2015-动物实验基本操作
2015-动物实验基本操作
2015-动物实验基本操作D动针头刺激鼠的吞咽，将灌胃针沿咽后壁慢慢插入食管，如果动物挣扎厉害，退出灌胃针，待动物安静下来，重新插入。
灌胃针前端达到膈肌水平，即可慢慢推灌药液，如很通畅，则说明已进入胃内。
如不通畅，且动物挣扎厉害，须拔出重新操作。
2、皮下注射左手拇指和食指轻轻提起动物皮肤，右手持注射器，将注射针刺入皮下，若针头容易摆动则证明针头已在皮下，推送药液，缓慢拔出注射针，稍微用手指压片刻针刺部位，以防药物外漏。
3、肌肉注射选用肌肉发达，无大血管经过的部位，如臀部或股部。
（肌肉注射比皮下和腹腔注射用得较少，但当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，常采用肌肉注射）4、腹腔注射 A、左手抓取并固定好动物，将腹部朝上。
B、右手持注射器将针头在下腹部腹白线稍左或偏右的位置，从下腹部朝头方向几乎平行地刺入皮下，进针3-5mm。
C、再使针头与皮肤呈45°角斜穿过腹肌，当针尖穿过腹肌进入腹腔时，有落空感，然后固定针头，保持针尖不动，回抽，无回血，无肠液、尿液，便可缓缓推入药液。
5、静脉注射（尾静脉注射） A、大、小鼠尾静脉共有3根(左、中、右)，一般常选用两侧的静脉。
注射前，先把动物固定在暴露尾部的鼠尾固定器内(可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物代替).B、拔去尾部静脉走向的毛，用75％酒精棉球反复擦拭鼠尾，以达到消毒、血管扩张及软化表皮角质的目的。
C、尽量从静脉的远心端刺入血管，回一下血，将药液缓慢注入。
D、注射完毕，用棉球压住针眼，拔去针头，继续压迫数分钟。
二、采血1、心脏采血将动物仰卧固定在鼠板上，剪去胸前区部位的被毛，消毒。
在左侧第3-4肋间，用左手食指摸到心搏处，右手持注射器选择心搏最强处穿刺。
当针穿刺入心脏时，血液由于心脏搏动的力量自动进入注射器。
如不需保留动物存活时，也可麻醉后切开动物胸膛，直接用注射器刺入心脏内采血，也可剪破心脏直接用注射器或吸管吸血。
2、摘眼球采血用左手抓住动物颈部皮肤，并将动物轻压在实验台上，稍微侧卧，左手拇指尽量将动物眼周围皮肤往眼后压，使动物眼球突出并充血，用弯头镊子迅速摘除眼球，眼眶内很快流出血液。
动物实验操作基本方法
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随机区组分组
实验动物的捉 拿.MPG
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•灌胃给药——大小鼠
剂量：小鼠约0.1-0.5ml／10g体重。最大体积为1.0ml/只 大鼠约1-2 ml／100g体重，最大体积为1.0ml/只
1、将灌胃针连 接在注射器上， 吸入一定量的 药液。
左手捉持动物， 使头部向上。
右手持针，把 灌胃针头的前 端放进动物的 口腔，顺着上 腭部插入咽部， 顺咽后壁轻轻 往下推。
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（二）分组的方法
完全随机分组 完全随机分组时将试验对象完全按随机原则分组。它的设计、
分组、和统计处理都比较简单，但试验效率较低。 例：将30只SD 大鼠随机分配到甲、乙、丙3组。 使用excel对试验对象完全随机分组的操作步骤如下:
