动物实验中的基本技术和方法
动物实验中的基本技术和方法

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小香猪
第四节 实验动物血液和尿液的采集
一. 动物血液的采集方法 实验动物血液的采集方法有很多。
(一) 按采血部位不同可分为: 眼部采血、耳部采血、心脏采血、大血管采
血及尾部采血等。
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(二)按采血使用的手段不同可分为: 鼠尾刺血、剪尾采血、眼眶静脉丛采血、
心脏采血、断头采血、颈静(动)脉采血、腹主 动(静)脉采血、耳缘剪口采血、耳静脉采血、 后肢外侧小隐静脉、前肢内侧皮下头静脉采血、 翼下采血等。
二、 尿液采集 (一)、 代谢笼采集 代谢笼的特点是能
将动物排泄的大小便分开,达到采集尿液的 目的。此法常用于大鼠、小鼠、豚鼠、兔等 中小型动物的尿液采集。 (二)、导尿法采集 在动物的尿道或输尿 管内插一根塑料导管采集尿液。此法适用于 兔、犬、猫等。
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二、尿液的采集 实验动物的尿液常用代谢笼采集,也可通过其他装置来采集。 (一)用代谢笼采集尿液 代谢笼用于收集实验动物自然排出的尿液,是一种特别设计的为采集实验动物各种排 泄物的密封式饲养笼,有的代谢笼除可收集尿液外,又可收集粪便和动物呼出的CO2 。 一般简单的代谢笼主要用来收集尿液。防在代谢笼内饲养的实验动物,可通过其特殊 装置收集尿液。 (二)导尿法收集尿液 施行导尿术,较适宜于犬、猴等大动物。一般不需要麻醉,导尿时将实验动物仰卧固 定,用甘油润滑导尿管。对雄性动物,操作员用一只手握住阴茎,另一只手将阴茎包 皮向下,暴露龟头,使尿道口张开,将导尿管缓慢插入,导尿管推进到尿道膜部时有 抵抗感,此时注意动作轻柔,继续向膀胱推进导尿管,即有尿液流出。雌性动物尿道 外口在阴道前庭,导尿时于阴道前庭腹侧将导尿管插入阴道外口,其后操作同雄性动 物导尿术。 用导尿法导尿可采集到没有污染的尿液。如果严格执行无菌操作,可收集到无菌尿液。 (
动物实验基本操作技术

动物实验基本操作技术动物实验作为一种科学研究手段,常用于医学、生物学等领域的实验研究。
为了确保实验的可靠性和安全性,研究人员需要正确掌握基本的动物实验操作技术。
下面将介绍一些常用的动物实验基本操作技术。
首先,动物实验前,需要对动物进行适当的饲养管理,确保其健康状态。
这包括提供适宜的饲料和饮水,保持合适的环境温度和湿度,以及定期清洁和消毒动物饲养环境。
此外,研究人员还需对动物进行身体检查,以排除可能影响实验结果的健康问题。
其次,对于需要进行手术的实验,研究人员需要具备相关的手术技术。
例如,动物麻醉技术是必不可少的,可以采用静脉注射麻药、局部麻醉或气管插管麻醉等方法。
在动物手术过程中,需要准确切割皮肤或组织,处理血管、神经和器官,以及进行缝合和止血等操作。
因此,研究人员需要熟练掌握相关手术技术,确保手术过程的顺利进行。
此外,动物实验中还常使用动物注射技术。
注射技术包括口服给药、皮下注射、肌肉注射和静脉注射等。
研究人员需要准确计量给药剂量,选择合适的注射部位和注射器具,并注意注射速度和注射途径的选择。
在实验中,研究人员还需要掌握注射后的观察和记录技巧,及时发现和处理可能的不良反应。
另外,动物实验还涉及到采集和处理生物样本的技术。
例如,研究人员需要采集血液、组织或其他体液样本,以进行生化分析、细胞培养或组织学检查等。
采样时需要注意卫生与无菌操作,避免交叉污染。
采样后,研究人员需要合理保存和处理样本,以保证实验结果的可靠性。
此外,动物实验中的数据记录与分析也是十分重要的。
研究人员需要仔细记录实验过程的各种参数,包括实验开始时间、操作步骤、药物剂量、实验结果等。
