动物实验基本技术及实验动物管理法规
实验动物管理规定
实验动物管理规定生物学实验教学中常用到实验动物，因此，切实从购入、饲育、使用、环境、处理等全过程加强对实验动物的管理，确保实验教学安全、有效进行，特制定本管理规定：第一条利用实验动物从事教学、科研、生产、检定、检验和其他活动的实验室和个人，应当按照使用许可证许可范围，使用合格的实验动物。
实验前应对实验动物作常规检查（体重、体温、常见病等）和观察，所用动物应符合实验条件要求。
第二条本条例所称实验动物，是指经人工饲育，对其携带的微生物实行控制，遗传背景明确或者来源清楚的，用于科学研究、教学以及其他科学实验的动物。
第三条实验动物的管理，应当遵循统一规划、合理分工，有利于促进实验动物教学和科学研究的原则。
第四条实验动物的质量监督和质量合格认证制度的具体办法参照国家有关制定。
第五条实验动物遗传学、微生物学、营养学和饲育环境等方面的标准参照国家技术监督局有关规定。
第六条实验动物购入1.根据教学计划，各实验室每学期末提交实验动物使用品种、数量等计划单，由实验中心主任审批，交材料采购供应室采购。
2.购入或领取实验动物时，实验人员应向供应部门索取所用动物相应等级的由国家主管部门所颁发的质量合格证书、动物的遗传背景资料、动物微生物检查资料及动物年龄和健康等方面的资料。
3.动物健康检查，以外观为主。
主要内容包括：皮毛：有无光泽、出血、干燥；眼：有无眼屎、流泪、白内障、角膜损伤等；耳：有无外伤、耳壳曲折、中耳炎等；四肢：有无弯曲、脱臼、外伤、关节炎；肛门：有无下痢、血便、脱肛等。
4.实验动物购入后，实验教师要负责验收，合格后方可使用。
第七条实验动物饲养室及饲养器具准备1.饲养室面积应根据所购入动物的数量来确定。
面积太小，室内氨浓度很易超过20m g·L-1，对实验的动物疾病控制将产生较大的影响。
2.饲养动物的器具等，应在动物购入前准备好。
准备的数量、规格应根据动物的品种和数量。
每笼收养动物数和分组情况而定。
垫料、饲料应按购入动物数量准备。
动物实验技术 动物实验的基本操作
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6
2、家兔：
方法：首先固定家兔，再将扩口器放入口中，置于上，下门齿 之后，将14号导尿管从扩口器中央的小孔通过，沿咽后壁插 入食道。插入后，应检查导尿管是否确实插入食道，可将导尿 管外端的口入一只盛满水的烧杯中，如无气泡产生，表明导尿 管被正确插入胃中，再将导管与注射器相连，注入药液。
Oral feed
第 二 节 实验动物的选择原则
选择什么样的实验动物是医学科学研究工作 中一个重要环节，因为在不适当的动物进行实验， 常可导致实验结果的不可靠，甚至使整个实验徒 劳无功，直接关系到科学研究的成败和质量。
一、查阅文献，加强交流： 通过充分地查阅文献，可了解本领域、本 项目以往使用的实验动物情况及其研究结果， 有利于充分利用前人的研究成果、研究思想， 避免重复研究。 传统应用的实验动物是科技工作者长期以来 实践经验的积累，各个专业、各个课题都有自 己常用的动物品和品系。
Blood Collection From Cardiac Puncture in Mouse
（二）家兔的采血： 1、耳缘静脉采血 2、心脏取血 3、颈动脉
Small blood samples can be collected from a lateral ear vein.
