组培实验方案
组培实验的实验报告
一、实验名称植物组织培养二、实验目的1. 了解植物组织培养的基本原理和操作流程。
2. 掌握植物组织培养技术在植物繁殖、遗传改良和资源保护等方面的应用。
3. 培养实验操作能力和团队协作精神。
三、实验原理植物组织培养技术是利用植物细胞的全能性，通过无菌操作将植物组织（如茎尖、叶片、愈伤组织等）在特定的培养基上诱导分化，从而实现植物繁殖、遗传改良和资源保护等目的。
四、实验材料1. 植物材料：柳树茎尖、紫玉兰叶片。
2. 培养基：MS培养基、1/2MS培养基、1/4MS培养基。
3. 试剂：琼脂、蔗糖、葡萄糖、活性炭、硝酸铵、硝酸钠、磷酸二氢钾、硫酸镁、硼酸、氯化钙、氯化钾、氢氧化钠、氢氧化钾、盐酸、氯化钠、硫酸铁、硫酸锌、硫酸铜、抗坏血酸、维生素B6、吲哚丁酸、生长素、细胞分裂素等。
4. 实验器具：超净工作台、高压蒸汽灭菌器、培养皿、移液器、剪刀、镊子、酒精灯、酒精棉、无菌水等。
五、实验步骤1. 材料准备：将柳树茎尖和紫玉兰叶片洗净，用75%酒精消毒30秒，再用无菌水冲洗3次。
2. 培养基配制：按照实验要求，将不同浓度的MS培养基、1/2MS培养基和1/4MS培养基分别配制。
3. 接种：将消毒后的柳树茎尖和紫玉兰叶片接种到培养基上，每个培养基接种3个材料。
4. 培养条件：将接种后的培养基放入培养箱中，温度设置为25℃，光照强度为2000勒克斯，光照时间为12小时/天。
5. 观察记录：每隔7天观察一次培养材料的生长状况，记录其生长速度、颜色、形态等变化。
六、实验结果与分析1. 柳树茎尖培养：在MS培养基和1/2MS培养基上，柳树茎尖生长速度较快，颜色为绿色，叶片形状正常；在1/4MS培养基上，柳树茎尖生长速度较慢，颜色为淡绿色，叶片形状较小。
2. 紫玉兰叶片培养：在MS培养基和1/2MS培养基上，紫玉兰叶片生长速度较快，颜色为绿色，叶片形状正常；在1/4MS培养基上，紫玉兰叶片生长速度较慢，颜色为淡绿色，叶片形状较小。
组培思路和实验方案1
桤木组培快繁体系建立实验方案1、利用种子形成无菌体系目前种子灭菌后，发芽情况不甚理想，有可能是灭菌时间过长等原因造成。
建议参照西大大学的无菌种子灭菌方法。
2、针对幼苗生长一段时间后，枯黄的问题。
可能在如下几个方面进行培养基的改良。
从目前的情况来看，可能与基本培养基与基本培养环境有关，与激素的关系不大。
因此，我觉得应该首先使其桤木幼苗能够在培养基中正常生长，然后再选择不同激素进行增殖，壮苗，生根培养基的筛选。
2．1 在基本培养基方面进行改良。
有可能是MS培养基盐离子浓度过高造成的，特别是氮元素浓度过高。
因此可以采用以下几种基本培养基进行筛选。
优先考虑适合木本植物生长的WPM培养基。
第一步：实验WPM培养基（附表）。
以MS为对照，激素均为0.5 BA+0.1 NAA。
由于各个配方盐离子浓度不同，应该做预实验调整卡拉胶或琼脂粉的浓度。
PH值也调整到5.8。
（应考虑到高温灭菌后PH值会降低0.2-0.8）MS培养基（对照）大量元素1/2 MS大量元素1/4 MSWPM3/4WPM1/2WPM第二步：实验怀特（white）培养基以MS，WPM为对照，激素均为0.5 BA+0.1 NAA。
由于各个配方盐离子浓度不同，应该做预实验调整卡拉胶或琼脂粉的浓度。
PH值也调整到5.8。
MS培养基（对照）WPMWhite3/4White1/2White2.2 基本培养环境进行调整从个人经验来看，WPM或者改良WPM可能较适合桤木组培苗的生长。
