动物实验技术教材
动物实验技术
第六章动物实验基本操作技术
第一节、实验动物的抓取与固定
一、小鼠的抓取与固定
?抓取方法：用右手拇指和食指捏住尾部中段提起，如果只想移动小鼠，就用两手把它捧起来。
?手固定法：将右手捏起的小鼠放在笼盖上，用右手捏其尾部中段，在小鼠向前爬的一瞬间，
用左手的拇指和食指捏住颈背部皮肤，再翻转左手，将小鼠置于左手掌心中，右手拉住小鼠尾部，再用左手小指和无名指压住小鼠尾根部使小鼠整个呈一条直线。固定时注意，过分用力会使小鼠颈椎脱臼，若用力过轻头部能反转过来咬伤实验者的手。这种固定方法是灌胃给药和腹腔注射给药常用的方法。
?手术固定法：用乙醚等麻醉药品麻醉后，用长20~30cm的线绳分别系在四肢上，再把四肢
的线绳分别系在固定板四角的钉子上，并且在头部上颚切齿的地方牵一根线绳达到完全固定。
?在静脉给药时，先根据小鼠的大小选择合适的固定器，打开鼠筒盖，把小鼠放在里面，只露出尾巴；或者用倒放的烧杯将鼠扣住，只露出尾巴并压住。
二、大鼠的抓取与固定
?抓取方法：4~5周龄以内的大鼠同小鼠；周龄较大的大鼠其尾部皮肤容易被剥脱，所以用左手从背部中央到胸部捏起来抓住。抓取时最好带防护手套，但手套不宜过厚。
?手固定法：同小鼠。
?手术固定法：同小鼠。
?静脉给药或采血时同小鼠。
三、豚鼠的抓取与固定
?抓取方法：抓取幼小豚鼠时，用手捧起来；成熟的大豚鼠，用手大把抓起胸肋部即可。注意不能粗野，更不能抓取腰腹部，这样容易造成肝破裂而死亡。
?手固定法：⑴将左手的食指和中指放在豚鼠颈背部两侧，拇指和无名指放在肋部，分别用
手指夹住左右前肢抓起来。⑵反转左手，用右手的拇指和食指夹住右后肢，用中指和无名指夹住左后肢是豚鼠整体伸直成一条直线。⑶一个人固定操作时，坐在椅子上，用右手拿着豚鼠的后肢夹在两腿之间，用大腿代替右手夹住。
?手术固定法：同大、小鼠。
四、家兔的抓取与固定
?抓取方法：用一只手大把抓住颈背部皮肤提起来，另一只手托住其臀部，让其重心落在托其臀部的手上，运送时，还要抓住颈肩部皮肤抱着兔子运送。
?手固定法：在灌胃给药时，人坐在椅子上，用一只手抓住颈背部皮肤，另一只手抓住两后
肢放在两腿之间，大腿夹住兔子的下半身，用空着的手抓住两前肢固定之，抓住颈背部的手同时捏着两只耳朵，不让头部转动。
?固定器固定法：耳静脉给药或采血时用盒式固定法；从颈动脉采血或手术实验时用台式固定法。
?盒式固定法：把兔子放在盒子里，只露出头部，用转扭拧固定器固定家兔。
?台式固定法：将麻醉的兔子仰卧，用纱布条依次将四肢捆绑固定于固定台的两侧，然后把头部放在金属制的首伽和咀环上固定。
五、犬的抓取与固定
?抓取方法：先给犬带上系有铁链条的脖套，对于性情凶猛的犬，要用特制的钳式长柄犬夹
夹住犬颈部将犬按倒后，再系脖套和链条。
?手固定法：首先绑住犬嘴，方法是饲养员或犬主人从侧面靠近并轻轻抚摸其颈部皮毛，然
后迅速用布带绑住犬嘴，布带从下颌绕到上颌打一个结，再绕到下颌打一个结，然后将布带绕到头后颈，在颈后部再打一个结，最后打一个活结，对于未经驯服的犬，可用长柄犬夹夹住犬颈部按倒后强制绑嘴。
?手术台固定法：麻醉后，松开布带，将犬仰卧在手术台上，先固定四肢，再固定头部。
六、猫的抓取与固定
?抓取方法：先轻声呼唤，慢慢将手伸入猫笼，轻轻抚摸猫头、颈及背部，然后一只手抓住其背部皮毛，另一只手抓其腰背部。如遇凶暴的猫不让接触时，可用网套抓取。
?固定方法：同兔台式固定法。猫头可用一根粗棉绳，一端拉住猫的两只门齿，另一端捆绑
在实验台的铁柱上。
第二节、实验动物的编号与标记
?一、染色法：用化学试剂或药品在实验动物体表的不同部位进行涂染，并用不同颜色区别
各组动物。编号原则是先左后右，从前到后，从上到下。有时用两种颜色一个代表十位、一个代表个位。常用的染色剂有3%~5%的苦味酸（黄色）、2%的硝酸银溶液（咖啡色）、0.5%的中性品红溶液（红色）和煤焦油酒精溶液（黑色）。
?二、耳缘剪孔法：是在动物的耳边缘剪出不同的缺口或打成不同的小孔进行标记的方法。
为防止孔、口愈合，一般在打孔后用消毒的滑石粉涂抹在孔、口局部。由打孔或剪切的位置和孔数代表编号，一般在耳内按上、中、下打孔，分别代表1、2、3，在相应位置剪缺口代表4、5、6，剪两个缺口代表7、8、9，无孔或缺口为10。一般左耳代表个位数、右耳代表十位数。
?三、烙印法：用烙印钳或刺针将号码刺在或烙印在动物无体毛或明显部位，如耳、面、鼻
部及四肢等，然后用溶在酒精中的黑墨在针刺处涂抹。这种方法适用于大中型实验动物，操作时要注意防止感染。
?四、号牌法：用特制的金属号牌固定在实验动物的耳上或颈项部，挂牌时要注意避开血管。此法适用于小动物。
?五、笼子编号法：不在动物身体上作标记而把装动物的笼子进行编号，也叫替代法。
第三节、实验动物的给药与去毛
?一、摄入法给药
?二、注射法给药
?三、去毛
一、摄入法给药
?1.自动口服法：将药物放入饲料或饮水中，让动物自动摄入，方法简单不费工夫，也不会
给动物造成损伤。但很难掌握给药量，有时药物在常温下还会分解。这种方法一般适用于动物疾病的防治、药物的毒性观察、某些与食物有关的人类疾病动物模型的复制等。
?2.强制灌胃给药：就是用灌胃器将药品直接强制灌入胃内。这种方法能准确掌握给药量、
给药时间，并能发现和记录症状出现的时间及经过。缺点是费时、同时给动物带来一定的损伤和心理影响。因此，如果操作技术熟练对动物的不良影响就可以减少一些。
?⑴大、小鼠、豚鼠的灌胃法：左手抓住鼠背颈部皮毛将动物固定，右手持灌胃器，将灌胃
针从口腔插入，沿上颚壁插入食道，使其前端达到膈肌水平，为防止插入气管，应回抽注射器针栓，如无空气被抽回，即可将药液注入。小鼠进针约3~4cm、大鼠、豚鼠为4~6cm，常用灌胃量小鼠为0.2~1.0ml、大鼠为1~4ml、豚鼠为1~5ml。
?⑵兔、犬、猫的灌胃法：先固定动物，然后将开口器固定在动物口中，压住舌头，然后将
灌胃管从开口器小孔插入食道，将另一端浸入水中，如有气泡逸出，说明误入气管需拔出重插。插好后将药液推入。为避免药液残留需注入5ml生理盐水。兔、猫进针为15cm左右，犬为20cm左右。一次耐受量兔为80~150ml，犬为200~500ml。
各种动物一次灌胃能耐受的最大容积
动物种类体重（g）最大容积（ml）
小鼠＞30 1.0
25~30
0.8
20~24
0.5
豚鼠＞300
250~300
4.0~
5.0
大鼠＞300 8.0
250~300
6.0
200~249
4.0~
5.0
100~199
3.0
家兔＞3500 200
2500~3500
150
2000~2400
100
猫＞3000 100~150
2500 ~3000 50~80
犬10000~ 15000 200~500
?3.直肠给药：多用于家兔，将药物通过肛门直接注入动物直肠内，经直肠壁吸收，注意不要误入阴道。
二、注射法给药
?1.皮内注射：将药液注入皮肤的表皮与真皮之间。用于接种、过敏实验、观察皮内反应及
皮肤血管的通透性等。方法为脱毛消毒→刺入皮内→向上挑起稍退一些针后再稍刺入→注入药液。
?2.皮下注射：用左手拇指与食指轻轻捏起动物皮肤，右手持针将其刺入皮下，如果针头易
摆动证明已在皮下，可推进药液，拔针后轻按针孔片刻防止药液逸出。小鼠一般在背部、大鼠在背颈部或侧下腹部、豚鼠在大腿内侧或背部、兔在背部或耳根部、猫犬在大腿外侧。
?3.肌肉注射：一般选择肌肉发达而且无大血管经过的部位，犬、猫、兔多选臀部，大、小
鼠多选股部。注射时针尖穿过皮肤后，再往深部刺入肌肉，此时针尖不能自由活动，回抽注射器无回血，即可注射。一般小动物选择5或5.5号针头，大动物选用6或6.5号针头。注意，注射时针头与肌肉成60。角，一次性刺入，小鼠每次注入量不超过0.1ml。
