药量计算方法
实验动物的给药途径和方法及药量计算方法标准化管理部编码-[99968T-6889628-J68568-1689N]
一．经口给药法 (一)灌胃法 此法给药剂量准确，是借灌胃器将直接灌到动物胃内的·种常用给药法。1．鼠类：鼠类的灌胃器由特殊的灌胃针构成。左手固定鼠，右手持灌胃器，将灌胃针从鼠的右U角中，插入口中，沿咽后壁慢慢插入食道，使其前端到达膈肌位置，灌胃针插入时应无阻力，如有阻力或动物挣扎则应退针或将针拔出，以免损伤、穿破食道或误入气管。 2．兔、犬等：灌胃一般要借助于开口器、灌胃管进行。先将动物固定，再将开口器固定于上下门齿之间。然后将灌胃管(常用导尿管代替)从开口器的小孔插入动物口中，沿咽后壁而进入食道。插入后应检查灌胃管是否确实插入食道。可将灌胃管外开口放入盛水的烧杯中，若无气泡产生，表明灌胃管被正确插入胃中，未误入气管。此时将注射器与灌胃管相连，注入药液。 (二)口服法 口服给药是把混入饲料或溶干饮水中让动物自由摄取。此法优点是简单方便，缺点是剂量不能保证准确，且动物个体间服药量差异较大。大动物在给予片剂、丸剂、胶囊剂时，可将用镊子或手指送到舌根部，迅速关闭口腔，将头部稍稍抬高，使其自然吞咽。 二、注射给药法
(一)皮下注射 皮卜注射一般选取皮下组织疏松的部位，大鼠、小鼠和豚鼠可在颈后肩胛问、腹部两侧作皮下注射；家兔可在背部或耳根部作皮卜注射；猫、犬则在大腿外侧作皮下注射。皮下注射用左手拇指和食指轻轻提起动物皮肤，右手持注射器，使针头水平刺入皮下。推送药液时注射部位隆起。拨针时，以手指捏住针刺部位，可防止药液外漏。 (二)肌肉注射 肌肉注射一般选肌肉发达，无大血管通过的部位。大鼠、小鼠、豚鼠可注射大腿外侧肌肉；家兔可在腰椎旁的肌肉、臀部或股部肌肉注射；犬等大型动物选臀部注射。注射时针头宜斜刺迅速人肌肉，回抽针栓如无回血，即可注射。(三)腹腔注射 给大鼠、小鼠进行腹腔注射时，以左手固定动物，使腹部向上，为避免伤及内脏，应尽量使动物头处于低位，使内脏移向上腹，右手持注射器从下腹两侧向头方刺入皮下，针头稍向前，再将注射器沿45角斜向穿过腹肌进入腹腔，此时有落空感，回抽无回血或尿液，即可注入药液。免、犬等动物腹腔注射时，可由助手固定动物，使其腹部朝上，者即可进行操作。注射位置为：家兔下腹部近腹白线左右两侧1cm处，犬脐后腹白线两侧边1—2cm处进行腹腔注射。(四)静脉注射
药理实验中对动物的给药体积与采血体积控制
药理实验中对动物的给药体积与采血体积控制 本文由wyj摘要翻译 本文是2001年由欧洲制药工业协会联合会 (The European Federation of Pharmaceutical Industries and Associations ，EFPIA)和欧洲替代方法验证中心（European Centre for the Validation of Alternative Methods，ECV AM)联合发布的关于对动物不同途径给药或采血时所能充许的给药体积和采血体积指导原则。动物包括小鼠、大鼠、兔、狗、猴、豚鼠，给药方法包括po、ip、im、sc、一次性iv、缓慢静注、静脉点滴等的一般给药体积、最大充许给药体积、给药速度等，采血包括各种动物的最大充许采血量和恢复时间等。是一部实用、全面而又难得的指导原则，相信对从事药理、毒理研究者及其他动物实验工作者有一定的帮助。 下面的节选由wyj摘要翻译，原文见欧洲联盟欧洲制药工业协会联合会,A Good Practice Guide to the Administration of Substances and Removal of Blood, Including Routes and Volumes(2000). J. Appl. Toxicol. 21, 15–23 (2001) 第一部分：动物实验中的给药体积与给药速度 一、一般给药体积与速度 对于各种给药途径的最大给药体积，取决实验动物种属和制剂性质。一般推荐给药最大容积为见附表（（欧洲联盟欧洲制药工业协会联合会,2000）。 特殊给药途径每次的给药体积(英国药业会，1995）：每眼0.01 ml；⑥直肠0.5 ml/kg；⑦阴道：大鼠0.2 ml，兔1 ml；⑧吸入2 mg/L；⑨鼻：猴或犬每鼻孔0.1 ml。 