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兔耳缘静脉注射，取血时，可在其耳内面 局部拔毛。
（三）脱毛法：用于手术前动物皮肤局部脱毛。 方法： 首先剪短动物被毛。然后涂脱毛剂，2-3分钟后用温 水清洗干净，最后涂上一层油脂。 脱毛剂的配制： 下列3种方法适用于小鼠，小鼠和家兔。 1、硫化纳3克+肥皂粉1克+淀粉7克+水适量，调成糊状。 2、硫化纳8克+淀粉7克+糖4克+甘油5克+硼砂1克+水 75毫升 3、硫化纳8克+水100毫升
动物实验管理技术
动物实验管理技术Animal experiment Management Technology 动物实验管理技术（animal experiment Management Technology）覆盖了从动物进入实验室到实验结束离开实验室全过程，包括对动物来源、验收入室、实验期间饲养照料等内容，应与动物的生物学特性和实验应用密切配合，是保障实验期间动物的生活质量以及保障动物实验顺利进行必不可少的。
一、动物的来源使用标准化的实验动物开展研究，是保障动物实验结果科学、可靠的关键。
随着实验动物生产和使用的分离以及实验动物商品化供应逐渐成熟，研究者应向持有实验动物生产许可证或具有相应资质的实验动物生产供应单位购买标准化实验动物，以确保动物质量。
订购动物时，应根据实验设计并结合动物生长规律进行预订，预定时须将动物的种、系、日龄、体重、性别、数量等规格写清楚。
二、动物的接收和验收接收和验收外来动物进入实验室，是动物实验正式开始后的第一个步骤。
无论是从其他设施运来的动物，还是从本设施其他饲养室转移过来的动物，都需要执行接收和验收程序，其目的是“验明正身”，包括对动物种系、数量、性别、规格（年龄/体重）、净化等级等信息的核对，并对动物的包装进行检查，确认其与动物净化等级匹配且无破损和其他可疑之处。
接收和验收必须在动物抵达后的第一时间进行，因为在将动物从一处设施转运至另一处设施时，动物暂时处于不利的生活环境中，包括运输笼箱的新异环境、断水断食、通风换气效率低等，在这样环境中所处的时间越长，动物健康所受的影响越大，对实验研究的潜在干扰也越大。
由于强烈的应激效应，一些动物甚至可能在运输途中或到达实验室等待接收的期间死亡。
对于需要饲养在屏障环境中的动物，应在将动物连同包装一起送入屏障设施后，才能开启包装查看动物。
对于每批购入动物，都应验看所附的质量合格证明，动物的遗传背景资料、动物微生物检查资料及动物年龄和健康等方面的资料。
实验动物管理条例(2017年版)
实验动物管理条例（1988年10月31日国务院批准1988年11月14日国家科学技术委员会令第2号发布根据2011年1月8日《国务院关于废止和修改部分行政法规的决定》第一次修订根据2013年7月18日《国务院关于废止和修改部分行政法规的决定》第二次修订根据2017年3月1日《国务院关于修改和废止部分行政法规的决定》第三次修订）第一章总则第一条为了加强实验动物的管理工作，保证实验动物质量，适应科学研究、经济建设和社会发展的需要，制定本条例。
第二条本条例所称实验动物，是指经人工饲育，对其携带的微生物实行控制，遗传背景明确或者来源清楚的，用于科学研究、教学、生产、检定以及其他科学实验的动物。
第三条本条例适用于从事实验动物的研究、保种、饲育、供应、应用、管理和监督的单位和个人。
