第八章动物实验基本操作方法
动物实验的基本操作
在基础医学实验中，正确捉拿与固定动物，是实验工作的基础，也是实验顺利进行的保证。
掌握正确捉拿、固定动物的目的就是防止实验者被动物咬伤抓伤， 同时也是为了维持动物的正常生理活动，从而不影响实验观察结果。
一、实验动物的捉拿与固定方法在基础医学实验中，最常用的动物有小鼠、大鼠、豚鼠、蟾蜍、 捉拿与固定方法依次予以介绍。
1. 小鼠捉拿时先用右手将鼠尾抓住提起，放在较粗糙的台面或鼠笼上，拉尾（图5-1），用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和头颈部皮肤，将其置于左手心中，拉直 四肢并用左手无名指压紧尾和后肢 （图5-2），右手即可作注射或其他实验操作。
取尾血及尾静脉注射时，可将小鼠固定在金属或木制的固定器上（图5-11）。
2. 大鼠方法基本与捉拿小鼠相同，但实验者事先应戴帆布防护手套。
用右手将鼠尾抓住提起，较粗糙的台面或鼠笼上， 抓住鼠尾向后轻拉， 左手拇指和食指抓紧两耳和头颈部皮肤， 三指紧捏鼠背部皮肤，如果大鼠后肢挣扎厉害，可将鼠尾放在小指和无名指之间夹住， 个鼠固定在左手中， 右手进行操作。
若进行手术或解剖， 则应事先麻醉或处死，然后用棉线 活结缚四肢，用棉线固定门齿， 背卧位固定在大鼠固定板上。
需取尾血及尾静脉注射时，可 将其固定在大鼠固定盒里，将鼠尾留在外面供实验操作。
3. 豚鼠豚鼠具有胆小易惊的特性，因此抓取时要求快、稳、准。
一般方法是：先用右手掌迅速、轻轻地扣住豚鼠背部，抓住其肩中上方，以拇指和食指环握颈部， 对于体型较大或怀孕的豚鼠， 可用另一只手托住其臀部（图5-3、图5-4）。
蛙、家兔和犬，现分别就其 在其向前爬行时，右手向后图5-1图5-2放在余下 将整5-4图5-34. 蛙和蟾蜍用左手将动物贴紧在手掌中，并以左手中指、无名指、小指压住其左腹侧和后肢，拇指和食指分别压住左、右前肢，右手进行操作。
根据实验需要，可用图钉，采取俯卧位或仰卧位固定在蛙板上。
抓取蟾蜍时，禁忌挤压两侧耳部毒腺，以免毒液射入眼中。
动物实验基本操作技术
1.44
4.40
7.70
9.70
13.30 17.20 20.00
1.44
4.40
7.70
9.70
12.10 15.20 17.80
7周
39.90
8周
40.05
34.07 34.80
18.65 20.25
16.10 18.16
21.60 22.40
19.00 20.25
27.96 28.83
23.12 24.16
可采0.2-0.3ml，大鼠可采血约0.5ml。如只进行一次
取血，可采用摘眼球法。
34
小鼠眼眶后静脉丛取血方法
35
6-血样的采集
（3）股动脉采血：大量取血时常用此法。需手术分 离股动脉。小鼠的一次采血量可达0.5ml，大鼠可达 2.0ml。 （4）断头采血 （5）心脏采血
36
犬股动脉取血方法
37
1.40
3.35
5.50
7.32
11.60 14.75 15.60
1.44
3.50
5.60
6.90
12.57 18.10 20.50
1.40
3.42
5.55
6.40
12.20 16.90 18.40
1.58
4.64
7.96
9.83
19.00 22.58 25.96
1.58
4.64
7.96
9.83
15.75 20.75 21.88
引自：国家啮齿类实验动物种子中心—上海分中心
17
1 眼皮张开 2 能跳跃 3 能抓东西
引自：国家啮齿类实验动物种子中心—上海分中心
18
动物实验技术的方法