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1.在单元格A1、B1、C1中分别键入编号、随机号、分组号， 随后在A2、A3中分别键入1、2，然后拖动鼠标利用excel 的自动填充功能完成1～30的编号。
•兔的捉持
用右手抓住兔 颈部的被毛和 皮肤，轻轻把 兔提起。
用左手托住兔 的臀部
家兔的固定方 式有腹卧式和 仰卧式两种
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•犬的捉持
实验者先抚摩， 逐步接近，勿 使其惊恐或将 其激怒。
用粗棉绳兜住 狗的下颌，并 在上颌打结 （勿太紧）。
动物实验的基本操作技术
动物实验的基本操作技术生理学实验主要以动物为实验对象，为了能获得满意的实验结果，应对动物品系特性有所了解。
实验动物系指供生物医学实验而科学育种、繁殖和饲养的动物。
高质量的实验动物是指通过遗传学与微生物学的控制，培育出来的个体；其具有较好的遗传均一性、对外来刺激的敏感性和实验再现性。
一、常用实验动物的种类及其特点（一）青蛙与蟾蜍两者均属于两栖纲，无尾目。
蟾蜍和青蛙是教学实验中常用的小动物。
其心脏在离体情况下仍可有节奏地搏动很久，可用于心功能方面的实验。
蛙舌与肠系膜是观察炎症和微循环变化的良好标本。
此外，蛙类还能用于水肿和肾功能不全的实验。
（二）小白鼠属于哺乳纲，啮齿目，鼠科。
其繁殖周期短、产仔多、生长快，饲料消耗少，温顺易捉，操作方便，又能复制出多种疾病模型，是药学实验中用途最广泛和最常用的动物。
（三）大白鼠亦属鼠科。
性情不像小白鼠温顺。
受惊时表现凶恶，易咬人。
雄性大白鼠间常发生殴斗和咬伤。
具有小白鼠的其他优点，故在药学实验中的用量仅次于小白鼠。
（四）豚鼠豚鼠又名天竺鼠、荷兰猪。
原产于欧洲中部。
属于哺乳纲，啮齿目，豚鼠科。
性情温顺，胆小。
不咬人也不抓人。
豚鼠可分为短毛、长毛和刚毛3种。
短毛种豚鼠的毛色光亮而紧贴身，生长迅速，抵抗力强，可用于实验。
其余两种对疾病非常敏感，不宜用于实验。
（五）家兔家兔属于哺乳纲，啮齿目，兔科，为草食哺乳动物。
家兔性情温顺、怯懦、惊疑、胆小，是常用的实验动物。
家兔品种很多，在实验室中常用的有：（1）青紫蓝兔：体质强壮，适应性强，易于饲养，生长较快。
（2）中国本兔（白家兔）：抵抗力不如青紫蓝兔强。
（3）新西兰白兔：是近年来引进的大型优良品种，成熟兔体重在4～5.5kg。
（4）大耳白兔：耳朵长大，血管清晰，皮肤白色，但抵抗力较差。
（六）狗狗属于哺乳纲，食肉目，犬科。
狗的嗅觉很灵敏，对外环境的适应力强；血液、循环、消化和神经系统等均很发达，与人类很相近。
狗喜欢接近人，易于驯养。
动物实验的基本操作
动物实验的基本操作（动物的捉拿与给药方法）小鼠捉拿法有二种：一种是用右手提起尾部，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，向后上方轻拉，此时小鼠前肢紧紧抓住粗糙面，迅速用左手拇指和食指捏住小鼠颈背部皮肤并用小指和手掌尺侧夹持其尾根部固定手中；另一种抓法是只用左手，先用拇指和食指抓住小鼠尾部，再用手掌尺侧及小指夹住尾根，然后用拇指及食指捏住其颈部皮肤。
大鼠捉拿时，右手抓住鼠尾基部，将大鼠放在粗糙面上，左手戴上防护手套或用厚布盖住大鼠，抓住其整个身体并固定其头部以防咬伤。
