动物实验报告
实验一大、小鼠的基本实验操作
一、实验目的:通过实际操作，掌握大、小鼠的一般操作方法，包括大、小鼠的抓取和固定、性别鉴定、给药、采血。
二、实验动物：昆明小鼠4只（2雌2雄）、大鼠4只（2雌2雄）、灌胃器2个、注射器4个、酒精、棉球、生理盐水、小鼠固定器1个、大鼠固定器1个。
三、实验步骤
1、抓取和固定
1.1抓取：左手抓小鼠的尾根部
1.2固定：左手抓住小鼠的尾根部，让小鼠在粗糙平面上爬行，后拉尾跟部，右手的拇指和食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤，小指和无名指将尾巴固定在手掌面。
1.3同样操作将大鼠抓取和固定
2、性别鉴定：
2.1抓取和固定小鼠
2.2观察肛门与生殖器间的距离和二者之间的毛发。雄性：距离长，毛发密（和其他部位一样）；雌性：距离短，毛发稀疏。
2.3同样鉴别方法，重复鉴别大鼠。
3. 给药
3.1 灌胃法
3.1.1按正确方法用左手抓取和固定小鼠，使腹部朝上，颈部拉直。
3.1.2固定后，右手持持接灌胃针的注射器吸取药液（或事先将药液
吸好），将针头从口角插入口腔内，然后用灌胃针头压其头部，使口腔与食管成一直线，再将灌胃针头沿上腭壁轻轻进入，转动针头刺激动物吞咽，然后沿咽后壁慢慢插入食道。
3.1.3当感觉有落空感时表明灌胃针可能进入胃内，向外抽动注射器活塞，感觉有负压，此时可将药液灌入。
3.1.3用大鼠重复同样操作
3.2 注射给药
3.2.1皮下注射
3.2.1.1用左手拇指和食指轻轻提起动物颈后肩胛间皮肤，
3.2.1.2右手持注射器，使针头水平刺入皮下，针头能自由拨动无牵阻，推送药液时注射部位隆起。拨针时，以手指捏住针刺部位
3.2.1.3用大鼠重复同样操作
3.2.2腹腔注射
3.2.2.1以左手固定小鼠，使腹部向上，
3.2.2.2右手持注射器从下腹两侧向头方刺入皮下，针头稍向前，再将注射器沿 45 角斜向穿过腹肌进入腹腔，此时有落空感，回抽无回血或尿液，即可注入药液。
3.2.2.3用大鼠重复同样操作
3.2.3尾静脉注射
3.2.3.1先将动物固定在暴露尾部的固定器内，
3.2.3.2用 75％酒精棉球反复擦拭尾部使血管扩张，
3.2.3.3以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，用中指从下面托起鼠，右手
持注射器，使针头尽量采取与尾部平行的角度进针，从尾末端处刺入。
3.2.3.4注入药液，无阻力，表示针头已进入静脉，注射后把尾部向注射侧弯曲，或拔针后随即以干棉球按住注射部位以止血。
3.2.3.4用大鼠重复同样操作
4取血
4.1内眦取血：
4.1.1左手固定小鼠，食指和拇指轻轻压迫颈部两侧，使眶后动静脉充血。
4.1.2右手持毛细采血管，以 45 度从内眼刺入，并向下旋转，感觉刺入血管后，再向
外边退边吸，使血液顺承血管自由流入小管中，
4.1.3当得到0.5ml血量后，放松加于颈部的压力，并拔出采血器，以防穿刺孔出血
4.1.4用大鼠重复同样操作
五、实验讨论
1、小鼠抓取的感受：
小鼠性情较温顺，一般不会咬人，比较容易抓取固定。大鼠抓取方法基本同小鼠，抓大
鼠时若操作者不熟练，或者大鼠特别凶猛，操作者最好戴上防护手套(帆布或硬皮质均可)。
如若是灌胃、腹腔注射、肌肉和皮下注射时，可采用与小鼠相同的手法
2、小鼠尾静脉注射感受：
2.1尾静脉注射时，可用45~50度的温水浸润半分钟或用酒精擦拭，
可使血管扩张，同时也可软化表皮角质。
2.2如反复注入，应尽可能从尾末端开始，以后向尾根部方向移动注射先远后尽，不要
一开始就从尾根部，失败了无法选取注射部位；再次，进血管后注意保持稳定，针尖很容易
刺穿血管的。
2.3尾静脉就在尾巴的正左右两边，先用酒精用力擦，可以去掉部分角质，然后按住近
心端让充血，就很容易看到了。
3.灌胃
3.1针头插入食道过程中，若动物挣扎厉害，应退出后灌胃针，待动物安静后重新插入。
切不可强行插入，以免损伤食道或误入气管导致动物死亡。
3.2当感觉有落空感时表明灌胃针可能进入胃内，向外抽动注射器活塞，感觉有负压说
明灌胃针未插入气管，此时可将药液灌入。篇二：动物实验报告
动物实验（小鼠）的一般操作技术
实习日期：2007—11—13 一目的和要求：
通过实际操作，使学生掌握实验的一般操作方法，包括动物的抓去和固定、编号被毛的
去除给药途径麻醉采血和处死等方法。
二实习内容：
1 实验动物的抓取
2 实验动物性别的鉴定
3 实验动物编号的标记方法
4实验动物被毛的去除
5 实验动物的给药途径和方法
6 实验动物的麻醉
7实验动物的采血
8 实验动物的处死方法
9 解剖
三实验的方法
1 小鼠的抓取：抓取时先用手将鼠尾提起，放在实验台上，轻轻拉尾，用左手拇指和食
指抓住小鼠两耳和头颈部皮肤，将鼠置于左手中心，用左手无名指和小指按住尾巴和后肢，
即可做其他实验操作作用。
2 小鼠性别的鉴定：抓取小鼠后，观察动物肛门与生殖器之间的距离。距离远的为雄性，距离近的为雌性。成熟的雄性小鼠可看到小鼠睾丸的轮廓。
3 小鼠编号的标记方法：用被毛染色法做小鼠编号。用苦味酸（黄色），一般左前肢为1，左侧腹部为2，左后肢为3，头颈部为4，背部为5，尾根部为6，右前肢为7，右腹部为8，右后肢为9。用两种颜色可以染到99。
4 小鼠被毛去除：有剪毛法，拔毛法，剃毛法，用硫化钠脱毛法。
5 给药途径和方法：给药途径有经口灌胃法，经呼吸道吸入，经皮肤吸入和注射给药法。用一支特制的灌胃针进行灌胃，小鼠一般给1.5ml以下。用注射器抽好液体，然后抓取小鼠，针头延侧角通过食管进入胃内，然后将液体注入。
6 小鼠的麻醉：麻药有挥发性的和非挥发性两种。给药途径有吸入性麻醉，注射给药。小鼠一般用腹部麻醉的方法。用水合氯醛300ml／kg，根据小鼠的体重给药0.25ml。抓取小鼠后，使针头和腹部成30度的角，刺入腹腔，回抽若无回血或者肠内容物可以注入。注入麻药5分钟后，小鼠失去知觉。
7 小鼠的采血的方法：有静脉采血法，尾部采血法，眼眶静脉采血法和心脏采血法。将小鼠装入固定盒中，露出尾部，用二甲苯图擦，使尾静脉充盈。用锋利的刀片切断一根尾静脉即可用毛细管采血，也可用细注射器从尾静脉采血。
8 小鼠的处死方法：用颈椎脱臼的方法或者注射过量的麻药使小鼠死亡。
9 解剖：从腹部开始，查看腹部脏器，以肝脏胃脾肾输尿管姨小肠大肠膀胱前列腺性腺顺序。然后再看胸部，看到肺脏心脏胸腺等器官，并在直视的情况下进行了心脏的采血。然后再看颈部的解剖。最后解剖头部。
四讨论和结论：
通过此次实验，我们学到了实验动物的一般操作技术，如抓取和固定、编号被毛的去除给药途径麻醉采血和处死等方法。为以后进入临床进行实验研究做好了初步的准备。
试验报告（三）
一、试验目的：1。掌握豚鼠、兔、狗的一般操作方法，包括豚鼠的抓取和固定、编号、性别鉴定、给药、麻醉、采血、处死的方法。
2．兔子的抓取和固定、被毛的去除、性别的鉴定、给药、采血和处死的方法。
3．犬的抓取和固定、采血的方法。
二、试验对象：豚鼠，兔，犬。
三、试验步骤：（一）：豚鼠：
1．抓取和固定：先用手掌抓住背部，将手张开，用拇指和食指握住颈部，再拿起来。
2．编号：同大鼠。
3．性别鉴定：雄性生殖孔呈圆形，雌性生殖孔呈椭圆形。
4．给药、麻醉、采血（无尾静脉采血）、处死同大鼠。
（二）：兔：
1．抓取和固定：当兔子安静下来时，用右手抓住颈部的被毛与皮肤，提起兔，然后用左手托住其臀部，兔身的重量大部分落在手上。
2．被毛的去除：多采用剪毛法。剪毛部位事先用纱布蘸生理盐水予以湿润，用弯头手术剪紧贴其皮肤依次将所需部位的被毛剪去。
3．性别的鉴定：将生殖器附近的皮肤拔开，雄性可见一圆形孔，里面露出阴茎；雌性此处为一条朝向尾巴的长缝，呈椭圆形间隙，下端有阴道开口处。
4．给药：(1) 经口灌胃法：灌胃时用一木制的张口器（纺锤状，正中开小孔）横放于上下鄂之间，用绳固定。这时用左手抓住其嘴，右手将一细导尿管由张口器中央小孔插入，进
入食管和胃。经导尿管缓慢注入5ml生理盐水。
（2）耳缘静脉注射法：剪去耳缘部被毛，酒精擦拭并轻弹欲注射部位，促进静脉充盈。然后以左手拇指和食指压住耳根部，右手持注射器，顺血管方向刺入静脉，进针1cm，有血液回流后注入生理盐水2ml。
5．采血：（1）经耳缘静脉采血：进针方法同耳缘静脉注射法。
（2）耳动脉切割采血：剪去耳动脉表面被毛，酒精消毒皮肤。于耳动脉尖端处划破动脉并采血。
（3）心脏采血：剪去心前区被毛，选取左侧心脏搏动最明显的肋间靠近胸骨缘为穿刺点（由剑肋角由下往上左侧第三肋间处）。消毒皮肤，左手固定，右手持连有七号针头的注射器与穿刺点垂直进针。顺利回抽到血液后即可采血。