如果筛选出较适宜的基本培养基可以在如下几个方面进行进一步优化。
PH值方面培养基软硬程度方面加活性炭其它3 增殖培养基的筛选首先应该保证得到较为适宜的基本培养基，在此基础上进行增殖培养基的筛选。
增殖系数是衡量快繁体系成功与否的关键因素之一。
除此之外，考虑到未来应用于工厂化育苗，高效低成本是关键。
因此，在筛选培养基的时候应该优先考虑价格较低的细胞分裂素，如BA。
其次在增殖方式上，优先考虑不经过愈伤组织直接诱导不定芽的方式，这样可以大大节省培养时间和效率。
组培实验方案
八、实验总结
本方案旨在为组培实验提供一套合法合规的操作流程和管理措施，以提高实验成果的稳定性和转化率。在实际操作过程中，需严格遵循无菌操作原则，合理调整培养基配方和植物激素浓度，注重实验数据的记录与分析，为生物科技领域的研究与发展贡献力量。
第2篇
组培实验方案
2.确保实验过程中生物安全，防止生物污染。
3.提高实验成果的稳定性和转化率。
三、实验内容
1.培养基的配制与消毒
2.外植体采集与处理
3.接种与培养
4.转瓶与继代培养
5.成苗与移栽
6.实验数据的记录与分析
四、实验材料与设备
1.材料：外植体、培养基、植物激素、消毒剂等。
2.设备：无菌操作台、高压蒸汽灭菌锅、接种针、镊子、剪刀、培养瓶、酒精灯、温度控制器、光照培养箱等。
三、实验材料与设备
1.实验材料
-外植体：选择健康、无病虫害的植物组织。
-培养基：根据实验需求，配制不同成分的培养基。
-消毒剂：75%乙醇、0.1%氯化汞溶液等。
-植物生长调节剂：细胞分裂素、生长素等。
2.实验设备
-无菌操作台
-高压蒸汽灭菌锅
-接种工具：无菌针、镊子、剪刀等。
-培养容器：培养瓶、封口膜等。
-使用消毒剂对外植体进行表面消毒。
3.接种与培养
-在无菌操作台上，将消毒后的外植体接种到预先准备好的培养基上。
-接种过程中，严格遵守无菌操作原则，避免污染。
-将接种后的培养瓶放入光照培养箱，设置适宜的光照、温度和湿度条件。
4.转瓶与继代培养
-当外植体生长至一定阶段，进行转瓶操作，更换新鲜培养基。
-转瓶过程中，注意观察外植体生长状况，调整植物生长调节剂浓度。
实验报告组培
一、实验目的1. 掌握植物组织培养的基本原理和方法。
2. 学习植物细胞全能性的概念及其在植物繁殖中的应用。
3. 培养学生的实验操作技能和科学思维。
二、实验原理植物组织培养是利用植物细胞的全能性，通过离体培养技术，将植物细胞、组织或器官培养成完整植株的过程。
植物细胞的全能性是指具有再分化形成完整植株的潜能。
在适宜的培养基和条件下，植物细胞可以分化成各种器官，进而形成完整的植株。
三、实验材料与仪器1. 实验材料：拟南芥种子、MS培养基、琼脂糖、无菌水、消毒液等。
2. 实验仪器：超净工作台、显微镜、恒温培养箱、高压蒸汽灭菌器、移液器、剪刀、镊子等。
四、实验步骤1. 种子消毒：将拟南芥种子用70%的酒精消毒30秒，再用无菌水冲洗3次。
2. 种子萌发：将消毒后的种子接种于含有1/2MS培养基的培养皿中，置于恒温培养箱中培养。
3. 营养组织分离：待种子萌发后，选择生长良好的幼苗，用无菌剪刀将幼苗的茎尖和叶片剪下。
4. 培养基制备：将MS培养基加入琼脂糖，溶解后高压蒸汽灭菌，制成固体培养基。
5. 培养基接种：将分离得到的营养组织接种于固体培养基上，置于恒温培养箱中培养。
