浅析非病毒载体基因转移技术的现状和展望

浅析非病毒载体基因转移技术的现状和展望
浅析非病毒载体基因转移技术的现状和展望

浅析非病毒载体基因转移技术的现状和展望

摘要:目前基因治疗已经成为科学家治疗多种难治性疾病的一种新手段,基因导入技术是基因治疗的核心也是最基本的技术。目前研究较多的基因导入技术共分为两大类:一,病毒载体基因导入法;二,非病毒载体基因导入法。前者转染效率高,但存在安全性和免疫原性等问题。因此,近年来人们对非病毒类载体系统给予了更多的关注。

关键词:非病毒载体基因转移技术现状和展望

非病毒载体基因转移方法又分为物理方法和化学方法。物理方法如:注射法、基因枪法、电穿孔法、超声波法等都是借助物理力量穿透细胞膜达到基因转移的目的;化学方法则是借助天然的或者人工合成的化合物辅助完成基因转移。尽管近年来在非病毒基因转移领域中取得了显著成效,但总体而言,非病毒载体相对于病毒载体来说转移基因的效率要低,在体内的基因转移尤其如此。现在把目前较常用的非病毒载体基因转移方法的优势和局限综述如下。

1 物理方法

就是基于物理力量造成细胞膜的瞬间缺损,从而使质粒DNA进入细胞内的方法。如基因枪法、电穿孔法、超声波法等,还有近年来发现的激光相关辅助方法。

注射法

直接将质粒DNA注射入组织细胞中达到基因转移的目的。有学者成功地将裸露的质粒DNA注射入肌肉、肝脏、皮肤等组织,但基因表达水平较低。注射法中,细胞表面的某些受体起了一定的作用,它们能够特异或者非特异性地结合DNA并且介导DNA的内吞,但这些受体的详细作用机制不甚清楚。由于注射法有其独特优点如:方法简单,不需特殊试剂且毒性低而受到欢迎。此外,借助显微操作系统进行的显微注射法是目前国际上公认的制备转基因和基因剔除动物模

型的首选。

基因枪法

基因枪法是一种全新的基因导入技术,它以压缩气体(氦或氮)转换成的气体冲击波为动力,把附着于高速微弹上的DNA直接射入细胞、组织和细胞器,基因枪导入的基因被证明可在广泛类型的细胞中得到瞬时的、高效率的表达。基因枪法是皮肤、黏膜以及手术局部暴露组织较理想的基因转移方法,因而基因枪被认为是将来DNA疫苗的良好免疫工具。但是基因枪法用于基因治疗还需要进一步改进,如通过对微弹颗粒表面结构的改良使其可以结合更多的DNA或者使结合

更紧密;通过对气体冲击波压力的调节来调控微弹的运动轨迹等。

电穿孔法

通过短暂的高强度的电场作用,瞬时提高细胞膜的通透性,从而将周围介质中的外源核酸分子导入细胞内。电穿孔法是一种既可以用于体外也可以用于体内的基因转移方法。理论上任何可以插入两个电极的组织器官都可以用电穿孔法导入外源基因,然而目前体内用电穿孔法导入基因主要用于皮肤和肌肉组织。100KD的DNA被报道可以利用电穿孔的方法成功导入肌肉组织中。电穿孔导入的外源基因也有被报道长期稳定表达超过1年时间。本课题组前期工作中利用电穿孔法将质粒导入白血病细胞株K562中后,经过筛选培养,最终表达绿色荧光的细胞高达90%以上,稳定表达时间在半年以上。该方法转移基因时,DNA 的浓度以及DNA在组织中的分布对电穿孔的效率至关重要。用电穿孔法进行体内基因导入时存在如下局限:①两个电极的距离不能超过1cm,这样就很难实现大面积的细胞同时基因转移;②如果是内脏的基因导入,必须借助外科手术放置电极,损伤较大;③该法所用的电压较高,容易导致局部组织细胞被电灼伤。此外,较高电压作用于细胞后可能会影响细胞自身基因组DNA的稳定性。以上局限性有望通过对电极的优化及电场强度的调节而减少到最低。值得一提的是现在出现了类似于传统电穿孔法的细胞核转染法,借助细胞核转染仪,采用独特的电场参数与细胞类型特异性的转染溶液相结合的方法,将细胞转染效率大大的提高,而细胞的死亡率则大大的降低。转染条件对于不同的细胞不需要摸索和优化,而且绝大多数细胞被转染后4h就可以见到转染基因的表达。

超声波法

超声波在医学领域分为诊断性超声和治疗性超声。治疗性超声常用于组织深部加热、缓解局部疼痛和促进炎症吸收等。超声在一定的波长和强度下能增加血管和细胞膜的通透性,尤其有利于全身用药和转基因时药物和DNA在局部组织细胞的定位。超声波法比单纯DNA注射法的基因转移效率要高10~20倍。该法用于基因转移的效率受诸多因素影响:如超声波的频率、强度和作用时间以及所用质粒DNA的量等。此外,由于造影剂在超声波作用下变为迅速扩张和缩小的含气泡沫,从而在局部产生波动,使临近细胞膜通透性瞬间增加,所以造影剂的使用可以增加超声波的基因转移效率。与电穿孔不同,超声波作用后细胞膜出现微孔,基因通过自由扩散的方式通过微孔进入细胞,因而质粒DNA的大小及浓度对基因转移效率影响较大。超声波用于体内组织器官基因导入的优势在于其为一种无创的基因转移方法。然而到目前为止,超声波用于基因转移的主要局限在于其效率较低。

2 化学方法

目前非病毒载体基因转移方法中研究最热门的还是阳离子脂质体和阳离子聚合物介导的基因转移,携带目的基因的阳离子脂质体或聚合物通过细胞吞噬或吞饮作用进入靶细胞中,一部分目的基因将在胞浆中被释放出来并转移入细胞核发挥作用。

阳离子脂质体介导的基因转移

自从Felgner等科学家于1987年首次发现脂质体具有转移基因的作用后,大量的阳离子脂质体被改良后用于基因的转移。这些脂质体主要区别在于它们所带电荷及细微结构的不同。尽管有部分脂质单独就可以形成囊泡发挥较好的基因转移作用,但很多阳离子脂质需要磷脂或者胆固醇辅助作用下才能形成脂质体囊泡。当把目的DNA与这种脂质体混合后,DNA就会浓缩并与之形成较稳定的脂质体DNA复合物(lipoplex)。由于脂质体具有类似生物膜的性质,因此当脂质体DNA复合物与细胞膜接触后,通过胞吞作用而进入胞内。如今不断改良的阳离子脂质体试剂在稳定转染、瞬时转染以及难以转染的细胞系应用中都表现出超乎寻常的效果。此外,脂质体没有免疫原性,细胞毒性小,而且也易于制备,因此阳离子脂质体已成为现今用于基因转移的最常用方法之一。