?4.腹腔注射：将动物固定，然后在左或右下腹皮下，将针头向前推0.5~0.6cm，再以45。角
斜穿腹肌，缓慢注入药液。注药之前有落空感，回抽无肠液、尿液后方可注药。小鼠一次注射量为0.1~0.2ml/10g(体重)，大鼠为1~2ml/100(体重)。
?5.静脉注射：实验动物不同所选静脉注射部位也不同。大、小鼠一般选用尾静脉，兔选用
耳缘静脉，犬选用后肢小隐静脉或前肢内侧皮下静脉注射。一般只限于液体药物，若是悬浊液，可能引起血管栓塞。
?⑴大、小鼠尾静脉注射：尾静脉有3条，左右两侧和背侧各有1条，由于两侧静脉比较容
易固定，所以常被采用。操作时，先将动物固定在暴露尾部的固定器内（烧杯等），除毛后，将尾部置于45℃~50℃的温水中浸泡1~2分钟或用75%酒精棉反复擦拭使血管扩张，以左手拇指和食指捏住尾两侧，使静脉充盈，注射时针头尽量采取与尾部平行的角度进针，完毕后把尾部向注射侧弯曲止血。一次注射量为0.05~0.1mg/10g(体重)
?⑵兔耳缘静脉注射：兔耳缘静脉表浅易固定而常被采用。操作时，先固定兔子，而后用75%
酒精棉球反复擦拭使血管充盈，左手食指、中指夹住静脉近心端，拇指绷紧静脉远心端，无名指和小指垫在耳下边，针从静脉末端刺入并顺血管方向平行刺入1cm左右，回抽有血后再用拇指固定针头，放开食指和中指将药液注入，拔针后用酒精棉球压迫几分钟，防止流血和消毒。
?⑶犬的静脉注射：多采用前肢内侧皮下静脉或后肢小隐静脉，在静脉血管近心端用橡皮带扎紧，使血管充盈，从静脉的远心端平行进针，回抽有血后松开橡皮带，将药液缓慢注入。
?⑷豚鼠的静脉注射：同犬的静脉注射方法，也可以象兔一样采用耳缘静脉注射。
?6.淋巴囊注射：主要用于蛙类。
?7.关节腔内注射：主要用于大中型动物，给兔子注射时首先将兔仰卧固定，在膑韧带附着
点外上方约0.5cm处进针，针头从前上方向下后方倾斜刺入，直至针头遇到阻力变小为止，然后针头稍后退，以垂直方向推进关节腔中。当有刺破薄膜的感觉时即可注入药液。
?8.脑内注射：常用于微生物学试验。将病原体接种于被检动物脑内，然后观察接种后的变化
?9.椎管内注射：主要用于椎管麻醉和抽取脑脊液。
?10.椎动脉注射：应用于兔、犬、猫等动物。
三、去毛
?1.拔毛法：在各种动物做后肢皮下静脉注射或采血，特别是兔耳缘静脉注射或采血时常用。动物固定→拇指和食指拔去所需部位毛→涂一层凡士林。
?2.剪毛法：动物固定→水湿润剪毛部位→将局部皮肤绷紧→用弯头手术剪紧贴皮肤剪毛。?3.剃毛法：动物固定→肥皂水浸润剃毛部位→顺被毛方向剃毛（若用电动剃刀则逆被毛方向剃毛）。
?4.化学脱毛法：常用于大动物无菌手术、局部皮肤刺激性实验、观察动物局部血液循环或其它各种病理变化。
?⑴方法：动物固定→剪短脱毛部位被毛→用棉球或纱布沾取脱毛剂→在脱毛部位涂成薄层→2~3分钟后用温水洗涤脱下的被毛→干纱布擦干→涂一层油脂。
?⑵常用脱毛剂：硫化碱、硫化钠、硫化钙、硫化锶、硫化钡、三硫化二砷。
?⑶配方：Ⅰ硫化钠:肥皂粉:淀粉=3:1:7 调成膏状。
Ⅱ硫化钠:淀粉:糖:甘油;硼砂:水=8:7:4:5:1:75调成糊状。
Ⅲ8%的硫化钠溶液
Ⅳ硫化碱10g、生石灰15g，加水至100ml，溶解即可。
第四节、实验动物的麻醉
?一、全身麻醉
?二、局部麻醉
?三、麻醉注意事项
一、全身麻醉
?1.吸入麻醉：多采用乙醚做麻醉药。把带有乙醚的棉球放入玻璃容器内，挥发后将动物放
入容器内4~6分钟，动物失去运动力后立即取出动物以避免麻醉过深致死。此法多用于短期操作性实验，乙醚麻醉的优点是苏醒快，但是对呼吸道刺激性大，长时间容易窒息死亡。
?2.注射麻醉：大、小鼠和豚鼠常采用腹腔注射法进行全身麻醉，犬、猫、兔等既可腹腔注
射也可静脉注射给药。注射时，先用麻醉药总量的2/3，密切观察动物生命体征的变化，如已经达到所需麻醉的程度，余下的麻醉药则不用，避免麻醉过深抑制大脑呼吸中枢导致动物死亡。
各种动物常用的全身麻醉剂的剂量及途径
剂量(mg/kg体重)
动物注射戊巴比巴比苯巴比硫喷异戊巴氯胺酮氯醛糖乌拉坦
途径妥钠妥钠妥钠妥钠妥钠比妥钠(20%~25%)
(1%~3%) (1%~2%) (5%~10%) (10%)
小鼠i.p 50~80 200 / 15~20 100 100~200 / /
i.m / / / / / / / 1350
大鼠i.p 40~50 200 / 40~100 100 100~200 550 /
i.m / / / / / / / 1350
s.c / / 100~110 / / / / 800~1000
豚鼠i.p 30~50 100 / / 100 / / /
i.m / / / 20~50 / / / 1350
兔i.p 25~40 / / / 80~120 / / /
i.v 20~30 225~300 / 15~20 40~50 / 80~100 750~1000
犬i.p 30 / / 20~50 80~100 10~40 / /
i.v 30 225 50~100 15~20 40~50 / 60 750~1000
口服/ 350 / / / / 100 1500
注:i.p指腹腔注射,i.m指肌肉注射,s.c指皮下注射,i.v指静脉注射
二、局部麻醉
?1.表面麻醉:利用局部麻醉药的组织穿透作用，透过粘膜，阻滞浅表的神经末梢，称为表面
麻醉。常用利多卡因，眼部用药点滴、鼻内用要涂敷、咽喉气管用药喷雾、尿道灌注给药。?2.区域阻滞麻醉：在手术区内四周和底部注射麻醉药阻断疼痛的向心传导，称为区域阻滞
麻醉。常用普鲁卡因。
?3.神经干(丛)阻滞麻醉：在神经干(丛)的四周注射麻醉药，阻滞其传导，使其所支配的区域疼痛感觉消失，称为神经干(丛)阻滞麻醉。常用利多卡因。
?4.局部浸润麻醉：沿手术切口逐层注射局部麻醉药，阻滞组织中的神经末梢，称为局部浸
润麻醉。常用普鲁卡因。
三、麻醉注意事项
?1.有些麻醉药，如乙醚挥发性很强，易燃，使用时应远离火源，平时应妥善保存。?2.应特别注意各种麻醉药的剂量和给药途径，切莫因药量过大而引起中毒或死亡。?3.注射时，一般要求缓慢注入，并随时观察动物肌肉的紧张性、角膜反射、呼吸频率、疼痛反射等指标。
?4.注意保温。
?5.万一麻醉过量，根据不同情况采取措施，如施行人工呼吸、给予苏醒剂或注射强心剂、
咖啡因、肾上腺素、可拉明等，也可以静脉注射5%温热的葡萄糖溶液。
第五节、实验动物血液、体液的采集
?一、实验动物的血液采集
?二、实验动物的体液采集
一、实验动物的血液采集
采血部位及采血量采血方式采血部位采血量(ml) 采血前处置
小鼠大鼠
部尾静脉0.03~0.05 0.3~0.5
分尾动脉0.1~0.3 0.5~1.0
采足背中静脉0.1~0.3
血眼窝静脉丛0.05~0.1 0.5~1.0 麻醉(不麻亦可)
颈静脉0.5~1.0 3~5 麻醉手术
全颈动脉0.5~1.0 同上
断头0.5~1.0
5~10 麻醉(不麻亦可)
采心脏0.5~0.8 3~5 麻醉、手术
后大静脉0.5~1.0 2~4 同上
血腹大动脉5~8 同上
采血部位及采血量
动物采血部位采血量(ml) 采血前处理
豚鼠耳动脉(部分) ＜0.5
耳静脉(部分) ＜0.5
心脏(全) 5~10 全采血时也有麻醉、
手术开胸后直视下采
血的方法
后大静脉(全) 3~5 麻醉、手术
腹动脉(全) 5~10 同上
颈静脉(全) 3~5 同上
家兔耳静脉(部分) 2~5
耳动脉(部分) 5~10
心脏(全) 80~100
颈动脉(全) 80~120 麻醉、手术
二、实验动物的体液采集
?1.尿液的采集