表1各种给药途径的给药体积及可能的最大给药体积a （欧洲联盟欧洲制药工业协会联合会,2000） 给药途径与体积 (ml/kg, except b ml/site)d 动物种属 Oral sc ip im iv (单次) iv (缓慢注射) 小鼠10 (50) 10 (40) 20 (80) 0.05b (0.1)b 5 (25) 大鼠10 (40) 5 (10) 10 (20) 0.1b (0.2)b 5 (20) 兔10 (15) 1 (2) 5 (20) 0.25 (0.5) 2 (10) 犬 5 (15) 1 (2) 1 (20) 0.25 (0.5) 2.5 (5) 猴 5 (15) 2 (5) C (10) 0.25 (0.5) 2 c 狨猴10 (15) 2 (5) C (20) 0.25 (0.5) 2.5 (10) 小型猪10 (15) 1 (2) 1 (20) 0.25 (0.5) 2.5 (5) 说明: a:给非水溶液后，确定再次给药时间时应考虑前次药物是否已被吸收。肌肉内注射每天不能 超过2次。皮下注射每天限制在2~3个部位，前述皮下注射部位，不包括弗氏佐剂的使用。
动物实验给药量
动物实验基础知识系列之一：剂量换算 关于剂量换算的问题 最近不少战友询问关于不同实验动物之间或者实验动物与人之间的剂量如何作“等效”换算的问题。 这个问题对学习药理的战友来讲，可能是非常熟悉了。但对于非药理专业但又需做药理实验的战友来说，仍然是令人困扰的问题。 下面我们分以下几点来探讨这个问题。 第一、等效剂量系数折算法换算 第二、体表面积法换算 第三、系数折算法与体表面积法的比较 第四、系数折算法的相对误差 第五、小孩与成人的剂量换算 第六、少常用实验动物剂量间的换算 第七、不同给药途径间的剂量换算 第八、LD50与药效学剂量间的换算 下面我来简单说一下这个问题。 我们在实验中估算一种药物或化合物的使用剂量的时候，差不多是来源于两条途径： 一是查文献，参考别人使用的剂量。有时有现成的，可直接用。有
时没有我们所用动物的剂量，但有其它实验动物的。也有的是有临床用量的，但没有实验动物的。这样，我们就得进行换算。这是我们今天要谈的这种方法。 另一种方法就是根据自己或文献上有关急性毒性的数据来进行估算，以期采用合适的剂量。一般参考数据是LD50。至于该选择LD50的多少分之一来作为参考剂量，众说纷纭。这个我们再另题讨论。 下面我来说一说用第一种方法进行如何换算。 目前我们大多数人用的方法，是参考徐叔云教授主编的《药理实验方法学》。在其附录中有一个表，列出了人和动物间按体表面积折算的等效剂量比值。这个表，几乎被药理专业的人们奉为经典，一直在科研中沿用。 表如下所示： 请注意最后一行，这个就是我们通常用到的。把人的临床剂量转换为实验动物的剂量。
试着换算一个。 如：人的临床剂量为X mg/kg , 换算成大鼠的剂量： 大鼠的剂量＝X mg/kg×70kg×0.018/200g＝X mg/kg×70kg×0.018/0.2kg＝6.3 X mg/kg. 这也就是说，按单位体重的剂量来算，大鼠的等效剂量相当于人的6.3倍。 在这里，我们要看到每种动物的体重（包括人），在上表中以蓝色显示的。还要注意到折算系数，也就是表中以红色所示的。将人的剂量转换成哪种动物的，就在相应的动物那一列下找到与人的相交的地方的折算系数，将剂量乘以折算系数，再乘上人的体重与那种动物体重的比值。注意体重的单位要化成一致。这个折算系数是以上表中蓝色所示的标准体重计算得来的。 依此类推，我们可以算出小鼠、豚鼠等其它动物剂量与人的比值。小鼠的剂量＝X mg/kg×70kg×0.0026/20g＝X mg/kg×70kg×0.0026/0.02kg＝9.1X mg/kg. 豚鼠的剂量＝X mg/kg×70kg×0.031/400g＝X mg/kg×70kg×0.031/0.4kg＝5.42 X mg/kg. 兔的剂量＝X mg/kg×70kg×0.07/1.5kg ＝3.27 X mg/kg. 猫的剂量＝X mg/kg×70kg×0.078/2.0kg＝2.73 X mg/kg. 猴的剂量＝X mg/kg×70kg×0.06/4.0kg＝1.05 X mg/kg. 狗的剂量＝X mg/kg×70kg×0.32/12kg ＝1.87 X mg/kg.