此外,研究人员还需要进行数据分析,以得出科学合理的结论。
在数据分析过程中,研究人员可以使用统计学方法,如平均值、标准差、方差分析等。
最后,动物实验的伦理与法规也是非常重要的。
研究人员需要遵守相关的伦理规范和动物保护法律法规,保证动物实验的道德性和合法性。
第二章 动物实验的基本操作与技术

第二章动物实验的基本操作与技术动物实验方法是多种多样的,在医学的各个领域内都有其不同的应用,其中一些基本方法都是共同性的,如动物的选择、抓取、固定、麻醉、脱毛、给药、采血、采尿、急救、处死、尸检等,不管是从事何种课题的医学研究都要用这套基本方法,因此,动物实验基本方法,已成为医学科技工作者必须掌握的一项基本功。
第一节实验动物的抓取固定方法一、小鼠抓取固定方法小鼠温顺,一般不会咬人,抓取时先用右手抓取鼠尾提起,置于鼠笼或实验台向后拉,在其向前爬行时,用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤(见图2-1之一),将鼠体置于左手心中,把后肢拉直,以无名指按住鼠尾,小指按住后腿即可(图2-1之二)。
有经验者可直接用左手小指钩起鼠尾,迅速以拇指和食指、中指捏住其耳后颈背部皮肤亦可。
这种在手中固定方式,能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。
如进行解剖、手术、心脏采血和尾静脉注射时,则需将小鼠作一定形式的固定,解剖手术和心脏采血等均可使动物先取背卧位(必要时先行麻醉),再用大头针将鼠前后肢依次固定在腊板上。
尾静脉注射时,可用小鼠尾静脉注射架固定(图2-2),先根据动物大小选择好合适的固定架,并打开鼠筒盖,手提鼠尾巴,让动物头对准鼠筒口并送入筒内,调节鼠筒长短合适后,露出尾巴,固定筒盖即可进行尾静脉注射或尾静脉采血等操作。
图2-1 小鼠的抓取固定方法图2-2 小鼠尾静脉注射方法二、大鼠的抓取固定方法大鼠的抓取方法基本同小鼠,只不过大鼠比小鼠牙尖性猛,不易用袭击方式抓取,否则会被咬伤手指。
抓取时为避免咬伤,可带上帆布手套。
如果进行腹腔、肌肉皮下等注射和灌胃时,同样可采用左手固定法,只是用拇指和食指捏住鼠耳,余下三指紧捏鼠背皮肤,置于左掌心中,这样右手即可进行各种实验操作。
也可伸开左手之虎口,敏捷地从后一把抓住。
若做手术或解剖等,则需事先麻醉或处死,然后用细棉线绳活结缚腿,背卧位绑在大鼠固定板上;尾静脉注射时的固定同小鼠(只需将固定架改为大鼠固定盒)。
动物实验的基本技术和方法

动物实验的基本技术和方法动物实验是科学研究中常用的一种手段,通过对动物进行实验,可以了解生物体的生理、病理、药理等信息,对人类疾病的预防和治疗起到重要作用。
下面将介绍动物实验的基本技术和方法。
1.动物选择:选择适合进行实验的动物是进行动物实验的首要任务。
常用的实验动物有小鼠、大鼠、兔子、猪、狗等。
根据研究目的的不同,可以选择不同品种、不同年龄、不同性别的动物进行实验。
2.动物养护:对于实验动物的养护是确保实验结果可靠的重要环节。
动物应在适宜的温度、湿度和光照条件下饲养,并提供适宜的饲料和水源。
为了防止交叉感染,需要实施严格的无菌操作和动物消毒。
3.动物注射:动物注射是常用的动物实验技术之一、通过针筒和注射器将药物或其他物质注射到动物体内,以研究其作用机制。
常见的注射方式有皮下注射、肌肉注射和静脉注射。
4.动物手术:动物手术是进行生理、病理研究的重要手段。
常见的动物手术包括造模手术、器官移植手术和腹腔镜手术等。
在进行动物手术时,需要注意术前麻醉、手术操作的细节和术后的护理。
5.动物观察:动物观察是动物实验中重要的实验方法之一、通过观察动物行为、体征和疾病发展等,了解其生理和病理状态。
动物观察可以采用直接观察和间接观察的方法,比如记录动物的活动情况、进食量、体重变化等。
6.动物取样和检测:在动物实验中,需要采集动物的组织、血液、尿液等样本进行检测。