捉拿时勿用力过猛，勿捏其颈部，以免引起窒息。
家兔捉拿时一手抓住其颈背部皮肤。
轻轻将兔提起，另一手托住其臀部。
猫捉拿时先轻声呼唤，再慢慢将手伸入猫笼中，轻抚猫的头、颈及背部，抓住其颈背部皮肤并以另一手抓其背部。
如遇凶暴的猫，不让接触或捉拿时，可用套网捉拿，必要时可用固定袋将猫固定。
实验动物的给药方法1．灌胃法小鼠灌胃法将小鼠放在粗糙面上，左手拇指和食指捏住小鼠颈背部皮肤，无名指或小指将尾部紧压在手掌上，使小鼠腹部朝上，注意使口腔和食管成一直线。
右手持灌胃针管从小鼠口角插入口腔内，经舌面紧贴上腭进入食管，进针2~3cm 后，如此时动物安静并无呼吸异常，即可将药注入。
如遇阻力或动物憋气时则应抽出重插，不能强插以免刺破食管或误入气管使动物死亡。
兔灌胃法用兔固定箱，可一人操作。
右手将开口器固定于兔口中，舌压在开口器下面，左手将导管经开口器中央小孔插入。
如无兔固定箱，则需两人协作进行，一人就坐，腿上垫好围裙，将兔的躯体夹于两腿间，左手紧握双耳，固定其前身，右手抓住其两前肢。
另一人将开口器横放于兔上下颌之间，固定在舌面上,将导管自开口器中央的小孔插入，慢慢沿兔口腔上腭壁插入食道约15～18cm。
插管完毕将胃管的外口端放入水杯中，切忌伸入水过深。
如有气泡从胃管逸出，说明不在食道内而是在气管内，应拔出来重插。
如无气泡逸出，则可将药推入，并以少量清水冲洗导尿管保证管内药液全部进入胃内。
实验一 动物实验基本操作
实验一 动物实验基本操作
诀窍
胆大 心细
试验主要内容
1 正确捉拿小鼠
2 染毒方式 3 采血方式 4 处死 5 解剖
1 正确捉拿小鼠
• 双手法：
右手提起鼠尾，放在鼠笼盖或其他粗糙面上， 向后方轻拉，小白鼠则将前肢固定于粗糙面上， 此时迅速用左手拇指和食指捏住小鼠颈背部皮肤， 并以小指与手掌尺侧夹持其尾跟部，固定于手中。
4 处死
• 颈推脱位法
用食指、拇指固定小鼠头后部，右手捏住鼠尾，用力 向后上方牵拉，听到鼠颈部咔嚓声即颈椎脱位，鼠瞬间死 亡。
5 解剖
将鼠腹面向上放在盘中，展开四肢，并将其 固定，自外生殖器前缘向前剪开腹腔和胸腔，暴 露胸腹腔，将剪开的胸腔和腹腔壁向两侧推开。 剪时刀口要向上，避免剪破内脏。依次观察各脏 器的形态、位置及彼此之间的关系，然后分别取 下脏器。取脏器时动作要轻，以免损伤组织。 注意：胃和大、小肠同时取出，不要剪开以便观察 十二指肠和胰腺
• 胸腔
心脏（胸腺），肺
• 腹腔
肝（胆囊），胃，肾（肾上腺），脾，胰腺
6 注意事项
实验时应小心抓动物，动作要轻肉，左手戴 手套，以防被动物咬伤，一旦被动物咬伤，应立 即消毒，并作进一步处理。 实验后清洗剪刀、镊子、灌胃器和磁盘，并把 东西归方原位，使用过的注射器和玻璃毛细管与小 鼠然分别放在两个垃圾袋中(无害化处理)。收拾好 自己的桌面，经检查后离开。
3 采血方法
• • • • • 鼠尾采血 腹主动脉采血 豚鼠心脏采血 大鼠断头采血 眼眶静脉丛采血
• 眼眶静脉丛采血
左手拇指食指两指紧压小鼠颈部两侧，使眶后静脉丛 充血（眼球突出），但用力要恰当，以防动物窒息而死。 右手持玻璃毛细管从右或左眼内毗部以45°角刺入，捻转 前进，如无阻力可继续刺入，有阻力时抽出毛细管，调整 方向后再刺入，直到出血为止。收集血液后，拔出毛细管， 用干棉球压迫止血。
实验动物基本操作