6．处死：空气栓塞法：同心脏采血法进针到心脏后注入20ml空气。
（三）：犬：
1．抓取与固定：毕格犬抓取容易。固定也相对容易。捆绑犬时先绑扎犬嘴。绑扎方法：用绷带从下颌绕到上颌打一结。然后绕向下颌再打一结，最后将蹦带牵引到头后，在颈顶上打第三个结。在这个结上在打一个活结。
2．采血：（1）桡侧静脉采血法：抓取和固定好后剪去注射部位的被毛。用胶皮管绑住其前肢，使静脉充盈。试验者左手托住其前肢，右手持连有7号针头的注射器刺入内侧面皮下的桡侧静脉。进针1cm后回抽见血，即可采血。
（2）小隐静脉采血法：抓取和固定好后剪去注射部位的被毛。试验者左手托住其后肢，右手持连有7号针头的注射器刺入皮下的小隐静脉。进针1cm后回抽见血，即可采血。
四、试验总结：兔的心脏采血相对难掌握进针点。篇三：动物实验及报告编写要求附模板
动物实验报告要求
第一部分：动物实验概述
应提供—个动物试验的主要内容提要，该提要应包括动物试验题目、研究小组成员、试验动物和研究产品的名称、试验用器械或药物的适应症、试验时间、试验目的、试验方法、试验研究动物、诊断及进入研究的主要标准、试验的产品信息、剂量、给药方式及批号、治疗持续时间、参考的治疗、剂量、给药方式及批号、评价标准（有效性、安全性）、统计方法、实验结论（效能结论、安全性结论、结论）及报告日期。该提要应包括表明结果的数字资料，而不仅仅是文字和p值。
第二部分：实验内容
（一）动物实验一般资料（动物类别选择实验用动物的入选标准和数量、试验用产品等）：（二）动物实验试验方法；
（三）所采用的统计方法及评价方法；
（四）动物实验评价标准；
（五）动物实验试验结果；
（六）动物实验试验中发现的副作用及其处理情况；
（七）动物实验试验效果分析；
（八）动物实验试验验结论；
第三部分：实验
（一）实验名称：要能够明确表达试验内容；
（二）实验目的：要直截了当的说明为什么要进行这个试验，解决什么问题，具有什么意义；
（三）试验器材：所有仪器、材料应介绍齐全；所用材料、试剂、诱导物对动物有无危
害影响说明。
（四）实验动物的选取（动物种类，性别，体重，年龄，品系，级别，健康状况，动物来源及其合格证号）；
（五）分析可能影响到动物试验结果准确性的因素以保证试验结果的准确性、可靠性和重复性（环境因素；理化因素；营养因素；居住因素；同种动物间因素；异种动物间因素）；
（六）动物实验设计与分组（是否符合对照性、一致性、重复性三原则；该试验选取了什么设计方法，比如单组比较设计、配对比较设计等等；动物随机分组方法应具体描述，如分为两组或者三组或者每个动物一组时具体的操作方法，切忌不可简单的“随机”二字就带过）。第三，实验基本技术的描述，包括：
（一）实验动物的抓取与固定（哺乳类与非哺乳类动物的方法不同）；
（二）动物的编号、标记（临时性、半永久性及永久性标记）及去毛（剪毛法、拔毛法、剃毛法、脱毛法）；
（三）若该试验中动物需要麻醉，则采用了何种麻醉类型与方法（全身麻醉方法、局部麻醉方法）以及麻醉药物与麻醉剂用量（挥发性麻醉剂、非挥发性麻醉剂），若过量麻醉，复苏和抢救措施是如何实施的；
（四）动物的给药途径与方法：根据不同的实验目的、动物种类、药物类型来决定动物的给药途径与方法；
（五）动物血液的采集方法（不同部位）；
（六）动物各种体液的采集方法（不同部位）；
（七）常见观察指标的测定与检查方法（生理指标测定方法；生化指标测定方法；血液学指标测定与检查方法；免疫学指标测定方法）；
（八）受试动物的动物实验检查方法（一般检查内容及方法；系统检查及方法；动物脏器组织的活检方法）。
第四，实验过程的描述，又分为药物研究的动物试验、免疫研究的动物试验、有关感染研究的动物试验、有关生殖与胚胎研究的动物试验这几方面。主要从具体试验要求，试验准备，观察指标以及结果
分析与评价来说明。比如在药物长期毒性观察的动物试验方法中，需要对试验要求、观察指标和指标检测时间与恢复期观察三方面考虑，又如动物免疫血清的制备方法中，应对试验准备、免疫程序与效价测定和免疫血清的采集和提纯阐述，再如病毒增殖的动物接种试验里，应该对病毒增殖的鸡胚接种方法和动物感染病毒的接种方法作一描述。
第五，试验结束后，对试验动物的处理：
（一）若试验动物在试验过程中未受到大的伤害，则应对其采取福利措施善后处理，这里就需对处理方法做描述；若产生的伤害使动物及其痛苦，出于人道考虑，应对其采取安乐死，因此安乐死的方法应说明；
（二）若需剖检，应记录剖检的物品准备，尸体的外部检查情况，脏器采出与检查方法，病理材料的采集和送检方法以及尸体剖检记录。
第六，对动物试验数据的处理和分析结果。
第七，通过该试验，作者还有什么需要值得改进，思考的地方都应说明。
附件：
植入式心脏起搏器产品动物试验
动物试验的基本要求：
动物实验的设计应尽量接近该器械在人体中的预期用途。一般认为犬模型适于用来评价起搏器。建议植入足够数量的动物／起搏器，以便于得出有效的结论。
建议与起搏器配合使用的电极需选用已经过注册批准的电极导线，如对新起搏器无法获
得批准过的电极导线，则试验时应考虑未经批准的电极导线对试验结果的影响。
二、动物试验的内容
1. 研究目标
⑴感知
评价起搏器对心脏信号（r、p、t波和远场信号）及噪声的感知响应
评价长期感知的稳定性
对感知的p、r波与电生理分析仪的值进行比较
验证在起搏、遥测过程中感知的准确性
⑵对制造商标称的起搏器功能指标进行评估，并对各功能指标进行动物实验的必要性说明。例如模式转换、频率适应房室期间（raav）、起搏、睡眠特性、非竞争性心房起搏、频率等
⑶起搏功能
动物实验结束后，对起搏器的输出与起搏阈值准确性进行检查
如果制造商标称起搏器具有夺获管理功能，应通过诊断趋势评估夺获管理的运行，与手动测量比较和核查异常中断的原因
⑷电极导线阻抗测量
验证电极导线阻抗测量特性在活体环境中能按照设计运行（例如极性确认、极性配置等）
⑸程控的可靠性
验证起搏器与程控仪编程通讯的可靠性，模拟实际使用的各种参数组合、参数调整
⑹抗干扰试验
验证通讯工具、家用电气、安检系统的干扰
⑺植入物检测
在活体环境下手动验证植入物性能特征
⑻感染控制
植入过程应按照临床使用要求在无菌环境下实施。对可疑的植入部位的感染应通过对潜在病原体的培养和鉴定以进行评价
⑼植入位置验证
对植入起搏器的位置的确认可采用x射线成像术证明
2. 动物选择及试验过程
⑴实验基本条件：
具备外科无菌手术条件，建议采用试验用犬。
⑵模型制备:
建议采用射频消融术、化学消融或外科手术等技术建立犬ⅲ°房室传导阻滞（ⅲ°avb）动物模型，建议每个型号的植入性起搏器实验动物应在9只或以上。以体表心电图和腔内心电图显示房室分离即视作达到手术终点。两组动物在手术后应用体表心电图和/或holter 随访观察4 周。
模型稳定性的评价:在手术4周后随访体表心电图仍稳定地表现为ⅲ°房室传导阻滞（ⅲ°avb），显示p、ors 波分离。
⑶起搏器植入方法及时间：
按照人体临床使用的永久性起搏器植入方法进行植入，至少植入8周。
⑷当对已上市的设备增加的新功能进行动物试验时，制造商可根据新增产品功能的具体实际情况酌情选择试验动物数量，但是其得到的试验结果应能支持其设备新功能的临床安全有效性。
3. 试验需纪录的电生理指标：
检测起搏器植入即刻及随访1、2、3、4周时以0.5脉宽刺激时的阈值。
起搏参数及监护参数：包括起搏器的电性能指标和起搏模式。
动物的生理指标监测及试验后起搏器外观和植入部位的情况分析。
三、动物试验分析评价及结论
制造商需对取得的动物试验数据进行最终的风险分析及评价，并得出研究结论。在试验
时应对试验动物使用生理参数监护仪，监测动物的生理指标。试验结束后，取出起搏器并对
起搏器外观和植入部位进行分析。动物心脏应被完整切离并检查是否存在任何病变和／或损
伤。提供描述手术前后动物活动情况的摘要。
建议进行以下方面评价，记录、分析检测数据以验证设备的功能、特性、安全性：
感知
评价长期（1个月）感知的稳定性；
对感知的p、r波与电生理分析仪的值进行比较；
验证在起搏器起搏、遥测过程中的准确性；
对起搏器具有的特殊功能进行评价。
夺获管理
通过诊断趋势评估心房夺获管理、左右心室夺获管理的运行情况，与手动测量比较、检
查异常的原因。电极导线阻抗测量
验证长期（1个月）电极导线阻抗趋势的稳定性
验证电极导线测量特性在活体环境中能否按照设计运行。
4.程控的可靠性
验证起搏器与程控仪编程通讯的可靠性,模拟实际使用的各种参数组合参数调整
5.抗干扰试验
验证通讯工具、家用电器、安检系统等外界干扰的影响程度
6.植入性检测:
在活体环境下用程控仪验证植入物性能特征。
7.感染控制
植入过程中应按照临床使用要求在无菌环境下实施.对可疑植入部位的感染通过对潜在
病原体的培养和鉴定加以评价.