呼吸系统疾病动物模型
呼吸系统疾病动物模型 （一）慢性支气管肺炎模型 常选用大鼠、豚鼠或猴吸入刺激性气体（如二氧化硫、氯、氨水、烟雾等）复制人类慢性气管炎。现发现猪粘膜下腺体与人类相似，且经常发生气管炎及肺炎，故认为是复制人类慢性气管炎较合适的动物。用去甲肾上腺素可以引起与人类相似的气管腺体肥大。 （二）肺气肿模型 给兔等动物气管内或静脉内注射一定量木瓜蛋白酶、菠罗蛋白酶（Bromelin）、败血酶（Alcalas）、胰蛋白酶（Trypsin）、致热溶解酶（Thermolysin），以及由脓性痰和白细胞分离出来的蛋白溶解酶等，可复制成实验性肺气肿。以木瓜蛋白酶形成的实验性肺气肿病变明显而且典型，或用瓜蛋白酶基础上再加用气管狭窄方法复制成肺气肿和肺心病模型，其优点是病因病变更接近于人。猴每天吸入一定深度的SO2和烟雾（烟草丝50g，持续2.5小时），一年后，可出现不同程度的肺气肿。这种模型比较符合人的临床发病规律，有利于进行肺气肿的病理生理及药物治疗研究。还可用1%三氯化铁水溶液1～3ml，自兔耳静脉注入，每周2～3次，可在短期内造成肺心病模型。 （三）肺水模肿型 用氧化氮吸入可造成大鼠和小鼠中毒性肺水肿，或用气管内注入50%葡萄糖液（家兔及狗分别为1及10ml）引起渗透性肺气肿。麻醉下用37～38℃生理盐水注入兔颈外静脉或股静脉使血液总量增加0.6～1倍（血液总量相当体重1/12），可形成稀血性多血症肺水肿。切断豚鼠、家兔、大鼠颈部两则迷走神经可引起肺水肿。家兔（1.5～2kg）耳静脉注入1：1000肾上腺素0.54～0.6毫克，可使动物发生肺水肿并在5～15分钟死亡，肺系数自4.1～5g/kg 增至6.3～12.5g/kg；5mg肾上腺素肌注，8分钟左右大鼠死亡，肺系数20g/kg，静脉注入10%氯仿（兔0.1ml/kg，狗0.5ml/kg）也可引起急性肺水肿。腹腔注入6%氯化铵水溶液可引
实验动物心肌肥厚模型
III.实验动物心肌肥厚模型 A、压力超负荷/主动脉缩窄 压力超负荷引起的心脏肥厚常用的手术方法是主动脉缩窄（i.e.缩窄升主动脉）。 小鼠行主动脉缩窄（TAC）可以引起心脏机械性的压力超负荷，最终导致心肌肥厚、心衰（20,84）。TAC通常诱导方法采用在近胸骨端行小切口, 缩窄主动脉的这样的开胸手术。TAC模型虽然不能完全模拟人类的心室重构，但该模型可以用于肥厚发病过程中多种基因学的研究。主动脉缩窄模型能很好的模拟血流动力学超负荷引起左心室肥厚的发生发展。该动物模型在主动脉缩窄造成心肌肥厚几个月后会导致心衰。 B、容量超负荷 在静脉回流适当的情况下，心脏不能排出足够的血液满足全身组织代谢的需要就会引起CHF（充血性心力衰竭）。心内檐沟血或回心血量增加导致瓣膜闭锁不全就会引起心室容量超负荷。在慢性动脉和/或二尖瓣瓣膜回流疾病中的容量超负荷，我们会观察到“舒张期压力-容积曲线”整体右移,说明心脏僵硬度增加，即发生LVH (可见于主动脉瓣狭窄、高血压、肥厚性心肌病)（36）。通常情况下，容量超负荷CHF模型制备方法是腹主动脉-下腔静脉分流术。即于肾动脉上方分离出下腔静脉和腹主动脉，用血管夹在近肾动脉端夹闭主动脉阻断血流；用0.6-mm的针头由主动脉远端刺入，继续进针刺入下腔静脉，使动静脉联合。退针后，缝合血管壁伤口。4-5周后，就能复制出心肌肥厚模型，并具有左心室收缩力增强、舒张末期压力增加的特点（257）。 C、冠状动脉结扎 冠状动脉结扎常用于复制心衰动物模型。冠脉左前降枝（LAD）结扎后会阻断心脏的供养和营养输送，这种情况类似于人类心脏病发作时伴随的症状。血氧和营养供输阻断后，心肌细胞死亡，心脏整体功能受影响，最终导致心功能紊乱。由于这种动物模型非常接近临床心衰疾病的发生发展，研究证明该模型是心衰发病机制研究的重要手段（13）。 D、转基因型心脏肥大模型 几十年以来，一些心脏肥大和心力衰竭的转基因小鼠模型被学者们用于心肌肥厚和心衰这些致命疾病的可能的分子机制研究。受条件限制，在此不能针对于所有模型作一全面的综述，但在此文中，我们介绍一种转基因小鼠模型，该模型能成功模拟心肌肥厚的发生发展以及最终演变为心衰的过程。表1列举的是截止目前，研究学者们发现的较成熟的心肌肥厚/心衰模型。 表1：小鼠心衰模型 转基因小鼠模型代谢转变模型ECM紊乱转基因模型 肌侵蛋白，TNFα，G i，Gαq，PKCβ，PKA，β1AR, 磷酸化蛋白, 肌集钙蛋白, 钙调磷酸酶, L-型Ca2+ 通道 线粒体功能紊乱 氧化应激 脂肪酸氧化(FAO) 通路的受损 基质金属蛋白酶2/MMP2 基质金属蛋白酶9/MMP9 组织金属蛋白酶抑制剂 1/TIMP1