?⑴代谢笼法：此法较常用，适用于大、小鼠、沙鼠、豚鼠、兔等中小动物。将动物放在特
制的笼内，动物排便时，可以通过笼底的大小便分离漏斗将尿液与粪便分开，达到采集尿液的目的。有的代谢笼除可以采集尿液外，还可以收集粪便及二氧化碳。
?⑵导尿管法：用导尿管（顶端用液体石蜡涂抹）经尿道插入膀胱，可采到无污染的尿液，也可将动物麻醉后，使膀胱和尿道括约肌松弛，再插入导尿管收集尿液。
?⑶压迫膀胱法：将动物轻度麻醉后，用手在动物下腹部加压，手要轻柔而有力。当加的压
力足以使动物膀胱括约肌松弛时，尿液回自动由尿道排出。此法适用于猫、犬、兔等动物。?⑷膀胱穿刺法：将动物麻醉后固定在手术台上，在耻骨联合之上腹正中线剪毛，消毒后进行穿刺，入皮后针头应稍改变角度，以避免穿刺后漏尿。
?⑸反射排尿法：此法适用于小鼠，因小鼠被人抓住尾巴提起时排便反射比较明显，故需要采集少量尿液时，可采用此法。操作者应在提起动物的同时，迅速用容器接住尿液。?⑹剖腹采尿法：剖腹暴露膀胱，用左手持小平镊夹住小部分膀胱壁，右手持针在该部位直接穿刺抽取尿液。
?2.胸、腹水的采集
?⑴胸水的采集：主要采用胸膜腔穿刺术。动物立位或侧卧固定→术部剪毛、消毒、局部浸
润麻醉→左手将术部皮肤向侧方移动→右手持穿刺套管针沿紧靠肋骨前缘处皮肤垂直慢慢刺入→阻力消失或有落空感→抽取胸水
?⑵腹水的采集：主要采用腹膜腔穿刺术。动物自然站立固定→术部（耻骨前缘与脐之间，
腹中线两侧）剪毛、消毒、局部浸润麻醉→左手拇指、食指紧绷穿刺部位的皮肤→右手控制穿刺深度做垂直穿刺→腹水流出→立即固定针头及注射器的位置连续抽吸
注意：抽吸速度不要太快，腹水多时不要一次大量抽出，以免因腹压突然下降导致动物出现循环功能障碍等问题。
?3.唾液的采集
?⑴直接抽吸法：在急性实验中，可用吸管直接插入动物口腔或唾液腺导管抽吸唾液，不足在于从口腔抽吸的唾液会混入杂质。
?⑵制备腮腺瘘法：用手术方法将腮腺导管开口移向体外，即以腮腺导管开口为中心，切成
一直径2~3cm的圆形粘膜片，将此粘膜片与周围组织分开，穿过皮肤切口引到颊外，将带有导管开口的粘膜片与周围的皮肤缝合，腮腺分泌的唾液就流出颊外，这种方法可以收集到比较纯净的唾液。
第六节、实验动物的术后观察与护理
?观察的主要内容：动物精神状态、饮水、采食、吞咽、排粪及排尿等行为，呼吸行为、体温的测试、动物对药物的反应等。
?术后常见的问题：疼痛、呼吸减弱、反胃呕吐和饮水不足等。疼痛时可给足够的镇痛剂；
呼吸减弱应给氧，保持呼吸道通畅，让动物保持侧身卧；饮水不足可以通过静脉输入5%葡萄糖或0.9%的生理盐水予以补充。
第七节、实验动物的安乐死
?安乐死是使实验动物在没有痛苦的情况下死亡的处置。
?基本原则
1.保证操作人员的安全
2.不影响实验结果
3.尽可能缩短致死时间，即处死开始到动物意识消失的时间
4.不要惊吓动物，尽量减少动物的痛苦、疼痛
5.禁止无关人员参加
6.确认动物是否死亡，不能只看呼吸是否停止，还要看反射是否存在、肌肉松弛等状况来确认是否死亡
动物实验技术
动物实验技术 第六章动物实验基本操作技术 第一节、实验动物的抓取与固定 一、小鼠的抓取与固定 ?抓取方法：用右手拇指和食指捏住尾部中段提起，如果只想移动小鼠，就用两手把它捧起来。 ?手固定法：将右手捏起的小鼠放在笼盖上，用右手捏其尾部中段，在小鼠向前爬的一瞬间， 用左手的拇指和食指捏住颈背部皮肤，再翻转左手，将小鼠置于左手掌心中，右手拉住小鼠尾部，再用左手小指和无名指压住小鼠尾根部使小鼠整个呈一条直线。固定时注意，过分用力会使小鼠颈椎脱臼，若用力过轻头部能反转过来咬伤实验者的手。这种固定方法是灌胃给药和腹腔注射给药常用的方法。 ?手术固定法：用乙醚等麻醉药品麻醉后，用长20~30cm的线绳分别系在四肢上，再把四肢 的线绳分别系在固定板四角的钉子上，并且在头部上颚切齿的地方牵一根线绳达到完全固定。 ?在静脉给药时，先根据小鼠的大小选择合适的固定器，打开鼠筒盖，把小鼠放在里面，只露出尾巴；或者用倒放的烧杯将鼠扣住，只露出尾巴并压住。 二、大鼠的抓取与固定 ?抓取方法：4~5周龄以内的大鼠同小鼠；周龄较大的大鼠其尾部皮肤容易被剥脱，所以用左手从背部中央到胸部捏起来抓住。抓取时最好带防护手套，但手套不宜过厚。 ?手固定法：同小鼠。 ?手术固定法：同小鼠。 ?静脉给药或采血时同小鼠。
三、豚鼠的抓取与固定 ?抓取方法：抓取幼小豚鼠时，用手捧起来；成熟的大豚鼠，用手大把抓起胸肋部即可。注意不能粗野，更不能抓取腰腹部，这样容易造成肝破裂而死亡。 ?手固定法：⑴将左手的食指和中指放在豚鼠颈背部两侧，拇指和无名指放在肋部，分别用手指夹住左右前肢抓起来。⑵反转左手，用右手的拇指和食指夹住右后肢，用中指和无名指夹住左后肢是豚鼠整体伸直成一条直线。⑶一个人固定操作时，坐在椅子上，用右手拿着豚鼠的后肢夹在两腿之间，用大腿代替右手夹住。 ?手术固定法：同大、小鼠。 四、家兔的抓取与固定 ?抓取方法：用一只手大把抓住颈背部皮肤提起来，另一只手托住其臀部，让其重心落在托其臀部的手上，运送时，还要抓住颈肩部皮肤抱着兔子运送。 ?手固定法：在灌胃给药时，人坐在椅子上，用一只手抓住颈背部皮肤，另一只手抓住两后肢放在两腿之间，大腿夹住兔子的下半身，用空着的手抓住两前肢固定之，抓住颈背部的手同时捏着两只耳朵，不让头部转动。 ?固定器固定法：耳静脉给药或采血时用盒式固定法；从颈动脉采血或手术实验时用台式固定法。 ?盒式固定法：把兔子放在盒子里，只露出头部，用转扭拧固定器固定家兔。 ?台式固定法：将麻醉的兔子仰卧，用纱布条依次将四肢捆绑固定于固定台的两侧，然后把头部放在金属制的首伽和咀环上固定。
实验动物学重点题库
复习题 1、简述动物实验中3R原则内容及其意义。 Replacement 替代1.尽量使动物一体多用2、用低等动物代替高等动物3、尽量使用高质量动物4、使用恰当的试验设计和统计学方法 Reduction 减少1、用有生命的物体代替动物进行研究2、用数理化方法模拟动物进行研究Refinement 优化1、改善实验设施条件，提高动物实验质量2、改善控制技术，减少对机体的干扰 3R研究的意义 1、作为提升突破技术壁垒能力的载体和具体体现“标尺”，在经济发展和国际贸易中发挥不可替代的重要作用。 2、为科学发展提供了新思路和新方法。 3、体现时代发展、社会进步 2、简述免疫缺陷动物的概念以及生物学特性（主要是裸鼠和联合免疫缺陷鼠）。 指由于先天性遗传突变或用人工方法造成一种或多种免疫系统组成成分缺陷的动物。 一、T淋巴细胞功能缺陷动物：1、裸小鼠（nude mice）：1）被毛生长异常，呈裸体外表。2）无胸腺，仅有胸腺残迹或异常胸腺上皮，不能使T-cell正常分化，导致细胞免疫力低下。幼龄鼠有残存的未分化的上皮细胞。3）B细胞功能正常，NK细胞活力增强。4）繁育能力差，乳腺发育缺损，以雄性纯合子与雌性杂合子繁育。5）T细胞缺陷可通过移植成熟T细胞、胸腺细胞或正常胸腺上皮得到校正。2、裸大鼠(nude rat)：基因符号为rnu，一般特征似裸小鼠。1）发育迟缓，体重为正常大鼠的70%。2）裸大鼠较裸小鼠对多种传染病更敏感。3）比裸小鼠更强壮、寿命更长。4）体型较大，对大范围的外科手术方法较有利。二、联合免疫缺陷动物1、严重联合免疫缺陷小鼠(SCID mice)：突变基因scid位于16号染色体。1）该突变基因造成编码Ig重链和TCR的基因重排异常，抑制B-cell和T-cell前体的正常分化。2）C.B-17Icr为携带来自C57BL/ka小鼠的免疫球蛋白重链Igh-1b等位基因的 BALB/cAnIcr的同源近交系。3）纯合子血清中无免疫球蛋白，淋巴结、胸腺变小，缺乏体液、细胞免疫功能。饲养于SPF环境中。4）通过移植人免疫组织或免疫细胞，可使SCID 小鼠具有人类部分免疫系统，称为SCID-hu小鼠。
