最新实验动物的给药方法
兽医注射给药法实训报告
一、实训目的通过本次实训，掌握兽医注射给药的基本原理、操作方法和注意事项，提高兽医临床技能，为动物疾病的治疗和预防打下基础。
二、实训时间2023年X月X日三、实训地点XX兽医医院四、实训材料1. 实验动物：小白鼠、家兔2. 注射器：1ml、5ml、10ml3. 针头：皮下注射针、皮内注射针、肌肉注射针、静脉注射针4. 消毒剂：碘酊、酒精5. 药物：生理盐水、抗生素五、实训内容1. 皮下注射（1）注射部位：小白鼠背部或前肢腋下，家兔背部或耳根部。
（2）操作方法：左手拇指及示指轻轻捏起皮肤，右手持注射器将针头刺入，穿过表皮、真皮进入皮下组织，有宽松的感觉，即可进行注射。
注射完成后，轻按针孔片刻，防止药液逸出。
（3）注意事项：注射部位要选择脂肪少的部位，注射时避免将药液注入皮内。
2. 皮内注射（1）注射部位：小白鼠背部或前肢腋下，家兔背部或耳根部。
（2）操作方法：将注射部位的毛除去，消毒后，用皮试针头紧贴皮肤刺入皮内，然后使针头向上挑起并稍刺入，即可注射药液。
注射后可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。
（3）注意事项：注射时避免将针头刺入过深，以免损伤血管。
3. 肌肉注射（1）注射部位：小白鼠、家兔臀部或大腿内侧。
（2）操作方法：注射时针头要垂直快速刺入肌肉，如回血现象即可注射。
（3）注意事项：注射部位要选择肌肉发达、无大血管经过的部位，注射时避免将针头刺入过深。
4. 静脉注射（1）注射部位：小白鼠、家兔颈静脉沟上1/3与中1/3交界处。
（2）操作方法：将动物固定，在注射部位消毒后，用静脉注射针头刺入血管，回血后即可注射药液。
（3）注意事项：注射时动作要轻柔，避免损伤血管。
六、实训结果本次实训，我成功地掌握了兽医注射给药的基本操作方法，并在实际操作中注意了以下几点：1. 严格遵守无菌操作原则，防止感染。
2. 选择合适的注射器和针头，确保注射顺利进行。
3. 注射部位要准确，避免损伤血管。
4. 注射速度要适中，防止药液溢出。
实验动物的给药方法
3.4 实验动物的给药方法3.4.1 经口投药法(1) 口服法．口服法是将能溶于水并且在水溶液中较稳定的药物放入动物饮水中，不溶于水的药物混于动物饲料内，由动物自行摄入。
该方法技术简单，给药时动物接近自然状态，不会引起动物应激反应，适用于多数动物慢性药物干预实验，如抗高血压药物的药效、药物毒性测试等。
其缺点是动物饮水和进食过程中，总有部分药物损失，药物摄入量计算不准确，而且由于动物本身状态、饮水量和摄食不同，药物摄入量不易保证，影响药物作用分析的准确性。
(2) 灌服法灌服法是将动物适当固定，强迫动物摄入药物。
这种方法能准确把握给药时间和剂量，及时观察动物的反应，适合于急性和慢性动物实验，但经常强制性操作易引起动物不良生理反应，甚至操作不当引起动物死亡。
故应熟练掌握该项技术。
强制性给药方法主要有两种：①固体药物口服一人操作时用左手从背部抓住动物头部，同时以拇、食指压迫动物口角部位使其张口，右手用镊子夹住药片放于动物舌根部位，然后让动物闭口吞咽下药物。
②液体药物灌服小白鼠与大白鼠一般由一人操作，左手捏持小白鼠头、颈、背部皮肤，或握住大白鼠以固定动物，使动物腹部朝向术者，右手将连接注射器的硬质胃管由口角处插入口腔，用胃管将动物头部稍向背侧压迫，使口腔与食管成一直线，将胃管沿上颚壁轻轻插入食道，小白鼠一般用3 cm，大白鼠一般用5 cm的胃管(图3.4-1)。
插管时应注意动物反应，如插入顺利，动物安静，呼吸正常，可注入药物；如动物剧烈挣扎或插入有阻力，应拔出胃管重插，如将药物灌入气管，可致动物立即死亡。
给家兔灌服时宜用兔固定箱或由两人操作。
