肾缺血再灌注损伤中细胞凋亡和氧化应激

线栓法大鼠脑缺血再灌注模型(MCAO)制备方法.pdf

线栓法大鼠脑缺血再灌注模型制备前言相信不少神经内科的研究生都作过或将要作大鼠线栓模型，都有一个从查文献了解方法到跟师兄、师姐学习再到自己体会摸索直至熟练的过程，在模型制作的过程中可能的经历了从模型不成功的郁闷到熟练后成功的喜悦（我们是有这样的感觉）。为了缩短各位将要作或刚开始作MCAO模型的战友的摸索过程，提高模型制作的成功率，我们愿意将自己的经验与大家分享，相信各位战友看过后将对制作大鼠线栓模型有更深的认识，并以其为乐趣，同时欢迎各位熟练的战友与我们交流经验。第一部分线栓模型制备理论及经验 ⒈ 插线法局灶性脑缺血模型简介八十年代 Koizumi 和 Longa 创用了不开颅的大鼠 MCA 可逆性脑梗塞模型，此后，应用插线法制备大鼠局灶性脑缺血再灌注模型的方法不断改进和完善，已渐趋成熟，目前该法已逐渐取代开颅法而成为最流行的方法。该模型先阻断颈外动脉（ECA）及其分支，且阻断翼腭动脉（PPA），以切断颅外来源的侧副循环血流。从 ECA 插入尼龙线，经颈内动脉（ICA）到大脑前动脉（ACA），机械性阻断大脑中动脉（MCA）发出处的血供来建立大脑中动脉缺血模型。此模型可在无麻醉状态下拔出尼龙线，恢复血流，实现再灌注。 1994 年 Huang 等[55]首次将线栓技术应用于小鼠局部永久性脑缺血模型。1997 年 Hara 等[56]将线栓技术改进后应用于小鼠局部暂时性脑缺血模型。此后不断有学者借助于显微技术和多功能生理监测手段建立小鼠局部线栓脑缺血模型[57,58]。国内蒋晓帆等[59]，王芙蓉等[60] 也对该方法进行了研究。线栓法具有不开颅、效果肯定、可准确控制缺血及再灌注时间的优点，用于研究神经元对缺血的敏感性、耐受性，药物疗效观察以及再灌注损害和治疗时间窗较为理想，同时也具有对全身影响小、动物存活时间长的特点，适于慢性脑损伤的研究。控制好易变因素，可避免实验结果的不稳定性。但线栓造模也并非完美无缺，存在着下列不足：①线栓造模过程是非直视下的手术，血流是否完全阻断不能即刻得知。②动物品系、体重、批次会影响结果。动物饲养条件好的单位所繁育的动物，可以使影响程度降低。③操作者的科研训练影响结果。严格的训练和足够例数的实践可以复制出稳定的结果。④血管破裂出血。操作不小心极易刺破血管或拔线栓时引起出血。轻柔、精细的操作可以减少血管破裂的发生。

影响尿生成的因素和肾缺血再灌注损伤

影响尿生成的因素和肾缺血再灌注损伤第一作者：XXX 学号专业第二作者：XXX 学号专业单位：南方医科大学第二临床医学院地址：广州市广州大道北1838号 [摘要]尿生成包括肾小球的滤过作用、肾小管与集合管的重吸收和分泌作用。影响肾小球滤过的因素包括滤过膜的面积和通透性、有效滤过压、肾小球毛细血管压、血浆胶体渗透压、肾小囊内压、肾血流量（自身调节）。影响肾小管与集合管的重吸收和分泌作用包括小管液中溶质的浓度、肾小球滤过率（管球平衡）、影响肾小管上皮细胞对水对通透性和离子的重吸收作用的体液因子和药物。 [关键词]尿生成肾缺血再灌注肾是机体主要的排泄器官之一，探究影响肾泌尿功能的因素有助于利尿药等干预肾脏功能药物的研发；肾缺血再灌注损伤是临床上常见的病理过程，在肾脏手术、肾移植和体外震波碎石等过程中，均可发生不同程度的再灌注损伤，它是急性肾衰最常见的原因，因此探究肾的缺血再灌注这一病理现象具有重要意义。肾缺血再灌注时，内生肌酐清除率（Ccr）明显降低，肾功能受损.本实验通过复制肾脏缺血再灌注损伤的模型，对肾脏缺血再灌注损伤后血肌酐和尿肌酐的含量，以及内生肌酐清除率（Ccr）进行测定，来探究肾脏的缺血再灌注损伤。 1材料与实验动物主要试剂20%乌拉坦，0.2%肝素，生理盐水，20%葡萄糖溶液，蒸馏水，速尿剂，肌酐测定试剂（含试剂一、试剂三、试剂四）。仪器医用计算机记录系统（PcLab）及计算机，家兔手术台，哺乳动物手术器械，动脉静脉输尿管插管，压力换能器，三通管，注射器，兔绳，纱布，剪刀，分光光度计，恒温水浴箱，试管，微量加样枪带枪头，称重称。