动物实验的基本操作
第一节实验动物的捉拿、固定和编号方法 在基础医学实验中，正确捉拿与固定动物，是实验工作的基础，也是实验顺利进行的保证。掌握正确捉拿、固定动物的目的就是防止实验者被动物咬伤抓伤，同时也是为了维持动物的正常生理活动，从而不影响实验观察结果。 一、实验动物的捉拿与固定方法 在基础医学实验中，最常用的动物有小鼠、大鼠、豚鼠、蟾蜍、蛙、家兔和犬，现分别就其捉拿与固定方法依次予以介绍。 1. 小鼠 捉拿时先用右手将鼠尾抓住提起，放在较粗糙的台面或鼠笼上，在其向前爬行时，右手向后拉尾(图5-1)，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和头颈部皮肤，将其置于左手心中，拉直四肢并用左手无名指压紧尾和后肢(图5-2)，右手即可作注射或其他实验操作。取尾血及尾静脉注射时，可将小鼠固定在金属或木制的固定器上(图5-11)。 图5-1 图5-2 2. 大鼠 方法基本与捉拿小鼠相同，但实验者事先应戴帆布防护手套。用右手将鼠尾抓住提起，放在较粗糙的台面或鼠笼上，抓住鼠尾向后轻拉，左手拇指和食指抓紧两耳和头颈部皮肤，余下三指紧捏鼠背部皮肤，如果大鼠后肢挣扎厉害，可将鼠尾放在小指和无名指之间夹住，将整个鼠固定在左手中，右手进行操作。若进行手术或解剖，则应事先麻醉或处死，然后用棉线活结缚四肢，用棉线固定门齿，背卧位固定在大鼠固定板上。需取尾血及尾静脉注射时，可将其固定在大鼠固定盒里，将鼠尾留在外面供实验操作。 3. 豚鼠 豚鼠具有胆小易惊的特性，因此抓取时要求快、稳、准。一般方法是：先用右手掌迅速、轻轻地扣住豚鼠背部，抓住其肩中上方，以拇指和食指环握颈部，对于体型较大或怀孕的豚鼠，可用另一只手托住其臀部(图5-3、图5-4)。
医学实验动物学考试重点总结
名词解释：实验动物（laboratory animal）：指经人工培育，对其携带的微生物、寄生虫进行严格控制，遗传背景明确，可用于科学实验、药品、生物制品的生产和检定及其它科学研究的动物。 实验用动物：是指一切用于实验的动物，除了符合严格要求的实验动物外，还包括家畜和野生动物等。 实验动物与实验用动物：遗传控制不同,微生物控制等级不同,培育的形质和目标不同。 人类疾病的动物模型：是指医学研究中建立的具有人类疾病模拟表现的动物实验对象和相关材料。 实验动物标准化：遗传质量标准化微生物质量标准化环境标准化营养标准化 按遗传控制标准，实验动物分为：近交系（CH3），突变系（裸鼠），杂交系（F1），封闭群（远交系）（KM小鼠，wister大鼠） 按基因型分：1、同基因型动物（如近交系、F1代） 2、不同基因型动物（如封闭群） 按微生物控制程度分级：普通级，清洁级，SPF级，无菌级（2001年版的国家标准中，大小鼠取消普通级动物，犬、猴只分普通级和SPF级，豚鼠、地鼠和兔仍然分4级） SPF动物定义：除清洁动物应排除的病原外，不携带主要潜在感染或条件致病和对科学实验干扰大的病原。（屏障环境中饲养，种子群来源于无菌动物或剖腹产动物。饲养管理同清洁动物） 无菌动物的特点：形态学及生理学特点： ①形态学：盲肠肥大（增大5～6倍），肠壁薄，易发肠扭转。心脏、肝脏、脾脏相对较小。 ②生理学: 血中无抗体，巨噬细胞吞噬能力弱。体不能合成维生素B和K。无菌鸡生长较快、无菌豚鼠和无菌兔生长较慢。无菌大小鼠与普通大小鼠生长速度相同。 （3)饲养要求：隔离环境中饲养，种子群来源于剖腹产动物或无菌卵的孵化。由于肠道无菌，饲养困难，应注意添加各种维生素。每2～4周检查一次动物的生活环境和粪便标本。 悉生动物：概念：悉生动物是指在无菌动物体植入已知微生物的动物。又称已知菌动物。植入一种细菌的动物叫单菌动物；植入两种细菌的动物叫双菌动物；植入三种细菌的动物叫三菌动物；植入多种细菌的动物叫多菌动物。（由于肠道接种有利于消化吸收的细菌，故饲养较无菌动物容易，形态学和生理学方面与普通动物无异。） 近交系：经至少连续20代的全同胞兄妹交配培育而成，品系所有个体都可追溯到起源于第20代或以后代数的一对共同祖先。 特点： 1、其基因纯合度达到98.6%，个体差异小，似同卵双生反应一致重复性好，用少量动物即可获得精确度很高的实验结果，个体相互之间可以接受皮肤、器官移植。 2、隐性基因纯合使许多病态性状得以暴露，可获得大量先天性畸形及先天性疾病的动物模型.如高血压、白障、糖尿病.动物模型。 缺点：出现近交衰退。近交衰退是近交过程中动物群体由于基因分离与纯合发生一系列不利于个体或群体发育的变化和现象。
动物实验的基本操作技术
动物实验的基本操作技术 实验动物 实验动物(experimental animals)是指经过人工饲养、繁育，对其携带的微生物及寄生虫实行控制，遗传背景明确或者来源清楚，应用于科研、教学、生产和检定以及其他科学实验的动物。这些个体具有较好的遗传均一性、对外来刺激的敏感性和实验再现性。 一、常用实验动物的种类和特点 （一）狗(dog)属于哺乳纲、食肉目、犬科动物。其嗅觉、视和听觉均很灵敏，对外界环境的适应能力强。消化、循环和神经系统均发达，且与人类很相似。适用于各类实验外科手术学的教学和临床科研工作，是复制休克、DIC、动脉粥样硬化等动物模型首选的动物之一，由于其价格较昂贵，教学实验中不如某些中小动物常用。 （二）家兔(rabbit) 属于哺乳纲、啮齿目、兔科、草食类动物。品种有：青紫蓝兔（livor blue rabbit）、中国白兔（china white rabbit）、新西兰白兔和大耳白兔（maximus ear white rabbit）等。具有性情温顺，对温度适应敏锐和便于静脉注射等特点，是教学实验中最常用的动物之一。可用于血压、呼吸、泌尿等多种实验，还可用于体温实验和热原的研究与鉴定。 （三）大白鼠(rat) 属哺乳纲、啮齿目、鼠科类动物。其性情凶猛、喜欢啃咬、繁殖周期短、抗病能力较强、心血管反应敏锐。用于水肿、休克、炎症、心功能不全、肾功能不全和应激反应等实验。大鼠不能呕吐，故不能做催吐实验。 （四）小白鼠(mouse) 属哺乳纲、啮齿目、鼠科类动物。具有繁殖周期短、产仔多、生长快、体型小、温顺易捉、易于饲养等特点。广泛应用于各种药物的毒理实验、药物筛选实验、生物药效学实验，以及癌症研究、营养学、遗传学、免疫性疾病研究等项实验。 （五）豚鼠(cavy) 属哺乳纲、啮齿目、豚鼠科类动物。又名天丝鼠、荷兰猪。其性情温顺，嗅觉和听觉较发达。对某些病毒反应敏锐，易引起变态反应。适用于药理学、营养学、各种传染病的实验研究。细菌、病毒诊断学研究、过敏、变态反应性实验研究和内耳及听神经疾病研究。也常用于离体心脏实验研究。 （六）蛙和蟾蜍(frog and toad ) 均属两栖纲、无尾目类动物。常用于教学实验。其心脏在离体后仍可有节律地跳动。常用于心脏生理、药理和病生实验。蛙舌与肠系膜是观察炎症和微循环变化的良好标本。此外，蛙类还可用于水肿和肾功能不全的实验研究。 二、常用实验动物的品系
实验动物学重点整理
