实验动物的麻醉方法
常用实验动物全身性麻醉药物的使用
常用实验动物全身性麻醉药物的使用实验动物全身性麻醉药物的使用在科研和医学领域具有重要意义。
全身性麻醉药物可以抑制动物神经系统，使其处于无痛觉、无意识状态，以便于进行实验操作或治疗。
本文将介绍全身性麻醉药物的分类、使用方法、注意事项及发展趋势。
全身性麻醉药物可根据作用机制分为吸入性麻醉药物和静脉麻醉药物两类。
吸入性麻醉药物通过动物呼吸系统进入体内，主要包括氟烷、甲氧氟烷等。
这类药物可以在动物体内迅速分布，起效快，但排出也较快，需要连续给药以维持麻醉状态。
静脉麻醉药物则通过静脉注射进入动物体内，如丙泊酚、硫喷妥钠等。
这类药物起效较慢，但维持时间较长，且对动物循环系统影响较小。
在使用全身性麻醉药物时，需根据实验需求和动物种类选择合适的药物。
吸入法适用于短期、小型实验，可以通过面罩或注射器给予。
静脉注射法则适用于大型、长期实验，需通过静脉穿刺或导管给予。
在用药过程中，需密切动物的呼吸、心率、体温等指标，以及药物使用量和时间。
使用全身性麻醉药物时需注意以下事项：要严格控制药物剂量，根据动物体重、体型等因素进行个性化给药。
要避免使用时间过长，以免动物出现耐药性或药物残留。
要动物的生命体征，一旦出现异常情况，应立即停止给药并采取相应救治措施。
应尽量选择不良反应小的全身性麻醉药物，以减少对动物的损害。
近年来，随着科技的不断进步，全身性麻醉药物的研究和开发也取得了很多进展。
新型麻醉药物的研发不仅可以提高麻醉效果，还可以降低不良反应发生率。
随着麻醉监控技术的发展，对麻醉药物的用量和麻醉深度的把握更加准确，从而提高了实验的准确性和安全性。
实验动物全身性麻醉药物的使用在科研和医学领域中具有重要作用。
在选择和使用全身性麻醉药物时，需遵循科学、规范的原则，动物的生理变化和药物的不良反应。
随着科技的不断进步，相信未来全身性麻醉药物的研发和麻醉监控技术将取得更加显著的成果，为科研和医学事业的发展做出更大的贡献。
动物实验中，麻醉剂的选择至关重要。
动物实验常见操作技术
动物实验常见操作技术动物实验是科学研究中常用的一种手段，通过对动物进行各种操作和处理，获得与人类相关的科学数据和知识。
以下是动物实验中常见的操作技术。
一、麻醉和镇痛技术动物实验中会应用麻醉药物使动物失去感觉和意识，以减少动物在实验过程中的痛苦和压力。
常用的麻醉技术包括静脉麻醉、吸入麻醉和局部麻醉。
镇痛技术用于减轻术后疼痛，常采用各种药物如阿片类和非甾体抗炎药等。
二、手术技术手术技术是动物实验中常见的一项操作技术，用于在动物体内插入仪器、移除组织样本、修复组织或器官的损伤等。
常见的手术技术包括卵巢切除术、肝脏切片术、心脏手术等。
三、体内采样技术体内采样技术是从动物体内获取生物样本的一种方法，用于分析动物的生理和生化指标。
常见的体内采样技术包括血液采样、尿液采样、肠道内容物采样等。
四、药物给药技术药物给药技术是将药物通过各种途径输入动物体内，以研究药物的药代动力学和药效学等。
常见的给药途径包括静脉注射、腹腔注射、皮下注射等。