助手取坐位，用两腿夹住动物腰腹部，左手抓免双耳，右手握持前肢，以固定动物；术者将木制开口器横插入兔口内并压住舌头，将胃管经开口器中央小孔沿上腭壁插入食道约15 cm，将胃管外口置一杯水中，看是否有气泡冒出，检测是否插入气管，确定胃管不在气管后，即可注入药物(图3.4-2)。
动物实验给药量
动物实验给药量引言动物实验是科学研究领域中常用的手段，用于评估新药的疗效和安全性。
在动物实验中，给药量是一个非常重要的指标，直接关系到实验结果的准确性和可靠性。
本文将介绍动物实验中常用的给药量计算方法和注意事项，以帮助研究人员正确确定给药量，提高实验结果的可信度。
给药量的计算方法动物体重和药物剂量是确定给药量的主要因素。
以下是常用的给药量计算方法：按体重计算按体重计算给药量是一种常用的方法。
通常，研究人员会根据体重来确定每只动物需要接受的药物剂量。
计算公式如下：给药量（mg/kg）= 药物剂量（mg）/ 动物体重（kg）以研究小鼠为例，假设药物剂量为10mg，小鼠体重为20g（相当于0.02kg），则给药量为：给药量（mg/kg）= 10mg / 0.02kg =500mg/kg按体表面积计算另一种常用的给药量计算方法是按体表面积计算。
这种方法考虑了不同动物种类体表积的差异，更精确地调整了给药量。
计算公式如下：给药量（mg/m²）= 药物剂量（mg）/ 动物体重（kg） × 动物体表面积系数动物体表面积系数是根据不同动物种类的体表积指数进行调整的。
研究人员可以参考相关文献获得不同动物种类的体表积系数。
其他因素的考虑除了体重和体表面积，还有其他因素需要考虑在内。
例如，药物的生物利用度、给药途径和给药频次都可能对给药量产生影响。
研究人员需要根据实际情况对给药量进行修正。
给药量的注意事项在确定给药量时，研究人员需要注意以下几点：精确记录动物体重给药量的准确性依赖于动物体重的准确记录。
研究人员应该使用专业仪器或称重工具来测量动物体重，并确保记录的准确性。
考虑药物的特性不同药物具有不同的药理特性，如药物的半衰期、药物的最高浓度等。
这些因素可能影响到给药量的选择。
研究人员应该详细了解药物的特性，并根据需要调整给药量。
留有一定的安全边际动物实验中常常需要使用较高剂量的药物才能达到所需效果。
动物常见的给药方法实训结果与分析
动物常见的给药方法实训结果与分析
动物给药方法是指将药物以适当的剂量和方式应用到动物体内，以达到治疗、预防或研究的目的。
常见的动物给药方法包括口服给药、皮下注射、肌肉注射、静脉注射等。
以下是常见动物给药方法的实训结果与分析：
1. 口服给药：口服给药是最常见的动物给药途径之一。
它的优点是简单易行，不需要特殊设备和技术。
然而，在给药过程中需要注意药物的剂量和药物种类对动物的影响，避免过量或过敏反应。
2. 皮下注射：皮下注射是将药物注射到动物的皮下组织中。
它的优点是对动物的创伤较小，药物的吸收速度较快。
但在实施时需要注意注射部位的选择和注射技术的熟练程度，以避免感染或其他并发症。
3. 肌肉注射：肌肉注射是将药物注射到动物的肌肉组织中。
它的优点是药物吸收速度较快，药效持续时间较长。
但在实施时需要注意注射部位的选择和注射技术的熟练程度，以避免损伤周围组织或引起感染。
4. 静脉注射：静脉注射是将药物注射到动脉或静脉中。
它的优点是药物迅速进入血液循环，作用迅速。
但对于非专业人士来说，静脉注射技术要求较高，存在一定的风险和并发症。
在实际操作过程中，无论哪种给药方式，都需要严格遵循相应的操作规范和安全注意事项。
给药前需要准确计算和调配剂量，确保给药的准确性和安全性。
同时，还要观察动物给药后的反应和药效，及时记录和分析实验数据，以评估给药方法的有效性和合理性。
实验动物的捉拿和给药方法
实验一实验动物的捉拿和给药方法【目的】结合实验内容逐步学会实验常用动物的捉拿和给药方法。