实验动物学重点整理 1大小鼠年龄、体重、寿命的比较数据？ 成年动物的年龄、体重和寿命比较 小鼠大鼠 成年日龄（天）65-90 85-110 成年体重（克）20-28 200-280 平均寿命（年）1-2 2-3 2动物实验的对照类型？ （一）空白对照： 不给任何措施的情况下观察动物自发变化的规律。家兔白细胞数每天上下午有周期性的生物钟变化。 （二）实验对照： 采用与实验组相同操作条件下对照，如给药实验中的溶媒（Nacl），手术，注射以及观察时的抚摩等都可以对动物发生影响。有人报告，针刺犬的人中穴对休克、心脏血液动力学有改变，但采用空白对照（不针刺）不够，应该设有针刺其它部位或穴部的实验对照。 （三）有效（标准）对照： 常用于药物研究。对一新药疗效可用一已知有效药或能引起标准反应药物做对照，可考核实验方法可靠性，又可通过比较，了解新药疗效和特点（普鲁卡因---对皮肤黏膜穿透力弱，用纳塞卡因---穿透力强，作用快、持久）。（四）配对对照： 同一个体不同眼睛比较对照期和实验期差异（左眼试验，右眼对照）；同一种动物后代分成左右两部分进行对照和实验以比较差异，此法可大大减少抽样误差。实验中可用同卵双胎或同窝动物。 （五）组间对照： 将实验对象分成两组或几组比较其差异。这种对照个体差异和抽样误差比较大，可用交叉对照方法以减少误差。观察某药物疗效可用两组犬先分别做一次实验和对照，再相互交换，以原实验组做对照组，原对照组做实验组重复第一次实验，观察疗效或影响，切记检查指标和条件要等同。 （六）历史对照与正常值对照： 此种对照要慎重，similar background ---条件、背景、指标和技术方法相同才进行对比，否则得出不恰当的甚至错误结论。 3转基因动物的概念、制备过程? 转基因动物： 用物理、化学、生物手段将确定外源基因通过生殖细胞或早期胚胎导入动物染色体，其基因组内稳定整合导入外源基因，能遗传给后代的一类动物,使其获得人类需要新功能。 技术程序：
实验动物学重点
实验动物学重点
1.实验动物学绪论 2.实验动物质量控制 3.常用实验动物 4.实验动物营养与饲料 5.实验动物环境和设施 6.基因工程动物 7.“3Rs”理论及其研究进展 8.怎样才能作好动物实验 实验动物学绪论 实验动物学：以生物学、动物科学、动物医学、医学,药理学、毒理学等学科为基础，综合发展而形成的一门覆盖 面极广的边缘学科。 实验动物学包括：实验动物，实验动物医学，比较医学，动物实验 实验动物：是指经人工培育的、遗传背景清楚、对其携带微生物和寄生虫实行控制、用于科学实验、教学、检定及 药品、生物制品生产的动物。 实验用动物：实验动物、家畜、野生动物、伴侣动物 概况：实验动物科学内容：实验动物、实验动物医学、比较医学、动物实验 1988年，国家科委发布《实验动物管理条例》 1996年10月，《北京市实验动物管理条例》出台，于2005年1月1日实施 实验动物伦理：是人与实验动物关系的伦理信念、道德态度和行为规范。主要体现在尊重实验动物的价值和权利。 实验动物福利：实验动物的一种康乐状态。在此状态下，其基本需求得到满足，而痛苦被减至最小。 五项基本福利：一，提供适当的清洁饮水和保持健康和精力所需要的食物，使动物不受饥渴之苦 二，提供适当的栖息场所，能够舒适地休息
和睡眠，使动物不受困顿不适之苦 三，做好防疫，预防疾病和给患病动物及时诊治，使动物不受疼痛、伤病之苦 四，保证拥有良好的条件和处置（包括安乐死），使动物不受恐惧和精神上的痛苦 五，提供足够的空间、适当的设施以及与同类动物伙伴在一起，使动物能够自由表达正常的习性 动物实验需要考虑实验动物伦理的几个环节：实验目的确定和必要性评估、实验设计遵循3Rs原则、实验操作过程避免或减轻动物疼痛及恐惧、日常饲养及护理、安乐死 CRO：Contract Research Organization Include: Clinical trial、Preclinical research AAALAC认证（国际实验动物管理评估和认证协会）实验动物学发展趋势：基因修饰技术运用； 实验动物福利与“3Rs”原则； 实验动物商品化及SPF动物广泛应用； 人源化小鼠模型的建立。 实验动物科学发展简史：1909年，Prof. Little 采用近交方法 培育出首个近交系小鼠DBA 1943年，美国Dr. Reynier研制出第一台金属隔离器，饲养无菌 大鼠 1948年，美国成立实验动物管理小组，后又成立实验动物科 学学会（AALAS） 1966年，美国国会批准《实验动物福利法案》 1982年，第一例转基因小鼠问世 实验动物学、比较医学等专业的设立及建立相应培训制度 我国实验动物科学发展概况：1918年，原北平中央防疫处开 3
2015-动物实验基本操作
动物实验基本操作一（固定、性别判定、标识） 【实验目的】在做动物试验时，为确保给药、实验顺利进行，防止被动物咬伤、准确辨别动物性别、准确标识动物，要学会用正确方法捉拿实验动物、掌握辨别动物性别的方法以及掌握标识动物的方法。 【实验对象】SD大鼠，KM小鼠，雌雄各半，体重180-250g。 【实验器材和药品】 器材：鼠笼、大小鼠固定器、方木板、美式图钉、细绳、防护手套 药品：苦味酸80%~90%酒精饱和溶液、20%乌拉坦 【实验步骤】 一、小鼠的捉拿 1、徒手固定：用右手提起尾巴中部，放在鼠笼盖或其他粗糙面上。向后上方轻拉，此时，小鼠前肢紧紧抓住粗糙表面。左手拇指和食指迅速捏住小鼠颈背部皮肤，再置小鼠于左手心，并以左手掌心和中指夹住小鼠背部皮肤，无名指压住小鼠尾根部，将其固定于手中。右手可行注射或其它操作。 2、固定器固定：尾静脉注射或给药时，将小鼠放进固定器中或者大小和重量适当的容器（如烧杯），只露出尾巴，该类容器能够压住尾部，避免其活动。勿固定过紧造成窒息死亡。进行腹腔手术或心脏采血时，先准备一个15-20cm的方木板，边缘钉入五颗钉子。将小鼠四肢分别用20-30cm的线绳捆绑，线的另一头分别绑在方木板的钉子上，并且在头部上颚切齿牵引一根线绳，也固定在钉子上，达到完全固定。 二、大鼠的捉拿
4-5周内的大鼠，方法同小鼠。周龄较大的，则：1、首先戴好防护手套。2、用右手拇指和食指抓住大鼠尾巴中部将大鼠提起，放在大鼠饲养盒的面罩上。3、左手顺势按、卡在大鼠躯干背部，稍加压力向头颈部滑行。4、以左手拇指和食指捏住大鼠两耳后部的头颈皮肤，其余三指和手掌握住大鼠背部皮肤，完成抓取保定。三、性别判定 小鼠、大鼠性别判定 （1）幼鼠外生殖器与肛门间隔短的是♀，外生殖器与肛门间隔长的是♂。 （2）成年动物可直接肉眼辨认，雄性有膨起的阴囊和阴茎，雌性动物有阴道口。四、动物的标记 小鼠的短期标记法：苦味酸80%~90%酒精饱和溶液（黄色），标出属于自己的编号【注意事项】 1、实验人员要有精神准备：掌握方法，胆大心细，做好防护。 2、动物兴奋的时候不要抓取，待其安静下来。 3、根据受试动物的给药部位或采血方法的不同，事先选择徒手固定还是固定器固定。 4、固定时把握好力度，过分用力会使小鼠颈椎脱臼或窒息死亡，若用力过轻头部能反转过来咬伤实验者的手。 【思考题】 1.在固定实验动物时如何才能快、准、稳？
实验动物学 重点
实验动物学Laboratory Animal Science 是研究有关实验动物和动物实验、融合了生物学、医学与畜牧兽医学的一门新兴、交叉学科。 特点：A.综合性学科B.应用性强C. 发展迅速 实验动物Laboratory Animals经人工培育或人工改造，对其携带的微生物实行控制、遗传学背景明确或来源清楚，用于科学研究、教学、生物制品或药品鉴定以及其它科学实验的动物。 特点：人工饲育、微生物控制、遗传背景清楚、应用要求、质量标准 实验用动物Animals for Research指所有用于动物实验的动物，包括实验动物。 实验动物和实验用动物的区别：实验用动物是指所有用于动物实验的动物，包括实验动物、野生动物、甚至观赏动物等。而实验动物是为研究的需要而培育的标准化的动物。确定是否是实验动物，要经过一系列检测，如微生物和遗传基因等，并要求达到一定的质量标准. 