6. 观察与记录：定期观察培养皿中植物组织的生长状况，记录生长情况。
五、实验结果与分析1. 种子萌发：经过消毒和萌发处理后，拟南芥种子成功萌发，长出幼苗。
2. 营养组织分离：成功分离出拟南芥的茎尖和叶片。
3. 培养基接种：接种后的植物组织在适宜的培养基和条件下生长良好。
4. 生长情况：接种后的植物组织逐渐分化出根、茎、叶等器官，形成完整植株。
六、实验结论1. 本实验成功实现了拟南芥的组织培养，证明了植物细胞的全能性。
2. 通过植物组织培养技术，可以快速繁殖植物，提高植物繁殖效率。
3. 本实验为植物学研究提供了有益的参考，有助于推动植物育种和繁殖技术的发展。
七、实验讨论1. 实验过程中，种子消毒和培养基制备是关键环节，需要严格控制无菌操作。
2. 在培养过程中，注意观察植物组织的生长状况，及时调整培养基和培养条件。
第五章植物组织培养技术实验方案
第五章植物组织培养技术实验方案一、实验目的：1.了解植物组织培养的基本原理和方法。
2.掌握植物组织培养的实验操作技巧。
3.培养植物组织并观察其生长和发育情况。
二、实验材料和设备：材料：麦芽糖、琼脂、植物激素（如IAA、ABA、GA3等）、幼绿豆胚轴组织。
设备：平板培养器、显微镜、高压锅、移液器、无菌操作器具等。
三、实验步骤：1.制备琼脂培养基a）称取适量琼脂加入适量蒸馏水中，搅拌均匀。
b）高压锅加热至沸腾，放入琼脂溶液，保持沸腾10-15分钟，使琼脂充分溶解。
c）将高压锅冷却后取出，倒入洁净的培养器中，晾凉并凝固。
2.准备植物组织a）将绿豆种子浸泡于水中，待种子发芽至一定程度。
b）取出绿豆胚轴组织，用刀切割成适当大小的组织片段。
3.制备植物组织培养基a）取适量砂糖和植物激素（如IAA、ABA、GA3等），溶解于蒸馏水中。
b）加入适量制备好的琼脂培养基，搅拌均匀。
4.进行组织培养a）将准备好的植物组织片段放入培养器中，倒入制备好的植物组织培养基，使组织片段完全浸没其中。
b）盖上培养器盖子，用透明胶带密封，防止细菌浸入。
c）将培养器置于适当的温度和光照条件下，进行培养。
5.观察和记录a）每天观察组织的生长和发育情况，记录变化。
b）使用显微镜观察细胞结构和细胞分裂情况。
c）观察是否有细菌感染或其他异常情况。
d）记录实验数据，如生长速率、生长周期等。
四、实验要点：1.所有实验操作都要在无菌环境下进行，避免细菌和其他微生物的污染。
2.组织培养基的配方可以根据不同的植物种类和研究目的进行调整。
3.培养条件也根据不同植物种类的要求进行调整，如温度、光照等。
4.实验中要注意观察并记录实验数据，对结果进行分析和总结。
五、预期结果：通过植物组织培养技术，可以观察到植物组织的生长和发育情况，研究不同因素对植物生长的影响，培养出健康的植物组织，为其他相关研究提供基础数据和实验材料。
六、安全注意事项：1.操作时要小心使用实验器具，避免切伤或烫伤等事故发生。
组培实训报告流程
一、引言植物组织培养技术是一种重要的生物技术，广泛应用于植物繁殖、遗传改良、种质资源保存等领域。
本实训旨在通过实际操作，使学生掌握植物组织培养的基本原理、技术流程和操作技能，提高学生的实践能力和创新意识。
二、实训目的1. 理解植物组织培养的基本原理和过程。
2. 掌握植物组织培养的操作技能，包括外植体选择、消毒、接种、培养等。
3. 学会使用组培实验室的仪器设备。
4. 提高实验数据的分析和处理能力。
三、实训内容1. 实验室参观与准备- 参观组培实验室，了解实验室的布局和仪器设备。