8.植入部位验证
对起搏器植入部位采用x射线成像术证明确认.篇四：小学三年级科学上动物实验报告
实验报告单
实验报告单
实验报告单
实验报告单
篇五：动物实验报告
动物实验（小鼠）的一般操作技术
一目的和要求：
通过实际操作，使学生掌握实验的一般操作方法，包括动物的抓去和固定、编号被毛的
去除给药途径麻醉采血和处死等方法。
二实验内容：
1 实验动物的抓取
2 实验动物性别、发情和配种的鉴定
3 实验动物编号的标记方法
4实验动物被毛的去除术
5 实验动物的给药途径和方法
6 实验动物的麻醉
7实验动物的采血
8 实验动物的处死方法
9 雄性不育小鼠的制备
三实验的方法
1 小鼠的抓取：
抓取时先用手将鼠尾提起，放在实验台上，轻轻拉尾，用左手拇指和食指抓住小鼠两耳
和头颈部皮肤，将鼠置于左手中心，用左手无名指和小指按住尾巴和后肢，即可做其他实验
操作作用。
2 实验动物性别、发情和配种的鉴定：
1抓取小鼠后，观察动物肛门与生殖器之间的距离。距离远的为雄性，距离性别鉴定：
○
近的为雌性。成熟的雄性小鼠可看到小鼠睾丸的轮廓, 雌性肛门与生殖器之间有一无毛
2 动物仰卧保定，观察乳头。雄性乳头不能明显，雌性乳头明显。小沟。○
发情鉴定（阴道分泌物检查）
材料：生理盐水，蒸馏水，显微镜，载玻片，细棉签，性成熟小鼠
原理：哺乳类雌性动物性成熟后出现情动周期，啮齿类动物在动情周期不同阶段，阴道
膜发生典型的变化。
操作: . 用左手拇指和食指固定小鼠的颈部，将小鼠倒放在手掌上，用左手小指固定小
鼠尾巴，然后用适宜大小的移液器吸取20至30ul生理盐水于小鼠阴道内反复抽吸5次。
2. 将抽吸得到的液体滴在用多聚赖氨酸预先处理过（防止脱片）的载玻片上，用移液
器吸头将其均匀涂抹开。 3. 涂片自然干燥后，用甲醇固定3分钟。 4. 待其干燥后，
先用瑞氏染液染色5至8分钟，冲洗后立即吉姆萨染液染色5至8分钟，用水漂洗后自然干
燥，待检。 5. 显微镜下观察阴道涂片的变化，见下图。附：小鼠发情周期阴道细胞的
变化小白鼠性周期4～5天，发情持续时间大约9～12小时或20小时，排卵是在发情开始后
2～3小时。
配种鉴定：○1 阴道栓法
○2 涂片检查法。
3 小鼠编号的标记方法：
用被毛染色法做小鼠编号。用苦味酸（黄色），一般左前肢为1，左侧腹部为2，左后肢
为3，头颈部为4，背部为5，尾根部为6，右前肢为7，右腹部为8，右后肢为9。用两种颜
色可以染到99。
4 小鼠被毛去除：
给药途径和方法：有剪毛法，拔毛法，剃毛法，用硫化钠脱毛法。 5 给药途径有经口灌胃法，经呼吸道吸入，经皮肤吸入和注射给药法。用一支特制的灌胃
针进行灌胃，小鼠一般给1.5ml以下。用注射器抽好液体，然后抓取小鼠，针头延侧角通过
食管进入胃内，然后将液体注入。
6 小鼠的麻醉：
麻药有挥发性的和非挥发性两种。给药途径有吸入性麻醉，注射给药。小鼠一般用腹部
麻醉的方法。用戊巴比妥钠40mg／kg，根据小鼠的体重给药。抓取小鼠后，使针头和腹部成
30度的角，刺入腹腔，回抽若无回血或者肠内容物可以注入。注入麻药5分钟后，小鼠失去
知觉。
7 小鼠的采血的方法：
有静脉采血法，尾部采血法，眼眶静脉采血法和心脏采血法。将小鼠装入固定盒中，露出尾部，用二甲苯图擦，使尾静脉充盈。用锋利的刀片切断一根尾静脉即可用毛细管采血，也可用细注射器从尾静脉采血。
8 小鼠的处死方法：用颈椎脱臼的方法或者注射过量的麻药使小鼠死亡。
9 雄性不育小鼠的制备结扎雄鼠的手术技术，包括麻醉、手术、缝合和术后观察等。
1、雄鼠的麻醉：戊巴比妥钠，以40ml/kg腹腔注射。
2、雄鼠输精管的结扎
1）适合的雄鼠应在6周以上。术前和术后都应注意保持温度，尤其是术后腹部道口散热严重。
2）称重麻醉
3）腹部消毒：用70％的酒精消毒腹部手术部位。
4）剪毛如果鼠毛多，可沿腹中线剪毛。
5）切开皮肤：用钝镊子夹起皮肤，使之离开腹壁。沿腹中线在适当位置开口。注意，要保持剪子向上抬起。
6）切开体壁：用小镊子夹住体壁，提起，使之离开肠管。再用眼科剪子在腹中线轻轻剪1厘米长的切口。注意不要触伤下面的肠管。
7）找到睾丸的的白色脂肪垫，把一侧睾丸从阴囊推入腹腔。用小镊子夹住腹壁切口一缘，找到附于睾丸的白色脂肪垫（体）。
8）取出睾丸，用钝镊子夹住脂肪体，将其轻轻拉出切口，继之睾丸、输精管等也被拉出。不能直接触及或操作睾丸，只能通过操作脂肪体使睾丸移动和定位。
9）结扎输精管：仔细辨认睾丸和附睾，将附睾尾下方的输精管用小镊子夹起，用缝合线在夹起的输精管段的两端结扎，然后在两个结扎部的中间区域剪断。（也可用灼热的小镊子烧断输精管，或者去掉一段输精管）。
10）复位：结扎完后，轻轻牵动脂肪体，使睾丸等复回腹腔。按上述方法结扎另一侧输精管。
11）缝合：外科手术缝合刀口，撒上适量抗生素。术后护理：手术后的雄鼠要认真护理，提高环境温度。
实验动物学实验报告
实验动物学实验报告 一、实验动物：小鼠 二、操作流程：抓取，固定，编号，给药，取血，麻醉，绝育，解剖。 三、具体操作 1、抓取：抓取小鼠时，右手抓住小鼠尾巴，不要过于用力，以免惊吓小鼠。左手从小鼠身体后部向前抓（以免小鼠向后缩咬伤自己），抓住小鼠颈部。固定住小鼠后，将小鼠皮肤往上抓，尽量将小鼠背部皮肤抓住。左手将小鼠腹部朝向自己，把小鼠尾巴用左手无名指和小指夹住，这时小鼠腹部皮肤紧绷，不能动弹。 2、固定：通常使用固定器进行固定。将固定器拧开后，抓住小鼠尾巴，使其钻入固定器中，再将拧下的固定器部分装好，使小鼠尾部露出，再将可旋转的铁片固定住即可进行后续实验。 3、编号：编号方式有两种：①剪脚趾编号：把小鼠腹面朝上，在下的脚趾从左至右依次编为1~10号，剪10号脚趾加1~9号脚趾依次编为11~19号，在上的脚趾依次编为20,30,40,50,60,70,80,90号，其余编号与11~19号类似。②打耳钉编号：耳钉上均有唯一编号，通过使用耳钉钳将耳钉打在小鼠耳朵上即可。实验时通常使用的是第一种方式进行编号，第二种编号通常用于需要长距离运输的动物。 4、给药：常用的给药方式有： ①口服给药：即灌胃。将注射器装入药物溶液，装上灌胃针（灌胃针有直头和弯头两种，区别不大）。如上所述，抓取小鼠后，使其头部朝上，尽量呈一直线，取灌胃针，从小鼠嘴角一侧缓缓插入（保持刻度在自己能看到的位置），顺着小鼠口腔食道的弧度让小鼠将针咽入，灌胃过程中如果遇到阻碍一定要及时拔出灌胃针，不可强行灌胃以免伤及小鼠食道以及肺部。灌胃针顺利进入后基本与小鼠身体呈一条直线，注入适量体积后再顺着食道缓缓取出灌胃针。 ②静脉注射：小鼠尾部有3条静脉和1条动脉，3条静脉非别位于背部，及两侧。静脉注射时一般选取两侧静脉，因为其相对于背部静脉更为清晰饱满。将小鼠固定后，用酒精擦拭其尾部静脉，使其充血，以便注射。之后使注射器针孔处朝上，针与尾部呈约30°扎入尾部后向上轻挑，再向内扎入部分，此过程应该比较顺畅，没有阻碍，若阻碍较大则有可能扎入到了皮肤中。扎入后将活塞向后回抽一点可见到有血回流，则说明成功扎入静脉当中，注射适当体积后迅速拔针，用酒精进行消毒。 5、取血：有断尾取血法和眼眶取血法两种。本次实验使用的是眼眶取血法。抓取小鼠，固定其头部用手指将其上下眼睑分开，露出其眼球并且不能闭上。用玻璃毛细管从其上眼角处扎入眼球后方毛细血管从，使血液顺着毛细管留下，取血完成后快速将毛细管取下。 6、麻醉：抓取老鼠，使其头部朝下，使其腹部脏器向胸腔靠拢，露出腹部空腔，以免刺伤脏器。将注射器竖直扎入靠近后腿部腹腔，刺入之后稍微向前倾斜但不要向前刺入，一般注入0.5mL麻醉剂即可。随后拔出针，方向小鼠，等待几分钟后即可麻醉。 7、绝育：绝育手术是通过剪除雌鼠卵巢或雄鼠输精管来实现的。将麻醉的雌鼠背面朝上，从其胸腔和尾部之间向下三分之一处剪开一个小口，用镊子将其卵巢取出，上面呈现红色斑点的部分即为卵巢，用剪刀将这一部分剪除，然后用缝合针线将其缝合，缝合方法为将针穿过后，将线缠绕镊子两圈再逆时针缠绕两
实验动物学重点题库