为了达到特异性基因转移的目的,科学家们相继开发了免疫脂质体和配体脂质体。免疫脂质体或配体脂质体的靶向技术是通过将脂质体与单克隆抗体或配体共价结合成免疫脂质体或配体脂质

体,借助抗体或配体与靶细胞表面抗原或受体的特异结合的作用,达到特异性基因转移目的。该脂质体具有制备工艺简便、无毒、无免疫原性及可被生物膜利用的特点,是现阶段抗体靶向治疗的研究热点。

阳离子聚合物介导的基因转移

人工合成或者天然形成的阳离子聚合物是另外一种已经被广泛用于基因转移的物质。阳离子聚合物是一种新型的非病毒类基因传递系统,在基因治疗领域中有广阔的应用前景。多聚赖氨酸是第一个被用于体内基因转移的阳离子聚合物,此后越来越多的线状或分枝状的阳离子聚合物被用于体内外的基因转移。其中主要包括人工合成的如聚乙烯亚胺(polyethyleneimine,PEI)、聚甲基丙烯酸(polymethacrylate,PMA);多糖类的如葡聚糖精胺阳离子聚合物

mine polycation,DSP);氨基酸的聚合物如聚左旋赖氨酸(PLL)等。阳离子聚合物与DNA形成的复合物(polyplexes)完全是借助于简单的静电作用,而前面介绍的阳离子脂质体与DNA形成的复合物(lipoplexes)除静电作用外,还包括磷脂分子间的疏水作用以及其它的引力和斥力。因此polyplexes比

lipoplexes具有更大的可变性,表现在可以通过对阳离子聚合物的结构修饰来

改变它的理化性质、提高转染效率、增加稳定性和靶向释放。

尽管大多数阳离子聚合物介导基因转移的过程相似,如都可以压缩DNA,使裸露的DNA的流体动力学半径由原来的几百个纳米减少到几十个纳米,压缩后的DNA能抵抗核酸酶的水解,也有利于细胞的内吞;其次大多数阳离子聚合物都可以通过与细胞表面的负电荷结合从而促进细胞对DNA的内吞等,但是不同的阳离子聚合物转移基因的效率和毒性作用有很大不同。

就转移效率而言,PEI是功能最强的同时也是研究最多的一种阳离子聚合物。Jean Paul Behr 的研究小组首先把PEI用于基因转移,无论是线性还是分枝状PEI介导体外基因转移的效率都很高,但是体内基因转移效率要低一些。很多因素都会影响到PEI的转移效率,如DNA与PEI的比例、DNA和PEI的浓度、PEI的分子量和空间构象、基因转移时所用试剂的离子强度等。PEI用于基因转移的一个主要局限在于它具备一定的细胞毒性。由于PEI不易在细胞内降解,因此它容易在细胞内堆积影响细胞的功能,而且PEI分子量越大,细胞毒性也越大。于是有科学家将PEI进行改良,将多个低分子量的PEI用可被生物降解的二硫键连接成寡聚体,其转移效率与25K的PEI相当,但是细胞毒性要小得多[11]。

近年来,阳离子多肽是基因转移研究中的热点。例如来源于精蛋白的一段富精氨酸多肽的基因转移效率与PEI相当[12]。而来源于组蛋白H1,H2A的富赖氨酸多肽也可以用于基因转移,很多短肽被实验证明有转移基因的作用,但是它们介导基因转移的确切机理还不是很清楚。阳离子聚合物用于基因转移还有很多方面需要完善:如向聚合物中加入一些活性基序来增强其穿透细胞膜的功能,通过加入核定位信号增加其向细胞核中转移基因的能力等。

脂质体聚合物法

近年,有科学家将脂质体和阳离子聚合物同时用于一个基因转移体系。先利用阳离子聚合物将DNA进行浓缩,然后将浓缩后的DNA用脂质体包被,借助脂质体与细胞膜的融合作用将DNA导入细胞内。这种脂质体聚合物法被证明比单纯脂质体法转移效率要高[13]。当把阴离子脂质体加入到阳离子聚合物

复合物中后,脂质体膜结构会发生重排,最终形成的脂质体聚合物复合物,该复合物表面包绕的是阴离子脂质。当把这种复合物导入细胞中时,能够有效地避免因该复合物与细胞表面电荷作用而发生的非特异性的基因转移。所以当其用于受体介导的基因转移时,能够大大增强基因转移的特异性。

综上所述,电穿孔法、超声波法、阳离子脂质体法和阳离子聚合物法是近20年中研究及应用较多的非病毒基因转移方法。各种方法均有其优势与局限,注射法操作简单、安全,但是效率低,电穿孔法基因转移效率高,但是用于组织

内时需手术,脂质体法体外效率高,但是在体内可以引起免疫反应,阳离子聚合物法效率虽高,但有一定细胞毒性。(表1)表1 常见的非病毒载体基因转移方法的优势与局限

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基因转移技术

基因转移技术 什么是基因转移技术? 基因转移技术是将特定的外源基因信息转入到受体细胞或生物并使其表达的一种基因工程技术。基因转移技术已广泛用于基因的结构和功能分析、基因表达与调控、基因治疗与转基因动物模型建立等研究方向。 基因转移方法有哪几类? 一、化学转染 1.磷酸钙法 该技术通过将磷酸盐溶液和含有DNA的氯化钙溶液进行缓慢混合,形成DNA-磷酸钙共沉淀复合物。复合物能粘附于细胞膜上,通过细胞内吞作用进入细胞浆中。 优点:实验室中转染哺乳动物细胞最广泛使用的方法。试剂易获得,成本低,可用于瞬时转染和稳定转染。 缺点:重复性差,转染效率低。对基因和细胞的选择要求较高。 2.DEAE-葡聚糖法 DEAE-葡聚糖是最早开发的转染试剂之一。它是一种可溶的聚阳离子碳水化合物,通过与带负电的DNA结合形成聚集物。携带正电荷的复合物与带负电荷的细胞膜结合,通过细胞内吞作用进入细胞中。与磷酸钙转染过程中形成的复合物颗粒相比,其粒径更小。 优点:该试剂价格便宜,并且过程简便、效率较高。一般常用于瞬时转染,DNA使用量较少。 缺点:不适用于稳定转染。 3.脂质体法 脂质体分为单层脂质体和多层脂质体。常用的阳离子脂质体与带负电的DNA结合,形成DNA-阳离子脂质体复合物,从而吸附到带负电的细胞膜表面,通过细胞内吞作用进入细胞。脂质体介导的基因转移的效率可以通过整合病毒蛋白来提高,从而促进病毒包膜和细胞膜之间的主动融合。这种融合粒子被称为病毒体。 优点:能够在活体内应用,毒性低、重复性好。适用性广,在很多细胞中能得到有效的瞬时转染和稳定转染效果。 缺点:试剂难以自制,商品较为昂贵,转染效果在不同细胞类型中差异较大。