【内容】(一)小自鼠的捉拿和给药方法1．捉拿法用右手捉住小白鼠的尾巴将鼠提起．置于鼠笼上面或其他粗糙面上，向后拉轻鼠尾，迅速用左手拇指和示指挥住其两耳及头部皮肤，翻转鼠体，使腹部朝上，然后以无名指及小指压往鼠尾，使小鼠完全固定(实验图1)．实验图1 小白鼠的捉拿法2．给药方法(1)灌胃将小白鼠固定后，使口部向上，将颈部拉直，右手持灌胃器自口角插入口腔，沿上颚轻轻进入食管，如动物安静，呼吸元异常、口唇无紫绀现象，即可注入药液(实验图2)．灌胃器0．1一O.25ml/10g。
实验图2 小白鼠灌胃器(左)和灌胃法(布)(2)腹腔注射将小白鼠固定后，右手持注射器自下膜一侧向头部方向以30~45度刺入腹腔(角度太小易刺入皮下)。
针头刺入不宜太深或太近上腹部，以免刺伤内脏，注射量一般为0．1~O．2 ml/10g 。
(3)皮下注射捉鼠方法同前，右手持注射器，将计头刺人背部皮下注人药液。
注射量一般不超过0.25 ml/10g。
(4)肌内注射由两人合作，一人固定小白鼠后，另一入持注射器，将针头刺入后肢外侧肌肉内注入药液，注射量为每腿不超过0.lml。
(二)螗蜍或蛙的捉拿和给药方法1．捉拿法通常用左手握蛙,食指和中指夹住蛙的两上肢，无名指和小指夹住蛙的两下肢，将蛙固定于手中。
2．给药方法(淋巴囊注射) 蛙皮下淋巴囊分布见实验图3。
多采用腹囊给药。
由于蛙的皮肤弹性差，被针头刺破后，针眼不易闭合会便药波外溢，故注射针头必须通过一层隔膜，再进人皮下淋巴囊。
如腹囊绐药时，针头应自大腿上端刺人，经过大腿肌层入腹壁肌层．再浅出进人腹壁皮下入腹囊。
注射量每只可达0.25—1．Oml.(三)家免的捉拿和给药方法1．捉拿祛用左手抓住颈背部皮肤将兔提起，以右手托住其臀部，使兔呈坐位姿势。
2.给药方法(1)灌胃两人合作，由一人固定兔身，另一人用兔开口器(实验图4)将兔口张开，并将兔舌压在开曰器下边横放于兔口中。
实验动物给药途径和方法
实验动物给药途径和方法在动物实验中，为了观察药物对机能功能、代谢及形态引起的变化，常需将药物注入动物体内。
给药的途径和方法是多种多样的，可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型等情况确定。
（一）皮下注射注射时以左手拇指和食指提起皮肤，将连有5（1/2）号针头的注射器刺入皮下。
皮下注射部位一般狗、猫多在大腿外侧，豚鼠在后大腿的内侧或小腹部；大白鼠可在侧下腹部。
兔在背部或耳根部注射。
蛙可在脊背部淋巴腔注射。
（二）皮内注射皮内注射时需将注射的局部脱去被毛，消毒后，用左手拇指和食指按住皮肤并使之绷紧，在两指之间，用结核菌素注射器连4(1/2)细针头，紧贴皮肤表层刺入皮内，然后再向上挑起并再稍刺入，即可注射药液，此时可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。
（三）肌肉注射肌肉注射应选肌肉发达，无大血管通过的部位，一般多选臀部。
注射时垂直迅速刺入肌肉，回抽针栓如无回血，即可进行注射。
给小白鼠、大白鼠等小动物作肌肉注射时，用左手抓住鼠两耳和头部皮肤，右手取连有5（1/2）针头的注射器，将针头刺入大腿外侧肌肉，将药液注入。
（四）腹腔注射用大、小白鼠做实验时，以左手抓住动物，使腹部向上，右手将注射针头于左（或右）下腹部刺入皮下，使针头向前推 0.5～1.0cm，再以45度角穿过腹肌，固定针头，缓缓注入药液（图1），为避免伤及内脏，可使动物处于头低位，使内脏移向上腹。
若实验动物为家兔，进针部位为下腹部的腹白线离开1cm处。
图1小鼠腹腔注射方法（五）静脉注射1．兔：兔耳部血管分布清晰。
兔耳中央为动物，耳外缘为静脉。
内缘静脉深不易固定，故不用。
外缘静脉表浅易固定，常用。