五、环境控制技术环境控制技术用于控制实验动物的环境条件，以确保实验结果的准确性和可靠性。
常见的环境控制技术包括温度控制、湿度控制、光照控制等。
六、行为测定技术行为测定技术用于评估动物的行为特征和认知功能，常用于研究动物的学习记忆、情绪行为等。
常见的行为测定技术包括开放田间测试、旋转杆测定、挖洞测试等。
七、分子生物学技术分子生物学技术用于研究动物的基因表达、DNA/RNA的分离和测定等。
常用的分子生物学技术包括PCR技术、凝胶电泳技术、蛋白质电泳技术等。
八、影像学技术影像学技术用于研究动物的器官结构、功能和病理变化等。
常见的影像学技术包括X线摄影技术、CT扫描、MRI等。
九、细胞培养技术细胞培养技术用于研究动物的细胞生长、增殖和代谢等。
常用的细胞培养技术包括离心培养、悬浮培养、共培养等。
以上列举了动物实验中常见的操作技术，不同实验目的和研究领域需要选用不同的操作技术，以获得准确和可靠的实验结果。
麻醉兔子的实验报告
一、实验目的1. 掌握麻醉兔子的方法，确保实验动物的安全。
2. 学习观察麻醉兔子的生理变化，为后续实验打下基础。
3. 提高动物实验操作技能，培养严谨的科学态度。
二、实验原理麻醉是利用药物使动物暂时失去意识、感觉和反射能力的一种方法。
实验中常用的麻醉方法有吸入麻醉、静脉麻醉和肌肉注射麻醉等。
本实验采用肌肉注射麻醉，通过注射麻醉药物使兔子进入麻醉状态。
三、实验材料1. 实验动物：家兔1只2. 实验器材：注射器、针头、解剖盘、剪刀、镊子、纱布、酒精棉球、生理盐水等3. 实验药物：盐酸氯胺酮注射液（2%）四、实验步骤1. 准备工作（1）将兔子放入实验室内，适应环境。
（2）将实验器材和药物准备好。
2. 麻醉（1）在兔子耳朵后部找到肌肉丰满的区域，用酒精棉球消毒。
（2）选用合适长度的针头，抽取盐酸氯胺酮注射液（2%）。
（3）将针头垂直刺入兔子肌肉，缓慢注射药物。
（4）观察兔子反应，待兔子出现四肢无力、呼吸平稳、意识丧失等麻醉状态时，即可进行后续实验操作。
3. 观察麻醉兔子的生理变化（1）观察兔子呼吸频率、深度和节律。
（2）观察兔子心率、血压和脉搏。
（3）观察兔子瞳孔大小和反应。
（4）观察兔子肌肉松弛程度。
4. 实验结束（1）实验结束后，将兔子从实验器材中取出，放入笼内。
（2）观察兔子恢复情况，确保其安全。
五、实验结果与分析1. 麻醉效果兔子注射盐酸氯胺酮注射液后，迅速进入麻醉状态，呼吸平稳，肌肉松弛，符合实验要求。
2. 生理变化（1）呼吸频率：实验前兔子呼吸频率约为40次/分钟，麻醉后呼吸频率降低至20次/分钟。
（2）心率：实验前兔子心率约为120次/分钟，麻醉后心率降低至80次/分钟。
（3）血压：实验前兔子血压约为120/80mmHg，麻醉后血压降低至80/60mmHg。
（4）瞳孔大小：实验前兔子瞳孔大小适中，麻醉后瞳孔缩小。
（5）肌肉松弛程度：实验前兔子肌肉紧张，麻醉后肌肉松弛。
六、实验结论1. 肌肉注射盐酸氯胺酮注射液是一种有效的麻醉方法，可以安全地使兔子进入麻醉状态。
实验动物麻醉规范