剂量：小鼠约／10g体重。最大致积为1.0ml/只 大鼠约1-2 ml／100g体重，最大致积为1.0ml/只
注意：在灌胃过程中，防止误插入气管。
动呼吸开始时止。 3.第三期：外科麻醉期， 4.第四期：延髓麻醉期，进入此期，麻醉已严重过量。
麻醉措施与麻醉药
麻醉措施：全身麻醉和局部麻醉，经过吸入、 注射（静脉、皮下、肌肉、腹腔）、口服、灌 胃等措施使动物麻醉。
常用麻醉药物：乙醚（吸入），戊巴比妥钠、 硫贲妥钠、氯胺酮（静脉），普鲁卡因、利多 卡因（局麻），
1、用右手抓住兔颈部旳被毛和皮肤，轻轻 把兔提起。
2、用左手托住兔旳臀部。
(二) 措施2：
器材：兔保定架1个。 环节： 1、打开保定架旳上盖，抓取并将兔放进架 内，迅速关上保定架旳上盖。 2、右手抓住兔耳朵将头部拉过保定架旳卡 栓，将兔旳脖子保定。 3、假如兔挣扎，可用手 在它旳背上轻轻抚摩， 使其平静。
三、豚鼠旳抓取保定
器材：大鼠喂养盒+带面罩 l套。 措施环节：
1、先用左手轻轻扣、 按住豚鼠背部。
2、顺势抓紧其肩胛上方皮肤， 拇指和食指环箍其颈部。
3、用右手轻轻托住其臀部， 即可将豚鼠抓取保定。 抓豚鼠时，一般不要抓腰腹部位， 不然易造成肝破裂而引起死亡。
四、兔旳抓取保定：
(一) 措施1： 环节：
二、大鼠旳抓取保定：
大鼠旳抓取保定： 器材：大鼠喂养盒 + 面罩 1套。 措施环节：
4-5周内旳大鼠，措施同小鼠。周龄较大旳，则： 1、首先戴好防护手套。 2、用右手拇指和食指抓住大鼠尾巴中部将 大鼠提起，放在大鼠喂养盒旳面罩上。 3、左手顺势按、卡在大鼠躯干 背部，稍加压力向头颈部滑行。 4、以左手拇指和食指捏住大鼠两耳 后部旳头颈皮肤，其他三指和手掌 握住大鼠背部皮肤，完毕抓取保定。
动物实验的基本操作方法
（一）皮下注射 （二）皮内注射 （三）肌肉注射 （四）腹腔注射 （五）静脉注射 （六）淋巴囊注射 （七）经口给药 （八）其它途径给药
如呼吸道给药、皮肤给药、脊髓腔内给药、小脑延 髓池给药、脑内给药、直肠内给药、关节腔内给药等。
六、实验动物的Байду номын сангаас醉
（一）常用的麻醉剂 1、挥发性麻醉剂；2、非挥发性麻醉剂； 3、中药麻醉剂。
（五）兔的抓取固定方法
1、抓取：一般以右手抓住兔颈部的毛皮提起，然后左手托其 臀部或腹部，让其体重重量的大部分集中在左手上。
2、 固定：一般将家兔的固定分为盒式、台式和马蹄形三种。 盒式固定，适用于兔耳采血、耳血管注射等情况；若做血压
测量、呼吸等实验和手术时，则需将兔固定在兔台上;马蹄形 固定多用于腰背部，用马蹄形固定器可使兔取用背卧位和腹卧 位，所以是研究中常采用的固定方法。
（二）动物的麻醉方法 1、全身麻醉 （1）吸入法；（2）腹腔和静脉给药麻醉法 2、局部麻醉 3、麻醉注意事项 （1）静脉注射必须缓慢 （2）麻醉时需注意保温
七、实验动物采血方法
（一）小鼠、大鼠采血法 1、割（剪）尾采血 2、鼠尾刺血法 3、眼眶静脉丛采血 4、断头取血 5、心脏采血 6、颈动静脉采血 7、腹主动脉采血 8、股动（静）脉采血
（一）小鼠抓取固定方法 小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提