实验动物遗传控制程度分类 远交（封闭）群动物(Outbreed stock, Close colony) 基因突变动物(mutant stock) 近交系动物(Inbred strain): 嵌合体(Chimera) 重组近交系(Recombinant inbred strains) 同源近交系(Cogenic inbred strains) 分离近交系(Segregating inbred strain) 杂交群动物(Hybrids) 实验动物微生物控制程度分类 无菌动物(Germ-free animal) 悉生动物(Gnotophoric animal) SPF动物(Specific pathogen-free) 清洁动物(Clean animal) 普通动物(Conventional animal) 根据对饲养环境控制分类 Isolation system（隔离系统）animal; Barrier system（屏障系统）animal; Semi-barrier system （半屏障系统）animal; Open system（开放系统）animal. AEIR 动物(Animal)设备(Equipment)信息(Information)试剂(Reagent) 近代实验动物学发展特点 1实验动物生产技术逐步完善 2实验动物品种增加 3有关实验动物的法规日趋完善 4充分利用现有动物资源 5开展实验动物附属设施及动物实验技术的研究 6转基因（遗传工程）技术的应用 7遗传学和微生物学监测方法的研究 实验动物研究内容 实验动物遗传学(Laboratory Animal Genetics)是应用遗传调控原理, 控制实验动物的遗传特征,培育新的实验动物品系和多种实验动物模型, 以实现实验动物标准化的目的. 实验动物微生物学(Laboratory Animal Microbiology)是研究实验动物的细菌、病毒、寄生虫的种类、特性及其与宿主的相互关系，并进一步研究其对实验动物与动物实验的影响 实验动物生态学(Laboratory Animal Ecology)是研究实验动物与环境相互关系，研究对实验动物与动物实验有利的环境条件; 实际上主要研究气候因素, 理化因素, 生物因素, 栖居环境对实验动物的影响. 实验动物营养学(Laboratory Animal Nutrition)是研究饲料与实验动物机体生长、发育、繁殖、健康及实验结果关系的分支学科. 实验动物医学(Laboratory Animal Medicine)是专门研究实验动物疾病的诊断、治疗、预防及其在生物医学领域中应用的分支学科.
常用实验动物的实验基本操作技术
常用实验动物的实验基本操作技术 第一节常用实验动物的生物学特征 1．蛙（或蟾蜍）的生物学特点是什么？主要用于哪些实验？ 属于两栖变温动物，皮肤光滑湿润，有腺体无外鳞。蛙的心脏有两个心房，一个心室，心房与心室区分不明显，动静脉血液混合，有冬眠习性。生存环境比哺乳动物简单，在机能学实验中有多种实验选择该动物。如：①离体蛙心实验，常用来研究心脏的生理功能及药物对心脏活动的影响。②蛙的腓肠肌和坐骨神经可用于观察外周神经及其肌肉的功能，以及药物对周围神经、骨骼肌或神经肌肉接头的影响。③缝匠肌可用于记录终板电位。脊休克、脊髓反射、反射弧分析、肠系膜微循环等。在临床检验中，可用雄蛙作妊娠反应实验。 2．小白鼠的生物学特征是什么？主要用于哪些实验？ 小白鼠性情温顺，易于捕捉，胆小怕惊，对外来刺激敏感。它胃容量小，不耐饥渴，随时采食。在机能学实验中常选用该动物。故适用于大量的实验动物，如：某些药物的筛选实验、半数致死量（LD50）测定、药效比较、毒性实验、妊娠期20天左右，常用于避孕药实验及抗癌药实验。 3．大白鼠的生物学特征是什么？主要用于哪些实验？ 大白鼠性情温顺，行动迟缓，易于捕捉，但受惊吓或粗暴操作时，会紧张不安甚至攻击人。大鼠嗅觉发达，对外界刺激敏感，抵抗力较强。大鼠无胆囊，肾单位表浅，肝再生能力强。大鼠的血压反应比兔稳定，可用它作血压实验，也可用于慢性实验、抗炎、降脂、利胆、子宫实验及心血管系统的实验。药典规定该动物为催产素效价测定及药品指控中升压物质检查指定动物。 4．豚鼠生物学特征是什么？主要用于哪些实验？ 豚鼠性情温和，胆小，饲养管理方便，可群养。豚鼠耳蜗管发达，听觉灵敏，存在可见的普赖厄反射（听觉耳动反射），乳突部骨质薄弱。豚鼠对组织胺、人型结核杆菌很敏感。能耐受腹腔手术，使用于肾上腺机能的研究。其自身不能制造维生素C，是研究实验性坏血症的唯一动物。 5．家兔生物学特征是什么？主要用于哪些实验？ 家兔属于草食性动物，性情温顺但群居性差，听觉、嗅觉十分灵敏，胆小易惊，具夜行
实验动物学重点汇总
一、实验动物、近交系动物、转基因动物、屏障环境 实验动物(Laboratory Animal):是指经人工饲养、繁育，对其携带的微生物及寄生虫实行控制，遗传背景明确或者来源清楚的，应用于科学研究、教学、生产和检定以及其他科学实验的动物。包括四个基本内涵： 1.遗传背景明确（近交系、封闭群、杂交群） 2.对携带微生物和寄生虫实施控制（普通动物、清洁动物、无特定病原体动物、无菌动物） 3.在特定的环境条件下，人工培育而成的动物 4.应用范围明确 近交系(Inbred Strain)是指至少连续经过20代以上全同胞兄妹或亲子交配，品系内所有个体都可追溯到起源于第20代或以后代数的一对共同祖先。近交系动物的近交系数（Inbreeding Coefficient）应大于99%。近交系动物的特点： 1．基因纯合性和同基因性 2．各品系均具有独特的特性 3．研究结果的一致性 4．可作为有价值的动物模型 5．具有标准实验材料特性 6. 遗传背景清楚 通过实验手段将新的遗传物质(外源性的基因片段)导入到动物的胚细胞中，并能稳定的遗传，由此获得的动物称为转基因动物。常用的方法有显微注射法、逆转录病毒载体法、胚胎干细胞介导法、精子载体法、电转移法、基因直接导入法等。 屏障环境：与外界隔离，是饲养清洁级动物和SPF级动物的设施。进入实验动物生存环境的空气须经过滤净化处理，其洁净度相对于10000级，进入屏障内的人、动物和物品如饲料、水、垫料
及实验用品等均需有严格的微生物控制。 二、实验动物环境设施分类 实验动物设施是指实验动物和动物实验设施的总和。一个设施可以大到动物中心或生产繁殖机构，小至某一实验动物室。总体的原则是提供实验动物最适宜的环境，保障实验动物的质量和为动物实验的准确性提供可靠保障。 （一）、按其功能分类 1．动物生产设施（Animal Production Facility）指用于实验动物的饲育繁殖、生产的建筑物、设备以及运营管理在内的总和。 2．动物实验设施（Animal Experimental Facility）指用于研究、试验、教学、生物制品、药品生产、检定等为目的进行实验动物饲育、试验的建筑物、设备以及运营管理在内的总和。 3．特殊动物实验设施（Special Animal Experimental Facility）指用于感染、毒理动物实验、病原微生物和细胞培养、重组DNA、转基因动物实验、克隆和胚胎干细胞、细胞实验和应用特殊化学物质等进行实验的建筑物、设备以及包括运营管理在内的总和。 （二）按微生物控制程度分类 1．普通环境（Open System） 直接与外界大气相通，是饲养普通级实验动物的场所。饲料、饮水要符合卫生要求，垫料要消毒，饲养室内要有防鼠、防昆虫等措施。 2．屏障环境（Barrier System） 与外界隔离，是饲养清洁级动物和SPF级动物的设施。进入实验动物生存环境的空气须经过滤净化处理，其洁净度相对于10000级，进入屏障内的人、动物和物品如饲料、水、垫料及实验用品等均需有严格的微生物控制。 3．隔离环境(Isolation System) 与外界环境完全隔离的环境内。工作人员通过隔离器上组装的无菌手套进行操作，不直接接触动
实验三 实验动物基本操作技术