实验动物麻醉规范一、麻醉深度的监测（1）后足反射消失：方法---用镊子夹脚趾没有收缩反应（2）肌肉松弛失去张力（3）呼吸深，慢，但有节律*** 对于长时间的手术，整个手术过程中要不断检查麻醉深度***二、全身麻醉（1）腹腔注射戊巴比妥钠（小鼠50-90 mg/kg；大鼠40-60 mg/kg；兔20-40 mg/kg 静脉注射）（2）同时术前给予皮下注射美洛昔康（小鼠1-2 mg/kg；大鼠 1 mg/kg；兔 0.3 mg/kg）或卡洛芬（小鼠 5 mg/kg；大鼠 5 mg/kg；兔 4 mg/kg）三、术后给予镇痛药（1）大鼠，小鼠：美洛昔康 (0.005 mg/mL 加入饮水瓶中) 或布洛芬（0.2 mg/mL 加入饮水瓶中），持续2-3天（2）兔：皮下注射美洛昔康（0.3 mg/kg）或卡洛芬（4 mg/kg），每天一次，持续2-3天*** 对于创伤大的手术（包括开腹，开胸，器官移植，骨科手术，烧伤模型，创伤模型，肠穿孔模型，皮下泵植入，永久性插管等）术后必须使用镇痛剂***四、局部麻醉用药（推荐）*** 对于创伤大的手术推荐局麻药和全身麻醉联合使用***方法：0.5% 布匹卡因→生理盐水稀释至 0.25%，皮下局部浸润（总剂量不超过8 mg/kg，大鼠、小鼠相同）如何溶解美洛昔康莫比可 0.5 片（含美洛昔康 3.75 mg）, 加入 1.5 ml 90% 乙醇和 0.5 ml 0.1 M 的氢氧化钠，充分研磨溶解，用pH 7.5 的磷酸缓冲液稀释至 0.5 mg/ml 的原液。
将原液按 1：100 的比例加入饮水中（饮水中可适当加些蔗糖消除异味）。
可用于大鼠和小鼠。
*** 美洛昔康溶于DMSO,如注射可先用DMSO溶解再用生理盐水稀释 ***。
实验动物常用操作(抓取、麻醉、给药)
实验动物常用操作方法1.小鼠的抓取与固定抓取和固定是动物实验操作中一项最基本的技术，所有的动物实验都要涉及到。
由于动物害怕陌生人接触其身体，对于非条件性的各种剌激会进行防御性反抗。
因此，在抓取、固定前应对动物的生活习性有所了解，根据其生活习性采用相应的抓取固定方法。
一般在抓取固定动物过程中首先慢慢友好地接近动物，并注意观察其反应，让动物有一个适应过程。
抓取时的动作力求准确、迅速、熟练，争取在动物感到不安之前抓取到动物。
（1）抓取方法习惯用右手者，首先用右手从笼盒内将小鼠尾中部或基部抓住(不可抓尾尖)，并提起或放在左手上或笼盖表面。
如下图。
也可用尖端带有橡皮的镊子夹住小鼠的尾巴。
抓取时需注意如果过分用力，会使动物窒息或颈椎脱臼，力过小，动物头部能反转来咬伤实验者的手。
因此实验者必须反复练习，熟练掌握。
（2）固定方法①徒手固定：右手抓取小鼠尾，将小鼠放在笼盖(或表面粗糙的物体)上，轻轻向后拉鼠尾。
然后在小鼠向前挣脱时，用左手(熟练者也可用同一只手)拇指和食指抓住两耳和颈部皮肤，无名指、小指和手掌心夹住背部皮肤和尾部，并调整好动物在手中的姿势。
习惯用左手者，操作时可调整左右手。
这类抓取方法多用于灌胃以及肌肉、腹腔和皮下注射等实验。
②固定板固定：小鼠麻醉后置小鼠固定板上，取仰卧位，用胶布缠粘四肢，再用针透过胶布扎在板上，从而将小鼠固定在小鼠固定板上。