- 准备实验所需的材料，如植物材料、培养基、消毒剂、无菌操作工具等。
2. 外植体选择与消毒- 根据实验要求选择合适的外植体，如叶片、茎段、芽等。
- 对外植体进行表面消毒，常用消毒剂有70%酒精、氯化汞等。
- 消毒时间根据植物材料和消毒剂不同而有所差异。
3. 培养基制备与接种- 根据实验要求配置培养基，常用的培养基有MS培养基、WPM培养基等。
- 将消毒后的外植体接种到培养基上，注意接种密度和位置。
- 接种后封口，放置于培养箱中。
4. 培养与观察- 将接种后的培养基放置于适宜的温度、光照条件下培养。
- 定期观察外植体的生长情况，记录数据。
- 观察外植体的生长速度、生长状态、有无变异等。
5. 数据分析与报告撰写- 对实验数据进行整理和分析，得出结论。
- 撰写实训报告，内容包括实验目的、材料与方法、结果与分析、结论等。
四、实训步骤1. 实验准备- 了解组培技术的基本原理和流程。
- 准备实验所需的材料，如植物材料、培养基、消毒剂、无菌操作工具等。
2. 外植体选择与消毒- 选择易增殖的外植体，如茎段、芽等。
- 使用70%酒精对外植体进行表面消毒，时间约为30秒。
- 使用氯化汞进行二次消毒，时间约为5分钟。
3. 培养基制备与接种- 配制MS培养基，加入适量的激素。
- 将消毒后的外植体接种到培养基上，每瓶接种2-3个外植体。
- 封口，标记，放置于培养箱中。
组培实验报告
组培实验报告组培是一种人工培养细胞的方法，通过在培养皿中培养相关细胞并控制其生长条件，可以使细胞不断分裂和增殖，以达到特定的实验目的。
与传统细胞培养相比，组培更加普遍应用于细胞学、免疫学、生理学等领域，并且能够在短期内获得高度均一的细胞选择。
本篇实验报告详细介绍了组培实验的流程、实验方法以及相关应用。
一、实验简介实验名称：组培实验实验目的：了解组织细胞的生长和分化，掌握组培技术并进行体外研究。
二、实验流程1、细胞培养在实验前，准备好需要进行组培的细胞，并在培养皿中将其分散。
先将细胞加入适量的培养基中，并将其完全均匀混合。
在细胞与培养基充分混合后，将其放置于培养箱中进行培养。
培养箱应维持适宜的温度、湿度和二氧化碳浓度，以保持细胞的健康生长。
2、组织切片当细胞生长状态达到一定程度后（通常为70%左右），需要进行组织切片，也就是将细胞分散在芯片上。
为了减少组织切片时细胞遭受的伤害，需要使用无菌手术工具和组织切割器。
在操作过程中，需要非常小心并将减少细胞的损伤。
完成组织切片后，将其置于已经准备好的组织培养皿中。
与细胞培养相同，组织培养时也需要保持适宜的温度、湿度和二氧化碳浓度，以便组织细胞的生长和繁殖。
三、实验方法组织切片是将已经培养好的细胞分散在芯片上的过程。
组织切片需要使用无菌手术工具和组织切割器，以减少细胞的损伤。
手术前需要对组织切割器进行除菌消毒。
四、实验应用组培技术被广泛应用于细胞培养学、免疫学、药理学、生理学、生物材料学等领域。
在医学领域中，组织工程学更是成为了一个非常热门的研究方向。
通过组培技术，医学研究人员能够将组织细胞培养成细胞生物组织块、人工合成基质等材料，并研究其在治疗人类疾病时的应用 potential。
同时，组培还为相关领域的研究人员提供了方便的研究手段，提高了研究的效率。
园林植物组培快繁实验方案
园林植物组培快繁实验方案一、引言园林植物的繁殖繁忙是园林植物繁殖的一种常见方法，它通过组织培养技术，可以大幅度提高植物的繁殖效率。