实验三实验动物基本操作技术 学习目标 ●熟悉大鼠、小鼠及家兔的捉拿与固定；熟悉小鼠腹腔注射、家兔耳 缘静脉注射的方法与技术；熟悉动物的编号方法。 ●了解其他动物实验技术。 大多数药理实验是以动物为实验对象的，常用实验动物有青蛙与蟾蜍，小白鼠，大白鼠，豚鼠，家兔，猫，狗等，实验前了解其特点，掌握常用的动物实验基本操作技术，有利于学生动手能力的培养。本节重点介绍青蛙与蟾蜍，小白鼠，大白鼠，豚鼠，家兔的实验基本操作技术。 一、实验动物的编号 为了分组和辨别的方便，实验时常需对实验动物进行编号。常用的编号方法如下： 1．染料标记法 （1）常用染料：红色染料：5％中性红或品红液；黄色染料：3％～5％苦味酸溶液；咖啡色染料：2％硝酸银溶液；黑色染料：煤焦油的酒精溶液。 （2）标记规则：根据实验动物被毛颜色的不同选择不同化学药品涂染动物。 A.家兔等动物的标记方法：一般用毛笔蘸取不同颜色的染料溶液直接在动物背部涂写。若用硝酸银溶液涂写，则需在日光下暴露1min。 B.大鼠、小鼠的标记方法：通常在动物不同部位涂上有色斑点来表示不同的。如需要对数只实验动物编号，将小白鼠背部划分为前肢、腰部、后肢的左、中、
右部九个区域，从右到左标记。 2．穿耳打孔法用专门的打孔器在动物耳朵的不同部位打孔表示。 3．挂牌编号法此法常用于狗、猴、猫等大动物的编号。将牌固定于动物的颈圈或耳上。 4．人工针刺法先将动物被毛去除，用针在动物皮肤上刺出，再用酒精墨汁涂染即可。 二、实验动物的捉拿与固定方法 1．蛙和蟾蜍用左手握住动物，以食指按压其头部前端，拇指按压背部。 2．小白鼠捉拿法有二种，一种是用右手提起尾部，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，向后上方轻拉，此时小鼠前肢紧紧抓住粗糙面，迅速用左手拇指和食指捏住小鼠颈背部皮肤并用小指和手掌尺侧夹持其尾根部固定手中；另一种抓法是只用左手，先用拇指和食指抓住小鼠尾部，再用手掌尺侧及小指夹住尾根，然后用拇指及食指捏住其颈部皮肤。 3．大白鼠捉拿时，右手抓住鼠尾基部（因抓尾尖动物会扭动易使其尾部的皮肤脱落，影响实验的进行）将大鼠放在粗糙面上，左手戴上防护手套或用厚布盖住大鼠，抓住其整个身体并固定其头部以防咬伤。捉拿时勿用力过猛，勿捏其颈部，以免引起窒息。 4．豚鼠捉拿时以拇指和中指从豚鼠背部绕到腋下抓住豚鼠，另一只手托住其臀部。体重小者可用一只手捉拿，体重大者捉拿时宜用双手。
实验动物学完整重点
第一章 1.实验动物（Laboratory Animals）特指的是人工培育，遗传背景明确或来源清楚，对其携带的微生物和寄生虫实行控制，用于生命科学研究、教学、药品与生物制品生产和检定以及其它科学研究的动物。 2. 3.实验动物学的核心内容之一是实验动物的标准化，它包括实验动物的 ?遗传学控制标准 ?微生物学和寄生虫学控制标准 ?设施环境控制标准 ?饲料营养控制标准 实验动物标准化的意义在于用符合标准的实验动物，在标准化饲养、实验环境条件下，所做的动物实验无论在时间的先后上，还是在世界的不同实验室里，其实验结果应该具有可重复性和可对比性。 4.生命科学研究所必需的四个基本条件： AEIR Animal 实验动物 Equipment 仪器设备 Information 信息 Reagent 试剂
5.什么是动物福利？（选择，判断） 动物福利是指动物在整个生命过程中应得到人类的保护，其基本原则是要善待动物，保证动物的健康和快乐。 6.“3R”原则： Replacement 替代-是指用其它实验方法替代用哺乳类动物进行实验研究。 Reduction 减少-是指某一研究必须要使用实验动物，而又没有可靠的替代方法时，应考虑把使用动物的数量减少到实验研究目的所必需的最少数量。 Refinement 优化-是指通过改进和完善实验程序、利用先进仪器设备，减轻或避免给动物造成痛苦和不安，提高动物福利的同时，获得可靠的实验结果。 第二章 1.近交系(inbred strain）是指采用连续全同胞兄妹交配（brother-Sister inbreeding）20代以上而培育成的动物。 近交系动物的特点 （1）基因的纯合性（近交系动物的每个个体） （2）遗传组成的同源性（一个近交系动物的所有个体） （3）遗传组成的独特性（不同近交系比较） （4）遗传特征的可辨别性（不同近交系比较） （5）遗传的稳定性（所有近交系） （6）表现型的一致性（同一近交系个体间） （7）背景资料的可查性 （8）国际分布的广泛性（定义+特点=简答，分开是小题） 2.封闭群（closed colony）是指以非近亲交配方式进行繁殖生产的一个种群，在不从外部引入新个体的条件下，至少连续繁殖4代以上的动物群体。 3.杂交群动物 由两种不同的近交系杂交所繁殖的第一代杂交动物称为杂交群（Hybrid），又称为系统杂交动物，或“F1”代。 杂交群动物的双亲来自两个不相关的近交系，它具有以下几种特征： （1)各个个体的基因型相同，是其父母基因型的组合。 (2)表型一致，对试验反应均一。 (3具有杂交优势，生活力和抗病力比近交系强。 (4)具备双亲的生物学特性。 (5)由于基因互作，可产生不同于双亲的新性状。
2015-动物实验基本操作
2015-动物实验基本操作动物实验 基本操作一（固定、性别判定、标 识）【实验目的】在做动物试验 时，为确保给药、实验顺利进 行，防止被动物咬伤、准确辨别动 物性别、准确标识动物，要学会 用正确方法捉拿实验动物、掌握 辨别动物性别的方法以及掌握标识 动物的方法。 【实验对象】SD大鼠，KM小鼠，雌雄各半，体 重180-250g。 【实验器材和药品】 器材：鼠笼、大小鼠固定器、方木板、美式图钉、细绳、防护手套 药品：苦味酸80%?90酒精饱和溶液、20%乌拉坦【实验步骤】 一、小鼠的捉拿 1、徒手固定：用右手提起尾巴中部，放在鼠笼盖或其他粗糙面上。向后上方轻拉，此时，小鼠前肢
紧紧抓住粗糙表面。左手拇指和食指迅速捏住小鼠颈背部皮肤，再置小鼠于左手心，并以左手掌心和中指夹住小鼠背部皮肤，无名指压住小鼠尾根部，将其固定于手中。右手可行注射或其它操作。 2、固定器固定：尾静脉注射或给药时，将小鼠放进固定器中或者大小和重量适当的容器（如烧杯），只露出尾巴，该类容器能够压住尾部，避免其活动。勿固定过紧造成窒息死亡。进行腹腔手术或心脏采血时，先准备一个15-20cm的方木板，边缘钉入五颗钉子。将小鼠四肢分别用20-30cm的线绳捆绑，线的另一头分别绑在方木板的钉子上，并且在头部上颚切齿牵引一根线绳，也固定在钉子上，达到完全固定。 二、大鼠的捉拿 4-5 周内的大鼠，方法同小鼠。周龄较大的，^V: 1、首先戴好防护手套。2、用右手拇指和食指抓住大鼠尾巴中部将大鼠提起，放在大鼠饲养盒的面罩上。3、左手顺势按、卡在大鼠躯干背部，稍加压力向头颈部滑行。4、以左手拇指和食指捏住大鼠两耳后部的头颈皮肤，其余三指和手掌握住大鼠背部皮肤，完成抓取保定。 三、性别判定小鼠、大鼠性别判定 (1)幼鼠外生殖器与肛门间隔短的是早，夕卜生殖器与肛门间隔长的是￡。 (2)成年动物可直接肉眼辨认，雄性有膨起的阴囊和阴茎，雌性动物有阴道口。
医学实验动物学简答题