常用的动物取样方式有穿刺、切片、摘取组织等。
取样后,可以进行生化分析、免疫表型分析等检测方法进行进一步研究。
7.数据统计和分析:对于动物实验的结果,需要进行数据统计和分析,以得出科学的结论。
常用的统计分析方法有t检验、方差分析、回归分析等。
通过数据的处理和分析,可以确定实验结果的可靠性和显著性。
8.动物伦理:在进行动物实验时,需要遵循动物伦理原则,确保动物的福利和权益。
包括动物的合理饲养和管理、注重动物的生理和心理健康、减少动物的痛苦和不适等。
同时,需要通过伦理审查机构的审批,确保实验符合伦理要求。
完整版动物实验的基本技术操作方法

一、动物实验的常用方法
3.切除和注入提取液法 常用于研究内分泌器官的生理和病理病 变,如研究切除某一腺体后看辐射对机 体的影响,切除某一腺体后看出现什么 症状而推论这种腺体的功能;如蝌蚪无 甲状腺素,如注入甲状腺素,蝌蚪很快 变成了蛙。
一、动物实验的常用方法
4.离体组织器官法 它是利用动物的离体组织、器官或生物 性致病因子(微生物、寄生虫等),置 于一定的存活条件下(如温度、营养成 分、氧气、水、pH等)进行观察的一种 实验方法。
一、动物实验的常用方法
10.其它方法 如联体动物法,条件反射法、生物遗传 法、放射生物法、药物化学法等等。
动物实验的基本操作技术方法,根据实 验顺序分述如下:
二、实验动物的抓取固定方法
正确的抓取固定动物,是为了不损害动 物健康,不影响观察指标,并防止被动 物咬伤,保证实验顺利进行。抓取固定 动物的方法依实验内容和动物类而定。
生理学的动物实验方法 病理生理学的动物实验方法 药理学的动物实验方法 病理解剖、组织学动物实验方法 微生物、免疫学的动物实验方法
下面举一些动物实验的常用方法:
一、动物实验的常用方法
1.复制动物模型法
此法是动物实验最基本的方法,是采用 人工的方法使动物在一定致病因素(机 械、化学、生物和物理)作用下,造成 动物的组织,器官或全身的一定损伤, 复制成与人类疾病相似的动物疾病模型, 来研究各种疾病的发生、发展规律及防 治方法。
一、动物实验的常用方法
这类研究方法的优点在于被研究的对象,其 机体内外环境已处于较自然的相对平衡状态, 条件比较稳定,所得的结果接近生理情况。 但需要事先制备,术后护理,等动物恢复健 康后才能从事实验,花费时间较长,工作量 较大,因而在选用上受到一定限制。除了用 手术制备的动物实验外,运用药物或食铒等 措施制备病理模型,如诱发各种实验性动物 疾病模型的方法也可归为慢性动物实验。
动物实验的基本技术

三、动物实验的基本技术(一)实验动物的捉持方法1.青蛙和蟾蜍通常用左手握持,以食指和中指夹住左前肢,大拇指压住右前肢,右手将下肢拉直并固定于无名指和小指之间。
毁脑和脊髓时,左手食指和中指夹持青蛀或蟾蜍的头部,右手将探针经枕骨大孔向前刺入颅腔,左右摆动探针捣毁脑组织。
如需破坏脊髓,毁脑后退回探针刺入椎管即可。
2.小鼠右手提起鼠尾,放在鼠笼(或其它粗糙面)上,向后轻拉其尾,小鼠即固定于鼠笼上,迅速用左手拇指和食指捏住小鼠头颈部皮肤,并以左手小指、无名指压其尾部于手掌尺侧。
另一方法是只用左手,先用食指和拇指抓住小鼠尾巴后用手掌尺侧和小指夹住尾根部,然后用左手拇指和食指捏住头颈部皮肤。
3.大鼠捉持方法与小鼠相似。
因大鼠容易被激怒咬人,捉持时左手应戴防护手套。
右手抓住鼠尾,再用左手拇指和食指握住头部,其余手指与手掌握住脊部和腹部。
注意不要捏其颈部,以防用力过大、过久,造成窒息死亡。
4.豚鼠以左手直接从背侧握持前部躯干,右手托住臀部或抓住两后肢。
体重小者,可用单手捉持。
5.家兔一只手抓住兔颈背部皮肤,将兔轻轻提起,另一只手托住臀部,使兔呈蹲坐姿势。
切不可用手握持双耳提起兔子。
(二)实验动物的性别辨认、标记和去毛方法1.性别辨认鼠类:雄性小鼠和大鼠性器官与肛门距离较远,其间有被毛,阴囊明显可见。