病毒载体概述

病毒载体概述 引言 基因导入系统(gene delivery system)就是基因治疗的核心技术,可分为病毒载体系统与非病毒载体系统。本章主要论述用于人类基因治疗的病毒载体系统。 用于基因治疗的病毒载体应具备以下基本条件: 1、携带外源基因并能包装成病毒颗粒; 2、介导外源基因的转移与表达; 3、对机体不致病。 然而,大多数野生型病毒对机体都具有致病性。因此需要对其进行改造后才能用于人体。原则上,各种类型的病毒都能被改造成病毒载体。但就是由于病毒的多样性及与机体复杂的依存关系,人们至今对许多病毒的生活周期、分子生物学、与疾病发生及发展的关系等的认识还很不全面,从而限制了许多病毒发展成为具有实用性的载体。近20年来,只有少数几种病毒如反转录病毒(包括HIV病毒)、腺病毒、腺病毒伴随病毒、疱疹病毒(包括单纯疱疹病毒、痘苗病毒及EB病毒)、甲病毒等被成功地改造成为基因转移载体并开展了不同程度的应用。 第一节病毒载体产生的原理 病毒载体的产生建立在对病毒的生活周期与分子生物学认识的基础之上。研究病毒载体首先要对病毒的基因组结构与功能有充分的了解,最好能获得病毒基因组全序列信息。病毒基因组可分为编码区与非编码区。编码区基因产生病毒的结构蛋白与非结构蛋白;根据其对病毒感染性复制的影响,又可分为必需基因与非必需基因。非编码区中含有病毒进行复制与包装等功能所必需的顺式作用元件。 各种野生型病毒颗粒都具有一定的包装容量,即对所包装的病毒基因组的长度有一定的限制。一般来说,病毒包装容量不超过自身基因组大小的105~110%。

基因重组技术的发展使病毒载体的产生成为可能。最简单的做法就是,将适当长度的外源DNA插入病毒基因组的非必需区,包装成重组病毒颗粒。比如,本实验室曾将4、5kb的lacZ基因表达盒 (CMV-lacZ-polyA)插入HSV1病毒的UL44(糖蛋白C)基因的XbaI位点中,病毒基因组的其余部分不改变,构建成重组病毒HSV1-lacZ100(吴小兵等,1998)。由于UL44基因产物对于HSV病毒在培养细胞中产毒性感染就是非必需的,因此,该重组病毒可以在细胞中增殖传代。用这种重组病毒感染细胞,能将lacZ基因带入细胞并高效表达。用同样的方法,将AAV-2病毒的rep与cap基因片段(4、3kb)插入HSV1病毒的UL2(编码尿嘧啶DNA糖基化酶)或UL44(编码糖蛋白C)基因中,构建成具有提供重组AAV载体复制与包装所需的全部辅助功能的辅助病毒rHSV-rc(伍志坚等,1999)。 然而,这样的重组病毒作为基因转移载体有许多缺点。首先,许多野生型病毒通过在细胞中产毒性复制而导致细胞裂解死亡;或带有病毒癌基因而使细胞发生转化。因此必须经过改造使其成为复制缺陷性病毒并且删除致癌基因后才能用于基因治疗。其次,插入外源DNA的长度受到很大限制,尤其对于基因组本身较小的病毒如腺病毒伴随病毒(AAV,4、7kb)、反转录病毒(8~10kb)、腺病毒(36kb),如果不去除病毒基因,可供外源DNA插入的容量就十分小。因此,必须删除更多的病毒基因以腾出位置插入较大的外源DNA。为了增加病毒载体插入外源DNA的容量,除了可以删除病毒的非必需基因外,还可以进一步删去部分或全部必需基因,这些必需基因的功能由辅助病毒或包装细胞系反式提供。 病毒载体大体上可分为两种类型: 重组型病毒载体:这类载体就是以完整的病毒基因组为改造对象。一般的步骤就是选择性地删除病毒的某些必需基因尤其就是立早基因或早期基因,或控制其表达;缺失的必需基因的功能由互补细胞反式提供;用外源基因表达单位替代病毒非必需基因区;病毒复制与包装所需的顺式作用元件不变。这类载体一般通过同源重组方法将外源基因表达单位插入病毒基因组中。如在传统的重组腺病毒构建方法中,将外源基因表达盒(exogenous gene expression cassette)插入穿梭质粒(如pXCX2或pFGdX1)的腺病毒同源序列中,与辅助

