大鼠原位肾脏移植模型的建立

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大鼠左肺原位移植模型手术技术改进

大鼠左肺原位移植模型手术技术改进＊
张俊，王胜，王建军，汪文东，丁静民，王家顺△
华中科技大学同济医学院附属协和医院胸外科，汉武４０２３０２
摘要：的目
探讨建立更简便有效的 பைடு நூலகம் 鼠左肺原位移植模型。方法
Ｆｏｔａｅｒｔｒａｏｍｌｉｉｄｉｏｄｒｙｍｌａｓｗｅｅｒｎｄｙｄｖｄｅｎｔｏｎｏｎｄｒｃｐｉｎｔｇｒｕｐｓｒａｅｉｅｏ．Ｒａｕｒｎｓ１ｎｔｔｏｎｍｏｄｌｒｓａｉｈｅｙＵｔｌｎｇｔａｐａａｉｅｓｗｅｅｅｔｂｌｓｄｂ — ｓｎｇｉｐｒｅｕｆｅｈｎｉｅＲｅｕｌｓＩｅｉｉｎｏｕ２ａｉａｓｄｅｄｕｉｅａｉｎ，ｎｄｔｅｒｍａｉｎ１ｉｍｏｖｄｃｆｔｃｑｕ．ｓｔｎｒｃｐｅｔｇｒｐ，ｎｍｌｉｄｒｎｇｏｐｒｔｏａｈｅｎｉｇｏｐｅａｉｅｅ８ｒｔｏｎｓｗｒ
ａｃｍｐｉｈｄｓｃｅｓｕｌ．ｅｍｅｎｏｅａｉｅｔｆｒｃｐｅｔｓ３ｃｏｌｅｕｃｓｆｌＴｈａｐｒｔｉｓｙｖｍｅｏｅｉｉｎｓｗａ（４ｍｉ．ｌｔｅ１ａｓｓｒｉｅｖｒ３ａｓａｔｒ５± ）ｎＡ１ｈｒｔｕｖｖｄｏｅ０ｄｙｆｅ８
ｌｎｇｔａｐａｎａｉｎ．ｈｒｗａｎｏｉｆｃｎｔｉｆｒｎｃｉｔｂｏｄａａｌｉｂｅｏｅｎａｔｒｌｐｐｎｔｅｉｈｔ — ｕｒｎｓｌｔｔｏＴｅｅｓｓｇｎｉｉａｄｆｅｅｅｎｈｅｌｏｇｓｎａｙｓｓｆｒａｄｆｅｃｉｉｇｈｒｇｈｉｌｌＩＣｏｌｓｏＴｈｉｅｈＳｍｏｅｓｍｐｌａｄａＵＴ．ｎｃｕｉｎｓｍｔｏｄｉｒｉｅｎｐｐｌｃｂｌａａｓｌｓｉｅ，ｎｄｃｎｂｅｕｓｄｏｓａｉｈｒｔｌｎｇｔａ — ｉａｅ．ｎｄｔｋｅｅｓｔｍａａｅｔｅｔｂｌｓａｕｒｎｓｐａａｉｏ１ｌｎｔｔｏｎｍｄｅ．Ｋｅｒｓｌｇｔａｓａａｉａｍａｙｗｏｄｕｎｒｎｐｌｎｔｔｏｎ；ｎｉｌｍｏｄｅ；ｃｆｔｃｉｕｅｌｕｆｅｈｎｑ

