动物实验报告

实验动物学实验报告

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实验一：小鼠实验

一、实验目的

1、掌握小鼠抓取、固定的基本方法；

2、掌握小鼠的雌雄鉴别方法；

3、掌握小鼠的标记方法；

4、掌握小鼠的基本采血技术；

5、掌握小鼠的常用给药方法；

6、掌握小鼠的解剖方法，熟悉内部脏器的自然位置；

二、实验材料

1、实验动物：每组两只雌鼠，两只雄鼠；

2、实验器械及试剂：鼠笼；小鼠固定器和小鼠固定板；眼科剪；眼科镊；解剖刀；1ml注射器；毛细玻璃管；灌胃针；苦味酸染料；葡萄糖液；2%水合氯醛；

三、实验内容及方法

1、小鼠的抓取和固定

抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。

2、小鼠的雌雄鉴别

雄鼠的阴囊明显，雄鼠可见阴道开口和五对乳头。幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定，近者为雌，远者为雄。另外，雌鼠肛门和生殖器之间有一无毛小沟，而雄鼠则在肛门和生殖器之间长毛。

3、小鼠的标记方法

1）耳孔法

用耳号钳在耳上打洞或者用剪刀在耳边缘剪缺口，左耳为十位，右耳为个位。

2）剪趾法

适用于出生一周以内新生仔鼠；

3）染色法

用毛笔将苦味酸涂在动物的不同部位，注意逆着毛发生长方向刷。

4、小鼠的基本采血

1）剪尾采血

当所需血量很少时采用本法。固定动物并历出鼠尾，将鼠尾在45℃温水中浸泡数分钟，也可用酒精棉球涂擦，使局新血管扩张。将鼠尾擦干，再用刀片剪去1-2mm，让血液滴入盛器或直接用移液器吸取，同时自尾根部向尾尖按摩。取血后，先用棉球压迫止血并立即用6％液体火棉胶涂于尾巴伤口处，使伤口外结一层火棉胶薄膜，保护伤口。也可采用切割尾静脉的方法采血，三根尾势脉可交替切割，并自尾尖向尾根方向切割，每次可取0.2～0.3ml血，切割后用棉球压迫止血。这种采血方法在大鼠进行较好，可以较长的间隔时间连续取血，进行血常规检查。

2）眼眶后静脉丛取血

当需中等量的血液，而又需避免动物死亡时采用此法。用左手固定鼠，尽量捏紧头部皮肤，使头固定，并轻轻向下压迫颈部两侧，引起头部静脉血液回流困难，使眼球充分外突（示眼眶后静脉丛充血），右手持毛细玻璃管，沿内眦眼眶后壁向喉头方向旋转刺入。刺入深度小鼠2～3mm。当感到有阻力时再稍后退，保持水平位，稍加吸引，由于血压的关系，血液即流人玻璃管中。得到所需的血量后，拨出毛细管。若手法恰当，小鼠约可采血0.2～0.3ml。

3）心脏取血

动物仰卧固定在固定板上，剪去心前区部位的被毛，用碘酒酒精消毒皮肤。在

左侧第3～4肋间，用左手食指摸到心搏处，右手取连有4～5号针头的注射器，选择心搏最强处穿刺，当针刺入心脏时，血液由于心脏跳动的力量自动进人注射器。此法要求实验者掌握以下要点：要迅速而直接插入心脏，否则，心脏将从针尖处滑脱；如第一次没刺准，将针头抽出重刺，不要在心脏周围乱探，以免损伤心、肺；要缓慢而稳定的抽吸，否则，太多的真空反而使心脏塌陷。若不需保留动物生命时，也可麻醉后切开动物胸部，将注射器直接刺人心脏抽吸血液。

5、小鼠的常用给药方法

1）经口给药：小鼠灌胃

左手抓住鼠背部及颈部皮肤将动物固定，右手持灌胃针，将灌胃针插入动物口中，沿咽后壁徐徐插入食道。动物应固定成垂直体位，针插入时应无阻力。若感到阻力或动物挣扎时，应立即停止进针或将针拔出，以兔损伤或穿破食道以及误入气管。一般当灌胃针插入小鼠3~4cm，常用的灌胃量小鼠为0.2~1ml；2）皮下注射给药