实验动物家兔一只，体重2.4kg，由南方医科大学提供实验前准备家兔称重2.4kg，用20%乌拉坦12.0ml耳缘静脉麻醉，麻醉后将家兔仰卧位固定在兔台上。家兔颈部备皮，沿甲状软骨下正中剪开皮肤，分离右侧颈总静脉并从右侧颈总静脉插入静脉导管。动脉插管用肝素充盈，分离左侧颈总动脉并左侧颈总动脉插管，连接压力换能器用于记录平均动脉压ABP。家兔耻骨下联合备皮后沿前正中线剪开皮肤，找到输尿管并进行输尿管插管并用有刻度的试管收集尿液。实验方法研究尿生成过程影响因素：静脉推注37℃，30ml生理盐水，用有刻度的试管收集尿液并计算注射后每分钟尿量（ml/分钟）；一段时间后静脉输入37℃，10ml 20%葡萄糖溶液，用有刻度的试管收集尿液并计算注射后每分钟尿量。收集的尿液待测尿肌酐含量。肾缺血再灌注损伤的实验：将家兔换成右侧卧位，游离左肾动脉，用动脉夹夹闭，并观测平均动脉压和尿量变化，夹闭30min后观测平均动脉压和尿量变化。松开动脉夹，再灌注，同时静脉输入49ml 生理盐水加1ml速尿，再灌注30min后取尿测定尿肌酐浓度，记录平均动脉压和尿量变化。收集尿液待测尿肌酐含量。尿肌酐测定方法：取样：取尿液10μl与2ml蒸馏水按1：200比例稀释。加样如下：尿肌酐测定加Array 样量表

不同温度对小鼠肾脏急性缺血再灌注损伤的影响

不同温度对小鼠肾脏急性缺血再灌注损伤的影响作者：张晓丽夏世金严震文肖婧张振兴叶志斌【摘要】目的探讨不同温度对小鼠肾脏急性缺血再灌注损伤（IRI）的影响及其机制。方法雄性C57BL/6N小鼠随机分为假手术组（sham组）、轻度低温IRI组（LTI）、常温IRI组（NTI）和高温IRI 组（HTI）。采用夹闭双侧肾蒂35 min再灌注48 h制成IRI模型。观察IRI小鼠肾脏组织病理学改变，检测肾功能、肾组织丙二醛（MDA）含量和肾小管上皮细胞凋亡数目。结果与Sham组相比，常温IRI组小鼠发生中等程度肾损伤，其Scr升高〔（237.0±41.2）μmol/L〕，肾组织形态学改变，肾组织中MDA含量升高〔（1.54±0.37）μmol·L-1·mg-1〕，肾小管上皮细胞凋亡数目增加。高温明显加重小鼠的IRI损伤（P＜0.05），轻度低温对小鼠IRI具有保护作用。结论缺血阶段体温的高低明显影响小鼠肾IRI的程度，轻度低温可能通过抑制脂质过氧化反应和细胞凋亡对小鼠发挥保护作用；高温则可能通过促进脂质过氧化反应和细胞凋亡加重肾IRI。【关键词】高温；肾脏；缺血再灌注；凋亡肾脏是一高灌注器官，对缺血再灌注损伤（ischemia/reperfusion injury，IRI）异常敏感，故IRI成为急性

肾损伤的重要损伤环节〔1〕，也是影响肾移植中移植肾早期功能恢复及长期存活的主要因素〔2〕。鉴于肾IRI病理生理学机制复杂〔3〕，涉及此方面的研究一直走在移植学研究的前沿。肾IRI动物模型为急性缺血性肾损伤的发生机制和防治策略研究奠定了基础。制作肾IRI 动物模型的方法包括双侧肾蒂夹闭、双侧肾动脉夹闭、单侧肾切除+对侧肾动脉夹闭等。手术方法不同、血管夹闭的时间长短、手术操作过程中温度的控制均对实验结果有着重要影响，尤其是术中温度在此过程中起着不可忽视的作用。本文通过调控肾缺血过程中小鼠体温，观察不同温度对小鼠肾IRI的影响，以期为临床上辅助治疗IRI的新途径提供实验依据。 1 材料与方法 1.1 实验动物与分组雄性C57BL/6N小鼠24只，22～26 g（SPF级，中科院上海实验动物中心），随机分假手术（Sham）组、轻度低温IRI组（LTI）、常温IRI组（NTI）和高温IRI组（HTI），每组6只。 1.2 模型制作 2%戊巴比妥钠（50 mg/kg）腹腔注射麻醉小鼠，取腹正中切