大鼠肾移植模型建立的进展

、

大鼠肾移植术式繁多，肾动脉、脉、但静输尿管重建的方法主要有下面几种：动脉重建的方法有： ①肾动脉端端吻合； ②供肾动脉与受体腹主动脉端侧吻合；ｕ吻合；￣Ｃｆ ④ 肾动脉内支架管吻合。静脉重建的方法有： ①肾静脉端端吻合； ②供肾静脉与受体后腔静脉端侧吻合；ｕ吻合。输 ③ｃｆ尿管重建的方法：输尿管带膀胱瓣吻合；内支架管吻 ① ② １麻醉意外：）术中呼吸骤停多与麻醉不当有关。具体的量要自己体会，正确操作可获满意的麻醉效果，且实验动物
Ｎ．６ｏ＂１
大鼠肾移植模型建立的进展
张盛成柯
（中南大学湘雅移植中心，湖南
长沙，１０３４０１）
【摘要】目的建立大鼠肾移植模型。方法用大鼠作为供体和受体，采用原位低温灌注，原位修剪，血管吻合，微输尿管带膀
胱瓣与膀胱吻合。结论此模型的建立技术成熟，操作者便于掌握，鼠存活率高，大符合肾移植实验研究的需要。
以肝素盐水冲洗血管内防止空气及血栓）。恢复血流灌注，观察有无漏血。于受体右肾肾蒂部预留体外结扎线，术后２～３ｄ结扎以代替肾切除。分离膀胱于顶部切开一小口与原供肾输尿管之膀壁以５— ０肠线连续缝合。术后处理：保
影响因素的有效方法。
近端下端切断后外套袖套备用，于腹主动脉远端（肠系膜下动脉水平以下保留长的肠系膜下动脉）分支剪开一斜行切，口插入头皮针管以４Ｃ２Ｕｍ肝素的器官保养液进行￣含５／ｌ原位灌注，剪断腹主动脉近端内放置硬膜外导管作支架，继续分离输尿管至膀胱，带膀胱一起剪除备用，肾放置于小供肾袋中，菌冰覆盖，无放置冰箱中备用。２２受体手术：．受体鼠作腹部正中切口，露腹膜后组织，暴分离左肾动脉及输尿管并先后断扎（留原左肾静脉至最保

大鼠原位肝移植模型建立的技术要点

大鼠原位肝移植模型建立的技术要点目的探讨大鼠肝移植手术技巧与处理要点, 减少术后并发症，建立稳定的大鼠肝移植模型。

方法Wistar大鼠240只（供受体各120只）行二袖套法原位肝移植。

结果120例大鼠原位肝移植术后48小时存活率88.3 % ,1周存活率86.7%，建立了稳定的大鼠肝移植模型。

结论掌握技术要点与处理方法，是建立稳定的大鼠肝移植模型的保证。

Abstract：ObjectiveTo explore the surgical skills of Orthotopic Liver Transplantation in Rats and reduce the complications. MethodsOrthotopic Liver Transplantation was performed in 240 rats using two-cuff technique.ResultsThe survival rate for 48 hours was 88.3 %, the survival rate for one week was 86.7 %, and established stable liver transplantation model in rats. ConclusionMaster the surgical skills of Liver Transplantation in rats can improve achievement ratio and the steady livability of rats with orthotopic liver transplantation．Key words：Liver transplantation；Model；Rats大鼠原位肝移植是研究免疫耐受、免疫排斥、器官保存、肝脏缺血再灌注损伤等方面常用动物模型，1979年Kamada首次提出了二袖套法建立大鼠肝移植模型，简化了手术方式，提高了生存率[1]。