此方法常用作心脏采血、解剖、外科手术等实验。
③固定架固定：让小鼠直接钻入固定架里，封好固定架的封口，露出尾巴。
此装置特别适用于小鼠尾静脉注射等。
④简易固定：进行尾静脉注射或抽血时，如果没有这些固定装置，也可采用一种简易的办法。
即倒放一个烧杯或其他容器，把小鼠扣在里面，只露出尾巴。
然后酒精擦拭，暴露血管，注射或采样。
这种烧杯或容器的大小和重量要适当，既能够压住尾部不让其活动，同时起到压迫血管的作用。
2.小鼠的麻醉方法实验动物的麻醉就是用物理的或化学的方法，使动物全身或局部暂时痛觉消失或痛觉迟饨，以利于进行实验。
动物麻醉剂及麻醉剂量
动物麻醉剂及麻醉剂量文稿归稿存档编号：[KKUY-KKIO69-OTM243-OLUI129-G00I-FDQS58-动物麻醉方法及给药剂量一、动物麻醉的目的1.清醒状态的动物虽然更加接近其生理状态，但是试验过程中的各种强刺激容易引起动物大脑皮质的抑制，使动物机体发生生理机能障碍影响到实验的结果。
甚至引起动物死亡或休克。
2.防止动物伤害实验操作者。
3.基于人道主义的考虑，麻醉是动物保护所必需采取的措施。
二、麻醉的类型和方法1.全身麻醉的方法：吸入麻醉：吸入麻醉是将挥发性麻醉剂或气体的麻醉剂经过动物的呼吸道进入体内产生麻醉的效果。
常见的麻醉剂有乙醚、安氟醚、三氟乙烷等，其中乙醚因麻醉深度容易掌握、安全、动物容易恢复等优点，使用最为广泛。
1）大鼠、小鼠、豚鼠的乙醚麻醉：将含有乙醚的棉球/纱布放在大烧杯中，将动物放入，封口。
动物先兴奋后抑制，自行倒下。
当动物角膜反应迟钝，肌肉紧张度降低时，即可取出动物。
如果动物逐渐恢复肌肉紧张（挣扎），可重复麻醉一次，待平静后即可开始试验。
如果试验时间较长，可将动物固定在其口鼻处放置含有乙醚的棉球或纱布，并在实验中注意动物的反应，适时追加乙醚的吸入量，以维持麻醉的深度和实践。
2）猫、兔的乙醚麻醉：将动物放进内装含有乙醚的棉球/纱布的麻醉瓶中，封口。
经过1~2min，从动物后腿依次出现麻痹现象，而后失去运动能力，表明动物进入麻醉状态。
4~6min后可以将动物麻醉，如观察到动物倾斜不能站立、跌倒时，说明动物已经深度麻醉，立即取出动物，这时动物肌肉松弛、四肢紧张度降低，角膜反射迟钝，皮肤痛觉消失，可进行试验。
3）犬的乙醚麻醉：首先将犬用绳子绑定，根据犬的大小选择适合的麻醉口罩，将纱布/棉花放到口罩内，加入乙醚。
一人固定犬的前后肢，另一人用膝盖顶住犬的胸颈处，一手捏住头颈（注意力量，防止窒息），将口罩套在犬嘴上。
开始乙醚用量可大一些，之后逐渐减少。
犬开始兴奋后出现挣扎、呼吸不规则现象，而后呼吸逐渐平稳，肌肉紧张度逐渐消失，角膜反射迟钝，对皮肤刺激无反应，此时可开始试验。
解剖牛蛙麻醉实验报告(3篇)
第1篇一、实验目的1. 掌握牛蛙的麻醉方法，确保解剖过程中的动物安全。
2. 了解牛蛙麻醉的原理及常用药物。
3. 掌握牛蛙解剖的基本步骤，观察其内部结构。
二、实验原理麻醉是通过使用麻醉药物暂时抑制动物中枢神经系统，使其失去感觉、意识和反射能力的过程。
在解剖实验中，麻醉是保证动物安全的关键步骤。