兔急性肠道缺血再灌注损伤模型的建立

兔急性肠道缺血再灌注损伤模型的建立【摘要】目的建立小肠急性缺血再灌注损伤模型，确定合适的肠系膜上动脉阻断时间。方法将70只新西兰兔按不同的肠系膜缺血时间（0、15、30、45、60 min）分为A、B、C、D、E共5组，每组14只。每组取8只于恢复血供2 h后留取兔下腔静脉血标本及肠组织，检测血清中丙二醛（MDA）含量的变化，光镜下观察小肠组织形态学变化并对小肠黏膜损伤程度进行评分。另6只兔用于术后24、48、72 h 生存率的观察。结果 A、B、C组的术后生存率均>83.3%。C、D、E 组的MDA含量及肠黏膜损伤评分与A组比较，差异均有显著性（F=12.13、280.24,P<0.01）。结论肠系膜缺血30 min再灌注2 h 是建立兔小肠急性缺血再灌注损伤的合适时间。【关键词】肠；缺血；再灌注损伤；模型,动物［ABSTRACT］Objective To create a model of acute intestinal ischemia reperfusion injury in rabbits so as to determine suitable blocking duration of superior mesenteric arteries (SMA). Methods Seventy rabbits were divided into five groups as groups A, B, C, D, and E, based on the different blocking durations of SMA for 0, 15, 30, 45 and 60 minutes, respectively, with 14 rabbits in each group. Eight of the rabbits in each group were detected for serum levels of MDA 2 h after recovery of blood supply, the changes of histomorphology of small intestine observed light microscopically. The other six

脑缺血再灌注损伤机制及治疗进展

脑缺血再灌注损伤机制及治疗进展西安交通大学医学院第二附属医院麻醉科710004 薛荣亮脑缺血一定时间恢复血液供应后，其功能不但未能恢复，却出现了更加严重的脑机能障碍，称之为脑缺血再灌注损伤（cerebral ischemia reperfusion injury,CIR）。脑缺血再灌注损伤与自由基的生成、细胞内钙超载、兴奋性氨基酸毒性、白细胞高度聚集和高能磷酸化合物的缺乏等有关。急性局灶性脑缺血引起的缺血中心区死亡以细胞坏死为主，目前认识的比较清楚，即脑缺血后5-7分钟内，细胞能量耗竭，K+通道受阻，膜电位降低，神经末梢释放谷氨酸，通过兴奋谷氨酸受体（包括NMDA 、AMPA和KA 受体）致使细胞膜上的Ca2+通道开放，引起Ca2+超载，高Ca2+可激活NOS，使NO和氧自由基的形成增加，引发脂质过氧化，引起膜结构和DNA的损伤；Ca2+还可活化各种酶类，加剧细胞损伤和能量障碍，引发缺血级联反应，结果细胞水肿、细胞膜破裂，细胞内酶和炎性介质释放，引起细胞坏死。近年来认识到半暗带区域于再灌注数天后出现了迟发性神经元死亡(DND)，DND常出现在缺血再灌注后2-4日，主要发生在海马、纹状体及皮质区域，DND需要数日时间、有新蛋白质合成的、需要消耗能量的、为无水肿的细胞自杀过程，称之为细胞凋亡(PCD)。脑缺血再灌注损伤既包括急性细胞坏死也包括细胞凋亡，对于DND的确切机制目前仍不清楚，尚需进一步深入研究。现对脑缺血再灌注损伤机制的研究进展及保护措施简述如下：1．基因活化脑缺血再灌注损伤后可出现大量基因表达，大约有374种基因出现

变化，绝大多数基因与凋亡有关，其中57种基因的蛋白表达是缺血前的 1.7倍，而34种基因的表达量出现下降，均发生在4小时到72小时, 包括蛋白质合成，基因突变，促凋亡基因，抑凋亡基因和损伤反应基因变化等，这些基因的相互作用最终决定了DND的发生。 2．兴奋性氨基酸毒性兴奋性氨基酸毒性是指EAA受体活化而引起的神经元死亡，是脑缺血性损伤的重要触发物和介导物。EAA可活化胞内信号转导通路，触发缺血后致炎基因表达。CA1区神经细胞分布着大量的EAA受体，而抑制性氨基酸受体分布很小，这就为缺血后的兴奋性毒性提供了基础。另外，CA1区较CA3区对缺血损伤敏感是由于其兴奋性氨基酸受体的类型不同，CA1区以NMDA受体为主，CA3区以KA受体为主，而KA 受体对缺血敏感性较差，可能是造成DND发生的重要原因。 3．自由基及脂质过氧化脑缺血再灌注期间产生大量自由基。其有害作用可概括为：①作用于多价不饱和脂肪酸，发生脂质过氧化。②诱导DNA、RNA、多糖和氨基酸等大分子物质交联，交联后的大分子则失去原来的活性或功能降低。③促使多糖分子聚合和降解。自由基可广泛攻击富含不饱和脂肪酸的神经膜与血管，引发脂质过氧化瀑布效应(oxygen burst)，蛋白质变性，多核苷酸链断裂，碱基重新修饰，细胞结构的完整性破坏，膜的通透性、离子转运、膜屏障功能均受到严重影响，从而导致细胞死亡。自由基还能导致EAA释放增加，促使脑缺血后DND发生。 4．热休克蛋白表达紊乱热休克蛋白是在多种应激原的作用下生成的分子量为7-200KD的