先拔去注射部位的被毛，用手指弹动或轻揉兔耳，使静脉充盈，左手食指和中指夹住静脉的近端，拇指绷紧静脉的远端，无名指及小指垫在下面，右手持注射器连6号针头尽量从静脉的远端刺入，移动拇指于针头上以固定针头，放开食指和中指，将药液注入（图2），然后拔出针头，用手压迫针眼片刻。
常用实验动物的给药途径和方法
常用实验动物的给药途径和方法在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态的变化，常需将药物注入动物体内。
由于实验目的、动物种类、药物剂型不同，给药途径和方法也多种多样。
一经口给药法(一)灌胃法此法给药剂量准确，是借灌胃器将药物直接灌到动物胃内的一种常用给药方法。
1、白鼠灌胃法：抓起小鼠，以左手拇指、食指固定头部，小指、无名指和掌心夹注尾巴，使腹部朝上，颈部拉直，右手持灌胃器，将灌胃针从鼠的口角插入口腔，从舌背沿上腭插入食道。
灌胃量0.2～0.5ml/10g。
胃管可用适宜口径的硬质塑料管或磨去针头的8号注射针头弯成适当的弧度制成。
注意，操作时不要用力猛插，以免插破食道或误插入器官造成动物死亡。
2、白鼠灌胃法：左手戴上棉手套，用左手拇指和食指将大鼠头部固定，将大鼠灌胃器沿腭后壁慢慢插入食道。
灌胃针插入时应无阻力，如有阻力或动物挣扎则应退针或将针拔出，重新再插。
灌胃器由注射器和特殊的灌胃针构成。
灌胃量10～20ml/kg3 兔、犬等:灌胃一般要借助于开口器、灌胃管进行。
先将动物固定，再将开口器固定于上下门齿之间，然后将灌胃管(常用导尿管代替)从开口器的小孔插入动物口中，沿咽后壁而进入食道。
插入后应检查灌胃管是否确实插入食道。
可将灌胃管外开口放入盛水的烧杯中，若无气泡产生，表明灌胃管被正确插入胃中，未误入气管。
此时将注射器与灌胃管相连，注入药液。
4、猪的胃内灌注法：给猪下鼻饲管较困难，因猪的鼻翼与上唇联合形成吻突，鼻腔内上下鼻夹与鼻中隔通道极窄，只能通过F10－12号的导尿管，F14号以上的导尿管不能插入，故一般均给猪采用经口入胃的灌胃方法。
具体方法是，预先做好一矩形小木块，中间有一洞，让小猪咬住，将其固定，然后再由此洞下胃管。
此种操作较为简便。
5、鸟类：包括鸽、鸡等，经口灌胃给药，可由助手将其身体用毛巾裹住固定好。
实验者用左手将动物向后拉，使其颈部倾斜，用左拇指和食指将动物嘴撬开，其他三只手指固定好动物头部，右手取带有灌胃针头的注射器，将灌胃针头由动物舌后插入食管。
列举动物实验的给药途径
列举动物实验的给药途径
1. 口服给药：这是最常用的给药途径之一。
通过将药物掺入饲料或饮水中，让动物自行摄取。
口服给药适用于大多数药物，尤其是需要长期给药的情况。
但需要注意药物的适口性、溶解性和稳定性等问题。
2. 注射给药：包括皮下注射、肌肉注射、静脉注射等。
这种途径可以确保药物准确、快速地进入动物体内，并可控制药物的剂量和速度。
注射给药常用于需要快速起效或需要高精度给药的实验。
3. 经皮给药：通过皮肤贴片、涂抹或喷雾等方式将药物给予动物。
这种途径适用于局部作用的药物或需要缓慢释放的药物。
4. 呼吸道给药：将药物以气雾剂或滴鼻液等形式给予动物，使其通过呼吸道吸收。
这种途径常用于肺部疾病的研究或需要全身起效的药物。
5. 直肠给药：将药物直接注入直肠内，适用于一些口服难以吸收或需要快速起效的药物。
6. 腹腔给药：通过腹腔注射将药物给予动物，适用于需要快速起效或需要大剂量给药的实验。
7. 脑室给药：通过颅内注射将药物直接给予动物的脑室，常用于研究神经系统的功能和药物作用。
需要注意的是，在选择给药途径时，应综合考虑实验目的、药物性质、动物特性等因素，并遵循相关的实验操作规范和伦理要求。
同时，应确保实验过程中动物的福利和安全。
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实验动物的给药方法在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态引起的变化，常需要将药物注入动物体内。