良好的实验动物给药和采血(包括途径和体积)规范指南
A Good Practice Guide to the Administration of Substances and Removal of Blood,Including Routes and Volumes 良好的实验动物给药和采血(包括途径和体积)规范指南 Karl-Heinz Diehl1, Robin Hull2, David Morton3, Rudolf Pfister4, Yvon Rabemampianina5, David Smith6,*, Jean-Marc Vidal7 and Cor van de Vorstenbosch 8 1Aventis, PO Box 1140, D35001 Marburg, Germany 德国马尔堡市35001区1140信箱安万特公司 2N I B S C, Blanch Lane, South Miimms, Potters Bar, Hertfordshire EN6 3QG 英国赫特福德郡EN6 3QG波特斯巴镇South Miimms布兰奇道英国国家生物制品检定所 3The University of Birmingham, Medical School, Edgbaston, Birmingham B15 2TT 英国伯明翰市B15 2TT艾吉马斯顿伯明翰大学医学院 4Novartis Pharma AG, CH-4002 Basel, Switzerland 瑞士巴塞尔CH-4002诺华制药公司 5Centre de Recherche Pfizer, Etablissement d’Amboise, Z1 Poce′-sur-Cisse-BP 159 37401 Amboise Cedex, France 法国Amboise Cedex Z1 Poce′-sur-Cisse-BP 159 37401 Etablissement d’Amboise 辉瑞研究中心 6AstraZeneca R&D Charnwood, Bakewell Road, Loughborough, Leics LE11 5RH 英国莱斯特郡LE11 5RH拉夫堡市贝克韦尔路Charnwood阿斯利康研究中心 7Aventis, 102 Route de Noisy, 95235 Romainville Ce′dex, France 法国Romainville Ce′dex 95235 Noisy路102号安万特公司 8N V Organon, PO Box 20, 5340 BH Oss, Netherlands 荷兰BH Oss5340 20号信箱欧加农公司 Key words: blood volumes; blood removal; administration substances; laboratory animals; refinement. 关键词：血容量；采血；给药；实验动物；简化 This article is the result of an initiative between the European Federation of Pharmaceutical Industries Associations (EFPIA) and the European Centre for the Validation of Alternative Methods (ECVAM).Its objectives are to provide the researcher in the safety evaluation laboratory with an up-to-date, easyto-use set of data sheets to aid in the study design process whilst at the same time affording maximum welfare considerations to the experimental animals. 