小鼠肾脏缺血再灌注损伤模型

小鼠肾脏缺血再灌注损伤模型缺血再灌注损伤(IRI)是器官移植、休克、动脉搭桥术后等普遍存在的问题。肾脏是发生IRI极为常见的器官之一，尤其肾移植，不可避免的要经历一定程度的IRI,肾脏缺血再灌损伤是急性肾衰的常见原因。对麻醉动物的肾动脉进行阻断和再通后，可引起肾脏缺血再灌注损伤。在缺血再灌注过程中，钙超载、线粒体能量合成障碍、氧自由基的增多等因素导致肾小管内皮细胞脱落，肾脏组织结构的破坏进而使肾脏功能发生障碍。 1.实验动物 SPF级Balb/C小鼠，雄性，周龄为4w~6w，体重为20g~22g。 2.实验分组：实验分组：正常对照组、模型组、阳性药组、受试药组，每组15只动物。 3.模型周期 24h、72h 4.建模方法 1. 选取20-22g左右小鼠，术前禁食12h，自由饮水。 2. 3％戊巴比妥钠(80mg／kg)腹腔注射麻醉,小鼠背部去毛，消毒备皮。 3. 在背部脊椎旁0.5cm、肋骨下缘0.5cm处剪开皮肤及肌肉，可见到肾脏,小心分离出两侧肾脏的肾动脉，迅速用动脉夹夹闭两侧肾动脉。 4. 缺血45min后松开动脉夹，恢复血流，观察肾脏恢复情况。 5. 分两层缝合开口,待小鼠清醒后，将其放回洁净笼具后放回饲养室饲养，定期观察小鼠状态及死亡情况并做好记录。 6. 对照组不做缺血处理，其他操作相同。 7. 分别取再灌注0h、3h、6h、12h、24h、72h六个时间点取材。麻醉小鼠，摘眼球取血，室温静置2h后于4℃3000r离心10分钟提取血清，放入-80冰箱冻存。同时取左肾组织留作病理标本，右肾组织分生标本。 5.模型的评价 1 血清生化指标检测：取各时间点（0h、1h、3h、6h、12h、24h、72h)血清，检测血清BUN（尿素氮）和Scr（血肌酐）水平,评估肾功能。

肾脏缺血再灌注损伤机制及其影响因素的研究进展

Journal of Physiology Studies 生理学研究, 2016, 4(3), 19-29 Published Online August 2016 in Hans. https://www.360docs.net/doc/517759864.html,/journal/jps https://www.360docs.net/doc/517759864.html,/10.12677/jps.2016.43003 文章引用: 王翔宇, 马云波. 肾脏缺血再灌注损伤机制及其影响因素的研究进展[J]. 生理学研究, 2016, 4(3): 19-29. The Research Progress of Kidney Ischemia-Reperfusion Injury on Mechanism and Its Influencing Factors Xiangyu Wang, Yunbo Ma Department of Urology, Liaocheng People’s Hospital, Liaocheng Shandong Received: Nov. 14th , 2016; accepted: Dec. 24th , 2016; published: Dec. 27th , 2016 Copyright ? 2016 by authors and Hans Publishers Inc. This work is licensed under the Creative Commons Attribution International License (CC BY). https://www.360docs.net/doc/517759864.html,/licenses/by/4.0/ Abstract Ischemia-reperfusion injury (IRI) occurs when the blood flow to the particular organ is ob-structed, followed by the restoration of blood to the ischemic organ. In the kidney, IRI contributes to pathological conditions called acute kidney injury (AKI) that is a clinical syndrome with rapid kidney dysfunction and high mortality rates. Although the pathophysiology of IRI is very compli-cated and is not completely understood, several important mechanisms resulting in kidney failure have been mentioned. IRI usually is associated with an inflammatory reaction, oxidative stress, intracellular Ca 2+ overload, renin-angiotensin activation and microcirculation disturbance. Better understanding of the cellular pathophysiological mechanisms underlying kidney injury will hope- fully result in the design of more targeted therapies to prevent and treat the injury. In this review, we summarize some important potential mechanisms and therapeutic approaches in renal IRI. Keywords Ischemia-Reperfusion Injury, Kidney Injury, Free Radical, Ca 2+ Overload, Inflammation 肾脏缺血再灌注损伤机制及其影响因素的研究进展王翔宇，马云波 Open Access

肾缺血再灌注损伤大鼠模型具体步骤及说明

肾缺血再灌注损伤大鼠模型具体步骤及说明 ?原型物种人 ?来源缺血再灌注，双侧肾动脉夹闭法 ?模式动物品系SD大鼠，SPF级，雄性，体重220g~250g ?实验分组随机分组：对照组，模型组，阳性药物组，受试药物组，15只每组 ?实验周期24h or 72h ?建模方法1. 选取250g左右大鼠，术前禁食12h，自由饮水。 2. 15％水合氯醛(350mg／kg)腹腔注射麻醉,大鼠背部去毛，消毒备皮。 3. 在背部脊椎旁1cm、肋骨下缘1cm处剪开皮肤及肌肉，可见到肾脏, 小心分离出两侧肾脏的肾动脉，迅速用动脉夹夹闭两侧肾动脉。 4. 缺血60min后松开动脉夹，恢复血流，观察肾脏恢复情况。 5. 分两层缝合开口，待大鼠清醒后，将其放回洁净笼具后放回饲养室饲养，定期观察大鼠状态及死亡情况并做好记录。 6. 对照组不做缺血处理，其他操作相同。 7. 分别取再灌注0h、3h、6h、12h、24h、72h六个时间点取材。麻醉大鼠，下腔静脉取血，室温静置2h后于4℃3000r离心10分钟提取血清，放入-80冰箱冻存。同时取左肾组织留作病理标本，右肾组织分生标本。 ?应用疾病模型