慢病毒载体使用手册

LentiCRISPRv2 and lentiGuide-Puro: lentiviral CRISPR/Cas9 and single guide RNA CRISPR (C lustered R egularly I nterspaced S hort P alindromic R epeats) is a microbial nuclease system involved in defense against invading phages and plasmids. CRISPR loci in microbial hosts contain a combination of CRISPR-associated (Cas) genes as well as non-coding RNA elements capable of programming the specificity of the CRISPR-mediated nucleic acid cleavage. Lentiviral CRISPR/Cas can infect a broad variety of mammalian cells by co-expressing a mammalian codon-optimized Cas9 nuclease along with a single guide RNA (sgRNA) to facilitate genome editing (Shalem*, Sanjana*, et al., Science 2014). Protocols for cloning into the lentiviral transfer plasmid and general considerations for producing lentivirus are described below. Separate protocols are available for amplifying the genome-scale CRISPR knock-out (GeCKO) libraries. This protocol is for creating individual lentiviral CRISPR plasmids targeting a single genomic locus. lentiCRISPRv2 (one vector system): This plasmid contains two expression cassettes, hSpCas9 and the chimeric guide RNA. The vector can be digested using BsmB I, and a pair of annealed oligos can be cloned into the single guide RNA scaffold. The oligos are designed based on the target site sequence (20bp) and needs to be flanked on the 3' end by a 3bp NGG PAM sequence, as shown on the next page. lentiGuide-Puro (two vector system): This plasmid expressed only the chimeric guide RNA. It does not contain Cas9. Please use lentiCas9-Blast (a separate lentiviral construct that delivers hSpCas9 and blasticidin resistance) to first integrate Cas9 into your cell line. The lentiGuide-Puro vector can be digested using BsmB I, and a pair of annealed oligos can be cloned into the single guide RNA scaffold. The oligos are designed based on the target site sequence (20bp) and needs to be flanked on the 3' end by a 3bp NGG PAM sequence, as shown on the next page. Which vector to use: lentiCRISPRv2 is identical to the original lentiCRISPRv1 but produces nearly 10X higher titer virus. lentiGuide-Puro produces >100X higher titer virus over lentiCRISPRv1 and should be used in cell lines where Cas9 has already been integrated in (e.g. using the separate lentiCas9-Blast lentivirus). For applications where Cas9 cannot first be introduced (e.g. primary cells), lentiCRISPRv2 is recommended. After transduction, use puromycin to select for cells with lentiCRISPRv2 or lentiGuide-Puro. Lentiviral production: Before starting any lentiviral work, please ensure compliance with your Environmental Health and Safety office and government/organization/university. Briefly, to make lentivirus, a transfer plasmid (e.g. lentiCRISPRv2 or lentiGuide-Puro) must be co-transfected into HEK293(F)T cells with the packaging plasmids pVSVg (AddGene 8454) and psPAX2 (AddGene 12260). As a positive control for viral production, we often use a CMV-EGFP lentiviral transfer plasmid (eg. AddGene 19319). Target design notes and online resources: For application of Cas9 for site-specific genome editing in eukaryotic cells and organisms, we have computationally identified suitable target sites for the S. pyogenes Cas9 and calculated most likely off-targets within the genome. Please visit https://www.360docs.net/doc/076106795.html, to access these Cas9 target design tools. Complete plasmid sequences, protocols, a discussion forum and additional information can be found at the Zhang Lab GeCKO website: https://www.360docs.net/doc/076106795.html,/gecko/ . Citation: Please reference the following publications for the use of this material. Improved lentiviral vectors and genome-wide libraries for CRISPR screening. Sanjana NE*, Shalem O*, Zhang F. Nature Methods (2014). Genome-scale CRISPR-Cas9 knockout screening in human cells. Shalem O*, Sanjana NE*, Hartenian E, Shi X, Scott DA, Mikkelsen T, Heckl D, Ebert BL, Root DE, Doench JG, Zhang F (2014). Science, 343, 83-7. DOI: 10.1126/science.1247005

浅析非病毒载体基因转移技术的现状和展望

浅析非病毒载体基因转移技术的现状和展望 摘要:目前基因治疗已经成为科学家治疗多种难治性疾病的一种新手段,基因导入技术是基因治疗的核心也是最基本的技术。目前研究较多的基因导入技术共分为两大类:一,病毒载体基因导入法;二,非病毒载体基因导入法。前者转染效率高,但存在安全性和免疫原性等问题。因此,近年来人们对非病毒类载体系统给予了更多的关注。 关键词:非病毒载体基因转移技术现状和展望 非病毒载体基因转移方法又分为物理方法和化学方法。物理方法如:注射法、基因枪法、电穿孔法、超声波法等都是借助物理力量穿透细胞膜达到基因转移的目的;化学方法则是借助天然的或者人工合成的化合物辅助完成基因转移。尽管近年来在非病毒基因转移领域中取得了显著成效,但总体而言,非病毒载体相对于病毒载体来说转移基因的效率要低,在体内的基因转移尤其如此。现在把目前较常用的非病毒载体基因转移方法的优势和局限综述如下。 1 物理方法 就是基于物理力量造成细胞膜的瞬间缺损,从而使质粒DNA进入细胞内的方法。如基因枪法、电穿孔法、超声波法等,还有近年来发现的激光相关辅助方法。 注射法 直接将质粒DNA注射入组织细胞中达到基因转移的目的。有学者成功地将裸露的质粒DNA注射入肌肉、肝脏、皮肤等组织,但基因表达水平较低。注射法中,细胞表面的某些受体起了一定的作用,它们能够特异或者非特异性地结合DNA并且介导DNA的内吞,但这些受体的详细作用机制不甚清楚。由于注射法有其独特优点如:方法简单,不需特殊试剂且毒性低而受到欢迎。此外,借助显微操作系统进行的显微注射法是目前国际上公认的制备转基因和基因剔除动物模 型的首选。 基因枪法 基因枪法是一种全新的基因导入技术,它以压缩气体(氦或氮)转换成的气体冲击波为动力,把附着于高速微弹上的DNA直接射入细胞、组织和细胞器,基因枪导入的基因被证明可在广泛类型的细胞中得到瞬时的、高效率的表达。基因枪法是皮肤、黏膜以及手术局部暴露组织较理想的基因转移方法,因而基因枪被认为是将来DNA疫苗的良好免疫工具。但是基因枪法用于基因治疗还需要进一步改进,如通过对微弹颗粒表面结构的改良使其可以结合更多的DNA或者使结合

非病毒基因载体

概述 定义 非病毒载体是利用非病毒的载体材料的物化性质来介导基因的转移。 特点 非病毒载体具备无传染性,没有载体容量限制,材料来源广泛,化学结构可控制,且易于大量制备,在表达质粒、反义寡核苷酸或反义表达质粒真核细胞的靶向转移中,有着病毒载体不可替代的作用。 与病毒载体相比较,具有毒性低、免疫反应低,而且所携带的基因不整合至宿主细胞基因组等优点。 然而,非病毒载体的转导效率低,目的基因只能实现瞬间表达,其运送系统的颗粒较大,容易引发免疫反应和被机体所清除。 2常用材料 脂质体或脂类复合物 脂质体包括阳性、中性和阴性脂质体,其中阳性脂质体研究的最为广泛。自从1987年以来, 众多学者相继合成出许多阳离子脂质体。所有的阳离子脂质体的一端皆拥有1~2条由12~ 18个碳原子组成的疏水链, 使其在水性介质中形成双层结构, 并包裹DNA;另一端为亲水性的N+, 通过静电力与DNA结合以形成脂质复合物。 脂质体或脂质复合物经静脉注射后,很快被血浆清除并在肺组织中积蓄, 蛋白质主要在肺内皮细胞中表达,通常表达时间较短,一般在给药后4~ 24h即达峰, 1周后消失。因此,阳离子脂质载体在治疗一些肺部疾病如肺代谢性疾病、门脉高压和急性呼吸窘迫综合征等有较好前景。脂质体或脂质复合物也可直接应用于病变部位以避免静脉给药选择性差的缺点。 目前虽然在阳离子脂质体构效关系研究的基础上,合成了一些新的脂质载体, 但离理想的脂质载体还相距较远,其主要困难在于体内外转染条件的差别, 而且转染效果还取决于给药途径。因此, 只有根据实际的临床应用来个性化设计才能获得较为理想的载体, 这无疑给载体的开发带来困难。脂质体或脂质复合物并没有长期安全性报道。 阳离子多聚物 1、多聚赖氨酸:聚L-赖氨酸和去唾液酸糖蛋白连接的聚合物用于细胞的基因靶向转移, 其基因转染效果较阳离子脂质体差。有研究表明,在有或无靶向配体的情况下,多聚赖氨酸与DNA的聚合物的细胞摄取率和基因转染率都依赖于聚合复合物正电性的存在。 2、聚乙烯亚胺( polyethylenimine, PEI) :PEI阳离子聚合物表面的正电荷与DNA上带负电荷的磷酸基团产生静电作用形成复合物。这种复合物的超分子结构可以描述为一种核-壳结构, 疏水核是部分中和的DNA,外壳则是亲水的阳离子聚合物链段。这种核-壳结构,增加了体系在血液循环中的稳定性, 保护DNA在传递过程中不受DNA酶或巨噬细胞的降解。PEI阳离子聚合物由于其自身具有缓冲容量, 在不需要加入吞噬细胞或溶酶体溶解剂的情况下就显示出较好的基因转染效果。 3、树突状聚合物:树突状聚合物系一定Mr 范围的聚酰胺和含磷树状聚合物的末端氨基通过静电力与DNA结合形成的一种阳离子多聚物非病毒基因载体,聚酰胺树状聚合物的酰胺键在水或乙醇中的水解,可使基因转染率增加50倍, 其原因可能是水解增加了聚合物的柔韧性。故一些可水解的聚酰胺树状聚合物对体内颈动脉的基因转染比支链PEI更有效。 壳聚糖载体聚合物 壳聚糖作为一种天然阳离子聚合物,通过与DNA以静电方式作用使壳聚糖-DNA体系不被降解, 完全进入细胞。作为基因载体, 壳聚糖具有细胞毒性低、生物相容性好、基因免疫性低和转染效率较高等特点。 壳聚糖-DNA复合物按制备方法主要分壳聚糖及其衍生物的DNA复合物、壳聚糖-DNA纳