常用的麻醉药物有乙醚、戊巴比妥钠等。
本实验采用乙醚进行麻醉。
三、实验材料1. 实验动物：牛蛙1只2. 实验器材：解剖盘、解剖剪、解剖刀、镊子、剪刀、解剖针、解剖镜、脱脂棉、纱布、乙醚、计时器、解剖台等。
四、实验步骤1. 麻醉准备- 将乙醚倒入小烧杯中，放入牛蛙。
- 观察牛蛙的反应，待其失去挣扎能力后，开始解剖。
2. 解剖步骤- 将牛蛙放在解剖台上，用解剖剪剪开皮肤，暴露肌肉。
- 用解剖刀沿口部褶皱处向肛门处切开，一次性完成，避免造成动物痛苦。
- 辨别内脏，小心取心脏，避免血液喷溅。
- 将内脏取出，用脱脂棉擦拭干净。
3. 观察内部结构- 观察心脏、肝脏、脾脏、肾脏、肺脏、胃肠等内脏器官的位置、大小、形态。
- 观察血管、神经的分布情况。
4. 结束实验- 将内脏器官放回原位，用脱脂棉覆盖伤口。
- 将牛蛙放入解剖盘中，观察其恢复情况。
五、实验结果1. 麻醉成功，牛蛙在解剖过程中无挣扎现象。
2. 牛蛙内脏器官位置、大小、形态正常。
3. 观察到心脏、肝脏、脾脏、肾脏、肺脏、胃肠等器官。
六、实验讨论1. 本实验采用乙醚进行麻醉，操作简便，麻醉效果良好。
2. 在解剖过程中，应尽量避免造成动物痛苦，确保实验动物的安全。
3. 解剖过程中，应仔细观察牛蛙内部结构，加深对脊椎动物内脏器官的认识。
七、实验总结1. 本实验成功掌握了牛蛙的麻醉方法，为后续的解剖实验奠定了基础。
2. 通过解剖牛蛙，加深了对脊椎动物内脏器官的认识，提高了实验操作技能。
八、注意事项1. 实验过程中，应注意安全，避免实验器材伤人。
2. 解剖过程中，应尽量避免造成动物痛苦，确保实验动物的安全。
实验动物的麻醉
心血管系统影响
麻醉药物可能对心血管系统产生抑制作用， 导致血压下降和心律失常。
苏醒延迟
过量或不当使用麻醉药物可能导致动物苏醒 延迟，增加管理难度和风险。
麻醉操作的风险和并发症
注射疼痛和应激反应
注射麻醉药物可能导致实验动 物出现疼痛和应激反应，影响
实验结果。
意外插管和气道梗阻
在麻醉过程中，可能发生意外 插管、气道梗阻等并发症，导 致窒息或呼吸衰竭。
02
实验动物麻醉方法
吸入麻醉
吸入麻醉是将气体或挥发性液 体麻醉剂通过呼吸系统进入动 物体内，抑制中枢神经系统的 功能，产生全身麻醉的效果。
吸入麻醉的优点是操作简便、 麻醉效果好、对循环系统影响 较小，适用于各种实验动物。
常用的吸入麻醉剂有氟代烃类 、乙醚、氨等。
吸入麻醉的缺点是麻醉深度不 易控制，且需要专门的麻醉设 备。
常用的监测指标包括呼吸频率、 心率、血压、体温等。
麻醉监测有助于及时发现并处理 实验动物在麻醉过程中的异常情
况，保证实验的顺利进行。
03
实验动物麻醉的安全与风 险
麻醉药物的毒性和副作用
呼吸抑制
麻醉药物可能导致呼吸频率和通气量降低， 引发缺氧和二氧化碳潴留。
肝肾功能损伤
某些麻醉药物可能导致肝肾功能损伤，影响 药物的代谢和排泄。
目的
确保实验动物在实验过程中保持 安静、无痛、无恐惧，同时减少 动物的应激反应，以便更准确地 观察实验结果。
实验动物麻醉的重要性
01
02
03