园林植物组培快繁实验方案是一种在实验室条件下进行的植物繁殖方法，它可以快速繁殖大量健康的植株，为园林绿化提供了可行的解决方案。
二、实验材料准备1. 组培基质：选择富含营养物质的培养基，如MS培养基。
2. 植物材料：选择具有繁殖潜力的园林植物，如常见的月季、紫薇等。
3. 器具和试剂：培养瓶、无菌操作台、无菌器皿、无菌手套、无菌剪刀、植物生长调节剂（如激素）等。
三、实验步骤1. 植物的材料准备：选择生长健康、无病虫害的植物作为母株，将其进行无菌处理，以保证实验的无菌性。
2. 组织培养基的制备：按照MS培养基的配方，将培养基溶解于无菌蒸馏水中，调整pH值，并加入植物生长调节剂，如激素等。
3. 材料切割和处理：将母株的茎尖、叶片等进行切割和处理，去除边缘部分，取中间健康部分，进行无菌处理。
4. 培养瓶组装和接种：将切割好的材料放置在培养瓶中，加入适量的培养基，封口并进行无菌处理。
5. 培养条件和观察：将培养瓶放置在恒温恒湿的培养箱中，设置适宜的光照和温度条件，定期观察植株的生长情况。
6. 转移和扩繁：当植株生长到一定大小时，可将其转移到新的培养瓶中进行扩繁，以快速繁殖大量健康的植株。
四、注意事项1. 实验过程中要保持无菌操作，避免外界细菌和病毒的污染。
2. 培养基的配制要准确，pH值的调整要合适，以保证植物的正常生长。
3. 培养箱的光照和温度条件要适宜，以促进植株的生长和分化。
4. 实验过程中要定期观察植株的生长情况，及时发现问题并进行调整。
5. 实验完成后，要对培养瓶进行无菌处理，避免植物的二次感染。
五、实验结果与讨论园林植物组培快繁实验的结果将根据不同的植物材料和培养条件而有所差异。
在实验过程中，观察植株的生长情况，包括根系的生长情况、茎叶的生长情况等，以评估实验的成功程度。
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组培实验方案
同一地区枝条按木质化程度分三个等级分别做实验对比
方案一、不加0.1%吐温，对比升汞消毒时间(MS培养基：4.74g/LMs+_30g/L蔗糖+8g/L琼脂+5g/LVc)
一级（茎尖）：木质化程度最低
方案1.1：全撕皮后用5g/L洗衣粉搓洗5-10min，再用蒸馏水冲洗2-3次后进入超净工作台进行无菌消毒以及接种工作。
超净工作台中的操作：将冲洗过的枝条用无菌镊子移入无菌瓶（高温灭菌过的无菌瓶），用无菌水冲洗枝条1-3次后用75%酒精消毒30s-1min，再用无菌水冲洗2-3次，用0.1%升汞消毒3min,再用无菌水冲洗5-7次（以上每次无菌水冲洗时分别手摇1min）
方案1.2:全撕皮后用5g/L洗衣粉搓洗5-10min，再用蒸馏水冲洗2-3次后进入超净工作台进行无菌消毒以及接种工作。
超净工作台中的操作：将冲洗过的枝条用无菌镊子移入无菌瓶（高温灭菌过的无菌瓶），用无菌水冲洗枝条1-3次后用75%酒精消毒30s-1min，再用无菌水冲洗2-3次，用0.1%升汞消毒5min,再用无菌水冲洗5-7次（以上每次无菌水冲洗时分别手摇1min）
二级：茎段中段
方案1.3：全撕皮后用5g/L洗衣粉搓洗5-10min，再用蒸馏水冲洗2-3次后进入超净工作台进行无菌消毒以及接种工作。
超净工作台中的操作：将冲洗过的枝条用无菌镊子移入无菌瓶（高温灭菌过的无菌瓶），用无菌水冲洗枝条1-3次后用75%酒精消毒30s-1min，再用无菌水冲洗2-3次，用0.1%升汞消毒3min,再用无菌水冲洗5-7次（以上每次无菌水冲洗时分别手摇1min）