第四条实验动物的管理，应当遵循统一规划、合理分工，有利于促进实验动物科学研究和应用的原则。
第五条国家科学技术委员会主管全国实验动物工作。
省、自治区、直辖市科学技术委员会主管本地区的实验动物工作。
国务院各有关部门负责管理本部门的实验动物工作。
第六条国家实行实验动物的质量监督和质量合格认证制度。
具体办法由国家科学技术委员会另行制定。
第七条实验动物遗传学、微生物学、营养学和饲育环境等方面的国家标准由国家技术监督局制定。
第二章实验动物的饲育管理第八条从事实验动物饲育工作的单位，必须根据遗传学、微生物学、营养学和饲育环境方面的标准，定期对实验动物进行质量监测。
各项作业过程和监测数据应有完整、准确的记录，并建立统计报告制度。
第九条实验动物的饲育室、实验室应设在不同区域，并进行严格隔离。
实验动物饲育室、实验室要有科学的管理制度和操作规程。
第十条实验动物的保种、饲育应采用国内或国外认可的品种、品系，并持有效的合格证书。
第十一条实验动物必须按照不同来源，不同品种、品系和不同的实验目的，分开饲养。
第十二条实验动物分为四级：一级，普通动物；二级，清洁动物；三级，无特定病原体动物；四级，无菌动物。
动物实验基本操作技术
动物实验基本操作技术动物实验作为一种科学研究手段，常用于医学、生物学等领域的实验研究。
为了确保实验的可靠性和安全性，研究人员需要正确掌握基本的动物实验操作技术。
下面将介绍一些常用的动物实验基本操作技术。
首先，动物实验前，需要对动物进行适当的饲养管理，确保其健康状态。
这包括提供适宜的饲料和饮水，保持合适的环境温度和湿度，以及定期清洁和消毒动物饲养环境。
此外，研究人员还需对动物进行身体检查，以排除可能影响实验结果的健康问题。
其次，对于需要进行手术的实验，研究人员需要具备相关的手术技术。
例如，动物麻醉技术是必不可少的，可以采用静脉注射麻药、局部麻醉或气管插管麻醉等方法。
在动物手术过程中，需要准确切割皮肤或组织，处理血管、神经和器官，以及进行缝合和止血等操作。
因此，研究人员需要熟练掌握相关手术技术，确保手术过程的顺利进行。
此外，动物实验中还常使用动物注射技术。
注射技术包括口服给药、皮下注射、肌肉注射和静脉注射等。
研究人员需要准确计量给药剂量，选择合适的注射部位和注射器具，并注意注射速度和注射途径的选择。
在实验中，研究人员还需要掌握注射后的观察和记录技巧，及时发现和处理可能的不良反应。
另外，动物实验还涉及到采集和处理生物样本的技术。
例如，研究人员需要采集血液、组织或其他体液样本，以进行生化分析、细胞培养或组织学检查等。
采样时需要注意卫生与无菌操作，避免交叉污染。
采样后，研究人员需要合理保存和处理样本，以保证实验结果的可靠性。
此外，动物实验中的数据记录与分析也是十分重要的。
研究人员需要仔细记录实验过程的各种参数，包括实验开始时间、操作步骤、药物剂量、实验结果等。
此外，研究人员还需要进行数据分析，以得出科学合理的结论。
在数据分析过程中，研究人员可以使用统计学方法，如平均值、标准差、方差分析等。
最后，动物实验的伦理与法规也是非常重要的。
研究人员需要遵守相关的伦理规范和动物保护法律法规，保证动物实验的道德性和合法性。
医学研究机构动物实验操作规范