1. 血清生化指标检测：取各时间点（0h、1h、3h、6h、12h、24h、72h)血清，检测血清BUN（尿素氮）和Scr（血肌酐）水平,评估肾功能。 2. 肾系数检测摘取双侧肾脏后，生理盐水冲洗，称重计算肾系数。肾系数=双侧肾重（mg）/体重（g） 3. 肾小管坏死的评分每张切片×200 倍镜下取外髓质部10 个视野，按0 = 正常，1 = 轻微损伤(受损肾小管< 5%) ，2= 轻度损伤(受损肾小管5 %～25 %) ，3 = 中度损伤(受损肾小管25 %～75 %) ，4 = 重度损伤(受损肾小管> 75 %) 作半定量分析并计算其均值，作为肾小管坏死的评分指数 4％多聚甲醛溶液固定48h。常规组织脱水、透明、浸蜡、包埋。石蜡切片进行HE染色和PAS染色。对照组大鼠肾小球、肾小管及肾间质结构基本正常。在模型组，随着再灌注时间的延长呈现不同程度的肾脏病理改变，可见肾小管上皮细胞浑浊肿胀，出现水样或空泡变性，刷状缘消失，部分肾小管上皮细胞凝固性坏死、脱落，腔内可见管型，并可见间质水肿，间质内灶性炎症细胞浸润，肾小球病变不明显。

线栓法大鼠脑缺血再灌注模型的制备

线栓法制备大鼠脑缺血再灌注模型的方法研究马贤德1孙宏伟1 柴纪严1 赵金茹1 （1 辽宁中医药大学，辽宁沈阳 110032；）摘要①目的建立一种比较系统，操作简单，成功率高的大鼠大脑中动脉缺血(MCAO)再灌注动物模型，达到只要读者根据本文所述的方法操作就能制作出MCAO再灌注模型的目的。 ②方法成年健康雄性 SD大鼠40只，参照Longa法并适当改进建立MCAO模型20只，假手术组20只。本文将详细叙述手术过程以及再灌注时间点的合理选择。最后利用行为学测试、四氮唑(TTC)染色对模型成功与否进行判定。③结论线栓法是一种操作简单的制备MCAO 再灌注动物模型的方法，并且此方法的再灌注效果较为明显。关键词动物模型；脑缺血；再灌注；线栓法 Establishment a model of rat ischemia-reperfusion injury with intraluminal suture Ma Xian-de1 Sun Hong-wei1 Chai Ji-yan1 Zhao Jin-ru1 (1.Liaoning University of Chinese Traditional Medicine, Shenyang, 110032) Abstract: Objective To establish a model of rat ischemia-reperfusion injury, in terms of the model, the operation will be simple, and the achievement ratio will be high. Methods: 40 Male Sprague-Dawley ( SD ) rats were separated into two groups randomly: 20 were model of rat ischemia-reperfusion injury based on Longa method, and the other 20 were sham-operated group. The process of the operation and the selection of different time point following ischemic-reperfusion were discussed in the paper. What’s more , the model was appraised by behavioral test and Triphenyl Tetrazolium Choloride（TTC）Staining. Conclusion: The operation of intraluminal suture method is very simple for the establishment of model of rat ischemia-reperfusion, what’s more, the effect of reperfusion is very obvious. Key words: Animal Model, ischemia, reperfusion, intraluminal suture 脑缺血再灌注动物模型是研究缺血性脑血管病的一条重要途径，因为脑缺血再灌注动物模型具有很好的重复性并能最大程度模拟人类缺血性卒中的发生。早在1986年，日本学者Koizumi发明了线栓法制备局灶性脑缺血大鼠模型。1995年，我国也出现了相关的报道。目前人们比较公认的是Longa等建立的大鼠大脑中动脉缺血(MCAO)再灌注动物模型。国内一些学者对此方法又进行了改进，但仍存在一些问题，例如：手术操作过程复杂，实验动物死亡率较高，而模型成功率较低，并且在所发表的文章中普遍存在一个缺点，就是对该模型的制作过程描述得过于简单，读者往往不能按照此类文献完成模型的制备工作。本文旨在前人研究的基础上，建立一种操作简单，成功率高的 MCAO再灌注模型，并将此方法图文并茂的展现给读者，使读者只要根据本文所述的方法操作就能制作出MCAO再灌注模型。 1 材料与方法 1.1 实验材料、动物及分组健康雄性SD大鼠40只，体重280-320g，由辽宁中医药大学实验动物中心提供。随机分为模型组和假手术组，每组20只。四氮唑红(TTC)染料，由沈阳市博尔美试剂公司提供。 1.2 栓塞线的制备栓塞线采用 2.5号钓鱼线，直径0.25-0.28mm。将其剪成4cm长，一端用细砂纸打磨成半球形（需在显微镜下筛选），再用记号笔分别在距打磨端0.6cm处、1.8cm