n=[(t0.05sd)2]/d2 sd为前人试验或经验所得各组间差异的方差 d为要求达到所预期的差异显著时的均数差值
t0.05为在一定的df下， α=0.05的t值 首次估计将用n≥ 30时，t=2代入。
动物实验的设计
（2）非配对试验动物样本数的确定：
用非配对试验的t检验法，推算所需试验的动物数目。当 两组试验样本数相等，n1=n2时，欲达到显著水平α=0.05， 则样本含量可用下式来确定：
n=[t0.052 (s1+s2)]/(x1-x2)2 s1、s2分别为试验或经验所得的两组的样本标准差。当
第八篇 动物实验技术
第一节 动物实验前的准备 第二节 动物实验基本操作技术
影响动物实验结果的因素
动物因素：包括遗传因素、性别、年龄、疾病因 素
环境因素：包括理化因素（温度、湿度、通风、 光照、噪声、有害气体等）、营养因素（饲料、 饮水等）、微环境（房舍、笼具、垫料、 饮食器 具等）、生物因素（饲养密度、微生物、寄生虫 等）
2、优越性，即指实验方法既具有先进的一面，又 便于与其它实验方法相互配合，故也称先进性和协同 性；
3、创造性，即实验方法的创新或改良。
二、动物实验前的条件准备
动物实验前的条件准备的内容指准备好实验 仪器、药品、试剂和实验动物等。条件准备的要求 是尽可能使实验手段和实验方法标准化。
比如，实验仪器必须校准；药品的纯度应有 明确的要求，试剂的配制必须严格遵守操作规程； 称量药品应使用精确的计量仪器等等。
三、预备实验
预备实验是在动物实验前对正式实验进行初步 实验，其目的在于检查各项准备工作是否完善，实 验方法和步骤是否切实可行，测试指标是否稳定可 靠，初步了解实验结果与预期结果的距离，从而为 正式实验提供补充、修正的意见和经验，是动物实 验必不可少的重要环节。
动物实验操作基本方法
家兔的固定方 式有腹卧式和 仰卧式两种
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•犬的捉持 犬的捉持
实验者先抚摩， 实验者先抚摩， 逐步接近， 逐步接近，勿 使其惊恐或将 其激怒。 其激怒。
用粗棉绳兜住 狗的下颌， 狗的下颌，并 在上颌打结 （勿太紧）。 勿太紧）。
如犬不合作， 如犬不合作， 则先用一根特 制长柄狗头夹， 制长柄狗头夹， 从后面夹住犬 颈，限制犬头 部活动，再按 部活动， 上述方法捆住 犬嘴。 犬嘴。
腹主动脉采血
1 2 3 4 5 6
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1
尾尖采血
方法： 方法：固定动物并露出鼠尾，将尾部在45℃的温水中 浸泡数分钟（或以二甲苯棉球涂擦），使尾部血管扩 张。将鼠尾擦干，用锐器切去尾尖0.3～0.5cm，让血 液滴入盛器或直接以血红蛋白吸管吸取。 对象： 对象：大、小鼠 特点： 特点：小量采血，可以多次采血。
首先戴好防护 手套
用右手拇指和 食指抓住大鼠 尾巴中部将大 鼠提起， 鼠提起，放在 大鼠饲养盒的 面罩上。 面罩上。
左手顺势按、 左手顺势按、 卡在大鼠躯干 背部， 背部，稍加压 力向头颈部滑 行。
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•豚鼠的捉持 豚鼠的捉持
先用左手轻轻 扣、按住豚鼠 背部。 背部。
用右手食指将 针栓慢慢往下 压，将注射器 中的药液灌入 动物的胃中。 动物的胃中。
左手捉持动物， 左手捉持动物， 使头部向上。 使头部向上。 1、将灌胃针连 接在注射器上， 接在注射器上， 吸入一定量的 药液。 药液。