给药的途径和方法多种多样，可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型、剂量等情况确定。
（一）注射给药法1. 皮下注射注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤，右手持注射器将针头刺入，固定后即可进行注射。
①小鼠在背部或前肢腋下，大鼠在背部或侧下腹部；②豚鼠在后大腿内侧、背部等脂肪少的部位；③兔在背部或耳根部注射；④蛙可在脊背部淋巴囊注射；⑤狗多在大腿外侧注射，拔针时，轻按针孔片刻，防药液逸出。
2. 皮内注射此法用于观察皮肤血管的通透性变化或观察皮内反应。
如将一定量的放射性同位素溶液、颜料或致炎物质、药物等注入皮内，观察其消失速度和局部血液循环变化，作为皮肤血管通透性观察指标之一。
方法是：将动物注射部位的毛剪去，消毒后，用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内，然后使针头向上挑起并再稍刺入，即可注射药液。
注射后可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。
3. 肌肉注射当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，常采用肌肉注射。
肌肉注射一般选用肌肉发达、无大血管经过的部位，多选臀部。
注射时针头要垂直快速刺入肌肉，如无回血现象即可注射。
给大、小鼠作肌肉注射时，选大腿外侧肌肉进行注射。
4. 腹腔注射先将动物固定，腹部用酒精棉球擦试消毒，然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下，沿皮下向前推进约0.5厘米，再使针头与皮肤呈45 度角方向穿过腹肌刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液、尿液后，缓缓推入药液。
此法大小鼠用的较多。
5. 静脉注射是将药液直接注射于静脉管内，使其随着血液分布全身，迅速奏效。
但排泄较快，作用时间较短。
①小鼠、大鼠的静脉注射：常采用尾静脉注射。
鼠尾静脉共有3根，左右两侧和背侧各1根，两侧尾静脉比较容易固定，故常被采用。
操作时，先将动物固定在暴露尾部的固定器内(可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物代替)，用75％酒精棉球反复擦试使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，注射时针头尽量采取与尾部平行的角度进针。
开始注射时宜少量缓注，如无阻力，表示针头已进入静脉，这时用左手指将针和尾一起固定起来，解除对尾根部的压迫后，便可进行注射。
如有白色皮丘出现，说明未穿刺入血管，应重新向尾部方向移动针头再次穿刺。
注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血。
如需反复注射，尽量从尾的末端开始。
一次的注射量为每10g体重0.1～0.2ml。
②豚鼠的静脉注射：一般采用前肢皮下头静脉。
鼠的静脉管壁较脆，注射时应特别注意。
③兔的静脉注射：一般采用外耳缘静脉，因其表浅易固定。
注射部位除毛，用75％的酒精消毒，手指轻弹兔耳，使静脉充盈，左手食指和中指夹住静脉的近心端，拇指绷紧静脉的远心端，无名指及小指垫在下面，右手持注射器，尽量从静脉的远端刺入血管，移动拇指于针头上以固定，放开食、中指，将药液注入，然后拔出针头，用手压迫针眼片刻以止血。
④狗的静脉注射：狗的静脉注射多采用前肢外侧静脉或后肢外侧的小隐静脉。