复习题 1、简述动物实验中3R原则内容及其意义。 Replacement 替代1.尽量使动物一体多用2、用低等动物代替高等动物3、尽量使用高质量动物4、使用恰当的试验设计和统计学方法 Reduction 减少1、用有生命的物体代替动物进行研究2、用数理化方法模拟动物进行研究Refinement 优化1、改善实验设施条件，提高动物实验质量2、改善控制技术，减少对机体的干扰 3R研究的意义 1、作为提升突破技术壁垒能力的载体和具体体现“标尺”，在经济发展和国际贸易中发挥不可替代的重要作用。 2、为科学发展提供了新思路和新方法。 3、体现时代发展、社会进步 2、简述免疫缺陷动物的概念以及生物学特性（主要是裸鼠和联合免疫缺陷鼠）。 指由于先天性遗传突变或用人工方法造成一种或多种免疫系统组成成分缺陷的动物。 一、T淋巴细胞功能缺陷动物：1、裸小鼠（nude mice）：1）被毛生长异常，呈裸体外表。2）无胸腺，仅有胸腺残迹或异常胸腺上皮，不能使T-cell正常分化，导致细胞免疫力低下。幼龄鼠有残存的未分化的上皮细胞。3）B细胞功能正常，NK细胞活力增强。4）繁育能力差，乳腺发育缺损，以雄性纯合子与雌性杂合子繁育。5）T细胞缺陷可通过移植成熟T细胞、胸腺细胞或正常胸腺上皮得到校正。2、裸大鼠(nude rat)：基因符号为rnu，一般特征似裸小鼠。1）发育迟缓，体重为正常大鼠的70%。2）裸大鼠较裸小鼠对多种传染病更敏感。3）比裸小鼠更强壮、寿命更长。4）体型较大，对大范围的外科手术方法较有利。二、联合免疫缺陷动物1、严重联合免疫缺陷小鼠(SCID mice)：突变基因scid位于16号染色体。1）该突变基因造成编码Ig重链和TCR的基因重排异常，抑制B-cell和T-cell前体的正常分化。2）C.B-17Icr为携带来自C57BL/ka小鼠的免疫球蛋白重链Igh-1b等位基因的 BALB/cAnIcr的同源近交系。3）纯合子血清中无免疫球蛋白，淋巴结、胸腺变小，缺乏体液、细胞免疫功能。饲养于SPF环境中。4）通过移植人免疫组织或免疫细胞，可使SCID 小鼠具有人类部分免疫系统，称为SCID-hu小鼠。
实验动物学实验论文
实验动物学实验论文 实验名称：切断大鼠迷走神经的肺水肿模型制备设计班级：2013级生物技术班 设计人员：陈建文罗晓明叶东芹卿晓玲 设计日期：2015年11月 切断大鼠迷走神经的肺水肿模型制备（陈建文罗晓明叶东芹卿晓玲）
【摘要】[目的]：肺水肿是一种常见的疾病，通过切断大鼠迷走神经，模拟人类肺水肿探究制备大鼠肺水肿模型的方法，提供一种较好符合临床肺水肿病理生理特征的实验性肺水肿动物模型。[方法]：将实验大鼠随机分为对照组（假手术），夹闭一侧迷走神经组和双侧夹闭组，夹闭迷走神经，观察动物的体征变化，确定大鼠肺水肿动物模型。[结论]：三组大鼠肺系数之间并无明显差异。 【Abstract】Objective]: pulmonary edema is a common disease, cut through the vagus nerve in rats, simulation human pulmonary edema inquiry system for preparation of the rat model of pulmonary edema, providing a consistent clinical pulmonary edema pathophysiological characteristics of experimental animal model of pulmonary edema. Methods: rats were randomly divided into control group (sham operation). The rats were divided into control group and bilateral occlusion group. [Conclusion] there is no significant difference between the three groups in the lung coefficient. 【关键词】肺水肿切断迷走神经术大鼠动物模型 肺水肿是指由于某种原因引起肺内组织液的生成和回流平衡失调，使大量组织液在很短时间内不能被肺淋巴和肺静脉系统吸收，从肺毛细血管内外渗，积聚在肺泡、肺间质和细小支气管内，从而造成肺通气与换气功能严重障碍。在临床上表现为极度的呼吸困难，端坐呼吸，发绀，大汗淋漓，阵发性咳嗽伴大量白色或粉红色泡沫痰，双肺布满对称性湿啰音。肺水肿为内科危急重症，临床症状凶险，病情发展急剧，易并发呼吸、循环衰竭，病死率极高，如果不及时诊治，会引发严重的后果。目前，国内外复制实验性肺水肿的模型很多，如油酸诱导，注射生理盐水，吸入光气等方法，都有很明显的现象。我们采用切断迷走神经的方法，对大鼠肺系数等指标进行观察，观察肺水肿模型是否建立。 1 材料与方法 1.1实验动物：SD大鼠24只，体重 200-290g，雌雄随意，由成都医学院实 验动物中心提供。 1.2实验药品与试剂：3.6%水合氯酸。 1.3实验仪器与器械：电子天平，注射器，烧杯，手术器械（解剖刀，解剖盘，解剖剪刀，手术线眼科镊等）、滤纸，计时器等。 2 方法 将实验动物随机分为3个组，A组B组C 组各8只大鼠。A组为假手术组，将大鼠称重，麻醉（用 3.6%水合氯酸麻醉，按100g/1mL的量）后，仅找出迷走神经，不做任何处理；B组为实验组，将大鼠称重麻醉（用3.6%水合氯酸麻醉，按100g/1mL的量）后，找出一侧迷走神经，用手术剪剪断；C组也为实验组，将大鼠称重麻醉（用3.6%水合氯酸麻醉，按100g/1mL的量）后，找出两侧的迷走神经剪断。手术处理后，观察大鼠有无呼吸频率改变、湿啰音、咳血、身体抽搐等体征变化，0.5小时后处死所有大鼠。在解剖时，先结扎气管以免液体外溢，然后将肺和心脏一同取出，剪去心脏和表面的脂肪组织，并用滤纸吸干表面的液体，最后分别将各组大鼠肺称重，计算肺系数（肺系数=肺重量（g）/大鼠体重（kg））。
实验动物的等级划分及实验动物房的设计规范
实验动物的等级划分及实验动物房的设计规范公司标准化编码 [QQX96QT-XQQB89Q8-NQQJ6Q8-MQM9N]
【特殊实验室】实验动物的等级划分及实验动物房的设计规范 一、实验动物的分类 实验室根据实验动物微生物控制标准，可将实验动物分为四级，分别是普通动物、清洁动物、无特殊病原体动物、无菌或栖生动物。 一级普通动物（CV），系指微生物不受特殊控制的一般动物。要求排除人兽共患病的病原体和极少数的实验动物烈性传染病的病原体。为防止传染病，在实验动物饲养和繁殖时，要采取一定的措施，应保证其用于测试的结果具有反应的重现性（即无论不同的操作人员，在不同的时间，用同一品系的动物按规定的实验规程所做的实验，都能获得几乎相同的结果）。 二级清洁动物（CL），要求排除人兽共患病及动物主要传染病的病原体。 三级无特殊病原体动物（SPF），要求到二级外，还要排除一些规定的病原体。其除菌与灭菌的方法，可使用高效空气过滤器除菌法、紫外线灭菌法、三甘醇蒸气喷雾法及氯化锂水溶液喷雾法。 四级无菌动物（GF）或栖生动物（GN），无菌动物要求不带有任何用现有方法可检出的微生物。栖生动物要求在无菌动物体上植入一种或数种已知的微生物。 二、四类实验动物的病理检查标准 在病理学检查上，四类实验动物也有不同的病理检查标准。 一级外观健康，主要器官不应有病灶。 二级除一级指标外，显微镜检查无二级微生物病原的病变。 三级无特殊病原体动物。无二、三级微生物病原的病变。 四级不含二、三级微生物病原的病变，脾、淋巴结是无菌动物组织学结构。三、动物房设计管理上的要求 对不同级别的实验动物在动物房设计上和管理上则有不同的要求。 无菌、已知菌以及无特殊病原体动物都需要在无菌或尽可能无菌的环境里饲养，这种环境，目前国际上通用称为屏障环境，即用一道屏障把动物与周围污染的环境隔开，就如胎鼠在母鼠子宫内一样。这种环境从控制微生物的角度分为隔离系统、屏障系统、半屏障系统、开放系统和层流架系统等五大类。 A隔离系统 是在带有操作手套的容器中饲养动物的系统，用于饲养无菌动物和栖生动物。内部保持按微生物要求的100级的洁净度，但其设置的房间及操作人员不必按无菌室考虑。 B屏障系统
动物实验报告