机能实验肾缺血再灌注

影响尿生成的因素和肾缺血再灌注损伤（南方医科大学广州 510515）【摘要】目的探究影响肾泌尿功能的因素，探究肾缺血后再灌注对肾的损伤现象。方法静脉分别补充37℃的生理盐水和20%的高渗葡萄糖，观测平均动脉压，尿量；结扎左肾动脉，一段时间后松开动脉夹再灌注，观测平均动脉压，尿量，血肌酐和尿肌酐含量，计算内生肌酐清除率(Ccr)。结果补充37℃的生理盐水和20%的高渗葡萄糖尿生成量增加，缺血再灌注后血肌酐浓度增高，尿肌酐浓度降低,内生肌酐清除率(Ccr)明显降低。结论增加血容量，肾滤过血液增多，尿生成增加；注射高渗溶液增加肾小管内原尿浓度，尿生成量增加；缺血再灌注后肾排泄能力降低，肾的功能受损。【关键词】尿生成；肾缺血再灌注损伤；尿肌酐；内生肌酐清除率肾是机体主要的排泄器官之一，探究影响肾泌尿功能的因素有助于利尿药等干预肾脏功能药物的研发；肾缺血再灌注(Ischemic reperfusion，I／R)损伤是临床上常见的病理过程，在肾脏手术、肾移植和体外震波碎石等过程中，均可发生不同程度的再灌注损伤，它是急性肾衰最常见的原因，因此探究肾的缺血再灌注这一病理现象具有重要意义。肾缺血再灌注时，内生肌酐清除率（Ccr）明显降低，肾功能受损.本实验通过复制肾脏缺血再灌注损伤的模型，对肾脏缺血再灌注损伤后血肌酐和尿肌酐的含量，以及内生肌酐清除率（Ccr）进行测定，来探究肾脏的缺血再灌注损伤。 1 材料与方法 1.1 实验材料动物：家兔器材：医用计算机记录系统，家兔手术台，哺乳动物手术器械，压力换能器，动脉静脉插管，三通管，注射器，兔绳，分光光度计，恒温水浴箱。药品与试剂：20%乌拉坦，0.2%肝素，生理盐水，20%葡萄糖溶液，速尿，肌酐测定试剂。 1.2 探究影响尿生成的因素的方法[1] 家兔称重后用20%乌拉坦耳缘静脉麻醉，麻醉后将家兔仰卧位固定在兔台上。家兔颈部剪毛，沿甲状软骨下正中剪开皮肤5cm，分离右侧颈总静脉和左侧颈总动脉。从右侧颈总静脉插入静脉导管，左侧颈总动脉插管，连接压力换能器用于记录血压。将家兔换成右侧卧位，在左肋弓下缘两指处做一斜形切口，辨认输尿管并进行输尿管插管，用有刻度的试管收集尿液并计算每分钟尿量，取此时的尿液测量尿肌酐。静脉输入30ml生理盐水，用有刻度的试管收集尿液并计算

线栓法大鼠脑缺血再灌注模型制备方法-图文并茂

线栓法大鼠脑缺血再灌注模型制备方法 Pipilulu 目录：第一部分线栓模型制备理论及经验 1插线法局灶性脑缺血模型简介 2大鼠颈部及颅内动脉解剖及常用插线位置 3大鼠大脑中动脉阻断实验的总结和心得（zhuqing0506战友） 4 也谈大鼠MCAO模型的实验体会（bladeflyer战友） 5 我的做MCAO模型的一些体会（intelligentwang战友） 6 线栓法大鼠脑缺血再灌注模型（MCAO）制备技巧（ysf2k战友）第二部分线拴模型制作过程（雨后天晴战友）第三部分灌注取脑（pipilulu战友）第四部分 TTC染色（pipilulu战友）

前言相信不少神经内科的研究生都作过或将要作大鼠线栓模型，都有一个从查文献了解方法到跟师兄、师姐学习再到自己体会摸索直至熟练的过程，在模型制作的过程中可能的经历了从模型不成功的郁闷到熟练后成功的喜悦（我们是有这样的感觉）。为了缩短各位将要作或刚开始作MCAO 模型的战友的摸索过程，提高模型制作的成功率，我们愿意将自己的经验与大家分享，相信各位战友看过后将对制作大鼠线栓模型有更深的认识，并以其为乐趣，同时欢迎各位熟练的战友与我们交流经验。第一部分线栓模型制备理论及经验 ⒈插线法局灶性脑缺血模型简介八十年代Koizumi和Longa创用了不开颅的大鼠MCA可逆性脑梗塞模型，此后，应用插线法制备大鼠局灶性脑缺血再灌注模型的方法不断改进和完善，已渐趋成熟，目前该法已逐渐取代开颅法而成为最流行的方法。该模型先阻断颈外动脉（ECA）及其分支，且阻断翼腭动脉（PPA），以切断颅外来源的侧副循环血流。从ECA插入尼龙线，经颈内动脉（ICA）到大脑前动脉（ACA），机械性阻断大脑中动脉（MCA）发出处的血供来建立大脑中动脉缺血模型。此模型可在无麻醉状态下拔出尼龙线，恢复血流，实现再灌注。 1994年Huang等[55]首次将线栓技术应用于小鼠局部永久性脑缺血模型。1997年Hara 等[56]将线栓技术改进后应用于小鼠局部暂时性脑缺血模型。此后不断有学者借助于显微技术和多功能生理监测手段建立小鼠局部线栓脑缺血模型[57,58]。国内蒋晓帆等[59]，王芙蓉等[60]也对该方法进行了研究。线栓法具有不开颅、效果肯定、可准确控制缺血及再灌注时间的优点，用于研究神经元对缺血的敏感性、耐受性，药物疗效观察以及再灌注损害和治疗时间窗较为理想，同时也具有对全身影响小、动物存活时间长的特点，适于慢性脑损伤的研究。控制好易变因素，可避免实验结果的不稳定性。但线栓造模也并非完美无缺，存在着下列不足：①线栓造模过程是非直视下的手术，血流是否完全阻断不能即刻得知。②动物品系、体重、批次会影响结果。动物饲养条件好的单位所繁育的动物，可以使影响程度降低。③操作者的科研训练影响结果。严格的训练和足够例数的实践可以复制出稳定的结果。④血管破裂出血。操作不小心极易刺破血管或拔线栓时引起出血。轻柔、精细的操作可以减少血管破裂的发生。