注射部位除毛后，在静脉血管的近心端用橡皮带扎紧，使血管充盈，从静脉的远心端将注射针头平行血管刺入，回抽注射器针栓，如有回血，即可放开像皮带，将药液缓缓注入。
6. 淋巴囊注射蛙类常采用此法，其皮下有数个淋巴囊，注入药物甚易吸收。
腹部淋巴囊和头部淋巴囊常作为蛙类给药途径。
一般多选用腹部淋巴囊给药。
注射时将针头从蛙大腿上端刺入，经大腿肌层入腹壁肌层，再进入腹壁皮下，即进入淋巴囊，然后注入药液。
（二）经口给药法1. 口服法：口服给药是把药物混入饲料或溶干饮水中让动物自由摄取。
一般适用于对动物疾病的防治或某些药物的毒性实验，制造某些与食物有关的人类疾病动物模型。
此法优点是简单方便，缺点是剂量不能保证准确，且动物个体间服药量差异较大。
大动物在给予片剂、丸剂、胶囊剂时，可将药物用镊子或手指送到舌根部，迅速关闭口腔，将头部稍稍抬高，使其自然吞咽。
2. 灌胃法：在急性实验中，多采用灌胃法。
此法剂量准确。
灌胃法是用灌胃器将所应投给动物的药灌到动物胃内。
灌胃器由注射器和特殊的灌胃针构成。
小鼠的灌胃针长约4～5cm，直径为1mm，大鼠的灌胃针长约6～8cm，直径约1.2mm。
灌胃针的尖端焊有一小圆金属球，金属球为中空的。
焊金属球的目的是防止针头刺入气管或损伤消化道。
针头金属球端弯曲成20°左右的角度，以适应口腔、食道的生理弯曲度走向。
①鼠类的灌胃法：用左手固定鼠，右手持灌胃器，将灌胃针从鼠的口腔插入，压迫鼠的头部，使口腔与食道成一直线，将灌胃针沿咽后壁慢慢插入食道，可感到轻微的阻力，此时可略改变一下灌胃针方向，以刺激引起吞咽动作，顺势将药液注入。
一般灌胃针插入小鼠深度为3～4cm，大鼠或豚鼠为4～6c m。
常用灌胃量小鼠为0.2～1ml，大鼠1～4ml，豚鼠1～5ml。
②狗、兔的灌胃法：先将动物固定，再将开口器的小孔插入动物口中，再慢慢沿上鄂壁插入食道，将灌胃管的外端浸入水中，如有气泡逸出，则说明灌胃管误入气管，需拔出重插。
插好后，将注射器连于灌胃管将药液推入。
灌胃结束后，先拔出灌胃管，再拿出开口器。
一次灌胃能耐受的最大容积兔为80～100ml，狗为200 ～250ml。
（三）其它途径给药方法1. 呼吸道给药：呈粉尘、气体及蒸气或雾等状态的药物或毒气，均需要通过动物呼吸道给药。
如实验时给动物乙醚作吸入麻醉、用锯末烟雾制作慢性气管炎动物模型等，特别在毒理学实验中应用更为广泛。
2. 皮肤给药：为了鉴定药物或毒物经皮肤的吸收作用、局部作用、致敏作用和光感作用等，均需采用经皮肤给药方法。
如兔和豚鼠常采用背部一定面积的皮肤脱毛后，将一定的药液涂在皮肤上，药液经皮肤吸收。
3. 脊髓腔内给药：此法主要用于锥管麻醉或抽取脑脊液。
4. 脑内给药：此法常用于微生物学动物实验，将病原体等接种于被检动物脑内，然后观察接种后的各种变化。
5. 直肠内给药：此种方法常用于动物麻醉。
兔直肠内给药时，常采用灌肠的胶皮管或用14号导尿管代替。
6. 关节腔内给药：此法常用于关节炎的动物模型复制。
大鼠给药方法一、大鼠灌胃大鼠灌胃是最常见的给药方法之一。
灌胃所用的针头可以从市场上购买，操作方法和小鼠灌胃大同小异，只是由于大鼠体积较大，抓大鼠的手法和小鼠有所不同。
大鼠灌胃是在清醒状态下进行的，不需要麻醉。
大鼠的灌胃针长约6～8cm，直径约1.2mm。
大鼠灌胃时，右手持灌胃注射器，左手拇指和食中二指相对，抓住大鼠颈部皮肤，使大鼠的头部和颈部及躯干呈一直线，不需要固定大鼠的尾巴，就可以实施灌胃操作了，其余的操作均和小鼠一样。
大鼠一般灌胃量为1ml/100g体重，因此一般大鼠灌入2ml是可以的。
大鼠的灌胃给药体积一般为5～10ml/kg。
但是药物的浓度是需要自己按照动物实验方法学的方法进行换算：200g大鼠对应70kg人的折算系数为0.018。