细菌遗传转化与水平基因转移_谢志雄

第22卷第4期 中南民族大学学报(自然科学版) V ol.22No.4 2003年12月 Journal of South-Central University for Nationalities(Nat.Sci.Edition) Dec.2003 细菌遗传转化与水平基因转移 谢志雄 沈 萍* (武汉大学生命科学学院) 摘 要 介绍了细菌中水平基因转移、转移途径(转化、接合和转导)以及细菌遗传转化即自然条件中的转化、自然遗传转化及人工转化等研究进展,并且对细菌遗传转化在水平基因转移中的作用进行了探讨. 关键词 细菌;遗传转化;水平基因转移 中图分类号 Q933 文献标识码 A 文章编号 1672-4321(2003)04-0001-05 水平基因转移(ho rizontal g ene tra nsfer)在20世纪90年代后开始频繁出现在文献报道中.水平基因转移研究引人关注的主要原因是由于基因工程技术的发展,人工构建的转基因动植物和微生物越来越多,对其释放于环境后可能发生的基因转移及其深远影响还没有明确的认识.目前人们对于遗传工程生物的安全性问题的争论多集中在这个方面[1,2].笔者拟从水平基因转移的角度探讨细菌遗传转化现象及其在水平基因转移中的作用. 1 水平基因转移 水平基因转移有别于一般亲本和其后代之间遗传信息垂直的传递形式,是在生物个体之间进行的基因转移.对水平基因转移的研究不仅使我们能了解水平基因交换对生物进化历程的深刻影响,更重要的是可以作为对偶然或有意识向环境中释放遗传工程生物(genetically modified o rganisms,GMOs)的风险评估依据[3]. 通过对特定基因的核苷酸序列或由其推导出的蛋白质氨基酸序列的分析,发现在生物进化过程中普遍存在着基因的侧向传播,其中细菌处于中心环节.先后在植物与细菌间、人细胞与细菌间、植物与动物间、真菌与细菌间、古生菌与细菌间、原生生物与细菌间以及细胞器与细胞核之间发现存在水平基因转移现象[4,5]. 1.1 细菌中的水平基因转移 在细菌中,基因转移不是其生活周期中的必需部分,遗传物质从一个机体转移到另一个机体可产生深远的影响,如提高细菌致病能力或使其具有针对某种抗生素的抗性.此外,供体细胞的一些基因转移到受体细胞中,来源于2个不同细胞的基因(DN A)间的整合有助于保持群体的遗传多样性[6]. 通过对大肠杆菌(Esc herichia coli)M G1655菌株全序列的分析来评估水平基因转移对细菌基因组进化的全面影响,发现自E.coli从Salmonella中分离出来,至少发生了34起水平基因转移事件,其基因组4288个开放阅读框中的755个(共547.8kb)是通过水平基因转移而来,约占总数的17.6%.由于E.coli染色体长度是保守的,当通过水平转移获得新的序列后会通过缺失丢掉等长的其他序列,所以在E.c oli基因组中基因组成是动态的,使得基因组中具现实意义的基因得以引入并保留,替换非必需部分,整个染色体是镶嵌性的,通过这种方式可以有效地改变一种细菌的适应能力和致病特性[7,8]. 1.2 水平基因转移研究 水平基因转移的研究不仅有助于对生物进化、物种形成等生物学基本问题全面、深刻地认识,更为重要的是水平基因转移研究的现实紧迫性: (1)抗生素抗性问题.近年来,陆续发现不能被目前任何一种已知抗生素控制的病原菌的“超级细菌”变种.细菌除自发突变产生新的抗药性并遗传给后代外,多数情况下细菌通过从其它细菌接受抗药性基因,而获得对某种抗生素的抗药性[8,9].人类在与细菌性疾病的对抗中面临着新的挑战.利用水平基因转 ⒇收稿日期 2003-07-09 *通讯联系人 作者简介 谢志雄(1969-),男,博士后,研究方向:微生物遗传学,武汉430072 基金项目 国家自然科学基金资助项目(30370017)、武汉市青年科技晨光计划资助项目(20015005051)和武汉大学青年创新科技基金