医学研究机构动物实验操作规范一、动物管理为了保障医学研究的科学性和可靠性，医学研究机构应严格规范动物实验的操作流程和管理制度，确保实验过程中动物的福利和安全。
在进行动物实验前，必须对实验动物进行合理选择，确保动物的品种、性别、年龄等与研究目的相符。
1. 动物的来源和运输医学研究机构应选择有合法资质和良好声誉的供应商采购实验动物，确保动物的健康状态和品质。
运输过程中，应配备适当的设备和专业人员，并提供适宜的温湿度环境，确保动物在运输过程中的舒适与安全。
2. 动物的饲养环境医学研究机构应建立适宜的动物饲养环境，提供清洁卫生的饲养场所和设备，保证动物的食物、水源和床材等供应充足，并设立适当的照明与温度、湿度等环境参数，确保动物的舒适和健康。
3. 动物的饲养管理医学研究机构应制定全面的饲养管理制度，明确动物饲养人员的职责和任务。
饲养人员应具备相关的知识和技能，并定期进行培训和考核，确保动物得到正确的饲养和日常照顾。
二、动物实验操作在进行动物实验前，医学研究机构必须制定详细的操作规范，确保实验操作的准确性和可重复性，最大程度地减少对动物的伤害和痛苦。
1. 实验前准备在进行动物实验前，研究人员必须详细了解实验的目的、方法和技术要求，进行充分的文献调研和实验设计。
同时，应保证所使用的设备、试剂和器械符合相关标准和规定，确保实验操作的安全和可靠。
2. 动物实验操作流程医学研究机构应建立标准化的动物实验操作流程，并确保操作人员掌握正确的实验技术和操作方法。
实验操作应遵循医学伦理和法律法规的要求，确保动物在实验过程中的福利和安全。
3. 动物实验数据记录和分析医学研究机构应建立规范的实验数据记录和分析流程，并规定数据记录的内容和格式。
实验数据应及时、准确地记录，并进行分析和解读，以保证实验结果的可信度和可靠性。
三、动物实验伦理医学研究机构在进行动物实验时，必须遵循动物实验伦理的原则，确保动物在实验过程中的福利和权益得到充分保护。
广东省实验动物管理条例
广东省尝试动物打点条例(公告第41号)(2021年6月2日广东省第十一届人民代表大会常务委员会第十九次会议通过2021年6月2日广东省第十一届人民代表大会常务委员会公告第41号发布自2021年10月1日起施行) 第一章总那么第一条为了适应科学研究和经济社会开展的需要，加强对出产、使用尝试动物的打点，包管尝试动物和动物尝试的质量，促进自主创新，维护公共卫生安然，按照有关法律、行政法规，结合本省实际，制定本条例。
第二条本条例适用于本省行政区域内出产、使用尝试动物及其监督打点活动。
第三条尝试动物的打点应当遵循统一规划、合理分工、加强监督、有利于促进尝试动物科学研究和应用的原那么。
尝试动物按照国家尺度实行分级分类打点。
第四条省人民当局科学技术主管部分负责全省尝试动物打点工作，组织实施本条例。
县级以上人民当局科技、卫生、教育、农业、环保、质监、工商等有关部分在各自职责范围内做好尝试动物打点工作。
省尝试动物监测机构依照本条例规定负责尝试动物和动物尝试的质量技术监督和查验测试工作。
第五条本省尝试动物出产、使用实行许可打点和质量监督所需经费，由本级财务予以保障。
第二章出产与使用打点第六条尝试动物的出产、使用实行许可打点制度。
第七条从事尝试动物保种、繁育、供给等出产活动的单元和个人，应当取得由省人民当局科学技术主管部分颁布的尝试动物出产许可证。