皮下注射给药部位以颈部三角区最佳。操作时，常规消毒注射部位皮肤，然后将皮肤提起，注射针头取一钝角角度刺入皮下，把针头轻轻向左右摆动，易摆动则表示已刺入皮下，再轻轻抽吸，如无回血，可缓慢地将药物注入皮下。拔针时左手拇、食指捏住进针部位片刻，以防止药物外漏。

3）肌肉注射给药

小鼠体积小，肌肉少，很少采用肌肉注射。当给小鼠注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，采用肌肉注射。操作时1人保定小鼠，另一人用左手抓住小鼠的1条后肢，右手拿注射器。将注射器与半腱肌呈90°角迅速插入1/4,注入药液.用药量不超过0.1ml/10g体重。

4）腹腔注射给药

左左手提起并固定小鼠，使鼠腹部朝上，鼠头略低于尾部，右手持注射器将针头在下腹部靠近腹白线的两恻进行穿刺，针头刺入皮肤后进针3nm左右，接着使注射针头与皮肤呈45°角刺入腹肌，穿过腹肌进入腹膜腔，当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后抵抗感消失。固定针头，保持针尖不动，回抽针栓，如无回血、肠液和尿液后即可注射药液。

5）尾静脉注射给药

鼠尾静脉有两根，左右两侧各一根。操作时先将动物固定在鼠筒内或扣在烧杯中，使尾巴露出，尾部用45～50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，用中指从下面托起尾巴，以无名指和小指夹住尾巴的末梢，右手持注射器，使针头与静脉平行（小于30℃），从尾下四分之一处（约距尾尖2-3厘米）处进针，此处皮薄易于刺入，先缓注少量药液，如无阻力，表示针头已进入静脉，可继续注入。注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血。如需反复注射，应尽可能从末端开始，以后向尾根部方向移动注射。动进入注射器。

6、小鼠的解剖

将小鼠放在解剖盘上，用大头针将四肢固定在解剖盘上。用酒精棉球将小鼠腹部的皮肤消毒。用手术剪沿腹中线将小鼠的腹部和胸部的皮肤剪开，然后用手术剪将腹腔和胸腔剪开，仔细观察小鼠腹腔和胸腔的各内脏器官。

内部脏器观察

1）肺：分左右两叶，右肺分为四叶，左肺为一整叶。

2）心脏：呈圆锥状，位于近胸骨端，心尖位于第四肋间。

3）肝：附于隔上，呈暗褐色，分5叶。

4）胃：分贲门、幽门、胃底及胃体。

5）肠：分小肠和大肠。小肠包括回肠、空肠和十二指肠。

6）脾：脾斜卧在胃的左侧，呈暗红色，长条扁平状。

7）胰：在十二指肠附近，呈粉红色。

8）肾：右肾比左肾位置稍高，肾脏前方有肾上腺，每肾内侧各有一根输尿管，开口于膀胱背侧。

9）卵巢和子宫：卵巢形似绿豆状，粉红色，左右各一，位于肾脏下方。小鼠为双角子宫，为Y字形。

10）睾丸：小鼠睾丸有一对，幼年时睾丸位于腹腔内，性成熟后则下降至阴囊内。

实验二：大鼠实验

一、实验目的

1、掌握大鼠抓取、固定的基本方法；

2、掌握大鼠的雌雄鉴别方法；

3、掌握大鼠的标记方法；

4、掌握大鼠的基本采血技术（尾静脉采血、心脏釆血、腹主动脉采血）；

5、掌握大鼠的常用给药方法（灌胃、腹腔注射、尾静脉注射、皮下注射、皮内注射、麻醉）；

6、掌握大鼠的解剖方法，熟悉内部脏器的自然位置；

二、实验材料

1、实验动物：每组SD大鼠2只（1雌1雄）；

2、实验器械及试剂：鼠笼、大鼠固定器、大鼠固定板、1ml注射器、5ml注射器、眼科剪、弯头镊、灌胃针、10%水合氯醛、生理盐水；

三、实验内容及步骤

1.抓取和固定

右手从鼠笼将大鼠尾巴上段抓住并提起，放在鼠笼上部。轻轻向后拉鼠尾，大鼠向前挣脱时，用左手拇指和食指抓住两耳后和劲部大部分皮肤。其余手指及掌心夹住背部和尾部，将大鼠尾巴钩绕于小指上，将尾巴固定。注意不要用力过大使大鼠窒息死亡。