起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇 指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中， 把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。
尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定，先根据动物 大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动 物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴，
动物实验基本操作
动物实验基本操作一、实验动物的抓取与固定。
（一）小鼠。
1. 抓取。
- 用右手拇指和食指捏住小鼠尾巴中部将其提起，放在鼠笼盖或其他粗糙表面上。
当小鼠向前挣扎时，用左手的拇指和食指迅速捏住小鼠两耳后颈背部皮肤，无名指和小指夹住小鼠尾巴根部，将小鼠固定成头部略向上的姿势。
- 原因：捏住尾巴提起小鼠可以避免小鼠咬伤操作人员，将其放在粗糙表面上是利用小鼠的本能反应（向前挣扎），便于后续准确抓取其颈背部皮肤。
而固定成头部略向上的姿势有利于进行诸如灌胃、注射等操作，并且能防止小鼠咬伤操作人员脸部等部位。
2. 固定。
- 如需进一步固定，可将小鼠放在特制的小鼠固定器内，将其身体和四肢固定好。
也可以将小鼠固定在泡沫板上，用大头针固定其四肢（这种方法常用于解剖实验）。
- 原因：使用固定器可以确保小鼠在实验过程中保持稳定，减少因挣扎而影响实验操作的准确性，同时也能保障操作人员的安全。
对于解剖实验，在泡沫板上用大头针固定四肢可以充分暴露小鼠的身体结构，便于进行精细的解剖操作。
（二）大鼠。
1. 抓取。
- 先用右手抓住大鼠尾巴中部，将大鼠提起，放在粗糙平面上。
然后用左手戴防护手套（大鼠体型较大且可能会激烈挣扎，容易咬伤操作人员），从大鼠背部绕到其胸前，拇指和食指捏住大鼠两耳后颈背部皮肤，其余手指握住大鼠身体，将其提起固定。
- 原因：与小鼠抓取类似，先抓住尾巴提起是为了初步控制大鼠，放在粗糙平面上利用其向前挣扎的本能便于后续抓取。
戴防护手套是因为大鼠的咬合力较强，为了防止操作人员受伤。
2. 固定。
- 可将大鼠放入大鼠固定器中固定。
对于需要进行手术等操作的大鼠，也可将其麻醉后固定在手术台上，用绑带固定其四肢。
- 原因：固定器和手术台固定都能保证大鼠在实验过程中保持稳定，使实验操作能够顺利进行，尤其是在进行需要精细操作的手术时，稳定的固定是确保手术成功的关键因素之一。
二、实验动物的给药操作。
（一）口服给药。
1. 灌胃法（以小鼠为例）- 准备好灌胃针（一般为特制的金属针具）和相应的药物溶液。
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动物实验基本操作一（固定、性别判定、标识）【实验目的】在做动物试验时，为确保给药、实验顺利进行，防止被动物咬伤、准确辨别动物性别、准确标识动物，要学会用正确方法捉拿实验动物、掌握辨别动物性别的方法以及掌握标识动物的方法。
【实验对象】SD大鼠，KM小鼠，雌雄各半，体重180-250g。
【实验器材和药品】器材：鼠笼、大小鼠固定器、方木板、美式图钉、细绳、防护手套药品：苦味酸80%~90%酒精饱和溶液、20%乌拉坦【实验步骤】一、小鼠的捉拿1、徒手固定：用右手提起尾巴中部，放在鼠笼盖或其他粗糙面上。