促红细胞生成素对大鼠移植肾缺血-再灌注损伤的防护作用

李衡纳宁黄正宇缪斌
【摘要】目的
赵大强华学锋
洪良庆
探讨促红细胞生成素（ｅｒｙｔｈｒｏｐｏｉｅｔｉｎ，ＥＰＯ）对大鼠移植肾缺血一再灌注损伤
采用ＢＮ大鼠和Ｌｅｗｉｓ大鼠，分别随机分为实验
（ｉｓｃｈｅｍｉａ — ｒｅｐｅｒｆｕｓｉｏｎｉ
第４卷第５期２０１３年９月
器官移植
ＯｒｇａｎＴｒｎｓａｐｌａｎｔａｔｉｏｎ
ＶｏＬ４ＮＯ．５Ｓｅｐ．２０１３
・
实验研究・
促红细胞生成素对大鼠移植肾缺血一再灌注损伤的防护作用
Ｐｒｏｔｅｃｔｉｖｅｅｆｅｃｔｏｆｅｒｙｔｈｒｏｐｏｉｅｔｉｎｏｎｇｒａｆｔｉｓｃｈｅｍｉａ－ｒｅｐｅｒｆｕｓｉｏｎｉｎｊｕｒｙ￣Ｌｆｔｅｒｒｅｎａｌｔｒａｎｓｐｌａｎｔａｔｉｏｎｉｎ
组和对照组，每组各ｌ５只。ＢＮ大鼠作为供体，Ｌｅｉｓ大鼠为受体，建立单侧原位大鼠肾移植模型。ｗ
实验组受体大鼠术后立即腹腔注射重组人促红细胞生成素（ｒｅｃｏｍｂｉｎａｎｔｈｕｍａｎｅｒｙｔｈｒｏｐｏｉｅｔｉｎ，ｒｈＥＰＯ）１０００Ｕ／ｋｇ，对照组大鼠同样予腹腔注射等量生理盐水。两组受体大鼠在术后５ｄ剪尾取血，检测血

单人行大鼠原位肝移植手术难点及技巧的探讨

ｃｐｏｐｒｔｎｔｎｎｅａｉｔｍｅｗｅｅ（７２ ± １０）ｍｉＳ（６４土１１）ｍｉｅｔｒｏｅａｉｉａｄａｈｐｔｉｒ２．２ｏｍｅｅ．３ｎＶ２．７．６ｎ，（Ｏ５士３１）ｍｉＳ（８１ ± ５．８．ＯｎＶ４．８３７）ｍｉ，（１６．０ｎ１．Ｏ士０１）ｍｉＳ（１２士００）ｍｉ．Ｔｈｕｃｓｆｌｒｔ，ｏｅｗｅｋｓｒｉａａｅｏｅｍｏｔｕｖｖｌ．１ｎＶ１．８．８ｎｅｓｃｅｓｕａｅｎ－ｅｕｖｖｌｒｔ，ｎ－ｎｈｓｒｉａ
福建医药杂志２１００年６月第３２卷第３期
ＦｊｎＭｅ，Ｊｎ００ｕｉｄＪｕｅ２１，Ｖｏ３，Ｎｏａｌ２．
６３
单人行大鼠原位肝移植手术难点及技巧的探讨
福建医科大学第一临床医学院肝病中心（州３００）黄启明吴燕斌福５０５刘景丰邱明链
ｅａｉｇｄｆｉｕｔｓａｄｔｃｎｑｅ．ＭｅｈｄＡｏａｆ０ｄｌｌＤａｓｗｅｅａｏｔｄＴｈｄｌｓｅｔｂｉｈｄｗｉｅｒｔｎｉｆｌｅｎｅｈｉｕｓｃｉｔｏｓｔｔｌ０ａｕｔｍａｅＳｒｔｒｄｐｅ．ｅｍｏｅｏ２ｗａｓａｌｅｔｒ — ｓｈｆｒｄｔ — ｕｆｍｅｈｄｂｉｇｅｏｅａｏｎｏｂｅｏｅａｏｓＦｉｙｃｓｓｏａｒｈｔｐｃｌｅｒｎｐａｔｔｎｒｅ — ｏｍｅＷＯｃｆｔｏｙｓｎｌｐｒｔｒａｄｄｕｌｐｒｔｒ．ｆａｅｆｒｔｏｔｏｏｉｉｒｔａｓｌｎａｉｓｗｅｅｐｒｔｖｏｆｒｄｗｉｎｉｅｙａｈｇｏｐＲｅｕｔＩｉｇｅｏｅａｏｒｕｎｏｂｅｏｅａｏｓｇｏｐ，ｄｎｒｏｅａｉｎｔｍｅｒ — ｏｍｅｔｕａｄｄｅｅｅｃｒｕ．ｈｓｌｓｎｓｎｌｐｒｔｒｇｏｐａｄｄｕｌｐｒｔｒｒｕｏｏｐｒｔｉ，ｅｏ