雌性小鼠和大鼠性器官与肛门距离较近,其间无被毛,腹部乳头明显可见。
豚鼠性别辨认方法与小鼠和大鼠相同;家兔:雄兔泄殖孔附近,可见阴囊,用拇指和食指挤压泄殖孔部位,可露出阴茎。
雌兔腹部5对乳头明显可见。
2.标记小鼠、大鼠和兔多采用染色法,一般用1%的苦味酸溶液(黄色)或5%中性红溶液(红色)涂于动物体表不同部位的皮毛处,代表不同号码。
编号原则是先左后右,自前到后。
例如1号涂左前肢;2号涂左侧腹部;本号涂后肢;4号涂右前肢;5号涂右侧腹部;6号涂右后肢;7号涂头部;8号涂背部;9号涂尾部;10号不涂色。
如10只以上动物作标记时,可用两种不同颜色溶液,一种颜色作为个位数,另一种颜色作为十位数,涂在不同部位。
动物实验基本技术和方法及成功之路

3、涂布给药 4、呼吸道给药 5、脚掌注射法
家 兔 给 药
1、灌胃给药
使用开口器和导尿管灌胃。
2、静脉给药
先拔去注射部位的 被毛,用手指弹动或轻 揉兔耳,使静脉充盈, 右手持注射器连6号针头 尽量从静脉的远端刺入, 将药液注入,然后拔出 针头,用手压迫针眼片 刻。
3、肌肉注射给药 4、淋巴囊内注射 5、涂布法给药 6、直肠给药和阴道给药
犬
灌胃给药
给
药
静脉注射 静脉注射多选前肢内侧皮下头静脉或后肢小隐静脉 注射。
第六节
动物实验后的有关问题
一、术后护理 二、实验动物处死方法 1、颈椎脱臼法 2、空气栓塞法 3、放血法 4、断头法 5、药物法
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动物实验基本操作技术

手术剪
用于剪线和剪开、 用于剪线和剪开、分离组 有直、 尖头、 织。有直、弯、尖头、圆 小之分, 头、大、小之分,根据不 同用途选用。 同用途选用。手术操作中 用于沿组织间隙进行分离 和剪断组织者称组织剪, 和剪断组织者称组织剪, 一般为弯形,尖端较钝圆; 一般为弯形,尖端较钝圆; 用于剪断缝扎线、 用于剪断缝扎线、引流物 或敷料等用品者称剪线剪, 或敷料等用品者称剪线剪, 为直形。 为直形。
• 成年小鼠插管深度一般 是:3cm • 小鼠灌胃量: • 0.1~0.25ml/10g体重
大鼠灌胃法
• 成年大鼠插管深度一般是: 5cm • 大鼠灌胃量: 1~2ml/100g体重
兔灌胃法 器械: • 灌胃管(特制胃管或导尿管) • 开口器(木质纺锤状)
兔灌胃法
操作方法: 1.固定:动物取直立或平卧体位,固定动物头 部。 直立位需2人合作,一人取坐位,将兔的躯 体和下肢夹在两腿之间,左手紧握双耳固 定头部,右手抓住前肢,将兔固定于竖立 体位。另一人将开口器横放于兔口中,让 动物咬住开口器,即可开始插入灌胃管。
安装: 先用持针器( 安装 : 先用持针器 ( 或直型 止血钳) 夹住刀片, 止血钳 ) 夹住刀片 , 左手握 住刀柄, 住刀柄 , 按刀片上的空隙对 准刀柄上的槽隙, 准刀柄上的槽隙 , 顺势推入 即可。
手术刀握持方法
持弓式
持弓式:右手中指、 持弓式:右手中指、无名指
执笔式: 执笔式 : 即 以 持 笔 的 手
眼科剪
主要用于剪血管或神经等柔软 组织,眼科剪也有直头与弯头之 分,正确的执剪姿势与手术剪相 同,即用拇指与无名指持剪,食 指置于手术剪上方。
手术刀
由刀片和刀柄组成,可分为大、 由刀片和刀柄组成 , 可分为大 、 小号不同类型。 中、小号不同类型。 大号——切开皮肤; 切开皮肤; 大号 切开皮肤 中号——切割脏器组织; 切割脏器组织; 中号 切割脏器组织 小号——切割特殊部位。 切割特殊部位。 小号 切割特殊部位
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3、翻转左手掌,以左手掌心和中指夹 小鼠背部的皮肤,使小鼠整个呈一条 直线。
4、用左手无名指 压住小鼠背部的 皮肤,小指压住 小鼠的尾巴根部。 5、松开捏住小鼠尾 巴的右手拇指和食指。 此法适用于肌注、腹腔注射、灌胃等