肠缺血再灌注损伤的防治研究进展

第20卷　第4期2005年8月内蒙古民族大学学报(自然科学版) Journal of Inner Mongolia University for Nationalities Vol.20　No.4 Aug.2005肠缺血再灌注损伤的防治研究进展Ξ 马玉山,罗　力 (内蒙古医学院第一附属医院普外科,内蒙古呼和浩特　010050) 摘　要:本文概述了肠缺血再灌注损伤的可能机理及其预防和治疗措施. 关键词:缺血再灌注损伤;肠中图分类号:R656.7R364.1 文献标识码:A 文章编号:1671-0185(2005)04-0452-04 The Progress of Prevention and Therapy in Ischemia R eperf usion Injury of Intestine MA Yu-shan,L UO Li (G eneral Surgery Affiliated Hospital of Inner Mongolia Medical College,Hohhot010050,China) Abstract:This review was performed to summarize the possible mechanism and therapy in is2 chemia reperfusion injury of intestine. K ey w ords:Ischemia reperfusion injury;Intestine 肠缺血再灌注损伤(ischemia reperfusion injury,简称I/R)是外科实践中常见的组织器官损伤之一,在严重感染、创伤、休克、心肺功能不全以及小肠移植的病理演变过程中起重要作用.近年来许多研究表明肠缺血再灌注损伤不仅可以引起消化道局部的组织损害,而且可以导致肠内细菌毒素移位到体循环,引起网状内皮系统发生系列反应,进而导致大量相关介质和细胞因子的释放,甚至发生多系统器官功能不全综合征,因此近年来越来越受到重视,其发生发展机理及防治措施的研究也成为外科领域的重点和难点课题之一. 肠缺血再灌注损伤的病理生理机制尚不清楚,人们先后提出过能量衰竭、氧自由基损伤、钙超载、白细胞黏附与内皮细胞损伤、介质病、细胞因子和细胞凋亡等一系列学说,并针对肠缺血再灌注损伤的可能机制,进行了相应的防治实验研究,并取得了一些进展. 1　抗能量缺乏疗法组织缺血时,组织细胞内氧的供应减少或中断、细胞的有氧代谢受到抑制、A TP合成急剧下降,加之无氧代谢产生的有毒酸性产物大量累积,导致细胞内酶活性的改变以及维持跨膜离子梯度的能量缺乏,在严重缺血时可使细胞内环境紊乱,甚至细胞死亡,因此在缺血期为缺血组织提供足够的A TP可以阻止无氧代谢及细胞膜内外离子的平衡.史晓峰等〔1〕在大鼠小肠缺血再灌注损伤的实验研究中发现,经肠系膜上动脉间断灌注1、6-二磷酸果糖,可以改善细胞的能量代谢,为细胞提供能量,同时具有稳定细胞生物膜、减少脂质过氧化物和氧自由基生成而起到对肠缺血再灌注损伤的保护作用.除此之外,在缺氧期吸入氧气,也可以明显改善肠缺血再灌注后的组织损害.高压氧能够抑制肠缺血再灌注损伤过程中TNF-α的产生,并能抑制中性粒细胞在肺中的聚集,因而能够减轻肠缺血再灌注的损伤〔2〕.O’Donnel等〔3〕则发现在缺血时的肠腔内持续注入携氧的过氟碳的保护作用,他们在肠缺血再灌注的模型中观察到:在缺血60分 Ξ收稿日期:2004-12-16 作者简介:马玉山(1973-),男,内蒙古通辽市人,内蒙古医学院在读硕士研究生(2003级).