该文章为欧盟制药工业协会(EFPIA)和欧洲替代动物实验方法验证中心(ECVAM)之间的初步结果。其目的在于为安全性评价实验室的研究者提供最新的易于使用的数据库以帮助研究设计过程，同时最大可能地考虑到实验动物的福利。
实验动物给药量的确定
实验动物给药量的确定 观察一种药物对实验动物的作用时，一个重要的问题就是给动物用多大的剂量较合适。剂量太小，作用不明显，剂量太大，又可能引起动物中毒致死。可以按下述方法确定剂量： 1. 先用少量小鼠粗略地探索中毒剂量或致死剂量,然后用小于中毒量的剂量，或取致死量的若干分之一作为应用剂量，一般可取1/10～1/5。 2. 植物药粗制剂的剂量多按生药折算。 3. 化学药品可参考化学结构相似的已知药物，特别是化学结构和作用都相似的剂量。 4. 确定剂量后，如第一次用药的作用不明显，动物也没有中毒的表现,可以加大剂量再次实验。如出现中毒现象，作用也明显，则应降低剂量再次实验。在一般情况下，在适宜的剂量范围内，药物的作用常随剂量的加大而增强。所以有条件时，最好同时用几个剂量作实验，以便迅速获得关于药物作用的较完整的资料。如实验结果出现剂量与作用强度之间毫无规律时，则更应慎重分析。 5. 用大动物进行实验时，防止动物中毒死亡,开始的剂量可采用鼠类的1/15～1/2,以后可根据动物的反应调整剂量。 6. 确定动物给药剂量时，要考虑给药动物的年龄大小和体质强弱。一般说确定的给药剂量是指成年动物的，如是幼龄动物，剂量应减小。如以狗为例：6 个月以上的狗给药剂量为 1 份时，3～6 个月的给1/2 份，45～89 日的给1/4 份，20～44 日的给1/8 份，10～19日的给1/16份。 7. 确定动物给药剂量时，要考虑因给药途径不同，所用剂量也不同。以口服量为100时，皮下注射量为30～50，肌肉注射量为20～30，静脉注射量为25。 二、人与动物的用药量换算方法 人与动物对同一药物耐受性不同，一般动物的耐受性要比人大，单位体重的用药量动物比人要高。必须将人的用药量换算成动物的用药量。一般可按下列比例换算： 人用药量： 1 小鼠、大鼠：50～100 兔、豚鼠：15～20 狗、猫：5～10 以上系按单位体重口服用药量换算。如给药途径为静脉、皮下、腹腔注射，换算比例应适 当减小些。
常用实验动物的种类与应用
常用实验动物的种类与应用 了解常用的实验动物的种类与应用范围，对组织实施实验研究有着不可低估的作用。当确立了实验研究题目及目标后，选择合适的实验动物对进行必要的研究是一项重要的工作。现将机能学实验教学中常用的动物用途简介如下： 一、家兔 家兔品种很多，目前我国实验用的家兔主要有以下三种。 1．中国本兔又称白家兔，毛色多为纯白，红眼睛，是我国长育的一种品种，成年兔体重1.5～3.5 kg。 2．青紫兰兔（山羊青兔或金基拉兔）毛色银灰色，成年兔体重2.5～3.5 kg. 3．大耳白兔（日本大耳白兔）毛色纯白，红眼睛，两耳长大，血管清晰，便于静脉注射和采血，成年兔体重4～5 kg. 家兔常用于机能学实验教学的各项实验中，如直接记录呼吸、血压、泌尿调节、减压神经放电、膈神经放电、观察药物对心脏的影响、了解心电图的变化、中枢神经兴奋药实验、药物对肠平滑肌的影响、药物中毒及解毒，复制许多病理过程和疾病，如水肿、炎症、电解质紊乱、酸碱平衡紊乱、失血、出血性休克、DIC、肺癌、动脉粥样硬化、高脂血症、心律失常、慢性肺心病、慢性肺动脉高血压、肺水肿、肝炎、胆管炎、阻塞性黄疸、肾性肾小球肾炎、急性肾功能衰竭。由于家兔体温变化比较敏感，也常用于研究发热、解热药和检查致热源等。 二、小白鼠： 小白鼠能用于药物的筛选，半数致死量的测定，复制许多病理过程和疾病，如水肿、炎症、缺氧、多种癌、肉瘤、白血病、多种传染病、慢性气管炎、心室纤颤等。 