向后上方轻拉，此时，小鼠前肢紧紧抓住粗糙表面。
左手拇指和食指迅速捏住小鼠颈背部皮肤，再置小鼠于左手心，并以左手掌心和中指夹住小鼠背部皮肤，无名指压住小鼠尾根部，将其固定于手中。
右手可行注射或其它操作。
2、固定器固定：尾静脉注射或给药时，将小鼠放进固定器中或者大小和重量适当的容器（如烧杯），只露出尾巴，该类容器能够压住尾部，避免其活动。
勿固定过紧造成窒息死亡。
进行腹腔手术或心脏采血时，先准备一个15-20cm的方木板，边缘钉入五颗钉子。
将小鼠四肢分别用20-30cm的线绳捆绑，线的另一头分别绑在方木板的钉子上，并且在头部上颚切齿牵引一根线绳，也固定在钉子上，达到完全固定。
二、大鼠的捉拿4-5周内的大鼠，方法同小鼠。
周龄较大的，则：1、首先戴好防护手套。
2、用右手拇指和食指抓住大鼠尾巴中部将大鼠提起，放在大鼠饲养盒的面罩上。
3、左手顺势按、卡在大鼠躯干背部，稍加压力向头颈部滑行。
4、以左手拇指和食指捏住大鼠两耳后部的头颈皮肤，其余三指和手掌握住大鼠背部皮肤，完成抓取保定。
三、性别判定小鼠、大鼠性别判定（1）幼鼠外生殖器与肛门间隔短的是♀，外生殖器与肛门间隔长的是♂。
（2）成年动物可直接肉眼辨认，雄性有膨起的阴囊和阴茎，雌性动物有阴道口。
四、动物的标记小鼠的短期标记法：苦味酸80%~90%酒精饱和溶液（黄色），标出属于自己的编号【注意事项】1、实验人员要有精神准备：掌握方法，胆大心细，做好防护。
2、动物兴奋的时候不要抓取，待其安静下来。
3、根据受试动物的给药部位或采血方法的不同，事先选择徒手固定还是固定器固定。
4、固定时把握好力度，过分用力会使小鼠颈椎脱臼或窒息死亡，若用力过轻头部能反转过来咬伤实验者的手。
【思考题】1.在固定实验动物时如何才能快、准、稳？动物实验基本操作二（给药途径、采血）【实验目的】在做动物试验时，为确保给药、采血实验顺利进行，要掌握根据不同的情况进行动物给药以及采血的正确方法。
【实验对象】SD大鼠（180-250g），KM小鼠（18-22g），雌雄各半。
【实验器材和药品】器材：鼠笼、大小鼠固定器、方木板、长钉、细绳、防护手套,灌胃针，注射器（1ml,5ml）、棉球，剪毛剪、手术剪、手术刀、采血管、弯头镊子药品：生理盐水、75％酒精棉球，一次性采血管，一次性EP管【实验步骤】一、给药途径1、大、小鼠的灌胃法用左手固定鼠，右手持灌胃器(安好灌胃针并已吸好药物)，将灌胃针从鼠的嘴角插入口腔，压迫鼠的头部，使口腔和食管成一直线，轻轻转动针头刺激鼠的吞咽，将灌胃针沿咽后壁慢慢插入食管，如果动物挣扎厉害，退出灌胃针，待动物安静下来，重新插入。
灌胃针前端达到膈肌水平，即可慢慢推灌药液，如很通畅，则说明已进入胃内。
如不通畅，且动物挣扎厉害，须拔出重新操作。
2、皮下注射左手拇指和食指轻轻提起动物皮肤，右手持注射器，将注射针刺入皮下，若针头容易摆动则证明针头已在皮下，推送药液，缓慢拔出注射针，稍微用手指压片刻针刺部位，以防药物外漏。
3、肌肉注射选用肌肉发达，无大血管经过的部位，如臀部或股部。
（肌肉注射比皮下和腹腔注射用得较少，但当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，常采用肌肉注射）4、腹腔注射 A、左手抓取并固定好动物，将腹部朝上。
B、右手持注射器将针头在下腹部腹白线稍左或偏右的位置，从下腹部朝头方向几乎平行地刺入皮下，进针3-5mm。