保护动物福利
麻醉可以减少动物在实验 过程中的痛苦和恐惧，符 合动物伦理和福利的要求 。
实验准确性
麻醉可以减少动物的应激 反应，使实验结果更加准 确可靠。
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实验动物麻醉方法麻醉（anesthesia）的基本任务是消除实验过程屮所至的疼痛和不适感觉，保障实验动物的安全，使动物在实验屮服从操作，确保实验顺利进行。
一、常用的麻醉药（一）常用局部麻醉剂：普鲁卡因，此药毒性小，见效快，常用于局部浸润麻醉，用时配成0.5 % 1%；利多卡因，此药见效快，组织穿透性好，常用 1 %〜2%溶液作为大动物神经干阻滞麻醉，也可用0. 25 %-0. 5 %溶液作局部浸润麻醉。
（二）常用全身麻醉剂：1. 乙醯乙瞇吸入法是最常用的麻醉方法，各种动物都可应用。
其麻醉量和致死量相差大，所以其安全度大。
但由于乙瞇局部刺激作用大，可刺激上呼吸道粘液分泌增加；通过神经反射还可扰乱呼吸、血压和心脏的活动，并且容易引起窒息，在麻醉过程屮要注意。
但总起来说乙醛麻醉的优点多，如麻醉深度易于掌握，比较安全，而且麻醉后恢复比较快。
其缺点是需要专人负责管理麻醉，在麻醉初期岀现强烈的兴奋现象，对呼吸道又有较强的刺激作用，因此，需在麻醉前给予一定量的吗啡和阿托品（基础麻醉），通常在麻醉前20- 30分钟，皮下注射盐酸或硫酸吗啡（每公斤体重5-10mg）及阿托品（每公斤体重0. lmg）。
盐酸吗啡可降低屮枢神经系统兴奋性，提高痛阈，还可节省乙醯用量及避免乙醸麻醉过程中的兴奋期。
阿托品可对抗乙醸刺激呼吸道分泌粘液的作用，可避免麻醉过程中发生呼吸道堵塞，或手术后发生吸入性肺炎。
进行手术或使用过程中，需要继续给予吸入乙醯，以维持麻醉状态。
慢性实验预备手术的过程屮，仍用麻醉口罩给药，而在一般急性使用，麻醉后可以先进行气管切开术，通过气管套管连接麻醉瓶继续给药。
在继续给药过程屮，要时常检查角膜反射和观察瞳孔大小（如发现角膜反射消失，瞳孔突然放大，应立即停止麻醉。
万一呼吸停止，必须立即施行人工呼吸。
待恢复自动呼吸后再进行操作。
2. 苯巴比妥钠此药作用持久，应用方便，在普通麻醉用量情况下对于动物呼吸、血压和其它功能无多大影响。
通常在实验前半至一小时用药。
使用剂量及方法为：狗腹腔注射80-100mg/kg体重，静脉注射70-120mg/kg体重（一般每公斤体重给70-80mg即可麻醉，但有的动物要100-120mg才能麻醉，具体用量可根据各个动物的敏感性而定）。
兔腹腔注射150-200mg/kg体重。
3. 戊巴比妥钠此药麻醉时间不很长，一次给药的有效时间可延续3-5小时,所以十分适合一般使用要求。
给药后对动物循环和呼吸系统无显著抑制作用，药品价格也很便宜。
用时配成1-3%生理盐水溶液，必要时可加温溶解，配好的药液在常温下放置1~2月不失药效。
静脉或腹腔注射后很快就进入麻醉期，使用剂量及方法为：狗、猫、兔静脉注射30-35mg/kg体重，腹腔注射40 ^45mg/kg 体重。
4. 硫喷妥钠为黄色粉末，有硫臭，易吸水。