小白鼠做实验动物有以下特点： 1．小白鼠是实验室最常用的一种动物，价格低廉，便于大量繁殖，对动物实验同种、纯种、性别和年龄的要求，比较容易满足，生活条件也容易控制。因而只要符合实验要求，应尽量采用。它特别适用于需要大量动物的实验，容易满足统计学的要求。如药物的筛选，半数致死量的测定和安全实验，用于药物的效价比较及抗癌药的研究等。小白鼠也适用于避孕药的实验。 2．小白鼠对许多疾病有易感性，因而适用于研究下列疾病。如血吸虫病、疟疾、流感、脑炎等病。小白鼠的纯种品系很多，每系有其独特性，对某些疾病易感。如C1HA系，对癌瘤敏感，C5a系则抗癌；因此，纯系小白鼠广泛应用于各种肿瘤的研究。 3．当研究指标主要是观察组织学，特别是观察电镜下的结构时，应用小白鼠的器官较小，可节省人力、物力。如用于研究慢性气管炎时肺的变化。 4．小白鼠具有发达的神经系统，能应用于复制神经官能症模型。 5．小白鼠对外界环境适应性较差，不耐冷热，经不起饥饱，比较娇嫩；因此，做实验时要耐心细致，动作要轻，不然会干扰实验结果。 三、大白鼠： 大白鼠常用于复制许多病理过程和疾病，如水肿、炎症、缺氧、休克、DIC、胆固醇、肉芽肿、心肌梗塞、肝炎、肾性高血压、各种肿瘤等。 大白鼠做实验动物有以下特点： １．大白鼠与小白鼠相似，便于大量繁殖，对动物实验同种、纯种、性别和年龄的要求，比较容易满足，生活条件也容易控制，适合于需要大量动物，而当小白鼠不能满足实验要求时。如：不对称亚硝酸胺口服和胃肠道外给药，能诱发大白鼠食道癌，而在小白鼠则很少引起食道癌；因而，在这种情况下，采用大白鼠较为适合。
实验动物的给药方法
实验动物的给药方法 在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态引起的变化，常需要将药物注入动物体内。给药的途径和方法多种多样，可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型、剂量等情况确定。 （一）注射给药法 1. 皮下注射 注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤，右手持注射器将针头刺入，固定后即可进行注射。 ①小鼠在背部或前肢腋下，大鼠在背部或侧下腹部； ②豚鼠在后大腿内侧、背部等脂肪少的部位； ③兔在背部或耳根部注射； ④蛙可在脊背部淋巴囊注射； ⑤狗多在大腿外侧注射，拔针时，轻按针孔片刻，防药液逸出。 2. 皮内注射 此法用于观察皮肤血管的通透性变化或观察皮内反应。如将一定量的放射性同位素溶液、颜料或致炎物质、药物等注入皮内，观察其消失速度和局部血液循环变化，作为皮肤血管通透性观察指标之一。 方法是：将动物注射部位的毛剪去，消毒后，用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内，然后使针头向上挑起并再稍刺入，即可注射药液。注射后可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。 3. 肌肉注射 当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，常采用肌肉注射。肌肉注射一般选用肌肉发达、无大血管经过的部位，多选臀部。 注射时针头要垂直快速刺入肌肉，如无回血现象即可注射。给大、小鼠作肌肉注射时，选大腿外侧肌肉进行注射。 4. 腹腔注射 先将动物固定，腹部用酒精棉球擦试消毒，然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下，沿皮下向前推进约0.5厘米，再使针头与皮肤呈45 度角方向穿过腹肌刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液、尿液后，缓缓推入药液。此法大小鼠用的较多。 5. 静脉注射