方案1.4:全撕皮后用5g/L洗衣粉搓洗5-10min，再用蒸馏水冲洗2-3次后进入超净工作台进行无菌消毒以及接种工作。
超净工作台中的操作：将冲洗过的枝条用无菌镊子移入无菌瓶（高温灭菌过的无菌瓶），用无菌水冲洗枝条1-3次后用75%酒精消毒30s-1min，再用无菌水冲洗2-3次，用0.1%升汞消毒5min,再用无菌水冲洗5-7次（以上每次无菌水冲洗时分别手摇1min）
三级：半木质化
方案1.5：全刮皮后用5g/L洗衣粉搓洗5-10min，再用蒸馏水冲洗2-3次后进入超净工作台进行无菌消毒以及接种工作。
超净工作台中的操作：将冲洗过的枝条用无菌镊子移入无菌瓶（高温灭菌过的无菌瓶），用无菌水冲洗枝条1-3次后用75%酒精消毒30s-1min，再用无菌水冲洗2-3次，用0.1%升汞消毒3min,再用无菌水冲洗5-7次（以上每次无菌水冲洗时分别手摇1min）
方案1.6:全刮皮后用5g/L洗衣粉搓洗5-10min，再用蒸馏水冲洗2-3次后进入超净工作台进行无菌消毒以及接种工作。
超净工作台中的操作：将冲洗过的枝条用无菌镊子移入无菌瓶（高温灭菌过的无菌瓶），用无菌水冲洗枝条1-3次后用75%酒精消毒30s-1min，再用无菌水冲洗2-3次，用0.1%升汞消毒5min,再用无菌
水冲洗5-7次（以上每次无菌水冲洗时分别手摇1min）
方案二、不用75%酒精消毒，对比升汞消毒时间(MS培养基：4.74g/LMs+_30g/L蔗糖+8g/L琼脂+5g/LVc)
一级（茎尖）：木质化程度最低
方案2.1：全撕皮后用5g/L洗衣粉搓洗5-10min，再用蒸馏水冲洗2-3次后进入超净工作台进行无菌消毒以及接种工作。
超净工作台中的操作：将冲洗过的枝条用无菌镊子移入无菌瓶（高温灭菌过的无菌瓶），用无菌水冲洗2-3次，用0.1%升汞+0.1%吐温混和溶液消毒3min,再用无菌水冲洗5-7次（以上每次无菌水冲洗时分别手摇1min）
方案2.2:全撕皮后用5g/L洗衣粉搓洗5-10min，再用蒸馏水冲洗2-3次后进入超净工作台进行无菌消毒以及接种工作。
超净工作台中的操作：将冲洗过的枝条用无菌镊子移入无菌瓶（高温灭菌过的无菌瓶），用无菌水冲洗2-3次，用0.1%升汞+0.1%吐温混和溶液消毒5min,再用无菌水冲洗5-7次（以上每次无菌水冲洗时分别手摇1min）
二级：茎段中段
方案2.3：全撕皮后用5g/L洗衣粉搓洗5-10min，再用蒸馏水冲洗2-3次后进入超净工作台进行无菌消毒以及接种工作。
超净工作台中的操作：将冲洗过的枝条用无菌镊子移入无菌瓶（高温灭菌过的无菌瓶），用无菌水冲洗2-3次，用0.1%升汞+0.1%吐温混和溶液消毒3min,再用无菌水冲洗5-7次（以上每次无菌水冲洗时分
别手摇1min）
方案2.4:全撕皮后用5g/L洗衣粉搓洗5-10min，再用蒸馏水冲洗2-3次后进入超净工作台进行无菌消毒以及接种工作。
超净工作台中的操作：将冲洗过的枝条用无菌镊子移入无菌瓶（高温灭菌过的无菌瓶），用无菌水冲洗2-3次，用0.1%升汞+0.1%吐温混和溶液消毒5min,再用无菌水冲洗5-7次（以上每次无菌水冲洗时分别手摇1min）
三级：半木质化
方案2.5：全刮皮后用5g/L洗衣粉搓洗5-10min，再用蒸馏水冲洗2-3次后进入超净工作台进行无菌消毒以及接种工作。