其水溶液不稳定，故必须现用现配，常用浓度为5%o此药作静脉注射时，由于药液迅速进入脑组织，故诱导快，动物很快被麻醉。
但苏醒也很快，一次给药的麻醉时效仅维持半至一小时。
在时间较长的实验过程中，可重复注射，以维持一定的麻醉深度。
此药对胃肠道无副作用，但对呼吸有一定抑制作用，由于其抑制交感神经较副交感神经为强，常有喉头痉挛，因此注射时速度必须缓慢。
实验剂量和方法：狗静脉注射20-25mg/kg体重；兔静脉注射7-10mg/kg体重。
静脉注射速度以15秒钟注射2nd左右进行。
小鼠1%溶液腹腔注射0. 1-0. 3ml/只;大鼠0.6-0. 8ml/只。
5. 巴比妥钠使用剂量及方法：狗静脉注射225mg/kg体重；兔腹腔注射200mg/kg体重；鼠皮下注射200mg/kg 体重。
6. 氨基甲酸乙酯此药是比较温和的麻醉药，安全度大。
多数实验动物都可使用，更适合于小动物。
-•般用作基础麻醉，如使用全部过程都用此麻醉时，动物保温尤为重要。
使用时常配成20-25%水溶液，狗、兔静脉、腹腔注射0. 75-lg/kg体重。
但在作静脉注射时必须溶在生理盐水中，配成5%或10%溶液，及每公斤体重注射10-20mlo鼠1.5-2g/kg体重，由腹腔注射。
以上麻醉药种类虽较多，但各种动物使用的种类多有所侧重。
如做慢性实验的动物常用乙醸吸入麻醉（用吗啡和阿托品作基础麻醉）；急性动物实验对狗、猫和大鼠常用戊巴比妥钠麻醉；对家兔和青蛙、蟾赊常用氨基甲酸乙酯；对大鼠和小鼠常用硫喷妥钠或氨基甲酸乙酯麻醉。
二、麻醉方法（一）全身麻醉：麻醉药经呼吸道吸入或静脉、肌肉注射，产生中枢神经系统抑制，呈现神志消失，全身不感疼痛，肌肉松弛和反射抑制等现象，这种方法称全身麻醉。
其特点为抑制深浅与药物在血液内的浓度有关，当麻醉药从体内排出或在体内代谢破坏后，动物逐渐清醒，不留后遗症。
1. 吸入麻醉法麻醉药以蒸气或气体状态经呼吸道吸入而产生麻醉者，称吸入麻醉，常用乙醯作麻醉药。
吸入法对多数动物有良好的麻醉效果，其优点是易于调节麻醉的深度和较快的终止麻醉，缺点是中、小型动物较适用，对大型动物如狗的吸入麻醉操作复杂，通常不用。
具体方法是：使用乙瞇麻醉兔及大小鼠时，可将动物放入玻璃麻醉箱内，把装有浸润乙醯棉球的小烧杯放入麻醉箱，然后观察动物。
开始动物自主活动，不久动物出现异常兴奋，不停地挣扎，随后排出大小便。
渐渐地动物由兴奋转为抑制，倒下不动，呼吸变慢。
如动物四肢紧张度明显减低，角膜反射迟钝，皮肤痛觉消失，则表示动物已进入麻醉，可行手术和操作。
在实验过程中应随时观察动物的变化，必要时把乙醴烧杯放在动物鼻部，以维持麻醉的时间与深度。
2. 注射麻醉法常用的麻醉药有戊巴比妥钠、硫喷妥钠、氨基甲酸乙酯等。
大、小鼠和豚鼠常采用腹腔注射法进行全身麻醉。
狗、兔等动物既可腹腔注射给药，也可静脉注射给药。
在麻醉兴奋期出现时，动物挣扎不安，为防止注射针滑脱，常用吸入麻醉法进行诱导，待动物安静后再行腹腔或静脉穿刺给药麻醉。
在注射麻醉药物时，先用麻醉药总量的三分之二，密切观察动物生命体征的变化，如已达到所需麻醉的程度，余下的麻醉药则不用，避免麻醉过深抑制延脑呼吸中枢导致动物死亡。