右手持针，把 右手持针， 灌胃针头的前 端放进动物的 口腔， 口腔，顺着上 腭部插入咽部， 腭部插入咽部， 顺咽后壁轻轻 往下推。 往下推。
鼠4～5mm。当感到有阻力时再稍后退，得到所需要的血量 后，拔出。 对象： 对象：大、小鼠等。 特点： 特点：中等血量（0.2～0.3ml，小鼠；0.5～1.0ml，大白 鼠），避免动物死亡。 。
动物实验的基本操作技术实验报告
动物实验的基本操作技术实验报告实验报告一、实验目的1.学习毒理学实验中有关动物实验的基本操作技术2.掌握健康小鼠的外观检查方法、性别鉴定、捉拿和固定方法、小鼠灌胃给药与小鼠腹腔注射给药等技术3.掌握小鼠颈椎脱臼法处死方法、小鼠脏器系数的概念及其测定方法、病理学意义4.熟悉小鼠的标记、小鼠解剖步骤及正常脏器观察5.了解实验动物的被毛去除方法、实验动物粪、尿的收集、小鼠血液样本采集方法二、实验材料和器材1.动物：小鼠2.器材：鼠笼、天平、注射器、灌胃针、止血钳、手术剪、平皿、托盘、烧杯若干。
三、实验方法1.对小鼠进行观察观察的指标主要包括：小鼠的体型、发育情况；毛发是否清洁浓密有光泽，是否顺贴不蓬乱；行动是否迅速，反应是否灵敏；眼睛是否明亮有神，瞳孔是否清晰等圆；天然孔道是否干净、有无分泌物。
2.小鼠的捉拿右手提起鼠尾，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，向后方轻拉，小白鼠则将前肢固定于粗糙面上。
此时迅速用左手拇指和食指捏任小白鼠颈背部皮肤，并以小指与手掌尺侧夹持其尾根部，固定于手中。
3.小鼠性别鉴定主要观察肛门与生殖器之间的距离。
雄性大鼠的距离较大，雌性的距离较小，且成年雄鼠尾部可见睾丸，成年雌鼠可见乳头。
4.小鼠称重打开电子天平，待读数显示稳定后，将平皿置于天平上，去皮；将小鼠置于平皿中，待读数显示稳定后，读数得25.95g。
5.小鼠灌胃1）准备灌胃针头，将注射器针头拔下，更换为灌胃针头；根据小鼠的体重，按0.1ml/10g 灌胃量计算：V=25.950*0.1/10=0.26ml用注射器取0.26ml液体（自来水）；2）按“三-2-1）”的方法抓住小鼠，使其头、颈和身体呈一直线；3）灌胃针头从小鼠的嘴角进入，压住舌头，抵住上颚，轻轻向内推进，进入食管后会有一个刺空感，进入食道后即可推注药液，然后原方向将灌胃针抽出。
6. 腹腔注射1）吸取液体（自来水），将针头向上，吸取一段气体后，再缓慢排除气体，以达到取出气泡的效果。
动物实验的基本操作方法
（一）皮下注射 （二）皮内注射 （三）肌肉注射 （四）腹腔注射 （五）静脉注射 （六）淋巴囊注射 （七）经口给药 （八）其它途径给药
如呼吸道给药、皮肤给药、脊髓腔内给药、小脑延 髓池给药、脑内给药、直肠内给药、关节腔内给药等。
六、实验动物的Байду номын сангаас醉
（一）常用的麻醉剂 1、挥发性麻醉剂；2、非挥发性麻醉剂； 3、中药麻醉剂。
（五）兔的抓取固定方法
1、抓取：一般以右手抓住兔颈部的毛皮提起，然后左手托其 臀部或腹部，让其体重重量的大部分集中在左手上。
2、 固定：一般将家兔的固定分为盒式、台式和马蹄形三种。 盒式固定，适用于兔耳采血、耳血管注射等情况；若做血压
测量、呼吸等实验和手术时，则需将兔固定在兔台上;马蹄形 固定多用于腰背部，用马蹄形固定器可使兔取用背卧位和腹卧 位，所以是研究中常采用的固定方法。
（二）动物的麻醉方法 1、全身麻醉 （1）吸入法；（2）腹腔和静脉给药麻醉法 2、局部麻醉 3、麻醉注意事项 （1）静脉注射必须缓慢 （2）麻醉时需注意保温
七、实验动物采血方法