C、再使针头与皮肤呈45°角斜穿过腹肌，当针尖穿过腹肌进入腹腔时，有落空感，然后固定针头，保持针尖不动，回抽，无回血，无肠液、尿液，便可缓缓推入药液。
5、静脉注射（尾静脉注射） A、大、小鼠尾静脉共有3根(左、中、右)，一般常选用两侧的静脉。
注射前，先把动物固定在暴露尾部的鼠尾固定器内(可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物代替).B、拔去尾部静脉走向的毛，用75％酒精棉球反复擦拭鼠尾，以达到消毒、血管扩张及软化表皮角质的目的。
C、尽量从静脉的远心端刺入血管，回一下血，将药液缓慢注入。
D、注射完毕，用棉球压住针眼，拔去针头，继续压迫数分钟。
二、采血1、心脏采血将动物仰卧固定在鼠板上，剪去胸前区部位的被毛，消毒。
在左侧第3-4肋间，用左手食指摸到心搏处，右手持注射器选择心搏最强处穿刺。
当针穿刺入心脏时，血液由于心脏搏动的力量自动进入注射器。
如不需保留动物存活时，也可麻醉后切开动物胸膛，直接用注射器刺入心脏内采血，也可剪破心脏直接用注射器或吸管吸血。
2、摘眼球采血用左手抓住动物颈部皮肤，并将动物轻压在实验台上，稍微侧卧，左手拇指尽量将动物眼周围皮肤往眼后压，使动物眼球突出并充血，用弯头镊子迅速摘除眼球，眼眶内很快流出血液。
3、眶静脉丛（窦）采血将动物麻醉，采用侧眼向上固定体位，用左手拇指和食指从背部较紧地握住大（小）鼠颈部。
取血时，左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧，是头部静脉血液回流困难，眼球充分外突，眶静脉丛充血。
【注意事项】1、掌握方法，胆大心细，做好防护。
2、常用灌胃量：小鼠：0.2～1ml, 大鼠1～4ml3、摘取眼球采血法一般可取约为小鼠体重4-5%的血液量。
【思考题】1.如何熟练掌握大小鼠的给药途径和采血方法？动物实验基本操作三（安乐死）【实验目的】在科学应用和教学实验中，因实验终结、研究所需提供血液或其他组织脏器、不适合繁殖或者是当动物的疼痛与窘迫程度超过预期等情况下，需要我们以人道的方式使动物死亡，使动物在最低程度的疼痛、恐惧，并在最短的时间内失去知觉和痛觉。
【实验对象】KM小鼠，雌雄各半，体重18-22g。
【实验器材和药品】器材：鼠笼、大小鼠固定器、注射器（1ml）、棉球，剪毛剪、手术剪、手术刀、采血管、弯头镊子、烧杯100ml、方木板药品：吸入性麻醉剂、注射型麻醉剂、75％酒精棉球【实验步骤】1、颈椎脱臼法用拇指和食指用力往下按住鼠头，另一只手抓住鼠尾（鼠尾根部），用力往后上方一拉，使颈椎脱臼，造成脊髓与脑髓断离，动物立即死亡。
2、放血法麻醉动物后，将动物股、颈动脉、静脉全切断，血液立即喷出；用一块湿纱布不断擦去股动脉切周围处的血液和血凝块，同时不断的用自来水冲洗流血，使股动脉切口处保持畅通，动物3～5分钟内即可致死。
3、药物致死法A、药物吸入药物吸入是将有毒气体或挥发性麻醉剂，被动物经呼吸道吸入体内而致死，将KM小鼠放入含有乙醚的密封烧杯中，3-5分钟后可死亡B、药物注射将药物（腹腔注射硫酸镁）通过注射的方式注入动物体内，使动物死亡【注意事项】1、实验人员要有精神准备：掌握方法，胆大心细，做好防护、克服心理紧张等因素【思考题】1.安乐死的意义是什么？实验二家兔的气管及动脉插管实验目的1.学习捉拿家兔的正确方法和固定。