超净工作台中的操作：将冲洗过的枝条用无菌镊子移入无菌瓶（高温灭菌过的无菌瓶），用无菌水冲洗2-3次，用0.1%升汞+0.1%吐温混和溶液消毒3min,再用无菌水冲洗5-7次（以上每次无菌水冲洗时分别手摇1min）
方案2.6:全刮皮后用5g/L洗衣粉搓洗5-10min，再用蒸馏水冲洗2-3次后进入超净工作台进行无菌消毒以及接种工作。
超净工作台中的操作：将冲洗过的枝条用无菌镊子移入无菌瓶（高温灭菌过的无菌瓶），用无菌水冲洗2-3次，用0.1%升汞+0.1%吐温混和溶液消毒5min,再用无菌水冲洗5-7次（以上每次无菌水冲洗时分别手摇1min）
方案三、不加Vc，对比升汞消毒时间(MS培养基：4.74g/LMs+_30g/L蔗糖+8g/L琼脂)
一级（茎尖）：木质化程度最低
方案3.1：全撕皮后用5g/L洗衣粉搓洗5-10min，再用蒸馏水冲洗2-3次后进入超净工作台进行无菌消毒以及接种工作。
超净工作台中的操作：将冲洗过的枝条用无菌镊子移入无菌瓶（高温灭菌过的无菌瓶），用无菌水冲洗枝条1-3次后用75%酒精消毒30s-1min，再用无菌水冲洗2-3次，用0.1%升汞消毒3min,再用无菌水冲洗5-7次（以上每次无菌水冲洗时分别手摇1min）
方案3.2:全撕皮后用5g/L洗衣粉搓洗5-10min，再用蒸馏水冲洗2-3次后进入超净工作台进行无菌消毒以及接种工作。
超净工作台中的操作：将冲洗过的枝条用无菌镊子移入无菌瓶（高温灭菌过的无菌瓶），用无菌水冲洗枝条1-3次后用75%酒精消毒30s-1min，再用无菌水冲洗2-3次，用0.1%升汞消毒5min,再用无菌水冲洗5-7次（以上每次无菌水冲洗时分别手摇1min）
二级：茎段中段
方案3.3：全撕皮后用5g/L洗衣粉搓洗5-10min，再用蒸馏水冲洗2-3次后进入超净工作台进行无菌消毒以及接种工作。
超净工作台中的操作：将冲洗过的枝条用无菌镊子移入无菌瓶（高温灭菌过的无菌瓶），用无菌水冲洗枝条1-3次后用75%酒精消毒30s-1min，再用无菌水冲洗2-3次，用0.1%升汞消毒3min,再用无菌水冲洗5-7次（以上每次无菌水冲洗时分别手摇1min）
方案3.4:全撕皮后用5g/L洗衣粉搓洗5-10min，再用蒸馏水冲洗2-3次后进入超净工作台进行无菌消毒以及接种工作。
超净工作台中的操作：将冲洗过的枝条用无菌镊子移入无菌瓶（高温灭菌过的无菌瓶），用无菌水冲洗枝条1-3次后用75%酒精消毒30s-1min，再用无菌水冲洗2-3次，用0.1%升汞消毒5min,再用无菌水冲洗5-7次（以上每次无菌水冲洗时分别手摇1min）
三级：半木质化
方案3.5：全刮皮后用5g/L洗衣粉搓洗5-10min，再用蒸馏水冲洗2-3次后进入超净工作台进行无菌消毒以及接种工作。
超净工作台中的操作：将冲洗过的枝条用无菌镊子移入无菌瓶（高温灭菌过的无菌瓶），用无菌水冲洗枝条1-3次后用75%酒精消毒30s-1min，再用无菌水冲洗2-3次，用0.1%升汞消毒3min,再用无菌水冲洗5-7次（以上每次无菌水冲洗时分别手摇1min）
方案3.6:全刮皮后用5g/L洗衣粉搓洗5-10min，再用蒸馏水冲洗2-3次后进入超净工作台进行无菌消毒以及接种工作。
超净工作台中的操作：将冲洗过的枝条用无菌镊子移入无菌瓶（高温灭菌过的无菌瓶），用无菌水冲洗枝条1-3次后用75%酒精消毒30s-1min，再用无菌水冲洗2-3次，用0.1%升汞消毒5min,再用无菌水冲洗5-7次（以上每次无菌水冲洗时分别手摇1min）。