（一）小鼠、大鼠采血法 1、割（剪）尾采血 2、鼠尾刺血法 3、眼眶静脉丛采血 4、断头取血 5、心脏采血 6、颈动静脉采血 7、腹主动脉采血 8、股动（静）脉采血
（一）小鼠抓取固定方法 小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提
起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇 指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中， 把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。
尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定，先根据动物 大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动 物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴，
动物实验基本操作
动物实验基本操作一、实验动物的抓取与固定。
（一）小鼠。
1. 抓取。
- 用右手拇指和食指捏住小鼠尾巴中部将其提起，放在鼠笼盖或其他粗糙表面上。
当小鼠向前挣扎时，用左手的拇指和食指迅速捏住小鼠两耳后颈背部皮肤，无名指和小指夹住小鼠尾巴根部，将小鼠固定成头部略向上的姿势。
- 原因：捏住尾巴提起小鼠可以避免小鼠咬伤操作人员，将其放在粗糙表面上是利用小鼠的本能反应（向前挣扎），便于后续准确抓取其颈背部皮肤。
而固定成头部略向上的姿势有利于进行诸如灌胃、注射等操作，并且能防止小鼠咬伤操作人员脸部等部位。
2. 固定。
- 如需进一步固定，可将小鼠放在特制的小鼠固定器内，将其身体和四肢固定好。
也可以将小鼠固定在泡沫板上，用大头针固定其四肢（这种方法常用于解剖实验）。
- 原因：使用固定器可以确保小鼠在实验过程中保持稳定，减少因挣扎而影响实验操作的准确性，同时也能保障操作人员的安全。
对于解剖实验，在泡沫板上用大头针固定四肢可以充分暴露小鼠的身体结构，便于进行精细的解剖操作。
（二）大鼠。
1. 抓取。
- 先用右手抓住大鼠尾巴中部，将大鼠提起，放在粗糙平面上。
然后用左手戴防护手套（大鼠体型较大且可能会激烈挣扎，容易咬伤操作人员），从大鼠背部绕到其胸前，拇指和食指捏住大鼠两耳后颈背部皮肤，其余手指握住大鼠身体，将其提起固定。
- 原因：与小鼠抓取类似，先抓住尾巴提起是为了初步控制大鼠，放在粗糙平面上利用其向前挣扎的本能便于后续抓取。
戴防护手套是因为大鼠的咬合力较强，为了防止操作人员受伤。
2. 固定。
- 可将大鼠放入大鼠固定器中固定。
对于需要进行手术等操作的大鼠，也可将其麻醉后固定在手术台上，用绑带固定其四肢。
- 原因：固定器和手术台固定都能保证大鼠在实验过程中保持稳定，使实验操作能够顺利进行，尤其是在进行需要精细操作的手术时，稳定的固定是确保手术成功的关键因素之一。
二、实验动物的给药操作。
（一）口服给药。
1. 灌胃法（以小鼠为例）- 准备好灌胃针（一般为特制的金属针具）和相应的药物溶液。
动物实验基本操作技术
兔灌胃法
关键词：固定，插入（沿上颚壁），检查
家兔耳缘静脉注射
• 将动物固定于实验台上， 剪去耳缘部位的被毛，用 乙醇轻轻擦拭，耳缘静脉 即清晰可见。用左手食指 和中指夹住静脉近心端， 拇指和小指夹住耳缘部分， 以左手无名指和小指放在 耳下作垫，待静脉充盈后， 右手持注射器使针头尽量 由静脉远心端刺入，顺血 管方向平行、向心端刺入 约1cm。 • 注射完毕抽出针头，用棉 球压迫注射部位数分钟， 以免出血。