设立动物尝试场合使用尝试动物进行科学研究、尝试和检测等活动的单元和个人，应当取得由省人民当局科学技术主管部分颁布的尝试动物使用许可证。
第八条申请尝试动物出产许可证的单元和个人，应当符合以下条件：(一)有工商营业执照或者事业单元法人证书;(二)尝试动物种子来自国家尝试动物种子中心或者国家承认的保种单元、种源单元，遗传布景清楚，质量符合国家尺度;(三)尝试动物的出产环境及设施、笼器具、饲料、饮用水等符合国家尺度和有关规定;(四)具有包管正常出产尝试动物所需要的专业技术人员和尝试动物质量的检测能力;(五)有健全的饲养、繁育等打点制度和相应的操作规程。
动物实验的基本技术和方法
动物实验的基本技术和方法动物实验是科学研究中常用的一种手段，通过对动物进行实验，可以了解生物体的生理、病理、药理等信息，对人类疾病的预防和治疗起到重要作用。
下面将介绍动物实验的基本技术和方法。
1.动物选择：选择适合进行实验的动物是进行动物实验的首要任务。
常用的实验动物有小鼠、大鼠、兔子、猪、狗等。
根据研究目的的不同，可以选择不同品种、不同年龄、不同性别的动物进行实验。
2.动物养护：对于实验动物的养护是确保实验结果可靠的重要环节。
动物应在适宜的温度、湿度和光照条件下饲养，并提供适宜的饲料和水源。
为了防止交叉感染，需要实施严格的无菌操作和动物消毒。
3.动物注射：动物注射是常用的动物实验技术之一、通过针筒和注射器将药物或其他物质注射到动物体内，以研究其作用机制。
常见的注射方式有皮下注射、肌肉注射和静脉注射。
4.动物手术：动物手术是进行生理、病理研究的重要手段。
常见的动物手术包括造模手术、器官移植手术和腹腔镜手术等。
在进行动物手术时，需要注意术前麻醉、手术操作的细节和术后的护理。
5.动物观察：动物观察是动物实验中重要的实验方法之一、通过观察动物行为、体征和疾病发展等，了解其生理和病理状态。
动物观察可以采用直接观察和间接观察的方法，比如记录动物的活动情况、进食量、体重变化等。
6.动物取样和检测：在动物实验中，需要采集动物的组织、血液、尿液等样本进行检测。
常用的动物取样方式有穿刺、切片、摘取组织等。
取样后，可以进行生化分析、免疫表型分析等检测方法进行进一步研究。
7.数据统计和分析：对于动物实验的结果，需要进行数据统计和分析，以得出科学的结论。
常用的统计分析方法有t检验、方差分析、回归分析等。
通过数据的处理和分析，可以确定实验结果的可靠性和显著性。
8.动物伦理：在进行动物实验时，需要遵循动物伦理原则，确保动物的福利和权益。
包括动物的合理饲养和管理、注重动物的生理和心理健康、减少动物的痛苦和不适等。
同时，需要通过伦理审查机构的审批，确保实验符合伦理要求。
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动物实验基本技术(一)耳缘切口采血：先将豚鼠耳消毒,用刀片沿血管方向割破耳缘,切口约长0.5cm,在切口边缘涂上20％的柠檬酸钠溶液，防治血凝，则血可自切口处流出。
此法采血每次可采0.5ml。
(二)背中足静脉采血：固定豚鼠，将其右或左后肢膝关节伸直，脚背消毒，找出足静脉，左手拇指和食指拉住豚鼠的趾端，右手将注射针刺入静脉，拔针后立即出血。
(三)心脏采血：用手二、豚鼠采血方法指触摸，选择心跳最明显的部位，把注射针刺入心脏，血液即流入针管。
心脏采血时所用的针头应细长些，以免发生采血后穿刺孔出血。