实验动物学实验报告 学院： 学号： 姓名 时间： 实验一：小鼠实验
一、实验目的 1、掌握小鼠抓取、固定的基本方法； 2、掌握小鼠的雌雄鉴别方法； 3、掌握小鼠的标记方法； 4、掌握小鼠的基本采血技术； 5、掌握小鼠的常用给药方法； 6、掌握小鼠的解剖方法，熟悉内部脏器的自然位置； 二、实验材料 1、实验动物：每组两只雌鼠，两只雄鼠； 2、实验器械及试剂：鼠笼；小鼠固定器和小鼠固定板；眼科剪；眼科镊；解剖刀；1ml注射器；毛细玻璃管；灌胃针；苦味酸染料；葡萄糖液；2%水合氯醛； 三、实验内容及方法 1、小鼠的抓取和固定 抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。 2、小鼠的雌雄鉴别 雄鼠的阴囊明显，雄鼠可见阴道开口和五对乳头。幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定，近者为雌，远者为雄。另外，雌鼠肛门和生殖器之间有一无毛小沟，而雄鼠则在肛门和生殖器之间长毛。 3、小鼠的标记方法 1）耳孔法 用耳号钳在耳上打洞或者用剪刀在耳边缘剪缺口，左耳为十位，右耳为个位。 2）剪趾法 适用于出生一周以内新生仔鼠； 3）染色法 用毛笔将苦味酸涂在动物的不同部位，注意逆着毛发生长方向刷。
4、小鼠的基本采血 1）剪尾采血 当所需血量很少时采用本法。固定动物并历出鼠尾，将鼠尾在45℃温水中浸泡数分钟，也可用酒精棉球涂擦，使局新血管扩张。将鼠尾擦干，再用刀片剪去1-2mm，让血液滴入盛器或直接用移液器吸取，同时自尾根部向尾尖按摩。取血后，先用棉球压迫止血并立即用6％液体火棉胶涂于尾巴伤口处，使伤口外结一层火棉胶薄膜，保护伤口。也可采用切割尾静脉的方法采血，三根尾势脉可交替切割，并自尾尖向尾根方向切割，每次可取0.2～0.3ml血，切割后用棉球压迫止血。这种采血方法在大鼠进行较好，可以较长的间隔时间连续取血，进行血常规检查。 2）眼眶后静脉丛取血 当需中等量的血液，而又需避免动物死亡时采用此法。用左手固定鼠，尽量捏紧头部皮肤，使头固定，并轻轻向下压迫颈部两侧，引起头部静脉血液回流困难，使眼球充分外突（示眼眶后静脉丛充血），右手持毛细玻璃管，沿内眦眼眶后壁向喉头方向旋转刺入。刺入深度小鼠2～3mm。当感到有阻力时再稍后退，保持水平位，稍加吸引，由于血压的关系，血液即流人玻璃管中。得到所需的血量后，拨出毛细管。若手法恰当，小鼠约可采血0.2～0.3ml。 3）心脏取血 动物仰卧固定在固定板上，剪去心前区部位的被毛，用碘酒酒精消毒皮肤。在左侧第3～4肋间，用左手食指摸到心搏处，右手取连有4～5号针头的注射器，
医学实验动物学考试重点总结
名词解释：实验动物（laboratory animal）：指经人工培育，对其携带的微生物、寄生虫进行严格控制，遗传背景明确，可用于科学实验、药品、生物制品的生产和检定及其它科学研究的动物。 实验用动物：是指一切用于实验的动物，除了符合严格要求的实验动物外，还包括家畜和野生动物等。 实验动物与实验用动物：遗传控制不同,微生物控制等级不同,培育的形质和目标不同。 人类疾病的动物模型：是指医学研究中建立的具有人类疾病模拟表现的动物实验对象和相关材料。 实验动物标准化：遗传质量标准化微生物质量标准化环境标准化营养标准化 按遗传控制标准，实验动物分为：近交系（CH3），突变系（裸鼠），杂交系（F1），封闭群（远交系）（KM小鼠，wister大鼠） 按基因型分：1、同基因型动物（如近交系、F1代） 2、不同基因型动物（如封闭群） 按微生物控制程度分级：普通级，清洁级，SPF级，无菌级（2001年版的国家标准中，大小鼠取消普通级动物，犬、猴只分普通级和SPF级，豚鼠、地鼠和兔仍然分4级） SPF动物定义：除清洁动物应排除的病原外，不携带主要潜在感染或条件致病和对科学实验干扰大的病原。（屏障环境中饲养，种子群来源于无菌动物或剖腹产动物。饲养管理同清洁动物） 无菌动物的特点：形态学及生理学特点： ①形态学：盲肠肥大（增大5～6倍），肠壁薄，易发肠扭转。心脏、肝脏、脾脏相对较小。 ②生理学: 血中无抗体，巨噬细胞吞噬能力弱。体不能合成维生素B和K。无菌鸡生长较快、无菌豚鼠和无菌兔生长较慢。无菌大小鼠与普通大小鼠生长速度相同。 （3)饲养要求：隔离环境中饲养，种子群来源于剖腹产动物或无菌卵的孵化。由于肠道无菌，饲养困难，应注意添加各种维生素。每2～4周检查一次动物的生活环境和粪便标本。 悉生动物：概念：悉生动物是指在无菌动物体植入已知微生物的动物。又称已知菌动物。植入一种细菌的动物叫单菌动物；植入两种细菌的动物叫双菌动物；植入三种细菌的动物叫三菌动物；植入多种细菌的动物叫多菌动物。（由于肠道接种有利于消化吸收的细菌，故饲养较无菌动物容易，形态学和生理学方面与普通动物无异。） 近交系：经至少连续20代的全同胞兄妹交配培育而成，品系所有个体都可追溯到起源于第20代或以后代数的一对共同祖先。 特点： 1、其基因纯合度达到98.6%，个体差异小，似同卵双生反应一致重复性好，用少量动物即可获得精确度很高的实验结果，个体相互之间可以接受皮肤、器官移植。 2、隐性基因纯合使许多病态性状得以暴露，可获得大量先天性畸形及先天性疾病的动物模型.如高血压、白障、糖尿病.动物模型。 缺点：出现近交衰退。近交衰退是近交过程中动物群体由于基因分离与纯合发生一系列不利于个体或群体发育的变化和现象。
实验动物论文
学校代码编号 上海农林职业技术学院 《实验动物》论文 题目：实验动物饲养管理 学院上海农林职业技术学院 专业（方向）环境监测与治理技术 班级 学号 姓名 指导教师 2012年12月26日
摘要 (1) 关键词 (1) 1 常用实验动物饲料 (2) 1.1啮齿类实验动物的营养需要 (2) 1.2饲料的种类 (2) 1.3饲料的质量要求 (2) 1.4饲料营养素对动物实验结果的影响 (3) 2 常用实验动物管理 (3) 2.1实验小鼠的饲养管理要点 (3) 2.2实验大鼠的饲养管理要点 (3) 2.3实验豚鼠的饲养管理要点 (4) 2.4实验兔的饲养管理要点 (4) 2.5实验犬的饲养管理要点 (4) 参考文献……………………………………………………………4、5
本文从常用实验动物饲料与管理两个方面讨论了实验动物的饲养与管理方法。饲料营养与动物生活环境因素影响着动物的健康与生活。本文说明了部分实验动物的饲养与管理办法，并结合学习实际,加深了对问题的理解。 关键词：饲料管理实验动物
实验动物饲养管理 1 常用实验动物饲料 1.1啮齿类实验动物的营养需要 大鼠、小鼠饲料蛋白质占18%-20%左右，粗纤维5%，粗脂肪4%。维生素A需求量为每公斤饲料含7000-14000IU，通常以加入1%的清鱼肝油来满足。应适当补充维生素E，每公斤饲料含60-120IU，以提高受孕率。 金黄地鼠饲料蛋白质占21%~24%，动物性蛋白尚应含相当比例，主要来源于鱼粉和鸡蛋。植物性蛋白主要来源于黄豆和豆粉。此外, 应喂饲一些白菜、萝卜、黄瓜等青饲料。 豚鼠饲料蛋白质占17%-20%左右，尤其对精氨酸的需要量较高。由于它的盲肠较发达，因而对纤维素亦有较高需要，应占饲料总量的10%-15%左右。豚鼠体内不能合成维生素C，因此要在饲料中添加。一般每公斤饲料含维生素C 1500mg，妊娠豚鼠每公斤饲料含维生素C 1800mg。实际喂养时，主要可喂饲苜蓿草粉、干草粉和(或)绿色蔬菜等。 兔,新生家兔一般要哺乳一个月左右才能开始吃饲料。家兔饲料中蛋白质应占14%-17%，粗脂肪占3%，粗纤维占10%-15%以上。饲料中应含大量干草,以补足其对粗纤维的基本需要量，从而可防止家兔因粗纤维摄入不足而导致腹泻。 犬，为肉食性动物，其饲料中应含20~24%蛋白质，4.5%-6.5%粗脂肪，3%
实验动物的等级划分及实验动物房的设计规范