2.性别鉴定

成年雄鼠的睾丸沉降至阴囊中，故其阴囊明显，成年雌鼠可见阴道开口和乳头，幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定，雄性：距离长，毛发密（和其他部位一样），雌性：距离短，毛发稀疏。

3.给药

1）灌胃: 将注射器装入药物溶液，装上灌胃针。抓取固定大鼠后，使大鼠

头部朝上，从大鼠口角一侧进针，沿咽后壁缓缓插入食道。若感到巨大阻力或动物挣扎时，应立即停止进针或将针拔出，以免损伤或穿破食道以及误入气管。一般当灌胃针插入大鼠4~5cm，常用的灌胃量大鼠为0.5~1ml；（若药物灌入肺中，大鼠死亡）。

2）腹腔注射：左手固定大鼠后，右手持针，45度沿腹白线两侧进针，刺入腹肌，穿过腹肌进入腹膜腔，当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后有落空感。针头刺入皮肤后进针3nm左右，将注射针头朝上，减少与皮肤间的倾斜角度，继续进针。固定针头，保持针尖不动，回抽针栓，如无回血、肠液和尿液后即可注射药液。

3）尾静脉注射：鼠尾静脉有两根，左右两侧各一根。操作时先将动物固定在鼠筒内，使其尾巴露出，尾部用45～50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，用中指从下面托起尾巴，以无名指和小指夹住尾巴的末梢，右手持注射器，使针头与静脉平行（小于30℃），从尾上三分之一处进针，此处皮薄易于刺入，回抽出血液后，表示针头已进入静脉，可缓慢将药物注入小鼠尾静脉中。注射完毕后用干棉球压迫尾部向注射以止血。如需反复注射，应尽可能从末端开始，以后向尾根部方向移动注射。（切勿从后3/1处注射，此处大鼠易发生断尾现象）。

4）皮下注射：将大鼠以俯卧位固定，将腹部皮肤去毛后，左手拇指和食指捏住腹部皮肤，右手持针沿纵轴方向刺入皮下，进针时感觉有阻力，继续刺入后突然阻力消失，判断针头可活动后注射入药液。注射成功后可见一个小丘状隆起，经过段时间后注射入的药物可被吸收。

5）皮内注射：小鼠以俯卧位固定，将腹部皮肤去毛后，左手拇指和食指捏住腹部皮肤，右手持针沿皮肤平行方向刺入捏住的皮肤，注射药液。若感觉注射时有阻力，注射部位局部形成光亮泛白的皮丘即为注射成功。为避免药液流出，停留片刻后将针头拔出，用干棉球按压针孔。

4.麻醉：

抓取固定大鼠后，通过腹腔注射的方式（按10%水合氯醛2ml/kg的用量）将适量的麻醉剂注射如大鼠体内，等待几分钟后观察大鼠反应。若大鼠行动迟缓或几乎不动为麻醉成功。若注射过量麻醉剂会造成大鼠死亡。

5.釆血

1）尾静脉采血

先将大鼠固定在鼠筒内，使其尾巴露出，尾部用45～50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，用中指从下面托起尾巴，以无名指和小指夹住尾巴的末梢，右手持注射器，使针头与静脉平行（小于30℃），从尾上三分之一处进针，此处皮薄易于刺入，回抽出血液后继续采集血液，每次0.1ml。

2）心脏釆血：将麻醉后的小鼠以仰卧位放置，用指腹触摸观察确定小鼠心脏的位置（为搏动为剧烈处）。右手持注射器，左手在左侧固定心脏，针头紧贴剑突下以30度角向前刺入2.5cm左右，边进针边回抽针管，可见血液借心脏搏动的力量进入注射器内。此时固定针管及心脏的位置，继续采血。采血完成后拔出针头，用干棉球按压住针头的位置。（每次采血量可达2~3ml）。