三、兔的采血方法(一)耳缘静脉采血：将兔固定,拔去耳缘静脉局部的被毛，消毒，用手指轻弹兔耳,使静脉扩张，用针头刺耳缘静脉末端,或用刀片沿血管方向割破一小切口,血液即流出。
本法为兔最常用的采血方法，可多次重复使用。
(二)耳中央动脉采血：在兔耳中央有一条较粗的、颜色较鲜红的中央动脉。
用左手固定兔耳，右手持注射器，在中央动脉的末端，沿着与动脉平行的向心方向刺入动脉，即可见血液进入针管。
由于兔耳中央动脉容易痉挛，故抽血前必须让兔耳充分充血，采血时动作要迅速。
采血所用针头不要太细，一般用6号针头，针刺部位从中央动脉末端开始，不要在近耳根部采血。
(三)颈静脉采血：方法同小鼠、大鼠的颈静脉采血。
(四)心脏采血：使家兔仰卧，穿刺部位在第三肋间胸骨左缘3mm处，针头刺入心脏后，持针手可感觉到兔心脏有节律的跳动。
此时如还抽不到血，可以前后进退调节针头的位置，注意切不可使针头在胸腔内左右摆动，以防弄伤兔的心、肺。
四、狗的采血方法(一)后肢外侧小隐静脉采血：后肢外侧小隐静脉位于后肢胫部下三分之一的外侧浅表皮下，由前侧方向后行走。
采血时，将动物固定，局部剪毛、消毒，采血者左手紧握剪毛区上部或扎紧止血带，使下部静脉充血，右手用连有6号或7号针头的注射器刺入静脉，左手放松，已适当速度抽血即可。
(二)前肢背侧皮下头静脉采血：前肢背侧皮下头静脉位于前脚爪的上方背侧的正前位。
采血方法同上(三)颈静脉采血：前两种方法需技术熟练,且不适于连续采血。
大量或连续采血时,可采用颈静脉采血，方法同小鼠、大鼠的颈静脉采血方法。
(四)股动脉采血：本法为采取动脉血最常用的方法。
操作简便，稍加训练的狗，在清醒状态下将狗卧位固定于狗解剖台上。
伸展后肢向外伸直，暴露腹股沟三角动脉搏动的部位，剪毛、消毒，左手中指、食指探模股动脉跳动部位，并固定好血管，右手取连有5号半针头的注射器，针头由动脉跳动处直接刺入血管，若刺入动脉一般可见鲜红血液流入注射器，有时还需微微转动一下针头或上下移动一下针头，方见鲜红血液流入。
有时可能刺入静脉，必须重抽。
抽血毕，迅速拔出针头，用干药棉压迫止血2-3分钟。
第六节实验动物各种体液、骨髓的采集方法一、消化液的采集(一) 唾液1. 直接抽取法在急性实验中，可用吸管直接插入动物口腔或唾液腺导管抽吸唾液，此法非常简单，但从口腔抽吸唾液会有杂质混入。
2. 制造腮腺瘘法在慢性实验中,收集狗的唾液，要用外科手术方法将腮腺导管开口移向体外，即以腮腺导管为中心，切成一直径约2～3cm的圆形粘膜片，将此粘膜片，与周围组织分开，穿过皮肤切口引到颊外,将带有导管开口的粘膜片与周围的皮肤缝合,腮腺分泌的唾液就流出颊外。
这种方法可以收集到较纯净的唾液。
(二)胃液1. 直接收集胃液法急性实验时，先将动物麻醉，将插胃管经口插入胃内,在灌胃管的出口连一注射器，用此注射器可收集到胃液,此法适用于狗等大型动物。
如是大鼠,需手术剖腹，从幽门端向胃内插入一塑料管，再由口腔经食道将一塑料管插入前胃，用pH7.5、35℃左右的生理盐水，以12ml/h的流速灌胃，收集流出液，进行分析。
2. 制备胃瘘法在慢性实验中,收集胃液多用胃瘘法,如全胃瘘法、巴氏小胃瘘法、海氏小胃瘘法等。
制备小胃是将动物的胃分离出一小部分，缝合起来形成小胃，主胃与小胃互不相通，主胃进行正常消化，从小胃可收集到纯净的胃液。