慢病毒载体包装构建过程

慢病毒载体包装构建过程 原理:慢病毒载体可以将外源基因或外源的shRNA有效地整合到宿主染色体上,从而达到持久性表达目的序列的效果。在感染能力方面可有效地感染神经元细胞、肝细胞、心肌细胞、肿瘤细胞、内皮细胞、干细胞等多种类型的细胞,从而达到良好的的基因治疗效果。对于一些较难转染的细胞,如原代细胞、干细胞、不分化的细胞等,使用慢病毒载体,能大大提高目的基因或目的shRNA的转导效率,且目的基因或目的shRNA整合到宿主细胞基因组的几率大大增加,能够比较方便快捷地实现目的基因或目的shRNA的长期、稳定表达。 概念:慢病毒载体是指以人类免疫缺陷病毒-1 (H IV-1) 来源的一种病毒载体,慢病毒载体包含了包装、转染、稳定整合所需要的遗传信息,是慢病毒载体系统的主要组成部分。携带有外源基因的慢病毒载体在慢病毒包装质粒、细胞系的辅助下,经过病毒包装成为有感染力的病毒颗粒,通过感染细胞或活体组织,实现外源基因在细胞或活体组织中表达。 辅助成分:慢病毒载体辅助成分包括:慢病毒包装质粒和可产生病毒颗粒的细胞系。 慢病毒载体包含了包装、转染、稳定整合所需要的遗传信息。慢病毒包装质粒可提供所有的转录并包装RNA 到重组的假病毒载体所需要的所有辅助蛋白。为产生高滴度的病毒颗粒,需要利用表达载体和包装质粒同时共转染细胞,在细胞中进行病毒的包装,包装好的假病毒颗粒分泌到细胞外的培养基中,离心取得上清液后,可以直接用于宿主细胞的感染,目的基因进入到宿主细胞之后,经过反转录,整合到基因组,从而高水平的表达效应分子。 基本原理:慢病毒载体系统由两部分组成,即包装成分和载体成分。

包装成分:由HIV-1基因组去除了包装、逆转录和整合所需的顺式作用序列而构建,能够反式提供产生病毒颗粒所必需的蛋白。包装成分通常被分开构建到两个质粒上,一个质粒表达Gag和Pol蛋白,另一个质粒表达Env蛋白,其目的也是降低恢复成野生型病毒的可能。将包装成分与载体成分的3个质粒共转染细胞(如人肾293T细胞),即可在细胞上清中收获只有一次性感染能力而无复制能力的、携带目的基因的HIV-1载体颗粒。 载体成分:与包装成分互补,即含有包装、逆转录和整合所需的HIV顺式作用序列,同时具有异源启动子控制下的多克隆位点及在此位点插入的目的基因。 为降低两种成分同源重组恢复成野生型病毒的可能,需尽量减少二者的同源性,如将包装成分上5′LTR换成巨细胞病毒(CMV)立即早期启动子、3′LTR换成SV40 polyA等。 一、实验流程(1和2为并列步骤) 1.慢病毒过表达质粒载体的构建 设计上下游特异性扩增引物,同时引入酶切位点,PCR(采用高保真KOD酶,3K内突变率为0%)从模板中(CDNA质粒或者文库)调取目的基因CDS区(coding sequence)连入T载体。将CDS区从T载体上切下,装入慢病毒过表达质粒载体。 2.慢病毒干扰质粒载体的构建 合成siRNA对应的DNA颈环结构,退火后连入慢病毒干扰质粒载体 3. 慢病毒载体的包装与浓缩纯化 制备慢病毒穿梭质粒及其辅助包装原件载体质粒,三种质粒载体分别进行高纯度无内毒素抽提,共转染293T细胞,转染后6 h 更换为完全培养基,培养24和48h后,分别收集富含

植物基因转化常用方法(植物遗传,农杆菌、病毒介导和基因枪转化法)

一. 植物遗传转化的方法 植物遗传转化技术可分为两大类:一类是直接基因转移技术,包括基因枪法、原生质体法、脂质体法、花粉管通道法、电激转化法、PEG介导转化方法等,其中基因枪转化法是代表。另一类是生物介导的转化方法,主要有农杆菌介导和病毒介导两种转化方法,其中农杆菌介导的转化方法操作简便、成本低、转化率高,广泛应用于双子叶植物的遗传转化。 二.农杆菌介导的基因转化方法 (一)农杆菌的Ti质粒与T-DNA的整合机制 几乎所有双子叶植物都容易受到土壤农杆菌感染,而产生根瘤。它是一种革兰氏阴性土壤杆菌(A. tumefaciens)。其致瘤特性是由Ti(tumor-inducing)质粒介导的。农杆根瘤菌之所以会感染植物根部是因为植物根部损伤部位分泌出酚类物质乙酰丁香 酮和羟基乙酰丁香酮,这些酚类物质可以诱导Vir(Virulence region)基因的启动表达,Vir基因的产物将Ti质粒上的一段T-DNA单链切下,而位于根瘤染色体上的操纵子基因产物则与单链T-DNA结合,形成复合物,转化植物根部细胞。T-DNA上有三套基因,其中两套基因分别控制合成植物生长素与分裂素,促使植物创伤组织无限制地生长与分裂,形成冠瘿瘤。第三套基因合成冠瘿碱,冠瘿碱有四种类型:章鱼碱(octopine)、胭脂碱(nopaline)、农杆碱(agropine)、琥珀碱(succinamopine),使农杆菌生长必需的物质。 1. Ti质粒的结构 在发现根瘤农杆菌诱发冠瘿瘤的本质是Ti质粒后,Ti质粒便成为冠瘿瘤形成基因鉴定与分析的主要研究对象。 Ti质粒大约在160~240kB之间。其中T-DNA大约在15kb-30kb。Vir基因区在36kb 左右。除此之外,Ti质粒上还存在Con区(region encoding conjugation)和Ori区(origin of replication)。

慢病毒载体,稳定表达

慢病毒载体,稳定表达 一、慢病毒 逆转录病毒(Retrovirus):是一种RNA病毒,在复制时需在逆转录酶的作用下首先将RNA 转变为cDNA,再在DNA复制、转录、翻译等蛋白酶作用下扩增。主要包括RNA肿瘤病毒、慢病毒及泡沫病毒等三种亚科。 慢病毒(Lentivirus):属于逆转录病毒科,名称源自该种病毒长达数年的潜伏期。 最经典的慢病毒是由HIV病毒改造而来,而且HIV-1/HIV-2系统也得到了广泛的应用,除了HIV病毒系统以外,后续还有猿类免疫缺陷病毒(simian immunodeficiency virus, SIV)载体系统、猫免疫缺陷病毒(felines immunodeficiency virus, FIV)载体系统、绵羊梅迪-维斯纳病毒(MMV)载体系统和马传染性贫血(EIA)载体系统等。 慢病毒结构: 2个调节基因: (1)tat基因:反式激活因子,对HIV基因起正调控作用。 (2)rev基因:病毒蛋白表达调节因子,增加gag和env基因对结构蛋白的表达。 4个辅助蛋白(附属)基因: (1)vif和vpu调节感染性病毒颗粒的产生; (2)vpr和nef参与疾病的表现。 慢病毒的优势: 1.慢病毒携带的基因组可整合到宿主基因组,使宿主细胞长时间稳定表达外源基因; 2.可感染分裂和非分裂细胞; 3.低免疫原性,直接注射活体组织不易造成免疫反应,适用于动物实验; 4.可以更换特异性启动子; 5.野生型的HIV大小约为9.8 kb,插入片段可长达5-6 kb;