是将药液直接注射于静脉管内，使其随着血液分布全身，迅速奏效。但排泄较快，作用时间较短。 ①小鼠、大鼠的静脉注射： 常采用尾静脉注射。鼠尾静脉共有3根，左右两侧和背侧各1根，两侧尾静脉比较容易固定，故常被采用。操作时，先将动物固定在暴露尾部的固定器内(可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物代替)，用75％酒精棉球反复擦试使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，注射时针头尽量采取与尾部平行的角度进针。开始注射时宜少量缓注，如无阻力，表示针头已进入静脉，这时用左手指将针和尾一起固定起来，解除对尾根部的压迫后，便可进行注射。如有白色皮丘出现，说明未穿刺入血管，应重新向尾部方向移动针头再次穿刺。注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血。如需反复注射，尽量从尾的末端开始。一次的注射量为每10g体重0.1～0.2ml。 ②豚鼠的静脉注射： 一般采用前肢皮下头静脉。鼠的静脉管壁较脆，注射时应特别注意。 ③兔的静脉注射： 一般采用外耳缘静脉，因其表浅易固定。注射部位除毛，用75％的酒精消毒，手指轻弹兔耳，使静脉充盈，左手食指和中指夹住静脉的近心端，拇指绷紧静脉的远心端，无名指及小指垫在下面，右手持注射器，尽量从静脉的远端刺入血管，移动拇指于针头上以固定，放开食、中指，将药液注入，然后拔出针头，用手压迫针眼片刻以止血。 ④狗的静脉注射： 狗的静脉注射多采用前肢外侧静脉或后肢外侧的小隐静脉。注射部位除毛后，在静脉血管的近心端用橡皮带扎紧，使血管充盈，从静脉的远心端将注射针头平行血管刺入，回抽注射器针栓，如有回血，即可放开像皮带，将药液缓缓注入。 6. 淋巴囊注射 蛙类常采用此法，其皮下有数个淋巴囊，注入药物甚易吸收。腹部淋巴囊和头部淋巴囊常作为蛙类给药途径。一般多选用腹部淋巴囊给药。注射时将针头从蛙大腿上端刺入，经大腿肌层入腹壁肌层，再进入腹壁皮下，即进入淋巴囊，然后注入药液。 （二）经口给药法 1. 口服法：
实验动物的给药方法
实验动物的给药方法 在动物实验中,为了观察药物对机体功能、代谢及形态引起的变化,常需要将药物注入动物体内。给药的途径与方法多种多样,可根据实验目的、实验动物种类与药物剂型、剂量等情况确定。 (一)注射给药法 1、皮下注射 注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤,右手持注射器将针头刺入,固定后即可进行注射。 ①小鼠在背部或前肢腋下,大鼠在背部或侧下腹部; ②豚鼠在后大腿内侧、背部等脂肪少的部位; ③兔在背部或耳根部注射; ④蛙可在脊背部淋巴囊注射; ⑤狗多在大腿外侧注射,拔针时,轻按针孔片刻,防药液逸出。 2、皮内注射 此法用于观察皮肤血管的通透性变化或观察皮内反应。如将一定量的放射性同位素溶液、颜料或致炎物质、药物等注入皮内,观察其消失速度与局部血液循环变化,作为皮肤血管通透性观察指标之一。 方法就是:将动物注射部位的毛剪去,消毒后,用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内,然后使针头向上挑起并再稍刺入,即可注射药液。注射后可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。 3、肌肉注射 当给动物注射不溶于水而混悬于油或其她溶剂中的药物时,常采用肌肉注射。肌肉注射一般选用肌肉发达、无大血管经过的部位,多选臀部。 注射时针头要垂直快速刺入肌肉,如无回血现象即可注射。给大、小鼠作肌肉注射时,选大腿外侧肌肉进行注射。 4、腹腔注射 先将动物固定,腹部用酒精棉球擦试消毒,然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下,沿皮下向前推进约0.5厘米,再使针头与皮肤呈45 度角方向穿过腹肌刺入腹腔,此时有落空感,回抽无肠液、尿液后,缓缓推入药液。此法大小鼠用的较多。 5、静脉注射