兔灌胃法
操作方法： 2. 插管：将灌胃管由开口器的中央孔插 入，沿上颚壁推进约15cm。 插管过程中可将灌胃管的另一端放于一 杯清水中，若连续有气泡，说明插入 呼吸道，应立即拔出灌胃管，重新操 作；若无气泡，说明没有插入气管， 即可开始注药。
沿上颚壁推进约15cm 检查插入部位
兔灌胃法 • 操作方法： 3.给药：灌注药后可用少量清水将灌胃 管里的药全部冲入胃内，以保证灌入 药的剂量准确。灌胃完毕后，先退出 胃管，后退出开口器。
探针
包括金属探针和玻璃分针；用于对精细部位的分 离和游离等操作。有时，在实施血管插管技术时， 切开血管壁后往往借助于探针先将切口挑起，然 后插入导管。
支架
用于蛙类及哺乳类手术中换能 器及刺激电极等的固定与位置调 节。由底座及支架杆构成，支架 上附有万向节，可在各个方向上 调节。
哺乳类手术器械
气管插管
小鼠的编号方法
• 编号原则：先左后右，从上到下
2、耳缘剪孔法（穿耳孔法）：小型动物
3、挂牌法：耳标签、项圈、腿圈，中、大 型动物 4、烙印法：中、大型动物
二、实验动物的给药方法
1. 注射法给药：家兔耳缘静脉注射 大、小鼠尾静脉注射 2. 摄入法给药： 家兔、大鼠、小鼠灌胃法 3. 涂布法给药
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常用实验动物全身麻醉药用法及剂量
药品 戊巴比妥钠
动物
给药
途径
犬、猫、兔 iv
ip
豚鼠
ip
大鼠、小鼠 Ip
剂量 浓度
（mg/kg） (%)
30
3
40~50 3
40~50 2
45
2
用药量
(mL/kg)
1.0 1.4~1.7 2.0~2.5 2.3
麻醉时间
2~4h
犬、猫、兔 ip、iv 750~1000 25
2.耳缘剪孔 法
3.烙印法
4.挂牌法
第八章动物实醉
第八章动物实验基本操作方法
一、全身麻醉方法
（一）麻醉前的准备
在实施全身麻醉时，应注意以下几个问题： ①猫、犬、猪或非人灵长类大动物禁食10～12h，不能少于 8h。家兔或啮齿类动物无呕吐反射，术前无须禁食。被手术 的动物在麻醉前可给予一定量饮水。 ②麻醉前不能使用泻剂。因为泻剂可导致血液的碱储降低， 从而增加血液和组织的酸度，在麻醉和失血情况下，易发生 酸中毒，并能降低损伤组织的抗感染能力。 ③麻醉后的动物必须保持气道的通畅和组织(眼球、舌、肠等 器官)的营养。 ④犬做长时间实验前1h应灌肠排除积粪。 ⑤应检查麻醉剂质量、数量是否满足要求，麻醉固定器具是 否有破损(漏气或堵塞)，有关麻醉中毒急救品和器材是否准备 齐妥，以应急需。
氨基甲酸乙酯 （乌拉坦）
豚鼠 大鼠、小鼠
Im im
1350 1350
20 20
硫喷妥钠
氯仿 乙醚
犬、猫、兔 iv、ip 25~50
2
大鼠
iv、ip 50~100 1
各种动物
吸入
第八章动物实验基本操作方法
3~4
2~4h
7.0
7.0
1.3~25 15~30min 5.0~10.0
二、局部麻醉方法
局部麻醉操作方法很多，可分为表面麻醉、局部浸润麻醉、区 域阻滞麻醉以及神经干(丛)阻滞麻醉等。
第八章 动物实验的基本操作方法
动物实验的基本操作方法，包括实验动 物的抓取、固定、编号、标记、麻醉、去 毛、给药、采血、采集体液、常见手术操 作、处死等操作方法。
第八章动物实验基本操作方法
第一节 实验动物的抓取、固定、编号、标记方法 一、小鼠的抓取与固定
第八章动物实验基本操作方法
第八章动物实验基本操作方法
二、大鼠的抓取与固定 抓取与固定方法同小鼠,但要防止被大鼠咬伤.