3）腹主动脉采血：将大鼠麻醉固定后，用手术剪沿腹正中线剪开腹腔，将腹主动脉充分暴露后（腹主动脉与腹主静脉伴行，紧贴脊柱），右手持注射器，针尖斜面朝下，入针角度约25~30度，朝向心端方向刺入，深度以5mm左右为宜，抽吸血液，若观察到针管中血液为鲜红色即为进针成功，继续采血。一般体重200~300g大鼠可采集血液8~10ml，采样过程迅速。

6.大鼠解剖；

将大鼠麻醉后放至在解大鼠固定板上，仰位放置，充分暴露颈部、胸部和腹部。用酒精棉球将小鼠腹部的皮肤消毒。用手术剪沿腹中线将小鼠的腹部和胸部的皮肤剪开，然后用手术剪将腹腔和胸腔剪开，仔细观察小鼠腹腔和胸腔的各内脏器官。

内部脏器观察：

1）肺：分左右两叶，右肺分为四叶，左肺为一整叶。

2）心脏：呈圆锥状，位于近胸骨端，心尖位于第六肋间。（乳白色胸腺附于主动脉弓前部）。

3）肝：紧邻隔下，呈暗褐色，分7叶，无胆囊。

4）胃：分贲门、幽门、胃底及胃体。

5）肠：分小肠和大肠。小肠包括回肠、空肠和十二指肠。

6）脾：脾斜卧在胃的左侧，呈深红色，长条扁平状。

7）胰：在十二指肠附近，不规则状且呈粉红色，与脂肪相似但颜色不同。

8）肾：为黄豆大小，右肾比左肾位置稍高，肾脏前方有肾上腺（米粒大小），每肾内侧各有一根输尿管，开口于膀胱背侧。

9）卵巢和子宫：在肾脏前方见肉色带有颗粒样突起的腺体为卵巢，两侧卵巢下方各连有一条输卵管，输卵管连接于下方子宫，两侧子宫结合形成“V”字形，经阴道开口于体外。

10）睾丸：小鼠睾丸有一对，幼年时睾丸位于腹腔内，性成熟后则下降至阴囊内。

11）颌下腺：打开颈部皮肤后在口腔底部可见两对椭圆形暗红色腺体为颌下腺。

实验三：豚鼠、家兔的基本实验操作

一、实验目的

通过实际操作，掌握豚鼠和家兔的一般操作方法，包括豚鼠的抓取和固定、性别鉴定、灌胃、腹腔注射、心脏釆血、豚鼠解剖；家兔的抓取和固定、性别鉴定、耳缘静脉采血、耳缘静脉注射、耳缘静脉空气栓塞法注射、家兔解剖，了解豚鼠和家兔的各脏器解剖学位置。

二、实验材料

1、实验动物：豚鼠1只（雌性）、家兔1只（雄性）

2、实验器械及试剂：鼠笼、鼠板、家兔固定器、兔板、头皮针、5ml注射器、眼科剪、弯头镊、导尿管、10%水合氯醛、生理盐水、手术剪、

三、实验步骤

1、豚鼠的抓取和固定

豚鼠的抓取和固定：左手拇指和食指抓住豚鼠两耳后和颈部大部分皮肤。其余手指及掌心夹住背部和尾部，豚鼠四肢不会阻碍实验操作即为抓取固定成功，注意不要用力过大使豚鼠窒息死亡。

2、豚鼠性别鉴定

将豚鼠抓取固定后使其腹面朝上，用手按压豚鼠的会阴部，观察是否有阴茎出现即可判断雌雄。雄性豚鼠可观察到阴茎，雌性豚鼠可观察到会阴部。

3、豚鼠麻醉

左手抓取固定豚鼠后使其腹面朝上，右手持针，于豚鼠腹部呈30度沿腹白线两侧进针，刺入腹肌，穿过腹肌进入腹膜腔，当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后有落空感。针头刺入皮肤后进针3nm左右，将注射针头朝上，减少与皮肤间的倾斜角度，继续进针。固定针头，保持针尖不动，回抽针栓，如无回血、肠液和尿液后即可注射麻醉剂（按10%水合氯醛4ml/kg的用量，豚鼠体重260g，故需注射1.1ml10%水合氯醛）。将适量的麻醉剂注射入豚鼠体内，等待几分钟后观