2.掌握常用手术器械的正确使用方法。
3.学习动物实验的基本操作技术，包括麻醉、切口与止血、气管插管术、颈动脉插管术实验对象健康家兔,雌雄均可,体重2.0～2.5Kg实验内容1.家兔的捉拿、麻醉与固定2.颈总动脉、神经等的分离技术3.气管插管4.动脉插管器材与药品器材：兔手术台、哺乳类动物手术器械一套、三通、动脉夹、动脉插管、气管插管、纱布、棉线、注射器、绑腿带、污物杯。
20%氨基甲酸乙酯溶液(乌拉坦，4-5ml/kg体重，麻醉用)步骤和方法一、家兔的捉拿与称重1、家兔的捉拿：右手抓住家兔颈背部皮肤，轻轻将家兔提起，迅速以左手托住其臀部，使家兔体重主要落左掌心上，以免损伤动物颈部。
注意点：家兔一般不咬人，但脚爪锐利，在挣扎易抓伤捕捉者，所以捕捉时要特别注意其四肢。
2、家兔的称重：将家兔放在婴儿秤上，待家兔安静的时候观察体重并记录。
注意点：(1)调零(2)切勿使劲按压称面二、家兔的麻醉1、麻醉药的注射如图1：助手的一侧上肢弯曲与同侧的躯干夹住家兔的后半部位，同时该侧的手托住家兔的腹部，另一只向上抓住家兔的颈背部，充分暴露耳背外缘耳缘静脉。
实验者的左食指、中指轻夹耳根部使静脉充盈，从远心端以30℃角度进针刺入静脉后顺血管平行方向深入1cm，左手拇指、食指在刺入部位将针头与兔耳固定，即可注入麻醉药。
2、麻醉效果判定：可以通过观察动物呼吸平稳深慢、角膜反射迟钝或消失、肢体肌肉松弛、皮肤夹捏反射消失四方面来判定是否达到理想的麻醉效果三、家兔的气管与动脉插管1、仰卧固定：头部用一根粗棉线拉住兔的两只门齿后栓在兔板的铁柱或固定于钩上。
两前肢平直放在胸腰部两侧,用粗棉绳的一端缚扎腕关节以上部位,缚绳从背后左右交叉穿过,压在对侧前肢的前臂上,再紧扎于兔板两侧的木钩上,两后肢左右分开, 缚绳扎踝关节以上部位,另一端分别固定于兔板后两侧的木钩上，如下图2。
2、气管插管操作要点1）用手术刀时，先用手或器械使两侧组织牵拉紧张情况下，以刀刃作垂直的轻巧的切开，不要作刮削的动作。
2）气管插管术操作要点（）：①颈部正中切开皮肤，钝性分离暴露气管、穿线备用。
②于气管中段第三或第四软骨环上向头端作一纵向倒“T”形切口。
③将气管导管由切口向胸部方向插入气管腔内。
④在气管软骨环之间进行结扎，并将棉线固定于插管分叉处。
3、动脉插管操作要点①于气管一侧小心分离颈总动脉约3cm穿两线备用。
②远心端结扎、近心端用动脉夹夹紧。
③用眼科剪与血管呈45℃的角度从远心端开始在向心一侧剪开管壁的1/3。
④插管前导管和压力换能器的肝素化。
⑤插管后结扎固定。
注意事项1、麻醉动物时,注射速度先快后慢, 边注射边观察动物麻醉指征。
如麻醉过浅,动物挣扎时可适量追加麻醉药, 切忌麻醉过深引起家兔死亡；2、手术过程中操作应轻柔,尽量避免不必要的损伤和出血；3、手术时, 切开颈部皮肤后, 尽量钝性分离, 以免损伤血管；4、气管插管前，应注意止血，并将气管分泌物清理干净；5、动脉导管的插入端要光滑，不能过尖，以防刺破动脉壁，引起大出血。
6、未扎紧动脉插管前不要松动动脉夹。
实验三、实验性肺水肿【实验原理与目的】肺水肿是临床上常见的危重症之一，肺水肿是指过多的液体积聚在肺间质或溢入肺泡腔内的病理状态。
当肺毛细血管流体静脉压增高、血浆胶体渗透压降低，肺微细管壁通透性增高、肺淋巴回流障碍等因素的某个或多个同时或相继作用，一般水肿液先在组织间隙中积聚，形成间质性肺水肿，然后发展为肺泡性肺水肿。