大鼠原位肝移植模型的研究进展

症等几个方面仍需要进行大量的研究，稳定的动物实验模型的建立就故
显得至关重要，是研究这些问题的有效途径Ｌ。与其他实验动物相比，２］大鼠具有解剖结构类似于人类，易饲养，殖较快，于观察等优点，容繁便故大鼠肝移植模型是目前基础与临床中最常用的动物模型。大鼠肝移植术式模型大体的分型有大鼠原位肝移植；鼠异位肝移植；鼠慢性大大排斥反应的建立；他的模型（体积式、助性原位部分、心跳供体其减辅无等）３。本文仅对大鼠的原位肝移植实验研究的进展作一综述Ｌ］１大鼠模型的优点基础和临床的肝移植模型主要以鼠为造模对象，鼠原位肝移植模大型是目前最常用的动物模型。ＲＯＴＭ主要有以下优点：与较大的实Ｌ ① 验动物（、）比，管肝移植实验在技术上更容易实施，得益于显狗猪相尽但微外科的发展，助手术显微镜的放大，借使用精细的显微手术器械及缝合材料（管）对细小的组织进行精细手术，ＲＴＭ的建立成为可套，使ＯＬ能［。②有大批基因型明确的纯系大鼠供我们选择，近交系动物、Ｉ］如封闭群和杂交群等。③单克隆抗体可以特异和灵敏的鉴定大鼠在免疫排斥异以及免疫耐受方面起重要作用的淋巴细胞，们目前对大鼠的免疫人分子的认识越来越多。④ 大鼠繁殖快（娠期和哺乳期较短）成本低、妊、易于饲养、有较强的抗病能力，人的解剖结构类似。⑤ 建立的模型具和具有良好的重复性，济性，经并发症与大动物肝脏移植基本相同。２大鼠的麻醉动物模型的建立是在动物的麻醉状态下进行的，模型的建立过程在中，凡是能影响麻醉效果的因素都会对模型的存活率和成功率造成影响Ｉ。由于每种动物对不同麻醉药的反应，ｓ］以及不同剂量的维持效果不同，故在动物的麻醉过程中，应选择对动物机体影响较小、作用持续时间短，而且对实验结果影响小的的麻醉剂，而达到维持稳定的麻醉效果。从大鼠原位肝移植模型，麻醉用药的选择及麻醉深度的掌握是保证手术顺利进行的关键之一，时也是减少大鼠术中及围手术期死亡率的关键因同素之一。目前用于大鼠肝移植模型手术的麻醉药物种类较多，要有乙主醚、氯胺酮和戊巴比妥等，种麻醉药有各自的优缺点和应用范围Ｌ。每６Ｊ２１麻醉药的使用情况：鼠肝移植模型建立过程中，．大目前主要使用乙醚和氯胺酮两种麻醉剂。乙醚采用吸人式给药，由于其对呼吸道的刺激作用，造成呼吸困难甚至窒息，会因此在给药前，行肌注阿托品的要预处理Ｌ。氯胺酮，７Ｊ化学名是２（一氯苯基）一２一２甲胺基一环己酮盐酸盐，Ｄｍｉ９５年引入临床后，自ｏｎ１６ｏ至今仍是非巴比妥类静脉麻醉药镇痛效果唯一确定的麻醉药［巴比妥类麻醉药目前仍在大鼠肝移植模型的建立中使用。因其比较大的肝脏毒性，严重影响肝脏的功能和但会实验结果，故很少使用。彭勇［等在用改进的二袖套法制作大鼠模型的。］过程中，大鼠随机分为对照组、醚组、氯胺酮组、合氯醛组巴将乙水戊比妥组，观察每种麻醉剂的麻醉过程、大鼠生理和肝功能的影响以及对无肝期开始后的死亡率，出各种麻醉对肝移植大鼠均有明显影响，得但乙醚具有对生理、功影响小，肝期开始后死亡率低的优点，可作为肝无故制作大鼠原位肝移植模型的首选麻醉方法。国内外许多文献报导，氯胺酮在大鼠肝移植中的麻醉多见于供体，受体多用乙醚。就其原因，而是由于大鼠肝移植要经历无肝期这一特殊过程，肝 ��

大鼠原位肝移植中预防血管并发症的体会

１１１实验动物：洁级的健康Ｗｉａ雄性大鼠（．．清ｓｒｔ由山西省中医研究所提供）体质量２０３０ｇ，５－０。供受体术前不禁水。术前１禁食。２ｈ１１２自制实验器具：．．静脉穿刺套管针外套或５７，－Ｆｔ导Ｌ
山西医科大学（３０１栗彦琪０００）
山西省人民医院张或冯变喜
【摘
要】目的通过对 “ 二袖套法” 鼠肝移植模型的训练，大总结预防血管并发症的经验。方法
早期阶
段：采用经典 “ 袖套法” 二建立大鼠原位肝移植模型，实验总数１０例。观察术中及术后血管并发症的发生发展，５
１３改进方法．１３１器具的改进：自制带皮筋爪形小拉钩．Ｊ垫（０．．／背、１
月，我们采用经典的“ 二袖套法 ”３Ｊ立大鼠原位＿，建
肝移植模型，验总数１０例。自２０实５０２年ｌ０月至
２００７年１，们采用改进的方法建立模型，０月我实
大鼠原位肝移植模型是研究器官保存、肝脏缺
血再灌注、疫抑制剂、植排斥反应及免疫耐受免移机制等方面常用的动物模型 … 。由于大鼠体积小，血管细且薄，且缺乏有效的静脉补液及呼吸辅助并措施，以对手术操作技巧要求比较严格所２。血管
素５Ｌ的乳酸林格液从腹主动脉留置针灌注肝脏。供０Ｕ／肝的修整：修剪肝上下腔静脉、门静脉、肝下下腔静脉。安

裸大鼠人高转移肝癌皮下和原位移植模型的建立

色的肿瘤组织，表面呈结节状，质地较硬，独立
表１皮下移植裸大鼠体重和瘤体积变化
１．病理取材及形态学观察处死裸大鼠，肉眼．２６大体观察皮下和原位移植瘤生长部位、体积、质
地、活动度、有无胸腹水，肝、肺、肾、脾等
雌雄兼用，１０ｇ左右。由复旦大学附属公共卫生０临床中心提供［ＣＳＸＫ（）０５００］沪２０．０１（从美国Ｃａｌｓｈｒｅ
Ｒｖｒａｏａｏｉｓｉｅｂｒｔｒ引进）Ｌｅ。裸大鼠饲养于复旦大学附属公共卫生临床中心动物中心ＳＦ屏障系统中，饲Ｐ以高压灭菌水和辐照饲料，饲养室相对湿度（０± ５１）％，温度（２４２ ℃ ，光照１０２－）ｈ明暗交替。２
１３５５．４± １６．９
ｌ１４５．４± １８．８
液化，有弹性的实性瘤体，４周左右时瘤块增大，
实验动物与比较医学ＬｂｒｔｒｉｌｎｏａａｉｅｄｉａｏａｙｍａａｄｍｐｒｔｉｎｏＡｎＣｖＭｅｃｅ
２结果
２１皮下移植模型．表２原位移植裸大鼠体重变化后时间／周体重儋
１０８０．９± １３．７１４６１．１± １６．６
２１１裸大鼠及皮下瘤的生长情况．．
连续观察皮下
１６３ ± １２２．８．０
（）ｂ，依据公式Ｖ＝ｂ２计算肿瘤体积；ａＶ原位移植和大小，以腹部出现可触及的实体性包块作为成瘤标志。当裸大鼠出现明显消瘦、弓背、精神萎靡等衰竭体征时结束实验。