全脑缺血再灌注模型探讨

大鼠四血管阻断全脑缺血模型探讨作者：blue_snowlotus 近年来，利用啮齿类动物复制全脑缺血模型，在缺血性脑损伤的研究中，特别是在海马缺血选择性易损性的研究等方面应用较为广泛。该模型的共同特点是缺血能暂时广泛的影响各个脑区，但病理改变多发生在选择性易损区域，这在治疗药物的开发研究上应用较多。我做的是大鼠四血管阻断法全脑缺血模型，因此在此主要探讨大鼠四血管阻断全脑缺血模型。大鼠四血管阻断全脑缺血模型：即双侧椎动脉和双侧颈总动脉阻断，方法有很多，比较公认的是Pulsinelli法，适用于脑缺血的急性和慢性实验研究。该方法需要做两步手术，具体方法是：大鼠10%水合氯醛（300mg/kg,ip）麻醉后，俯卧位固定，在枕骨后切开皮肤，暴露第一颈椎两侧的翼小孔，用尖端直径为0.5mm的电凝器插入翼孔，烧灼双侧的椎动脉，造成永久性闭塞。待动物适应24h 后，在颈部正中切口，暴露双侧颈总动脉，用动脉夹夹闭阻断，10-15min后松开动脉夹可恢复血流，进行再灌注实验，以大脑皮层、纹状体和海马缺血最为明显。模型制作的关键步骤是凝断双侧椎动脉，有些大鼠翼孔很小，电凝器根本插不进去，可以用牙科微型小磨钻，将翼孔扩大，直视下用电凝器凝断双侧椎动脉，用磨钻扩大翼孔也要注意，容易损伤椎动脉造成出血。另外，电凝针插入翼孔的角度也要掌握好，向外下（约于大鼠脊柱正中线呈50度角）插入翼孔，不然容易损伤脊髓。高血糖可加重脑损伤，增加梗塞面积1.4倍，所以做手术前大鼠禁食12h.还可以防止麻醉过程中呕吐物窒息呼吸道。另外在实验过程中需注意控制脑温，因为脑温每降低10℃，大脑代谢率可降低50％。一般控制在37℃±0.3℃。判断模型成功的标准很多，最客观的指标应该是多普勒血流检测仪，探头安置于右侧顶叶皮质，深度l mm，监测局部脑血流，一般夹闭颈总动脉后脑血流降低大于5O为模型成功。国内多用的指标是脑电图的检测，银制电极固定于前囟后，中线旁2mm，参考电极可置于对侧对称部位，夹闭颈总动脉30s后脑电图即有变化，逐渐变为等电位线，以脑电图变为等电位线为模型成功标准。另外还有行为学上的成功标准：1min后呼吸加快，动物无反应，意识丧失；翻正反射

肾缺血再灌注损伤(RIRI)动物模型具体步骤及方法

肾缺血再灌注损伤(RIRI)动物模型具体步骤及方法原型物种人来源缺血再灌注，双侧肾动脉夹闭法模式动物品系Balb/c小鼠，SPF级，雄性，周龄：4~6周，体重： 20g~22g 实验分组随机分组：对照组，模型组，阳性药物组，受试药物组(3个浓度梯度组)，15只每组实验周期24h、72h 建模方法1 选取20-22g左右小鼠，术前禁食12h，自由饮水。 2 3％戊巴比妥钠(80mg/kg)腹腔注射麻醉,小鼠背部去毛，消毒备皮。 3 在背部脊椎旁0.5cm、肋骨下缘0.5cm处剪开皮肤及肌肉，可见到肾脏, 小心分离出两侧肾脏的肾动脉，迅速用动脉夹夹闭两侧肾动脉。 4 缺血45min后松开动脉夹，恢复血流，观察肾脏恢复情况。 5 分两层缝合开口,待小鼠清醒后，将其放回洁净笼具后放回饲养室饲养，定期观察小鼠状态及死亡情况并做好记录。 6 对照组不做缺血处理，其他操作相同。 7 分别取再灌注0h、3h、6h、12h、24h、72h六个时间点取材。麻醉小鼠，摘眼球取血，室温静置2h后于4℃3000r离心10分钟提取血清，放入-80冰箱冻存。同时取左肾组织留作病理标本，右肾组织分生标本。应用可用于研究肾缺血再灌注损伤在临床预防和治疗中的作用

1. 血清生化指标检测：取各时间点（0h、1h、3h、6h、12h、24h、72h)血清，检测血清BUN（尿素氮）和Scr（血肌酐）水平,评估肾功能。 2. 肾系数检测: 摘取双侧肾脏后，生理盐水冲洗，称重计算肾系数。肾系数=双侧肾重（mg）/体重（g） 3.肾小管坏死的评分: 每张切片×200 倍镜下取外髓质部10 个视野，按 0 = 正常，1 = 轻微损伤(受损肾小管< 5%)， 2= 轻度损伤(受损肾小管5 %～25 %)， 3 = 中度损伤(受损肾小管25 %～75 %) ， 4 = 重度损伤(受损肾小管> 7 5 %) 作半定量分析并计算其均值，作为肾小管坏死的评分指数。 4％多聚甲醛溶液固定48h。常规组织脱水、透明、浸蜡、包埋。石蜡切片进行HE染色和PAS染色。对照组小鼠肾小球、肾小管及肾间质结构基本正常。在模型组组，随着再灌注时间的延长呈现不同程度的肾脏病理改变，可见肾小管上皮细胞浑浊肿胀，