——您身边的实验室工程专家【特殊实验室】实验动物的等级划分及实验动物房的设计规范 一、实验动物的分类 实验室根据实验动物微生物控制标准，可将实验动物分为四级，分别是普通动物、清洁动物、无特殊病原体动物、无菌或栖生动物。 一级普通动物（CV），系指微生物不受特殊控制的一般动物。要求排除人兽共患病的病原体和极少数的实验动物烈性传染病的病原体。为防止传染病，在实验动物饲养和繁殖时，要采取一定的措施，应保证其用于测试的结果具有反应的重现性（即无论不同的操作人员，在不同的时间，用同一品系的动物按规定的实验规程所做的实验，都能获得几乎相同的结果）。二级清洁动物（CL），要求排除人兽共患病及动物主要传染病的病原体。 三级无特殊病原体动物（SPF），要求到二级外，还要排除一些规定的病原体。其除菌与灭菌的方法，可使用高效空气过滤器除菌法、紫外线灭菌法、三甘醇蒸气喷雾法及氯化锂水溶液喷雾法。 四级无菌动物（GF）或栖生动物（GN），无菌动物要求不带有任何用现有方法可检出的微生物。栖生动物要求在无菌动物体上植入一种或数种已知的微生物。 二、四类实验动物的病理检查标准 在病理学检查上，四类实验动物也有不同的病理检查标准。 一级外观健康，主要器官不应有病灶。 二级除一级指标外，显微镜检查无二级微生物病原的病变。 三级无特殊病原体动物。无二、三级微生物病原的病变。 四级不含二、三级微生物病原的病变，脾、淋巴结是无菌动物组织学结构。 三、动物房设计管理上的要求 对不同级别的实验动物在动物房设计上和管理上则有不同的要求。 无菌、已知菌以及无特殊病原体动物都需要在无菌或尽可能无菌的环境里饲养，这种环境，目前国际上通用称为屏障环境，即用一道屏障把动物与周围污染的环境隔开，就如胎鼠在母鼠子宫内一样。这种环境从控制微生物的角度分为隔离系统、屏障系统、半屏障系统、开放系统和层流架系统等五大类。 A隔离系统 是在带有操作手套的容器中饲养动物的系统，用于饲养无菌动物和栖生动物。内部保持按微生物要求的100级的洁净度，但其设置的房间及操作人员不必按无菌室考虑。 B屏障系统 把10000～100000级左右的无菌洁净室作为饲养室，主要用于无特殊病原体动物的长期饲养和繁殖。入室施行严格管理，如淋浴、换贴身衣服等。
动物实验报告
动物实验（小鼠）的一般操作技术 实习日期：2007—11—13 一目的和要求： 通过实际操作，使学生掌握实验的一般操作方法，包括动物的抓去和固定、编号被毛的去除给药途径麻醉采血和处死等方法。 二实习内容： 1 实验动物的抓取 2 实验动物性别的鉴定 3 实验动物编号的标记方法 4实验动物被毛的去除 5 实验动物的给药途径和方法 6 实验动物的麻醉 7实验动物的采血 8 实验动物的处死方法 9 解剖 三实验的方法 1 小鼠的抓取：抓取时先用手将鼠尾提起，放在实验台上，轻轻拉尾，用左手拇指和食指抓住小鼠两耳和头颈部皮肤，将鼠置于左手中心，用左手无名指和小指按住尾巴和后肢，即可做其他实验操作作用。 2 小鼠性别的鉴定：抓取小鼠后，观察动物肛门与生殖器之间的距离。距离远的为雄性，距离近的为雌性。成熟的雄性小鼠可看到小鼠睾丸的轮廓。 3 小鼠编号的标记方法：用被毛染色法做小鼠编号。用苦味酸（黄色），一般左前肢为1，左侧腹部为2，左后肢为3，头颈部为4，背部为5，尾根部为6，右前肢为7，右腹部为8，右后肢为9。用两种颜色可以染到99。 4 小鼠被毛去除：有剪毛法，拔毛法，剃毛法，用硫化钠脱毛法。 5 给药途径和方法：给药途径有经口灌胃法，经呼吸道吸入，经皮肤吸入和注射给药法。用一支特制的灌胃针进行灌胃，小鼠一般给1.5ml以下。用注射器抽好液体，然后抓取小鼠，针头延侧角通过食管进入胃内，然后将液体注入。 6 小鼠的麻醉：麻药有挥发性的和非挥发性两种。给药途径有吸入性麻醉，注射给药。小鼠一般用腹部麻醉的方法。用水合氯醛300ml／kg，根据小鼠的体重给药0.25ml。抓取小鼠后，使针头和腹部成30度的角，刺入腹腔，回抽若无回血或者肠内容物可以注入。注入麻药5分钟后，小鼠失去知觉。 7 小鼠的采血的方法：有静脉采血法，尾部采血法，眼眶静脉采血法和心脏采血法。将小鼠装入固定盒中，露出尾部，用二甲苯图擦，使尾静脉充盈。用锋利的刀片切断一根尾静脉即可用毛细管采血，也可用细注射器从尾静脉采血。 8 小鼠的处死方法：用颈椎脱臼的方法或者注射过量的麻药使小鼠死亡。 9 解剖：从腹部开始，查看腹部脏器，以肝脏胃脾肾输尿管姨小肠大肠膀胱前列腺性腺顺序。然后再看胸部，看到肺脏心脏胸腺等器官，并在直视的情况下进行了心脏的采血。然后再看颈部的解剖。最后解剖头部。 四讨论和结论： 通过此次实验，我们学到了实验动物的一般操作技术，如抓取和固定、编号被毛的去除给药途径麻醉采血和处死等方法。为以后进入临床进行实验研究做好了初步的准备。
实验动物学论文
实验动物在生物医学等各领域的应用 摘要：实验动物是指用于科研、教学、生产、检测、鉴定及其他科学实验的动物，其人工饲育的遗传背景明确、来源清楚，并严格控制其所携带的微生物。实验动物是生命科学的基础和重要的条件，它的重要性在于一方面它是生物医学研究的重要手段，直接影响着许多领域研究课题成果的确立和水平的高低。另一方面，它的提高和发展又会把许多领域课题的研究引入新的境地，推动生物医学的发展。 关键词：实验动物重要应用地位前景 正文： 1.实验动物在生物医学发展中的重要作用 回顾生物医学发展的历史不难发现，许多具有里程碑式的划时代研究成果，往往与实验动物及动物实验密切相关。 1628 年，英国科学家哈维通过对蛙、狗、蛇、鱼、等动物的解剖与生理研究，发现了血液循环是一个闭锁的系统，阐明了心脏在动物体内血液循环中的作用。1878 年，德国科学家科赫通过对牛、羊疾病的研究，发现了结核杆菌，指出了细菌与疾病的关系等科学突破。生物医学家巴甫洛夫指出，“没有对活动物进行实验和观察，人们就无法认识有机世界的各种规律，这是无可争辩的”。[1] 2.简述实验动物种类及其在现代生物医学研究领域的重要性 实验动物按传统的动物学分类：即啮齿类动物、畜类哺乳动物、禽类、鱼类、非人灵长类。按微生物等级分类：即无菌动物(BM)、无抗原动物、已知菌动物、无特定病原体动物(SPF)、普通动物(K)。我国将实验动按微生物等级分四级，即普通动物、清洁动物、无特定病原体动物(SPF)、无菌动物(BM)。按遗传学特性分类：将实验动物分为近交系动物、突变系动物、远交系动物、系统杂交动物和普通杂种动物五种类别。在生物医学研究领域里，进行实验研究的条件可概括为A EIR 四个基本要素。所谓A是指Animal（动物），E 是指Equipment（设备），I 是指Information（信息），R 代表Reagent（试剂）。[2]实验动物是实验研究中不可缺少的条件，由此可以看出实验动物是现代生物医学研究的重要支撑条件。 3.实验动物在相关领域广泛应用 3.1制药工业方面 实验动物在制药工业方面的应用非常广泛，新药的研制，必须通过安全性试验，其中包括动物的急性、亚急性及慢性毒性试验，三致试验（致癌、致畸、致突变），有的还要利用实验动物模型进行效果试验，证明对机体无毒性或安全可靠、有效后方能申请报批，否则可能会给人类造成不可挽回的恶果。如1962年西德某药厂生产一种反应停药物给孕妇使用，结果造成畸胎儿发生率增高，给子孙后代带来灾难。药品出厂前，每批都要用实验动物进行检测，以确保绝对安全。化工产品的毒副作用对生命的影响，都是从动物实验中获得的结果。因此，实验动物在医药、化工领域里被称为“有生命的试剂”，是各种药理、毒理实验工作的重要条件，成为衡量医药、化工科学技术水平的重要标准。[3] 3.2畜牧科学方面 疫苗的制备和鉴定、生理试验、胚胎学研究、营养饮料的分析、保持健康群体以及淘汰污染动物等工作，都要使用实验动物。特别是在畜禽传染病的研究工作中，常急需要有合格的实验动物进行实验。目前在兽医科学研究上，由于所用试验动物或鸡卵不合乎标准，质量很差，严重影响科研效果，甚至在某些疫病
实验动物学实验报告大鼠,小鼠,小鼠的基本实验操作,大鼠的基本实验操作