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中国组织工程研究与临床康复第15卷第18期 2011–04–30出版Journal of Clinical Rehabilitative Tissue Engineering Research April 30, 2011 Vol.15, No.18 ISSN 1673-8225 CN 21-1539/R CODEN: ZLKHAH3347 Department of Urology, Affiliated Hospital, Academy of Military Medical Sciences, Beijing 100071, ChinaMai Hai-xing★, Master, Departmentof Urology, Affiliated Hospital, Academy of Military Medical Sciences, Beijing 100071, China maimark24@ Correspondence to: Chen Li-jun, Doctor, Professor, Master’s supervisor, Department of Urology, Affiliated Hospital, Academy of Military Medical Sciences, Beijing 100071, China chenlijun829@ Received: 2010-10-26 Accepted: 2010-12-02解放军军事医学科学院附属医院泌尿外科，北京市100071麦海星★，男，1981年生，广东省阳江市人，汉族，2008年解放军第四军医大学毕业，硕士，主要从事肾脏移植的研究。

maimark24@ 通讯作者：陈立军，博士，教授，硕士生导师，解放军军事医学科学院附属医院泌尿外科，北京市100071 chenlijun829@ 中图分类号:R617文献标识码:B文章编号:1673-8225 (2011)18-03347-04收稿日期：2010-10-26 修回日期：2010-12-02 (20101026009/W • W)大鼠原位肾脏移植模型的建立★麦海星，曲楠，赵立，黄晨，王亚林，李学超，李建涛，陈立军Rat models of orthotopic kidney transplantationMai Hai-xing, Qu Nan, Zhao Li, Huan Chen, Wang Ya-lin, Li Xue-chao, Li Jian-tao, Chen Li-junAbstractBACKGROUND:There are many ways to prepare kidney transplantation models in rats; however, there are still many problems about operation time, transplantation effect and so on.OBJECTIVE: To study the microsurgical technique of establishing a reliable rat model of orthotopic kidney transplantation. METHODS: Kidney transplantation was performed from SD to Wistar strain (allogeneic),the donor’s artery and renal vein were put on the self-make rubber septum and underwent the end to end anastomosis surgeon with the receptor’s arteriae renalis and renal vein. After that, the donor’s bladder valva was inosculated with the receptor’s bladder. All the rats were divided into two groups: control group and Cyclosporin A (CsA) group, each group included 30 rats. The control group received 1 mL D-hanks each day after transplantation; the CsA group received subcutaneous injection of CsA for 15 mg/kg. The serum creatinine levels were observed at days 3, 5 and 10 after transplantation, pathological changes were also observed at 10 days after transplantation.RESULTS AND CONCLUSION: Rat orthotopic kidney transplantation was performed in 60 rats, and the successful rate was 85%. The serum creatinine level in the CsA group was lower than that in the control group (P < 0.05), but the survival time in the CsA group was longer than that in the control group (P < 0.05). Allografts of the control group exhibited typical severe acute rejection. It is indicated that this rat model of kidney transplantation is a reliable model with good reproducibility and high achievement ratio.Mai HX, Qu N, Zhao L, Huan C, Wang YL, Li XC, Li JT, Chen LJ.Rat models of orthotopic kidney transplantation. Zhongguo Zuzhi Gongcheng Yanjiu yu Linchuang Kangfu. 2011;15(18): 3347-3350. [ ]摘要背景：目前已有多种大鼠肾移植模型建模方式,但在移植时间、移植效果等方面都存在各种问题。