1.简述“近交系动物” 2.经至少连续20代的全同胞亲兄妹或亲子交配培育而成，同品系内所有个体都可追溯到 起源于第20代或以后代数的共同祖先，该品系称为近交系。 3.近亲交配的弊端 固定基因时，有害的隐性基因也会纯合，出现不利的性状而造成育种失败；近交可能导致多基因之间丧失平衡，从而使高度纯化的动物对不良环境的调节适应能力降低；近交使动物失去为保持足够生物适合度所必需的最低水平的基因杂合性，从而影响动物生长率，寿命，对疾病的感受性，生活力，体力及繁殖能力。 4.简述“封闭群动物” 以非近交交配方式进行繁殖生产的一个实验动物种群，在不从其外部引入新个体的条件下，至少连续繁殖4代以上，称为一个封闭群，或叫远交群。 5.简述“哨兵动物” 指为微生物检测所设置的指示动物，用于监控实验动物饲养环境中病原及病原感染的动物。哨兵动物一般采用来源于与被监测动物遗传背景相同的、免疫功能正常的清洁级或SPF级封闭群动物。通常有二个功能：1. 实验初期意外缺损时的补充；2. 微生物定期检测 6.简述空气洁净度“级”的含义，各种动物实验环境设施对“级”的要求是什么 级是空气洁净度的计量单位，含义:每立方英尺空气中含有大于等于0.5μm的尘埃粒子数。 屏障环境：洁净度7级(英美制一万级)；隔离环境：洁净度5级(英美制一百级) 7.简述营养 动物从外界摄取自身所需要的食物，经消化、吸收，用来维持生命活动的行为或作用。 8.简述标准化饲料
根据不同动物的营养需求和动物的食性，经人工配合、加工而成的营养全面、适口性好、符合微生物要求的饲料。 9.简述颗粒饲料优越性 ①原料配合合理，符合营养标准和不同动物的食性；②加工过程中经过高温、挤压，杀 灭了大量微生物和寄生虫，普通级动物可直接饲喂；③压制成型，避免了动物采食过程中的大量浪费；④大幅度减少了粉尘；⑤颗粒饲料有利于进一步包装灭菌处理。 10.简述人类疾病动物模型的定义和分类 定义：在生物医药研究中建立的具有人类疾病模拟表现的动物实验对象和材料。 分类：诱发性动物疾病模型、自发性动物模型、抗疾病型动物模型、生物医学动物模型11.简述安乐死 在动物实验过程中或结束时，对不欲保留的动物（动物承受不可缓解的疼痛、非存活手术和样本采集），实施痛苦感最低或者无痛苦感死亡的科学方法。 12.裸鼠的解剖生理特点 ①毛囊发育不良，外观几乎全身没有被毛，称裸体外表，故称“裸鼠”；②胸腺严重萎缩， 仅有胸腺残迹或异常的胸腺上皮。故不能分泌胸腺素，不能使T细胞正常分化，因而细胞免疫力低下；③IgG的产生需要T细胞和巨噬细胞的参与，因此其免疫球蛋白主要是IgM，只有极少量的IgG；④自发肿瘤现象罕见，可能与NK细胞的活性高有关；⑤裸鼠易患鼠肝炎和病毒性肺炎；⑥纯合裸鼠母性极差，且受孕率低，乳房发育不良。通常以纯合雄鼠与带有nu基因的杂合雌鼠交配，可获1/2裸小鼠；⑦必须饲养在屏障环境中。 13.在动物实验设计、实施和完成阶段，有关动物福利和保护环境方面我们应该注重哪些？ 设计阶段:①动物福利法核心：善待活着的动物，减少死亡的痛苦；②“3R”原则：替代、
实验动物学完整重点课稿
3.实验动物学的核心内容之一是实验动物的标准化，它包括实验动物的 ?遗传学控制标准 ?微生物学和寄生虫学控制标准 ?设施环境控制标准 ?饲料营养控制标准 实验动物标准化的意义在于用符合标准的实验动物，在标准化饲养、实验环境条件下，所做的动物实验无论在时间的先后上，还是在世界的不同实验室里，其实验结果应该具有可重复性和可对比性。 4.生命科学研究所必需的四个基本条件： AEIR 5.什么是动物福利？（选择，判断） 动物福利是指动物在整个生命过程中应得到人类的保护，其基本原则是要善待动物，保证动物的健康和快乐。 6.“3R”原则： Replacement 替代-是指用其它实验方法替代用哺乳类动物进行实验研究。 Reduction 减少-是指某一研究必须要使用实验动物，而又没有可靠的替代方法时，应考虑把使用动物的数量减少到实验研究目的所必需的最少数量。 Refinement 优化-是指通过改进和完善实验程序、利用先进仪器设备，减轻或避免给动物造成痛苦和不安，提高动物福利的同时，获得可靠的实验结果。 1.近交系:是指采用连续全同胞兄妹交配20代以上而培育成的动物。 近交系动物的特点 （1）基因的纯合性（近交系动物的每个个体） （2）遗传组成的同源性（一个近交系动物的所有个体） （3）遗传组成的独特性（不同近交系比较） （4）遗传特征的可辨别性（不同近交系比较） （5）遗传的稳定性（所有近交系） （6）表现型的一致性（同一近交系个体间） （7）背景资料的可查性 （8）国际分布的广泛性 2.封闭群:是指以非近亲交配方式进行繁殖生产的一个种群，在不从外部引入新个体的条件下，至少连续繁殖4代以上的动物群体。 3.杂交群动物:由两种不同的近交系杂交所繁殖的第一代杂交动物称为杂交群又称为系统杂交动物，或“F1”代。 杂交群动物的双亲来自两个不相关的近交系，它具有以下几种特征： （1)各个个体的基因型相同，是其父母基因型的组合。 (2)表型一致，对试验反应均一。 (3具有杂交优势，生活力和抗病力比近交系强。 (4)具备双亲的生物学特性。 (5)由于基因互作，可产生不同于双亲的新性状。 1.无特定病原体级动物定义除清洁动物应排除的病原外，不携带主要潜在感染或条件致病和对科学实验干扰大的病原的实验动物。简称无特定病原体动物或SPF 动物。饲养条件：屏障系统内大规模生产/隔离器内保种。 2.无菌级动物:饲养条件：无菌隔离器内/无菌级大鼠和小鼠比普通级寿命长。普通级动物受辐射后往往是由于细菌感染引起的并发症而造成动物死亡，无菌级动物不存在这一问题，抗辐射的耐受量高。
实验动物技术考试
常用实验动物介绍（一、大小鼠、豚鼠） 发布人:系统管理员发布时间:2010-3-15 阅读次数:1278 常用实验动物介绍 一、小鼠 1、〖名称〗：BALB/c小鼠 〖简介〗：1913年，贝格(Bagg)从美国商人欧希尔(Ohio)处购得的白化小鼠原种，以群内方法繁殖。麦克·多威尔(MacDowell)在1923年开始作近交系培育，至1932年达26代，命名为BALB/c品系。安德尔文特(Andervont)等人使BALB/c 广为传播和应用。1985年我国从美国NIH引进到中国医学科学院实验动物研究所，为BALB/c第180代。 毛色：白化。 主要特性：①乳腺肿瘤自然发生率低，但用乳腺肿瘤病毒诱发时发病率高;卵巢、肾上腺和肺的肿瘤在该小鼠有一定的发生率。②易患慢性肺炎。③对放射线甚为敏感。④与其他近交系相比，肝、脾与体重的比值较大。20月龄的雄鼠脾脏有淀粉样变。⑤有自发高血压症，老年鼠心脏有病变，雌雄鼠均有动脉硬化。⑥对鼠伤寒沙门氏菌补体敏感，对麻疹病毒中度敏感。对利什曼原虫属、立克次氏体和百日咳组织胺易感因子敏感。 主要用途：广泛地应用于肿瘤学、生理学、免疫学、核医学研究，以及单克隆抗体的制备等。 2、〖名称〗：C57BL 〖简介〗：1921年立特(Little)用艾比·拉特洛坡(Abby Lathrop)的小鼠株，雌鼠57号与雄鼠52号交配而得C57BL1937年从C57BL分离出C57BL/6和 C57BL/10两个亚系。1985年从Olac引到中国医学科学院实验动物研究所。 毛色：黑色。 主要特性：①乳腺肿瘤自然发生率低，化学物质难以诱发乳腺和卵巢肿瘤。②12%有眼睛缺损;雌仔鼠16.8%，雄仔鼠3%为小眼或无眼。用可的松可诱发腭裂，其发生率达20%。③对放射物质耐受力中等;补体活性高;较易诱发免疫耐受性。④对结核杆菌敏感。对鼠痘病毒有一定抵抗力。⑤干扰素产量较高。⑥嗜酒精性高，肾上腺素类脂质浓度低。对百日咳组织胺易感因子敏感。⑦常被认作"标准"的近交系，为许多突变基因提供遗传背景。 主要用途：是肿瘤学、生理学、免疫学、遗传学研究中常用的品系。 3、〖名称〗：BALB/c -nu裸小鼠 〖简介〗：1973年丹麦的C.W.Friis在BALB/cA近交系小鼠中发现自发性突变的无毛小鼠，该突变小鼠胸腺发育不良，免疫T细胞缺失，而培育成了 BALB/cA-nu。 主要特性：①无毛、裸体、无胸腺。随着年龄增长，皮肤逐渐变薄、头颈部皮肤出现皱折、生长发育迟缓。②由于无胸腺而仅有胸腺残迹或异常胸