实验一小鼠的基本实验操作 一、实验目的:通过实际操作,掌握小鼠的一般操作方法,包括小鼠的抓拿、标记、给药(灌 胃、腹腔注射、皮下、肌肉、尾静脉注射)、取血(眶后静脉丛,摘眼球)、脊椎脱臼法处死、大体解剖。 二、实验动物:昆明小鼠2只(1雌1雄) 三、实验步骤 1、抓取与固定,标记 2、去毛 3、给药:消化道、腹腔注射、尾静脉注射 4、取血:眼眶后静脉丛、尾静脉、眼球摘除法、断头法 5、麻醉:氯胺酮腹腔麻醉 6、处死:脊椎脱臼法 7、解剖: 雄性:睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺(在膀胱下方,胶质状,透明) 雌性:双角子宫、卵巢 肾上腺、胆囊、甲状腺、胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏、甲状腺 四、实验结果 1、抓取与固定标记: 抓取:抓小鼠的尾根部 固定:抓住小鼠的尾根部,让小鼠在粗糙平面上爬行,后拉尾跟部,右手的拇 指与食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤,小指与无名指将尾巴固定在手掌面。并标记: 2、灌胃法:左手抓取小鼠固定后,右手持特制灌胃针,沿一侧口角进针,紧贴咽后壁,头后仰以便伸直消化道,进针2/3后灌生理盐水0、5ml 3、注射给药: 腹腔注射: 从下腹部的两侧进针 ,进针时针与腹部成45°。进针后稍微晃动针,如无粘滞感则可注射药物 尾静脉注射:一人固定小鼠,另一人用左手中指与拇指将尾拉直,食指托住尾部,在尾动脉位置进针注射0、5ml生理盐水。注射完毕拔出针头,用无菌棉球压迫止血。 4、采血 从眼角内侧0、5cm处进针 眼球摘除法:左手抓取用固定小鼠,右手持弯头镊在眼球根部将眼球摘除,头朝下,眼眶内血迅速流出。 5、麻醉: 0、5%氯胺酮腹腔麻醉:本小鼠重22g,按100mg/kg的药量给药,2分钟麻醉成功 6、处死: 脊椎脱臼法:按住头部,将尾根部向后上方以短促的力量拉即可致死 7、解剖: 雄性:寻找到睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺 雌性:双角子宫、卵巢 3、7、2 肾上腺:米粒大小 胰腺:位于胃下方,类似于脂肪组织,浑浊状 3、7、4 ,胆囊:芝麻大小,浅绿色,半透明,
实验动物学重点整理
实验动物学重点整理 1大小鼠年龄、体重、寿命的比较数据？ 成年动物的年龄、体重和寿命比较 小鼠大鼠 成年日龄（天）65-90 85-110 成年体重（克）20-28 200-280 平均寿命（年）1-2 2-3 2动物实验的对照类型？ （一）空白对照： 不给任何措施的情况下观察动物自发变化的规律。家兔白细胞数每天上下午有周期性的生物钟变化。 （二）实验对照： 采用与实验组相同操作条件下对照，如给药实验中的溶媒（Nacl），手术，注射以及观察时的抚摩等都可以对动物发生影响。有人报告，针刺犬的人中穴对休克、心脏血液动力学有改变，但采用空白对照（不针刺）不够，应该设有针刺其它部位或穴部的实验对照。 （三）有效（标准）对照： 常用于药物研究。对一新药疗效可用一已知有效药或能引起标准反应药物做对照，可考核实验方法可靠性，又可通过比较，了解新药疗效和特点（普鲁卡因---对皮肤黏膜穿透力弱，用纳塞卡因---穿透力强，作用快、持久）。（四）配对对照： 同一个体不同眼睛比较对照期和实验期差异（左眼试验，右眼对照）；同一种动物后代分成左右两部分进行对照和实验以比较差异，此法可大大减少抽样误差。实验中可用同卵双胎或同窝动物。 （五）组间对照： 将实验对象分成两组或几组比较其差异。这种对照个体差异和抽样误差比较大，可用交叉对照方法以减少误差。观察某药物疗效可用两组犬先分别做一次实验和对照，再相互交换，以原实验组做对照组，原对照组做实验组重复第一次实验，观察疗效或影响，切记检查指标和条件要等同。 （六）历史对照与正常值对照： 此种对照要慎重，similar background ---条件、背景、指标和技术方法相同才进行对比，否则得出不恰当的甚至错误结论。 3转基因动物的概念、制备过程? 转基因动物： 用物理、化学、生物手段将确定外源基因通过生殖细胞或早期胚胎导入动物染色体，其基因组内稳定整合导入外源基因，能遗传给后代的一类动物,使其获得人类需要新功能。 技术程序：
动物实验论文
田螺的解剖 姓名陈旭 中北学院生物技术 摘要：田螺属于软体动物门腹足纲，为淡水习见螺类，生活于湖泊，河流，水库，池塘及稻田内，以宽大的肌肉质足在水底爬行，尤其喜栖息在水草茂盛的水域，在我国分布甚广，为世界性分布。 关键词：齿、心室、闭管式循环、神经索、脑神经节、组神经节、侧神经节、脾神经节 正文：该螺壳大，薄而坚，黄褐色到深褐色，表面较光滑，壳高40-60mm，宽25-40mm，螺层6-7层。最小的螺层位于顶部，最大的螺层位于底部，螺层与螺层之间的界限为缝合线。圆田螺缝合线较深，螺层明显。壳口近卵圆形，厣角质，薄片状，梨形，具有同心圆花纹。它的头，足，内脏团等均可藏于壳内，以厣封住壳口。活动时，仅头，足可自壳内伸出。 解剖时，取一活体圆田螺，可通过其生殖腺的颜色来辨别螺的性别。田螺的头部较发达，头前端有一突出的吻，吻腹侧中央为口。吻基部两侧就是一对较长的触角。雄性的右触角粗短，为交配器官，雄性生
殖孔位于顶端，据此可区分雌雄。用镊子自体螺层开始，依次轻轻敲破螺壳，用镊子将虽壳片移去，将软体部剥离并分离各器官。 将解剖剪沿出水管插入，沿膜下淡黄色的鳃和暗褐色的肠管剪开外套膜，进行观察。在外套腔的左侧紧贴着外套膜，可见一栉状鳃，由一排三角形的小片组成，表面具纤毛，内有血管。当水流经入水管进入外套腔，鳃从水中摄取氧，将二氧化碳排于水中，气体交换后，水从出水管排出。用镊子可大致推出出水管很长，这可以保证将带有排遗物和排泄物的水远离入水管的地方。 头部最前端有口，口后为膨大的咽，内有齿舌。齿舌为软体动物特有的器官，它是由许多角质齿有规则的排列而成，似锉刀，每一排角质齿有中央齿一个，侧齿一到数对，缘齿一对或多对，齿舌之下有支撑齿舌的软骨为齿担，田螺以水生植物和藻类为食，摄取食物即靠齿舌和齿担在多束肌肉的控制下，作前后伸缩运动，以刮取食物。其齿式为2.1.1.1.2。 咽后是细长的食道，食道后为膨大的胃，胃后为管状的肠和直肠，肠扭转180度，折向前行，最后以肛门开口于外套腔内，出水孔附近。唾液腺有一对，位于食道与胃之间，有管入咽。肝为褐色，位于胃的周围，扭曲盘旋于内脏团的顶端。肝很发达，由分支的管状腺组成，有肝管通入胃，能分泌糖酶和蛋白酶，是圆田螺的主要消化腺。 在鳃的末端，胃的前方有一薄膜状的围心腔，用剪刀小心地剪开，可以看到里面的肌肉质心室与一壁薄的心耳，心室向前端发出一主动脉，然后分为两支。一支为前大动脉，分支后分别通入头，足，外套
青蛙解剖实验报告
2012 级应心班《人体解剖生理学》实验内容 一、人体基本组织的观察 （一）实验目的观察并掌握人体四大基本组织的结构特点及功能。 （二）实验材料四大基本组织的永久装片；显微镜 （三）实验要求正确使用显微镜，观察各种组织的基本特征。注：实验前请复习四大基本组织的结构特点和功能。 二、人神经系统的形态观察 （一）实验目的 1. 观察脊髓的形态结，了解脊神经的组成。 2. 观察脑干的的形态结构和脑神经进出脑干的部位，了解脑干中的主要神经核团和纤维束的位置。 3. 观察间脑、小脑和大脑的形态结构，辨认大脑半球的主要沟、回和分叶。 （二）实验材料脊髓模型；脑干模型；人脑模型；脊髓横切片；显微镜 （三）实验要求观察各模型加深对神经系统的认识；正确使用显微镜，观察脊髓横切片。注：实验前请复习神经系统的结构组成和功能。 三、反射弧的分析和脊髓反射的观察 （一）实验目的 1. 通过用脊蛙（去除脑保留脊髓的蛙，成为脊蛙）分析屈肌反射的反射弧的组成部分，探讨反射弧的完整性与反射活动的关系。 2. 观察脊髓的反射活动并研究脊髓反射中枢活动的若干特征。 （二）实验原理 （三）材料与方法 1 材料 1.1 实验动物青蛙 1.2 器材蛙类手术器械 1 套，铁支架，电刺激器，刺激电极，秒表，棉球，纱布，培 养皿 2 个，烧杯 1.3 药品 0.5% 硫酸， 1%硫酸 2 试验方法与步骤 2.1 制备脊髓动物：取青蛙一只，用剪刀横向插入口腔，从鼓膜后缘处剪去颅脑部，保留下颌部分。以棉球压迫创口止血，然后用止血钳夹住下颌，悬挂在铁支架上。 2.2 正常脊髓反射的观察 2.3 搔扒反射：将浸以 0.5%硫酸的小滤纸片一块，贴在青蛙腹部下段的皮肤上，可见四肢向此处搔扒，直到去掉滤纸片为止，之后用清水冲洗皮肤。 2.4 反射时的测定：用培养皿分别盛 0.5%和 1%硫酸溶液，将青蛙左后肢的脚趾尖浸于硫酸溶液中，同时用秒表记录从浸入时起到发生屈腿发射所需的时间，即反射时。观察后立即将该足趾浸入清水中浸洗几次，然后用纱布拭干。按上法重复三次，求其平均值，此值即为反射时。 2.5 将两对电极连接到刺激器 2.6 反射弧的分析 2.6.1 剥去左肢皮肤：在左侧后肢趾关节上方，将皮肤作一环状切口，将足部皮肤剥掉。 2.6.2 1% 硫酸刺激左趾尖，观察腿部活动情况。 2.6.3 1% 硫酸刺激右趾尖，观察腿部活动情况。 2.6.4 1% 硫酸滤纸片贴在左小腿切口上面的皮肤上，观察活动情况。 2.6.5 分离右侧大腿背侧坐骨神经干，两侧结扎，中间剪断，1%硫酸刺激右趾尖，观察腿部活动。 2.6.6 刺激神经两端：以连续方式分别刺激右侧坐骨神经中枢端和外周端，观察腿部反应。 2.6.7 破坏脊髓：以探针捣毁青蛙脊髓后，以连续方式分别刺激右侧坐骨神经中枢端和 外周端，观察腿部反应。 2.6.8 刺激腓肠肌：直接刺激右侧腓肠肌，观察有何反应。