第八章动物实验基本操作方法
三、豚鼠的抓取与固定
第八章动物实验基本操作方法
四、家兔的抓取与固定
第八章动物实验基本操作方法
第八章动物实验基本操作方法
第八章动物实验基本操作方法
第八章动物实验基本操作方法
五、犬、猫等的抓取与固定
第八章动物实验基本操作方法
第八章动物实验基本操作方法
2．非吸入 麻醉 非吸人麻醉的给药常用注射方法，如静脉注射、肌内注 射、皮下注射、腹腔内注射等。常用的麻醉药有戊巴比妥钠、 硫喷妥钠、氨基甲酸乙酯等。
戊巴比妥钠是常用的一种动物麻醉剂，白色粉末，安全范 围大，毒性小，麻醉潜伏期短，维持时间较长。一般用生理 盐水配制。大鼠、小鼠和豚鼠常采用腹腔注射；犬、猫、兔 等动物既可腹腔注射，又可静脉注射。操作时，一般先推入 麻醉药总量的2／3，密切观察动物生命体征的变化，若已达 到所需麻醉的深度，余下的麻醉药则不用。以避免麻醉过深 抑制延髓呼吸中枢导致动物死亡。在实验过程中，若动物出 现苏醒行为时，可追加麻醉药，或吸入乙醚辅助麻醉。
2．所有麻醉药使用过量均可引起中毒，应特别注意各种麻 醉药的剂量和给药途径，应准确按体重计算麻醉剂量。由于 动物存在个体差异，文献介绍的剂量仅能作参考使用。
3．注射时，一般要求缓慢，并随时观察动物的肌张力、 角膜反射、呼吸频率、夹痛反射射等指标。
4．动物麻醉后，体温下降，要注意保温。
5．万一麻醉过量，应根据不同情况，积极采取措施，如 施行人工呼吸，给予苏醒剂，或注射强心剂、咖啡因、肾上 腺素、可拉明，也可静脉注射5％温热葡萄糖溶液。
1．表面麻醉：利用局部麻醉药的组织穿透作用，透过粘膜， 阻滞浅表的神经末梢。常用麻醉药为利多卡因等。眼部用药点 滴，鼻内用药涂敷，咽喉气管用药喷雾，尿道灌注给药。
2．区域阻滞麻醉：在手术区四周和底部注射麻醉药阻断疼痛 的向心性传导。常用药为普鲁卡因。
3．神经干(丛)阻滞麻醉：在神经干(丛)的周围注射麻醉药， 阻滞其传导，使其支配的区域无疼痛。常用药为利多卡因。
视频
六、实验动物的编号与标记方法
在动物实验中，必须对实验动物进行编号、标记以示区别。 标记方法应满足标号清晰、耐久、简便、易认和适用的要 求，现介绍几种常用的标记方法。 1.染色法：染色法是用毛笔或棉签蘸取有色化学染料， 在实验动物体表不同部位涂上斑点，以示不同编号。 编号的一般原则是：“先左后右，先上后下。”
4．局部浸润麻醉：沿手术切口逐层注射局部麻醉药，阻滞组 织中的神经末梢。常用药为普鲁卡因。
5．椎管内麻醉：在椎管内注射麻醉药，阻滞脊神经的传导， 使其支配的区域无疼痛。常适用于大型动物(如猪、马、牛、羊 等)，常用药为普鲁卡因、可卡因等。
第八章动物实验基本操作方法
三、动物麻醉的注意事项
1．有些麻醉药物，如乙醚，是挥发性很强的液体，易燃易 爆，使用时应远离火源。平时应装在棕色玻璃瓶中，储存阴 凉处，不宜放在冰箱中，以免遇电火花而引起爆炸。
第八章动物实验基本操作方法
第三节 实验动物被毛的去除方法
第八章动物实验基本操作方法
（二）麻醉的方法
全身麻醉的常用方法主要有吸入麻醉和非吸入 麻醉。
1．吸入麻醉 吸入麻醉是将挥发性麻醉剂或气体麻醉剂经呼吸道吸人动物 体内，从而产生麻醉效果的方法。吸入麻醉常用的挥发性麻醉 剂有乙醚、氯仿、氟烷、甲氧氟烷等。气气麻醉剂常用氧化亚 氮、环丙烷等。
乙醚的麻醉作用主要是抑制中枢神经系统，适用于中、小 型实验动物全身麻醉。先将浸润了乙醚的棉球(或海绵)放入小 烧杯，再将小烧杯放入相应大小密封的麻醉盒内(可用大烧杯 代替)，再将动物放入，通过透明的麻醉盒观察动物的行为。 开始时，动物出现兴奋，进而出现抑制，自行倒下，呼吸由快 变慢，当角膜反射迟钝，肌张力下降，即可取出动物。实验过 程中，应注意动物的反应，适时追加乙醚吸人量，维持其麻醉 深度和时间。