应用该法，可以待动物恢复健康后，在动物清醒状态下反复采集胃液。
(三)胰液和胆汁在动物实验中，主要是通过对胰总管和胆总管的插管而获得胰液或胆汁。
狗的胰总管开口于十二指肠降部，在紧*肠壁处切开胰管，结扎固定并与导管相连，即可见无色的胰液流入导管。
大鼠的胰管与胆管汇集于一个总管，在其入肠处插管固定，并在近肝门处结扎和另行插管，可分别收集到胰液和胆汁。
有时也可通过制备胰瘘和胆囊瘘来获得胰液和胆汁。
四、脑脊液的采集(一)狗、兔脑脊液的采集通常采取脊髓穿刺法：穿刺部位在两髂连线中点稍下方第七腰椎间隙。
动物轻度麻醉后，侧卧位固定，使头部及尾部向腰部尽量弯曲，剪去第七腰椎周围的被毛。
消毒后操作者在动物背部用左手姆、食指固定穿刺部位的皮肤，右手持腰穿刺针垂直刺入，当有落空感及动物的后肢跳动时，表明针已达椎管内( 蛛网膜下腔)，抽去针芯,即见脑脊液流出。
如果无脑脊液流出，可能是没有刺破蛛网膜。
轻轻调节进针方向及角度，如果脑脊液流的太快，插入针芯稍加阻塞，以免导致颅内压突然下降而形成脑疝。
(二)大鼠脑脊液的采集可采用枕大孔直接穿刺法在大鼠麻醉后，头部固定于定向仪上。
头颈部剪毛、消毒，用手术刀沿纵轴切一纵行切口(约2cm）用剪刀钝性分离颈部背侧肌肉。
为避免出血，最深层附着在骨上的肌肉用手术刀背刮开，暴露出枕骨大孔。
由枕骨大孔进针直接抽取脑脊液。
抽取完毕逢好外层肌肉、皮肤。
刀口处可撒些磺胺药粉，防止感染。
采完脑脊液后，应注入等量的消毒生理盐水，以保持原来脑脊髓腔的压力。
五、尿液的采集常用的采集方法较多，一般在实验前需给动物灌服一定量的水。
(一)代谢笼法：此法较常用，适用于大、小鼠。
将动物放在特制的笼内。
动物排便时，可以通过笼子底部的大小便分离漏斗将尿液与粪便分开，达到采集尿液的目的。
由于大、小鼠尿量较少，操作中的损失和蒸发，各鼠膀胱排空不一致等原因，都可造成较大的误差，因此一般需收集5小时以上的尿液，最后取平均值。
(二)导尿法：常用于雄性兔、狗。
动物轻度麻醉后，固定于手术台上。
由尿道插入导尿管(顶端应用液体石蜡涂抹)，可以采到没有受到污染的尿液。
(三)压迫膀胱法：在实验研究中，有时为了某种实验目的，要求间隔一定的时间，收集一次尿液，以观察药物的排泄情况。
动物轻度麻醉后，实验人员用手在动物下腹部加压，手要轻柔而有力。
当加的压力足以使动物膀胱括约肌松驰时，尿液会自动由尿道排出。
此法适用于兔、狗等较大动物。
(四)输尿管插管法：动物麻醉后，固定于手术台上。
剪毛、消毒，于耻骨联合上缘之上在正中线做皮肤切口(长约3～4cm),沿腹中线切开腹壁及腹膜,找到膀胱翻出腹外。
辨认清楚输尿管进入膀胱背侧的部位(膀胱三角)后，细心地分离出两侧输尿管，分别在*近膀胱处穿线结扎。
在离此结扎点约2cm 处的输尿管近肾段下方穿一根丝线。
用眼科剪在管壁上剪一斜向肾侧的小切口，分别插入充满生理盐水的细塑料管( 插入端剪成斜面)，用留置的线结扎固定。
可见到尿滴从插管中流出( 头几滴是生理盐水)，塑料管的另一端与带刻度的容器相连或接在记滴器上，以便记录尿量。
在适用过程中应经常活动一下输尿管插管，以防阻塞。
在切口和膀胱处应盖上温湿的生理盐水纱布。
(五)膀胱插管法：腹部手术同输尿管插管。
将膀胱翻出腹外后，用丝线结扎膀胱颈部，阻断它同尿道的通路。
然后在膀胱顶部避开血管剪一小口，插入膀胱漏斗，用丝线做以荷包缝合固定。