二、慢病毒载体 慢病毒载体(Lentivirus)是一类改造自人免疫缺陷病毒(HIV)的病毒载体,是逆转录病毒的一种,基因组是RNA,其毒性基因已经被剔除并被外源性目的基因所取代,属于假型病毒。可利用逆转录酶将外源基因整合到基因组中实现稳定表达,具有感染分裂期与非分裂期细胞的特性。 慢病毒包装过程: 慢病毒基因组进入细胞后,在细胞浆中反转录为DNA,形成DNA整合前复合体,进入细胞核后,DNA整合到细胞基因组中。整合后的DNA转录成mRNA,回到细胞浆中,表达目的蛋白;或产生小RNA。慢病毒介导的基因表达或小RNA干扰作用持续且稳定,并随细胞基因组的分裂而分裂。 慢病毒包装和侵染细胞的过程(元和生物) 三、慢病毒的使用和优势 慢病毒的使用量的取决因素:滴度,感染体积,MOI ,细胞密度 滴度(Titer):单位体积液体中有感染能力的病毒或噬菌体数目。单位:TU/mL (活性滴度单位)、copies/mL (物理滴度单位) 检测方法:定量PCR检测干扰后细胞基因组中外源DNA拷贝数。 实验原理:慢病毒介导外源基因以逆转录方式整合进目的细胞基因组。 图3 MOI(multiplicity of infection):感染复数或者复感染指数。指感染时病毒和细胞数量的比值。在实验中也将某个细胞达到80%感染时所需的MOI 值定义为这个细胞的MOI值。加的病毒量(μl)=细胞数×MOI/滴度(…/ml) ×1000。 最后,818 一些有关慢病毒方面的产品: 1.关于慢病毒载体构建方面: ORF表达克隆产品【LPP-货号-载体-100,ORF/Promoter/lncRNA慢病毒】 shRNA克隆产品【LPP-货号-载体-050,shRNA慢病毒】 miRNA克隆产品【LPP-货号-载体-050,miRNA/inhibitor慢病毒】

特定基因表达水平的检测

特定基因表达水平的检测(试剂制备、操作步骤和注意事项)2010-01-10 23:19:59 来源:易生物实验浏览次数:192 网友评论0 条 Northern杂交也采用琼脂糖凝胶电泳,将分子量大小不同的RNA 分离开来,随后将其原位转移至固相支持物(如尼龙膜、硝酸纤维膜等)上,再用放射性(或非放射性)标记的DNA 或RNA 探针,依据其同源性进行杂交,最后进行放射自显影(或化学显影),以目标RNA 所在位置表示其分子量的大小,而其显影强度则可提示目标RNA 在所测样品中的相对含量(即目标RNA 的丰度)。 关键词:基因表达 RNA -gel blot analysis 或Northern Blot 继分析DNA 的Southern杂交方法出现后,1977年Alwine等人提出一种与此相类似的、用于分析细胞总RNA 或含poly A尾的RNA 样品中特定mRNA 分子大小和丰度的分子杂交技术,这就是与Southern相对应而定名的Northern杂交技术。这一技术自出现以来,已得到广泛应用,成为分析mRNA 最为常用的经典方法。 与Southern杂交相似,Northern杂交也采用琼脂糖凝胶电泳,将分子量大小不同的RNA 分离开来,随后将其原位转移至固相支持物(如尼龙膜、硝酸纤维膜等)上,再用放射性(或非放射性)标记的DNA 或RNA 探针,依据其同源性进行杂交,最后进行放射自显影(或化学显影),以目标RNA 所在位置表示其分子量的大小,而其显影强度则可提示目标RN A 在所测样品中的相对含量(即目标RNA 的丰度)。但与Southern杂交不同的是,总R NA 不需要进行酶切,即是以各个RNA 分子的形式存在,可直接应用于电泳;此外,由于碱性溶液可使RNA 水解,因此不进行碱变性,而是采用甲醛等进行变性电泳。虽然North ern也可检测目标mRNA 分子的大小,但更多的是用于检测目的基因在组织细胞中有无表达及表达的水平如何。 一、试剂准备(易生物试剂购销平台https://www.360docs.net/doc/076106795.html,/yp/product-list-43.html) 1、0.5M EDTA: EDTA16.61g加ddH2O至80ml, 调pH至8.0, 定容至100ml。

用于基因治疗的慢病毒载体(一)