动物实验中的基本技术和方法
2、固定板(器)固定
(1)将小鼠麻醉后,用细绳捆住小鼠四肢。 (2)准备一个15-20cm,边缘钉有5个钉子 的方木板。 (3)将四肢用细绳固定在木版两侧的钉子 上,在上
动物实验中的基本技术和方法
方法步骤: (1)涂染原则:从左到右、从上到下。 (2)左前肢为l号、左侧腹部2号、
左后肢3号。 (3)两耳后部4号、背中部5号、
后肢背部6号。 (4)右前肢7号、
右侧腹部8号、 右后肢9号。 (5)尾巴根为10号。 (6)额部为20号
动物实验中的基本技术和方法
2、双色涂染法: 在每组动物不超过100只的情况下
动物实验中的基本技术和方法
注意:
家兔温顺,一般不会咬人,但脚爪较锐利,要 防止被抓伤。另外抓取时不能只提兔耳或四肢, 也不能用单手只抓颈背部皮肤。
动物实验中的基本技术和方法
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五、实验犬
(一)抓取 可用特制的长柄铁钳夹住犬的颈部,由另一人用布带 或粗绳缚其嘴,并将布带、绳固定在狗耳后颈 部,防止脱落 。
注意: 狗性情凶恶、咬人,避免被其咬伤。
在缚嘴时,动作要迅速,捆绑松紧要适中。
动物实验中的基本技术和方法
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(二)固定
实验台固定:用特制的长柄铁钳夹住犬的颈 部后,麻醉动物。将麻醉的犬放在实验台上, 再用粗棉带(绳)固定四肢于实验台上。并将 犬舌拉出。此固定方法仰卧位适用于口腔、颈、 胸、腹、四肢等部位的实验,俯卧位适用于脑、 背部位的实验。
2、固定板(器)固定:与大、小鼠,豚鼠固 定板固定基本一致。
动物实验中的基本技术和方法
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四、兔的抓取保定:
(一) 方法1: 步骤:
1、用右手抓住兔颈部的被毛和皮肤,轻 轻把兔提起。
2、用左手托住兔的臀部。
动物实验中的基本技术和方法
(二) 方法2:
器材:兔保定架1个。 步骤: 1、打开保定架的上盖,抓取并将兔放进架 内,迅速关上保定架的上盖。 2、右手抓住兔耳朵将头部拉过保定架的卡 栓,将兔的脖子保定。 3、如果兔挣扎,可用手 在它的背上轻轻抚摸, 使其安静。
动物实验中的基本技术和方法
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注意:
豚鼠性情温和,但胆小易惊,易造 成自伤。抓取时,不能太粗野,更不能抓腰腹部, 在操作过程中,如果豚鼠挣扎,手不要越握越紧, 否则会造成豚鼠呼吸困难,甚至死亡。
动物实验中的基本技术和方法
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(二)固定
1、徒手固定:用左手的食指和中指放在豚鼠
颈背部两侧,拇指和无名指放在肋部,分别用手指 挟住左右前肢抓起,然后反转左手,用右手的拇指 和无名指挟住右后肢,用中指和无名指挟住左后肢, 使鼠体成为一条直线。
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(4)左前肢为10号、 左侧腹部20号、 左后肢30号, 两耳后部40号、 背部50号、 后肢背部60号, 右前肢70号、 右侧腹部 80号、 右后肢90号 第100号不作染色标记。
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(二)穿耳孔法
用专用耳空器在动物耳朵不同部位打一小孔 或缺口表示一定号码的方法,原则是:左耳代表 十位,右耳代表个位。实验动物:兔、犬、猪 (三)标牌法
适用。 实验动物:大鼠、小鼠。
常用染色剂: (1)3-5%苦味酸溶液,可染成黄色。 ——作为“个”位数。