察豚鼠反应。若豚鼠全身瘫软几乎不动为麻醉成功。若注射过量麻醉剂易造成豚鼠死亡。

4、豚鼠心脏釆血

将麻醉后的豚鼠以仰卧位放置，用指腹触摸观察确定豚鼠心脏的位置（为搏动为剧烈处，通常在胸骨左缘）。右手持注射器，左手在左侧固定心脏，在三四肋间进针以30度角向左上刺入2.5cm左右，边进针边回抽针管，可见血液借心脏搏动的力量进入注射器内。此时固定针管及心脏的位置，继续采血。采血完成后拔出针头，用干棉球按压住针头的位置。（每次采血量可达4~5ml）。

5、豚鼠解剖

将通过心脏采血处死后的豚鼠放至在鼠板上，仰卧位放置，充分暴露颈部、胸部和腹部。用酒精棉球将豚鼠腹部的皮肤消毒。用手术剪沿腹中线将豚鼠腹部和胸部的皮肤剪开，然后用手术剪将腹腔和胸腔剪开，仔细观察豚鼠腹腔和胸腔的各内脏器官。

内部脏器观察：1）肺：共七叶，右肺四叶，左肺三叶；

2）心脏：呈圆锥状，位于近胸骨端，心尖位于第六肋间。（乳白色胸腺附于主动脉弓前部）；

3）肝：紧邻隔下，呈暗红色，分四个主叶和四个小叶，可见一光亮的胆囊附着于肝下；

4）胃：分两部，贲门部和幽门部，胃容量约20-30g；

5）肠：分小肠和大肠。小肠包括回肠、空肠和十二指肠，大肠包括结肠、盲肠和直肠。盲肠特别发达，占腹腔容积的1/3，占体重的15%；

6）脾：脾斜卧在胃的左侧，呈深红色，长条扁平状；

7）胰：一端紧贴脾脏，一端邻近十二指肠，不规则状且呈粉红色；

8）肾：为黄豆大小，右肾比左肾位置稍高，肾脏前方有肾上腺（米粒大小），每肾内侧各有一根输尿管，开口于膀胱背侧；

9）卵巢和子宫：在肾脏前方见肉色带有颗粒样突起的腺体为卵巢，两侧卵巢下方各连有一条输卵管，输卵管连接于下方子宫，两侧子宫结合形

成“V”字形，经阴道开口于体外。

6、家兔的抓取和固定

自笼内取出时，用手抓住家兔颈部被毛与皮肤，另一手托住其臀部，将其中心承托在掌上。切忌强提兔耳或某一肢体。用兔盒将家兔的头部及四肢固定，使其头部无法向后缩即为固定成功。

7、家兔的性别鉴定

家兔的性别鉴定类似于豚鼠的性别鉴定。将家兔抓取后使其腹面朝上，用手按压家兔的会阴部，观察是否有阴茎出现即可判断雌雄。雄性家兔可观察到阴茎，雌性家兔可观察到会阴部。

8、家兔耳缘静脉采血

用兔盒固定家兔后，先拔去耳缘静脉注射部位的被毛，用手指轻弹兔耳使静脉充盈。或者用酒精棉擦拭耳缘静脉注射区使静脉充盈后，左手食指与中指夹住静脉的近心端，阻止静脉回流，用拇指和无名指固定耳缘静脉远心端，右手持

5ml注射器从远端刺入，然后移动左手拇指固定针头，回抽注射器，若有血液进去注射器即为采血成功，继续缓慢采血。一次最多可采5ml。

9、家兔灌胃给药

兔灌胃系用导尿管配以一根粗的棉绳，用棉绳固定家兔开口，将导尿管从家兔牙齿外侧缓慢沿上颚插入食道。插入约导尿管的2/3的位置。回抽针管，观察到无气体进去针管后注射药物。灌胃完毕后先取出导尿管后松开棉绳。