漏斗最好正对着输尿管的入口处。
注意不要紧贴膀胱后壁而堵塞输尿管。
下端接橡皮管插入带刻度的容器内以收集尿液。
(六)穿刺膀胱法：动物麻醉后固定于手术台上，在耻骨联合之上腹正中线剪毛，消毒后进行穿刺，入皮后针头应稍改变一下角度，以避免穿刺后漏尿。
(七)剖腹采尿法：同穿刺法做术前准备，皮肤准备范围应大一点。
剖腹暴露膀胱，操作者的左手用无齿小平镊夹住一小部分膀胱，右手持针在小镊夹住的膀胱部位直视穿刺抽取尿液。
可避免针头贴在膀胱壁上而抽不出尿液。
(八)反射排尿法：适用于小鼠，因小鼠被人抓住尾巴提起时排便反射比较明显。
故需采取少量尿液时，可提起小鼠，将排出的尿液接到带刻度的容器内。
六、精液的采集(一)人工阴道采集精液(semen)：体型较大的动物，如狗、猪、羊等,可用一专门的人工阴道套在发情的雄性动物阴茎上，采集精液。
也可将人工阴道置入雌性动物的阴道内，待动物交配完毕后，取出人工阴道采集精液。
还可将人工阴道固定在雌性动物外生殖器附近，雄性动物阴茎开始插入时,立即将其阴茎移入人工阴道内，待其射精完毕后,采集人工阴道内的精液。
(二)阴道栓采集精液：大小鼠雌雄交配后，24小时内可在雌性动物阴道口出现白色透明的阴道栓，这是雄鼠的精液和雌鼠阴道分泌液在阴道内凝固而成的，取阴道栓涂片染色可观察到凝固的精液。
(三)其它采集精液法：将发情的雌性动物放在雄性动物一起，当雄性动物被刺激发情后，立即将雄性动物分开，再用人工法刺激其射精。
也可按摩雄性动物的生殖器或用电刺激其发情中枢或性敏感区，使其射精。
七、阴道内液体的采集(一)棉拭子法：用消毒棉拭子旋转插入动物阴道内，然后在阴道内轻轻转动几下后取出，即可进行涂片镜检。
有的适用如大、小鼠等，阴道液较少，取其阴道液时，可用先浸湿后又挤尽无菌生理盐水的棉拭子取阴道液,这种棉拭子比干棉拭子容易插入阴道。
对体型较大的实验动物，也可先按摩或刺激其阴部，而后再采集其阴道液。
(二)滴管法：用消毒的钝头滴管吸取少量的无菌生理盐水插入动物阴道内，然后挤出生理盐水后又吸入，反复几次，吸取阴道冲洗液滴于玻片上制片、染色镜检。
(三)刮取法：用光滑的玻璃小勺或牛角制的小刮片慢慢插入阴道内，在阴道壁轻轻刮取一点阴道内含物，进行涂片镜检。
八、胸水的采集收集胸水常采用穿刺法。
如果实验不要求动物继续存活，也可用处死动物剖胸取胸水。
穿刺部位在动物脊侧腋后线胸壁第11～12肋间隙穿刺较安全。
此部位是肺最下界之外侧，既可避免损伤肺组织造成气胸，又易采集在隔肋窦的胸水。
此外，也可在腹侧胸壁近胸骨左侧缘第4～5肋间隙穿刺。
动物穿刺部位剪毛、消毒，操作者左手拇、食指绷紧肋间穿刺部位的皮肤，用带夹的橡皮管套上12～14号针头，沿肋骨前缘小心地垂直刺入。
当有阻力消失或落空感时，表示已穿入胸腔。
再接上针管，除去夹子，缓缓抽取胸水。
如果有条件在穿刺针头与注射器之间连一个三通管，但应注意正确运用三通管。
穿刺结束迅速拔出针头，轻揉穿刺部位，促进针孔闭合并注意消毒。
操作中严防空气进入胸腔，始终保持胸腔负压。
穿刺应用手控制针头的深度，以防穿刺过深刺伤肺脏。
九、腹水的采集抽取狗等大动物腹水，让狗按自然站立位固定，穿刺部位在耻骨前缘与脐之间，腹中线两侧。
剪毛消毒，局部浸润麻醉。
操作者左手姆、食指紧绷穿刺部位的皮肤，右手控制穿刺深度做垂直穿刺。
注意不可刺的太深，以免刺伤内脏。