就是将药液直接注射于静脉管内,使其随着血液分布全身,迅速奏效。但排泄较快,作用时间较短。 ①小鼠、大鼠的静脉注射: 常采用尾静脉注射。鼠尾静脉共有3根, 左右两侧与背侧各1根,两侧尾静脉比较容易固定,故常被采用。操作时,先将动物固定在暴露尾部的固定器内(可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物代替),用75％酒精棉球反复擦试使血管扩张, 并可使表皮角质软化,以左手拇指与食指捏住鼠尾两侧,使静脉充盈,注射时针头尽量采取与尾部平行的角度进针。开始注射时宜少量缓注,如无阻力,表示针头已进入静脉,这时用左手指将针与尾一起固定起来,解除对尾根部的压迫后,便可进行注射。如有白色皮丘出现,说明未穿刺入血管,应重新向尾部方向移动针头再次穿刺。注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血。如需反复注射,尽量从尾的末端开始。一次的注射量为每10g体重0、1～0、2ml。 ②豚鼠的静脉注射: 一般采用前肢皮下头静脉。鼠的静脉管壁较脆,注射时应特别注意。 ③兔的静脉注射: 一般采用外耳缘静脉,因其表浅易固定。注射部位除毛,用75％的酒精消毒,手指轻弹兔耳,使静脉充盈,左手食指与中指夹住静脉的近心端,拇指绷紧静脉的远心端,无名指及小指垫在下面,右手持注射器,尽量从静脉的远端刺入血管,移动拇指于针头上以固定,放开食、中指,将药液注入,然后拔出针头,用手压迫针眼片刻以止血。 ④狗的静脉注射: 狗的静脉注射多采用前肢外侧静脉或后肢外侧的小隐静脉。注射部位除毛后,在静脉血管的近心端用橡皮带扎紧,使血管充盈,从静脉的远心端将注射针头平行血管刺入,回抽注射器针栓,如有回血,即可放开像皮带,将药液缓缓注入。 6、淋巴囊注射 蛙类常采用此法,其皮下有数个淋巴囊,注入药物甚易吸收。腹部淋巴囊与头部淋巴囊常作为蛙类给药途径。一般多选用腹部淋巴囊给药。注射时将针头从蛙大腿上端刺入,经大腿肌层入腹壁肌层,再进入腹壁皮下,即进入淋巴囊,然后注入药液。 (二)经口给药法 1、口服法:
常见动物实验中实验动物的选择
常见动物实验中实验动物的选择 一、药理学研究中的选择 1、临床药物代谢动物学研究：首选动物及性别，应尽量与药效量或毒理学研究所用动物一致。 药物动力学参数测定：最好使用犬、猴子等大动物，可在同一动物上多次采样。药物分布实验：大、小鼠较方便。药物排泄试验：一般首选大鼠，胆汁采集可在乙醚麻醉，胆管插管引流。 2、一般药理研究 主要药效作用以外广泛药理作用的研究。动物：小鼠、大鼠、猫、犬等性别不限。 3、作用于神经系统的药物研究： 促智药：成年大小鼠一般应用幼年、老年鼠。 镇静催眠药：成年小鼠便于分组。 抗痛药：成年大小鼠，以雄性为宜。 镇痛药：需在整体动物上进行，常用成年小鼠、兔，也可用豚鼠、犬等，雌雄兼用。 中枢性肌松药：小鼠、猫。 解热药：首选兔。兔：品种、年龄、室温、动物活动情况等不同，对发热反应速度和程度有明显影响，应按药典规定进行。 神经节传导阻滞影响药物：首选猫，最常用的是颈神经节，因其前后部易于区分。 4、心血管系统的药物研究： 抗心肌缺血药：狗、猫、兔、大小鼠。 抗心率失常药：豚鼠。小鼠不便操作。 降压药：狗、猫、大鼠。不宜用兔：外周循环对外界环境刺激极敏感，血压变化大。 治疗心功能不全药：狗、猫、豚鼠、兔。一般不用大鼠。 降血压药：大鼠、兔。模型动物：遗传性高脂血症WHHL兔。 抗动脉粥样硬化药：一般用兔、鹌鹑。 抗血小板聚集药、抗凝血药：大鼠、兔，个别也可用小鼠。 5、呼吸系统药物： 镇咳药筛选：首选豚鼠，对化学刺激或机械刺激都很敏感。猫：生理条件下很少咳嗽，可用于刺激喉上神经诱发咳嗽，在初筛基础上进一步肯定药物的镇咳作用。犬：适用于观察药物的镇咳作用持续时间。 兔：对化学、电刺激不敏感。大小鼠：实验可靠性差。 支气管扩张药：常用豚鼠：气道平滑肌对致痉剂药物反应敏感。大鼠：某些免疫和药理学特点与人类较近。 祛痰药：一般用雄性小鼠，兔、猫。 6、消化系统药物： 胃肠解痉药：大鼠、豚鼠、家兔、犬等，雌雄均可。 催吐、止吐：犬、猫、鸽等。兔、豚鼠、大鼠，无呕吐反射，故不选用。 7、泌尿系统药物： 利尿、抗利尿药：雄性大鼠或犬为好。 8、内分泌系统药物：