二、大鼠腹腔注射腹腔注射是常见的给药方式，尤其是在麻醉时。
常见的麻醉方法均是麻醉药物腹腔注射。
大鼠腹腔注射的方法和小鼠基本相同。
1.大鼠腹腔注射可以用5ml的注射器，配合5.5～7号针头。
2.腹腔注射时右手持注射器，左手的小指和无名指抓住大鼠的尾巴，另外三个手指抓住大鼠的颈部，使大鼠的头部向下。
这样腹腔中的器官就会自然倒向胸部，防止注射器刺入时损伤大肠、小肠等器官。
进针的动作要轻柔，防止刺伤腹部器官。
3.尤其是对于体重较小的大鼠，腹腔注射时针头可以在腹部皮下穿行一小段距离，最好是从腹部一侧进针，穿过腹中线后在腹部的另一侧进入腹腔，注射完药物后，缓缓拔出针头，并轻微旋转针头，防止漏液。
4.大鼠腹腔注射的给药容积一般为5～10ml/kg。
三、大鼠尾静脉注射这也是常见的操作，稍微有点难度，没有指导的话，一开始可能会感觉有点手足无措。
但是可以肯定的说，只要掌握了方法，大鼠的尾静脉注射还是很容易的。
总的来说，大小鼠的尾静脉注射难度相当，熟练后，大鼠应该比小鼠注射更容易，因为大鼠的尾巴较粗，而且血管也较粗，进针的手感比较好找。
但是大鼠年龄增大后，尾部鳞片也较厚，此时尾静脉注射难度会加大，进针点宜选择两个鳞片的间隙，以利于针尖顺利刺入。
操作步骤：1. 首先要固定大鼠，最简单的固定方法就是把大鼠麻醉，然后大鼠躺在那里不动，就可以顺利操作了。
但是我们往往需要多次给药，就是单次给药的话，每只都麻醉的话，也很麻烦，而且还要考虑麻醉对实验结果和动物的影响，因此，有必要找另外的方法固定了。
再有的固定方法就和小鼠类似，做一个圆筒，最好是金属做的，（可以在当地的铁匠铺，或者买白铁铺里面定做）首先是金属比较结实，而且可以用来固定在铁架台上，方便操作。
圆筒的一段有个盖子可以拿下来，盖子中间有个小孔，可以让大鼠的尾巴伸出来（中间的小孔可以用胶布缠一下，防止锐利的边缘割伤大鼠尾巴）。
另外一段可以用金属网的结构，网的形状可以做成子弹头的头端形状。
网状结构可以让光线透近来，方便大鼠钻进圆筒里面。
圆筒的长度约15～20cm，直径约5～8cm，可以做个系列长度和直径的圆筒，适合不同大小的大鼠。
操作的时候，可以把圆筒固定在铁架台上面，有铁丝网的一面稍微向上，拔下另外一头的盖子，抓住大鼠的尾巴，悬空大鼠，让大鼠的头部靠近圆筒，稍微引导一下，大鼠就会钻进圆筒，将大鼠的尾巴穿过盖子中间的小孔，盖上盖子，向外拉直大鼠尾巴，就可以进行下一步操作了。
也有直接利用大鼠笼盖的铁丝网固定大鼠，向上面小鼠固定的方法固定大鼠，那是高手所为，总共只需要一次到两次的静脉注射时可以试用，不推荐使用。
2.固定好大鼠后就是注射了，一般用一次性的5ml的注射器，去除针头，接上5.5号的头皮针，用头皮针穿刺，个人感觉比较方便，而且便于固定针头。
3.注射前首先要让大鼠的血管充盈。
可以采用75%的酒精棉球擦拭的方法或者采用温水浸泡的方法，（一般水浴温度45度左右），大概2分钟就可以让尾部左右二侧静脉充分扩张，用电吹风的热风吹大鼠尾部，这种使静脉扩张的方法不但快而且操作方便，但要控制好吹的方式，不要弄伤动物。
若大鼠的血管很不清楚，推荐采用温水浸泡的方法，水温以不烫手为宜。
温水浸泡2～3分钟后，取出大鼠尾巴，用干棉球擦拭。
等一会儿，待血管充盈后，酒精棉球擦拭后就可以进针了。
若血管还不充盈，可以反复用温水浸泡，切不可冒险注射，除非你手法很熟练，另当别论。
4.大鼠尾部共有四条血管，一般认为左右的两条静脉比较容易注射，多采用这两条静脉进针。
一般要求进针部位靠近大鼠的尾端，这样若注射失败的话，还可以再向上选择进针点。
但是进针部位也不可以太靠下，因为越往下，静脉越细，操作越难，一般以大鼠尾巴下三分之一的位置比较好。
5.最关键的就是进针了。
进针时操作者左手食指和拇指固定住大鼠的尾巴，让大鼠的尾巴在经过拇指后向下弯曲，进针点靠近拇指指甲。