10、家兔麻醉

以耳缘静脉采血的方式在耳缘静脉处进针，回抽针管后若有回血，则可将适量麻醉剂（按10%水合氯醛4ml/kg的用量）。将适量的麻醉剂注射入家兔体内，等待几分钟后观察家兔反应。若家兔全身瘫软几乎不动为麻醉成功。

11、家兔处死（空气栓塞法）

以耳缘静脉采血的方式在耳缘静脉处进针，向耳缘静脉中注入一定量的空气（5ml即可），使之发生空气栓塞而致死。观察到注入空气的家兔挣扎了两下后瞳孔扩散。

12、家兔解剖

将通过空气栓塞法处死后的家兔放至在兔板上，仰卧位放置，充分暴露颈部、

胸部和腹部。用水将家兔的胸腹部的被毛充分润湿。用手术剪沿腹中线将家兔腹部和胸部的皮肤剪开，然后用手术剪将腹腔和胸腔打开，仔细观察家兔腹腔和胸腔的各内脏器官。

内部脏器观察：1）肺：共七叶，右肺四叶，左肺三叶。胸腔中间有纵膈将胸腔分为左右两部，互不相通。

2）心脏：呈圆锥状，位于近胸骨端，由左心房、左心室、右心房、右心室组成。

3）肝：紧邻隔下，呈暗红色，可见一墨绿色的胆囊附着于肝下。

4）胃：分两部，贲门部和幽门部。

5）肠：分小肠和大肠，其总长度为体长的10倍。盲肠非常大，长约0.5米。在回肠和盲肠相接处膨大呈一个后壁，呈圆形，为圆小囊。

6）脾：脾斜卧在胃的左侧，呈深红色，长条扁平状。

7）胰：一端紧贴脾脏，一端邻近十二指肠，为分布零散而不规则状且呈粉红色，与脂肪相似但颜色不同。

8）肾：为扁豆大小，右肾比左肾位置稍高，肾脏前方有肾上腺（米粒大小），每肾内侧各有一根输尿管，开口于膀胱背侧。

9）雄兔睾丸下降到阴囊，两侧阴囊为乳白色。

实验四：孕鼠剖腹取胎、近交系小鼠皮肤移植及小鼠卵巢和

睾丸切除手术技巧操作

一、实验目的

1、小鼠的睾丸及卵巢切除是目前实验动物手术操作中最基础的技巧，要求初步掌握手术操作的基本流程、术中的细节及了解术后护理；

2、掌握尾尾直皮的操作方法；

3、通过实际操作，了解通过剖腹取胎术得到幼鼠的基本原理、操作和用途；

二、实验材料

1、实验动物：试验用孕鼠、清洁级小鼠（雌雄各一只）；

2、实验器械与试剂：鼠笼、鼠板、5ml注射器、眼科剪、弯头镊、10%水合氯醛、手术剪、干棉球、酒精棉球；

三、实验内容

1、小鼠的睾丸切除手术

小鼠常规麻醉，采用俯仰卧位，置于固定台上。尿道口上5mm处脱毛，常规消毒。在腹白线左或右2-3mm处平行于腹白线开一个5-8mm手术口直达腹腔。进入腹腔可见包裹在睾丸周围的脂肪组织。将脂肪组织拉至腹腔，分离附睾并结扎相关血管，即可切除睾丸。将腹膜与肌层一起缝合，缝合皮肤。

2、小鼠卵巢切除手术

小鼠卵巢切除术多采用背部切口。小鼠常规麻醉，采用俯卧或侧卧位，置于固定台上，以肋下0.5cm，脊柱处1cm为中心剪除或拔出长毛，常规消毒，切口约0.5cm，切开皮肤，一边扩张一边钝性分离，用眼科镊夹住创口看到的肌层，在离脊柱肋下剪开腰肌，长约0.5切口，立即可见两侧包绕卵巢的脂肪组织及紧密相连的子宫角，用弯镊带环镊轻轻夹住脂肪组织将其拉出创口，在子宫角上部及下部的输卵管的部位做两个结扎，结扎后用环形镊或眼科剪切断子宫角，将卵巢摘除，检查有无出血，把脂肪组织推回腹腔内，将腹膜与肌层一起缝合，缝合皮肤。背部切口创伤小，直观，视野清楚，易操作，不需牵拉其它脏器，手术时