实验动物学重点
实验动物学重点
1.实验动物学绪论 2.实验动物质量控制 3.常用实验动物 4.实验动物营养与饲料 5.实验动物环境和设施 6.基因工程动物 7.“3Rs”理论及其研究进展 8.怎样才能作好动物实验 实验动物学绪论 实验动物学：以生物学、动物科学、动物医学、医学,药理学、毒理学等学科为基础，综合发展而形成的一门覆盖 面极广的边缘学科。 实验动物学包括：实验动物，实验动物医学，比较医学，动物实验 实验动物：是指经人工培育的、遗传背景清楚、对其携带微生物和寄生虫实行控制、用于科学实验、教学、检定及 药品、生物制品生产的动物。 实验用动物：实验动物、家畜、野生动物、伴侣动物 概况：实验动物科学内容：实验动物、实验动物医学、比较医学、动物实验 1988年，国家科委发布《实验动物管理条例》 1996年10月，《北京市实验动物管理条例》出台，于2005年1月1日实施 实验动物伦理：是人与实验动物关系的伦理信念、道德态度和行为规范。主要体现在尊重实验动物的价值和权利。 实验动物福利：实验动物的一种康乐状态。在此状态下，其基本需求得到满足，而痛苦被减至最小。 五项基本福利：一，提供适当的清洁饮水和保持健康和精力所需要的食物，使动物不受饥渴之苦 二，提供适当的栖息场所，能够舒适地休息
和睡眠，使动物不受困顿不适之苦 三，做好防疫，预防疾病和给患病动物及时诊治，使动物不受疼痛、伤病之苦 四，保证拥有良好的条件和处置（包括安乐死），使动物不受恐惧和精神上的痛苦 五，提供足够的空间、适当的设施以及与同类动物伙伴在一起，使动物能够自由表达正常的习性 动物实验需要考虑实验动物伦理的几个环节：实验目的确定和必要性评估、实验设计遵循3Rs原则、实验操作过程避免或减轻动物疼痛及恐惧、日常饲养及护理、安乐死 CRO：Contract Research Organization Include: Clinical trial、Preclinical research AAALAC认证（国际实验动物管理评估和认证协会）实验动物学发展趋势：基因修饰技术运用； 实验动物福利与“3Rs”原则； 实验动物商品化及SPF动物广泛应用； 人源化小鼠模型的建立。 实验动物科学发展简史：1909年，Prof. Little 采用近交方法 培育出首个近交系小鼠DBA 1943年，美国Dr. Reynier研制出第一台金属隔离器，饲养无菌 大鼠 1948年，美国成立实验动物管理小组，后又成立实验动物科 学学会（AALAS） 1966年，美国国会批准《实验动物福利法案》 1982年，第一例转基因小鼠问世 实验动物学、比较医学等专业的设立及建立相应培训制度 我国实验动物科学发展概况：1918年，原北平中央防疫处开 3
实验动物学论文
关于实验动物学生物医学等领域的应用的研究 摘要：在医学生物学的发展过程中，实验动物的重要性已愈来愈被人们所认识。合理地应实验动物对达到预定的实验目的起着至关重要的作用。人类各种疾病的发展过程十分复杂,要深入探讨其疾病的发病及防治机制是不可能也不应该在病人身上进行的,但可以对动物各种疾病和生命现象的研究进而类推到人类,而实验动物又容易感染类似人类的一些疾病,对动物这些疾病的研究结果,可以应用于人类的类似疾病,也有利于其他动物类似疾病的预防和治疗。但另一方面，动物权利论—生态伦理学的一个流派,主张动物和人类一样,也拥有天赋的生存权和自由权。因此，医学工作者应以科学、认真、人道的态度来进行动物实验。 关键词：实验动物学；应用； 生命科学是21世纪的领衔学科群，目前从事这一行业的人是一群名副其实的21世纪追梦人，这群追梦人明天可能取得的成就无疑会造福于人类1中国科学院生物学部生命科学发展战略调研小组．迎接生命科学世纪的挑战口[J]、世界科技研究与发展．2001：23（I）：I-6。但生命的许多研究领域都依赖于实验动物借助于实验动物，可以开展有关生命现象及其本质的许多研究。通过动物实验，可以对化学药物和生物制品进行安全和效果评价，实验动物可以用作人类和动物疾病的模型．研究许多疾病的发生发展及其结构和机能上的变化，探索和评估诊疗方法。以实验动物为材料,开展医学实验研究,进行生命基本规律和病理发生机制的研究并通过推演、类比解决生命科学和医学中的重大问题[2[2施新猷,王四旺,顾为望,等·比较医学[M]·西安:陕西科学技术出版社, 2003·15-25· 因此，若没有优质的实验动物，虽有优秀的科研人员精密的仪器，也根本无法准确、全面、多方位、多层次地了解和回答生命科学．实验动物学是现代科学技术的重要组成部分,是生命科学的基础和重要支撑条件,是衡量现代生命科学研究水平的重要标志[3白晶.动物实验“3R”原则的伦理论证[J].中国医学伦理学,2007,20(5):48~50. 但是，近年来由于动物保护运动的兴起,保护动物权利的呼声愈来愈高涨,动物实验面临动物权利论的伦理挑战。鉴于以上本文对实验动物在生物医学上的应
动物实验报告修订稿
动物实验报告 集团文件发布号：（9816-UATWW-MWUB-WUNN-INNUL-DQQTY-
实验动物学实验报告学院： 学号： 姓名 时间： 实验一：小鼠实验 一、实验目的 1、掌握小鼠抓取、固定的基本方法； 2、掌握小鼠的雌雄鉴别方法； 3、掌握小鼠的标记方法； 4、掌握小鼠的基本采血技术； 5、掌握小鼠的常用给药方法； 6、掌握小鼠的解剖方法，熟悉内部脏器的自然位置； 二、实验材料 1、实验动物：每组两只雌鼠，两只雄鼠； 2、实验器械及试剂：鼠笼；小鼠固定器和小鼠固定板；眼科剪；眼科镊；解剖刀；1ml注射器；毛细玻璃管；灌胃针；苦味酸染料；葡萄糖液；2%水合氯醛； 三、实验内容及方法 1、小鼠的抓取和固定 抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠
尾，小指按住后腿即可。这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。 2、小鼠的雌雄鉴别 雄鼠的阴囊明显，雄鼠可见阴道开口和五对乳头。幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定，近者为雌，远者为雄。另外，雌鼠肛门和生殖器之间有一无毛小沟，而雄鼠则在肛门和生殖器之间长毛。 3、小鼠的标记方法 1）耳孔法 用耳号钳在耳上打洞或者用剪刀在耳边缘剪缺口，左耳为十位，右耳为个位。 2）剪趾法 适用于出生一周以内新生仔鼠； 3）染色法 用毛笔将苦味酸涂在动物的不同部位，注意逆着毛发生长方向刷。 4、小鼠的基本采血 1）剪尾采血 当所需血量很少时采用本法。固定动物并历出鼠尾，将鼠尾在45℃温水中浸泡数分钟，也可用酒精棉球涂擦，使局新血管扩张。将鼠尾擦干，再用刀片剪去1-2mm，让血液滴入盛器或直接用吸取，同时自尾根部向尾尖按摩。取血后，先用棉球压迫止血并立即用6％液体火棉胶涂于尾巴伤口处，使伤口外结一层火棉胶薄膜，保护伤口。也可采用切割尾静脉的方法采血，三根尾势脉可交替切割，并自尾尖向尾根方向切割，每次可取0.2～0.3ml 血，切割后用棉球压迫止血。这种采血方法在大鼠进行较好，可以较长的间隔时间连续取血，进行血常规检查。 2）眼眶后静脉丛取血