(2) 0.5%中性红或品红溶液,可染 成红色。——作为“十”位数。
动物实验中的基本技术和方法
方法步骤:
(1) 用两种颜色同时进行染色标记。 (2) 用苦味酸(黄色)染色标记作为个
位数,个位数的染色标记方法同单 色涂染法。 (3) 用品红(红色)染色标记作为十位 数,
动物实验中的基本技术和方法
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2、固定板固定:方法与小鼠固定板固定相同, 只是需选择更大一些的固定板。
3、 固定器(盒)固定:方法与小鼠固定器(盒) 固定相同,只是固定器较小鼠的大。同样适用 于大鼠尾静脉注射。
动物实验中的基本技术和方法
பைடு நூலகம்10
三、豚鼠
(一)抓取
抓取幼龄豚鼠时,用两手捧起;成熟豚鼠可以 用左手大把抓起。
动物实验中的基本技术和方法
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注意:
操作者第一次抓取大鼠时,最好戴防护手套; 不能捉提尾尖,也不能长时间将大鼠悬在空中。
动物实验中的基本技术和方法
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(二)固定
1、徒手固定:对体重较小的大鼠可用拇指、食指捏 住大鼠耳部及颈部皮肤,余下三指紧捏住背部皮肤, 置于掌心,调整好大鼠在手中的姿势即可进行实验 操作。如:灌胃、腹腔注射、肌肉注射、皮下注射 等实验 。
第七讲 动物实验中的基本技术
和方法
动物实验中的基本技术和方法
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第一节实验动物的抓取与固定
抓取与固定是动物实验的一项基本技术, 其目的是使动物保持在安静的状态下,顺利地进行 各项实验。
同种动物不同实验目的、实验内容,抓取与固定 方法也可以不同。
动物实验中的基本技术和方法
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一、小鼠的抓取保定: 器材:小鼠饲养盒+面罩1套。 方法步骤: 1、用右手拇指和食指捏 住小鼠尾巴中部将小鼠提 起,放在饲养合的面罩上。 2、用左手拇指和食指迅速、 准确地捏住小鼠的两耳后及 颈背部的皮肤,将小鼠提起。
颚切 齿处用细绳 固定在木版前方的钉子上。
固定板固定适用于大多数动物手术。 小鼠固定器适用于尾静脉注射。
动物实验中的基本技术和方法
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二、大鼠和地鼠
(一)抓取 1、 周龄较小的大鼠和地鼠,可以像小鼠一
样抓住尾部提起。
动物实验中的基本技术和方法
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2、周龄较大的大鼠可张开左手虎口,迅速将拇、食 指插入大鼠的腋下,虎口向前,其余三指及掌心握住 大鼠身体中段,并将其保持仰卧位,然后调整左手拇 指的位置,紧抵在下颌骨上即可进行实验操作 。
动物实验中的基本技术和方法
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动物实验中的基本技术和方法
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三、实验动物编号与标记方法
(一)染色法: 1、单色涂染法:在每组动物不超过l0只或一个 实验不超过40只的情况下适用。 实验动物:大鼠、小鼠。 常用染色剂:3-5%苦味酸溶液,可染成黄色 ②2%硝酸银溶液,涂染成咖啡色(涂后需光 照10min);③0.5%中性红或品红溶液,涂染 成红色;④煤焦油酒精溶液,涂染成黑色;⑤ 龙胆紫溶液,涂染成紫色