用于基因治疗的慢病毒载体(一) 基因治疗有望成为治疗遗传病、肿瘤、病毒感染及其它难治性疾病的有效手段,但目前基因转移方法的局限性成为实现这一希望的最大障碍。非病毒学的基因转移方法效率较低;已用于人体试验的基因治疗方案绝大多数是以病毒学方法进行基因转移的,其中以逆转录病毒载体和腺病毒载体最为成熟。常用的逆转录病毒载体从小鼠白血病病毒(MLV)改造而来,虽可使目的基因整合至靶细胞基因组、实现稳定表达,但只能转导分裂细胞,目前主要用于基因治疗的离体方案;腺病毒载体既能转导分裂细胞,亦可转导静止细胞,转导效率也较高,但目的基因不整合至靶细胞基因组,仅能短暂表达,而且腺病毒本身某些抗原的表达可引起人体免疫反应,阻止其重复转导;其它一些病毒载体如腺相关病毒(AAV)载体、单纯疱疹病毒(HSV)载体亦因各种原因不能令人满意。 理想的病毒载体能同时提供高效的基因转移、长期稳定的基因表达及生物安全性。近来,一些研究者把目光投向了以Ⅰ型为人免疫缺损病毒(HIV-1)为代表的慢病毒。研究表明〔1-5〕,以HIV-1为基础构建的这类慢病毒载体具有可感染非分裂细胞、目的基因整合至靶细胞基因组长期表达、免疫反应小等优点,适于体内基因治疗,因此有望成为理想的基因转移载体。本文即对该类载体的研究进展做一简介。 1HIV-1基因组的基本结构〔6〕 HIV-1DNA前病毒的主要结构基因及其排列形式与其它逆转录病毒相同,均为5'LTR-gag-pro-pol-env-3'LTR。其中gag基因编码病毒的核心蛋白,pol基因编码病毒复制所需的酶类,env基因编码病毒的包膜糖蛋白,pro基因则编码切割蛋白前体所需的蛋白酶。与其它逆转录病毒不同的是,HIV-1基因组尚有较多调节基因,其中属于HIV-1基因复制所必需的tat基因和rev基因,分别编码两个反式激活因子Tat蛋白和Rev蛋白,前者在HIV-1基因组复制和转录延伸过程中发挥重要作用,后者则可促使HIV-1基因的表达由早期向晚期转化。非HIV-1复制所必需的调节基因有nef、vif、vpr和vpu。这些基因的编码产物都有各自的功能,有些尚未完全阐明,在此不一一赘述。 2构建HIV-1载体系统的基本原理〔7〕 HIV-1载体系统由两部分组成,即包装成分和载体成分。包装成分由HIV-1基因组去除了包装、逆转录和整合所需的顺式作用序列而构建,能够反式提供产生病毒颗粒所必需的蛋白;载体成分则与包装成分互补,即含有包装、逆转录和整合所需的HIV顺式作用序列,同时具有异源启动子控制下的多克隆位点及在此位点插入的目的基因。为降低两种成分同源重组恢复成野生型病毒的可能,需尽量减少二者的同源性,如将包装成分上5'LTR换成巨细胞病毒(CMV)立即早期启动子、3'LTR换成SV40polyA等。包装成分通常被分开构建到两个质粒上,一个质粒表达Gag和Pol蛋白,另一个质粒表达Env蛋白,其目的也是降低恢复成野生型病毒的可能。图1所示为Trono等建立的HIV-1载体系统中的一种〔1〕。将包装成分与载体成分的3个质粒共转染细胞(如人肾293T细胞),即可在细胞上清中收获只有一次性感染能力而无复制能力的、携带目的基因的HIV-1载体颗粒。 3HIV-1载体系统的改进 近年来,已有多个实验室建立了复制缺陷的HIV-1载体系统,用于不同目的的研究,如分析病毒的感染力〔8〕、筛选抗病毒药物〔9〕、评价Env糖蛋白的不同区域在介导病毒进入细胞中的作用〔10〕等。而目前对于以基因治疗为目的的HIV-1载体系统,研究的焦点集中在如何扩大其嗜性范围、确保其安全性及提供其滴度和转导能力上。1996年以来,Trono领导的课题组发表了一系列令人鼓舞的研究结果〔1~3〕,主要包括以下几方面的改进。 3.1包膜蛋白 最初的HIV-1载体颗粒,均由其本身的包膜蛋白Env所包裹,仅对CD4+的细胞具有亲嗜性。1996年,Trono课题组的Naldini等〔1〕设计的HIV-1载体系统(见图1)采用表达水疱性口炎

慢病毒包装原理及应用

慢病毒包装系统简介及应用 一、慢病毒包装简介及其用途 慢病毒(Lentivirus )载体是以HIV-1 (人类免疫缺陷I 型病毒)为基础发展起来的基因治疗载体。区别一般的逆转录病毒载体,它对分裂细胞和非分裂细胞均具有感染能力。慢病毒载体的研究发展得很快,研究的也非常深入。该载体可以将外源基因有效地整合到宿主染色体上,从而达到持久性表达。在感染能力方面可有效地感染神经元细胞、肝细胞、心肌细胞、肿瘤细胞、内皮细胞、干细胞等多种类型的细胞,从而达到良好的的基因治疗效果,在美国已经开展了临床研究,效果非常理想,因此具有广阔的应用前景。 目前慢病毒也被广泛地应用于表达RNAi 的研究中。由于有些类型细胞脂质体转染效果差,转移到细胞内的siRNA 半衰期短,体外合成siRNA 对基因表达的抑制作用通常是短暂的,因而使其应用受到较大的限制。采用事先在体外构建能够表达siRNA 的载体,然后转移到细胞内转录siRNA 的策略,不但使脂质体有效转染的细胞种类增加,而且对基因表达抑制效果也不逊色于体外合成siRNA ,在长期稳定表达载体的细胞中,甚至可以发挥长期阻断基因表达的作用。在所构建的siRNA 表达载体中,是由RNA 聚合酶Ⅲ启动子来指导RNA 合成的,这是因为RNA 聚合酶Ⅲ有明确的起始和终止序列,而且合成的RNA 不会带poly A 尾。当RNA 聚合酶Ⅲ遇到连续4 个或5 个T 时,它指导的转录就会停止,在转录产物3' 端形成1~4 个U 。U6 和H1 RNA 启动子是两种RNA 聚合酶Ⅲ依赖的启动子,其特点是启动子自身元素均位于转录区的上游,适合于表达~21ntRNA 和~50ntRNA 茎环结构(stem loop )。在siRNA 表达载体中,构成siRNA 的正义与反义链,可由各自的启动子分别转录,然后两条链互补结合形成siRNA ;也可由载体直接表达小发卡状RNA(small hairpin RNA, shRNA),载体包含位于RNA 聚合酶Ⅲ启动子和4 ~5 T转录终止位点之间的茎环结构序列,转录后即可折叠成具有1~4 个U 3 ' 突出端的茎环结构,在细胞内进一步加工成siRNA 。构建载体前通常要通过合成siRNA 的方法,寻找高效的siRNA ,然后从中挑选符合载体要求的序列,将其引入siRNA 表达载体。 慢病毒载体(Lentiviral vector )较逆转录病毒载体有更广的宿主范围,慢病毒能够有效感染非周期性和有丝分裂后的细胞。慢病毒载体能够产生表达shRNA 的高滴度的慢病毒,在周期性和非周期性细胞、干细胞、受精卵以及分化的后代细胞中表达shRNA ,实现在多种类型的细胞和转基因小鼠中特异而稳定的基因表达的功能性沉默,为在原代的人和动物细胞组织中快速而高效地研究基因功能,以及产生特定基因表达降低的动物提供了可能性。 慢病毒表达载体包含了包装、转染、稳定整合所需要的遗传信息。慢病毒包装质粒可提供所有的转录并包装RNA 到重组的假病毒载体所需要的所有辅助蛋白。为产生高滴度的病毒颗粒,需要利用表达载体和包装质粒同时共转染细胞,在细胞中进行病毒的包装,包装好的假病毒颗粒分泌到细胞外的培养基中,离心取得上清液后,可以直接用于宿主细胞的感染,目的基因进入到宿主细胞之后,经过反转录,整合到基因组,从而高水平的表达效应分子。 二、这一系统的目的,主要是为了解决以下问题: 1. 对于一些较难转染的细胞,如原代细胞、干细胞、不分化的细胞等,能大大提高目的基因转导效率,而且目的基因整合到宿主细胞基因组的几率大大增加,这就为RNAi,cDNA 克隆以及报告基因的研究提供了一个有利的途径。 2. 进行稳转细胞株的筛选; 3. 为活体动物模型实验提供高质量的包含目的基因的病毒液; 在细胞相关的实验操作中,对于一些按常规方法难以转染甚至无法转染的细胞,通过病毒介导的实验能够大大提高基因的转导效率,以达到目的基因的高效瞬时表达。

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