间短。

3、近交系小鼠皮肤移植实验

尾尾植皮法是在一组近郊系内，将小鼠尾部的皮肤轮换移植到另外一个小鼠的尾部。此方法一个可以同时做几只，省时间。而且有自体移植，可以用于鉴别植皮的脱落是排斥反应，还是手术失败造成的。麻醉动物，用75%的酒精棉球，消毒动物的尾部以及手术者的双手，随后用左手食指与中指夹住小鼠尾根，拇指与无名指夹紧鼠尾的尖部。右手用手术刀在尾皮上割一块长约0.75cm长的尾皮，刀口深度应露出白色的健，但又不割坏血管。这样即提供了一块供体植皮，又得到一处受体植床。取下皮片后，将皮片手术刀从右手方向转到左手方向，这样皮片也就旋转了180度，使皮片上的毛与尾部的毛长向相反，然后用眼科镊将植皮镶嵌到异体的尾部植床上，用滤纸轻轻地来回按几下皮片，使其尽可能紧贴在上面，本次实验由于时间限制，不进行结果观察。

4、孕鼠剖腹取胎实验

1）以颈椎脱臼法将孕鼠处死后，取仰卧位固定小鼠于动物固定板上，暴露腹部手术部位进行酒精消毒；（注意处死动作要快，勿用力按压腹部，防止胎儿受损。）2）用剪刀沿腹中线剪开腹部皮肤、腹肌和腹膜，暴露子宫，用止血钳分别夹住子宫颈部和两侧卵巢韧带，剪断后取出子宫。取下子宫用盐水冲洗下，剪开子宫尽快将胎儿连胎盘一同取出。

3）用棉球擦拭幼鼠，轻轻按摩腹腔和腹部促使新生鼠开始呼吸，待新生鼠呼吸，血循环正常后，以止血钳扎断脐带。

4）本组孕鼠经剖腹产手术得到18只小鼠。新生小鼠体表无毛，皮肤红润，眼闭，胸前有一个深红色胎盘附于其上，体表略湿。

实验五大鼠阴道涂片、肺水肿模型及其它试教实验一、实验目的

通过实际操作，掌握大鼠阴道涂片的制作方法及性周期的观察；强化实验动物疾病模型的基本概念，掌握诱发性急性肺水肿动物模型的建立方法，观察肺脏的病理变化；通过试教初步了解裸鼠肿瘤接种的流程及操作技巧，金黄地鼠的颊囊及比格犬的年龄判断、前肢背桡外侧静脉和后肢侧皮下小静脉的采血操作。

二、实验材料

1. 实验动物：SD大鼠，裸鼠，金黄地鼠，比格犬；

2. 实验材料：毛细滴管、载玻片、酒精灯、生理盐水、吉姆萨染色液、846合剂、手术剪、手术镊、2ml注射器、5ml注射器、干棉球、酒精棉球、绷带、橡皮绑带、显微镜。

三、实验内容

1. 大鼠阴道涂片及性周期观察

2. 大鼠急性肺水肿模型的建立

3. 裸鼠肿瘤接种的试教实验

4. 比格犬年龄判断

5. 比格犬前肢背桡外侧静脉、后肢侧皮下小静脉采血

6. 金黄地鼠颊囊的观察

四、实验方法与步骤

1. 大鼠阴道涂片及性周期观察

哺乳类动物在性成熟后出现动情周期变化，其中啮齿类动物在动情周期不同阶段引导粘膜发生比较典型的变化。因此可将阴道分泌物涂片染色，根据图片的细胞学改变来鉴别性周期的不同阶段。