目的：探讨建立稳定、可靠的大鼠原位肾脏移植模型的方法。

方法：以SD大鼠为供体Wistar大鼠为受体行原位肾移植术。

供体肾动脉、肾静脉在自制橡胶垫片上分别与受体的肾动脉、肾静脉端端吻合，供体输尿管膀胱瓣与受体膀胱吻合。

将实验动物随机分为2组，对照组移植后每日腹腔内输注1 mL D-hanks 液；环孢素A组移植后每日皮下注射环孢素A 15 mg/kg。

记录大鼠生存时间并于移植后第3，5，10天测定血肌酐值，移植后第10天，光镜下观察移植肾病理改变。

结果与结论：大鼠原位肾脏移植成功率为85%。

移植后第5，10天环孢素A组血清肌酐值显著低于对照组(P < 0.05)。

环孢素A组大鼠肾移植后存活天数明显长于对照组(P < 0.05)，移植肾病理可见排斥明显减轻。

提示该模型稳定性强、重复性好，具有较高的成功率。

关键词：模型，动物；肾；移植；显微外科；大鼠doi:10.3969/j.issn.1673-8225.2011.18.028麦海星，曲楠，赵立，黄晨，王亚林，李学超，李建涛，陈立军.大鼠原位肾脏移植模型的建立[J].中国组织工程研究与临床康复，2011，15(18):3347-3350. [http://www.crte ]0 引言大鼠是目前器官移植实验中最常用的实验动物[1-5]。

由于大鼠的肾血管短，手术视野小，端端吻合难度较大，因而以往实验大多采用端侧吻合，但这须阻断大鼠体循环，导致其下半身在吻合期间处于缺血状态。

当开放血管夹后，将发生严重的缺血-再灌注损伤[6-9]。

有的方法采用带有与供肾动脉和肾静脉相连的主动脉和下腔静脉片，分别与受者肾动脉、肾静脉端端吻合，膀胱与膀胱吻合，但术中往往发现主动脉与肾动脉管径相差甚远，吻合后容易漏血。

另一种方法利用供、受体动、静脉袖口式套叠，此方法提高了受体的存活率并缩短了手术时间，但因所用的套管管径有限，在翻转血管壁形成袖口时，使血管腔变狭小，影响移植肾脏血流的恢复，腹腔静脉与肾静脉作端端吻合时，因静脉壁薄弱常引起静脉壁撕裂而导致手术失败。

不阻断大鼠体循环的肾血管端端吻合原位肾移植技术的建立，避免了上述的缺点，采用端端吻合法减少了供肾的缺血-再灌注损伤，术后动物的存活率较采用端侧吻合者有明显提高[10-12]。

实验采用供体肾动脉、肾静脉分别与受体的肾动脉、肾静脉端端吻合，供体输尿管膀胱瓣与受体膀胱吻合的方法。

施行大鼠肾移植。

麦海星，等. 大鼠原位肾脏移植模型的建立P .O. Box 1200, Shenyang 110004 3348www.CRTER .org1 材料和方法设计：单一样本观察。

时间及地点：实验于2008-01/2009-01在解放军第四军医大学动物实验中心完成，生物安全的防护水平， P4，国家级重点实验室。

材料：健康成年雄性的清洁级SD 大鼠60 只，体质量250~300 g ；Wistar 大鼠60只，饲养条件符合SPF 标准。

动物由解放军第四军医大学实验动物中心提供。

器械及试剂：自制肾动静脉吻合用的无菌黄色或绿色橡胶垫片采用彩色气球先以生理盐水冲洗，戊二醛浸泡消毒，再剪成6 cm×6 cm 的小片，一端修成半圆形。

实验方法：供受体各60只，均在术前禁食12 h ，自由饮水，10 g/L 戊巴比妥钠30 mg/kg 剂量腹腔麻醉。

麻醉效果满意后，仰卧，背部放置背垫1 块，四肢及牙齿5 点固定于鼠板上，20 g/L 碘伏常规消毒，清洁手术[13-15]。

供体处理：麻醉后，动物取仰卧位，消毒术区皮肤。

取腹部正中直切口，上至剑突下至耻骨联合，逐层进入腹腔。