左手抓住大鼠，食指和中指卡紧大鼠颈部，无名指与小拇指握住胸部，小指压住腹部，右手拉住尾巴稍用力向后拉，以充分暴露雌鼠阴道。用滴管吸生理盐水1-2滴，然后插入大鼠阴道深部反复冲洗，吸出洗液滴一滴涂于载玻片上，用酒

精将片子烘干，吸阴道分泌物时，要反复冲洗4-5次，确保吸到阴道分泌物。用吉姆萨染液染色20min，水洗，在显微镜下观察。显微镜下看到大量角化细胞，没有找到明显有核细胞和分叶细胞，可能是烘干片子时细胞结构被破坏。

实验中观察到聚集的有核细胞，无核细胞均有，且细胞量少，估计该大鼠处于发情间期。

2. 大鼠急性肺水肿模型的建立

称取大鼠重量。左手抓住大鼠，食指和中指卡紧大鼠颈部，无名指与小拇指握住胸部，小指压住腹部，右手拉住尾巴稍用力向后拉，腹腔注射0.6mL 8%氯化铵溶液（雌性：7-8mL/kg，雄性：9-11mL/kg），观察大鼠一般情况与呼吸状况，存活时间。实验中见2-3分钟后大鼠出现轻微抽搐，5-6分钟后突然倒下，全身僵直，剧烈抽搐，持续1-2分钟后死亡。

大鼠死亡后进行解剖，打开胸腔，找到两侧肺组织，剪断气管，取出双肺。实验中观察到双肺明显肿胀，颜色变深，布满暗红色纹理，严重红细胞浸润。

3. 裸鼠肿瘤接种的试教实验

采用细胞悬液接种法。注射器吸取适量细胞悬液注射与裸鼠皮下，部位看实验要求而定，一般在腋下或背部皮肤，每个接种部位注射0.1-0.2mL。将培养的细胞收集跳刀适宜浓度重悬于不含血清的培养液或PBS中，直接注射即可。裸小鼠较脆弱，注意操作温柔，切勿用力，避免裸鼠死亡。

4. 比格犬年龄判断及前、后肢采血实验

判断狗的年龄，主要依靠狗牙齿的磨损和脱落情况。狗出生后十几天即生出乳齿，两个月后开始由门齿、犬齿、臼齿逐渐换为恒齿，六个月门齿长齐，8-10个月恒齿换齐，但需要1岁半以后牙齿才能生长坚实，年龄越大，牙齿磨损更严重，且颜色变深。实验所用比格犬思科门齿基本长齐，犬牙较尖较细，估计年龄为接近六月龄。

5. 比格犬前肢背桡外侧静脉、后肢侧皮下小静脉采血

一人抓比格犬颈部皮肤固定头部，另一人吸取狗麻醉剂846合剂，注射在其臀部。待狗较为萎靡时，用纱布固定其嘴部，纱布将比格犬嘴部紧密缠绕两圈后系于而后头部，以免被咬伤，比格犬性情温顺，若对比较狂躁、性情不温顺的犬必须固定嘴部。

前肢背桡外侧静脉位于前脚爪的上方外侧正前位，用橡皮绑带绑在比格犬前置上部，找到内侧皮下静脉，右手用6号或7号针头迅速刺穿静脉，左手放松将针固定，以适当速度抽血，以无气泡为宜，抽血失败时从远心端向近心端扎针。后肢外侧小静脉位于后肢胫部下三分之一的外侧浅表皮下，由前侧方向后行走，将胶皮带绑在狗股部，将抽血部位毛剪去，酒精消毒皮肤，找到静脉采血即可。一只狗一般采10-20ml血并不困难。

6. 金黄地鼠颊囊的观察

一般情况下地鼠不咬人，当感受到地鼠呼气时则需小心，可能会咬人。地鼠皮肤很松弛，若仅抓少量皮肤，地鼠可能翻过来咬人。抓取时可用手指一起呈杯状伸到笼内，把地鼠揪出，另一手将其围在球型掌内，抓住颈部和肩胛部的大部分松软皮肤将其固定住。用镊子轻轻拨开地鼠的嘴观察到口腔内有一凹进去的槽即为颊囊。