（二）动物局部麻醉方法：用局部麻醉药阻滞周围神经末梢或神经干、神经节、神经丛的冲动传导, 产生局部性的麻醉区，称为局部麻醉。
其特点是动物保持清醒，对重要器官功能干扰轻微，麻醉并发症少，是一种比较安全的麻醉方法。
适用于大中型动物各种短时间内的实验。
局部麻醉操作方法很多，可分为表面麻醉、局部浸润麻醉、区域阻滞麻醉以及神经干（丛）阻滞麻醉。
1. 表面麻醉利用局部麻醉药的组织穿透作用，透过粘膜，阻滞表面的神经末梢，称表面麻醉。
在口腔及鼻腔粘膜、眼结膜、尿道等部位手术时，常把麻醉药涂敷、滴入、喷于表面上，或尿道灌注给药，使之麻醉。
2. 区域阻滞麻醉：在手术区四周和底部注射麻醉药阻断疼痛的向心传导，称区域阻断麻醉。
常用药为普鲁卡因。
3. 神经干（丛）阻滞麻醉：在神经干（丛）的周围注射麻醉药，阻滞其传导，使其所支配的区域无疼痛, 称神经干（丛）阻滞麻醉。
常用药为利多卡因。
4. 局部浸润麻醉：沿手术切口逐层注射麻醉药，靠药液的张力弥散，浸入组织，麻醉感觉神经末梢，称局部浸润麻醉。
常用药为普鲁卡因。
在施行局部浸润麻醉时，先固定好动物，用0.5〜1 %盐酸普鲁卡因皮内注射，使局部皮肤表面呈现一桔皮样隆起，称皮丘，然后从皮丘进针，向皮下分层注射，在扩大浸润范围时，针尖应从已浸润过的部位刺入，直至要求麻醉区域的皮肤都浸润为止。
每次注射时，必须先抽注射器，以免将麻醉药注入血管内引起中毒反应。
三、使用全身麻醉剂的注意事项给动物施行麻醉术时，一定要注意方法的可靠性，根据不同的动物选择合适的方法，特别是较贵重的大型动物。
1. 麻醉剂的用量，除参照一般标准外，还应考虑个体对药物的耐受性不同，而且体重与所需剂量的关系也并不是绝对成正比的。
一般说，衰弱和过胖的动物，其单位体重所需剂量较小，在使用麻醉剂过程屮，随时检查动物的反应情况，尤其是采用静脉注射，绝不可将按体重计算出的用量匆忙进行注射。
2. 动物在麻醉期体温容易下降，要采取保温措施。
3. 静脉注射必须缓慢，同时观察肌肉紧张、角膜反射和对皮肤夹捏的反应，当这些活动明显减弱或消失时，应立即停止注射。
配制的药液浓度要适中不可过高，以免麻醉过急；但也不能过低，以减少注入溶液的体积。
4. 作慢性实验时，在寒冷冬季，麻醉剂在注射前应加热至动物体温水平。
四、实验动物用药量的确定及计算方法（一）动物给药量的确定观察一种药物对实验动物的作用时，一个重要的问题就是给动物用多大的剂量较合适。
剂量太小，作用不明显，剂量太大，又可能引起动物中毒致死。
可以按下述方法确定剂量：1.先用少量小鼠粗略地探索中毒剂量或致死剂量，然后用小于屮毒量的剂量，或取致死量的若干分之一作为应用剂量，一般可取1/10~1/5。
2.植物药粗制剂的剂量多按生药折算。
3.化学药品可参考化学结构相似的已知药物，特别是化学结构和作用都相似的剂量。
4.确定剂量后，如第一次用药的作用不明显，动物也没有中毒的表现，可以加大剂量再次实验。
如岀现中毒现象，作用也明显，则应降低剂量再次实验。
在一般情况下，在适宜的剂量范围内，药物的作用常随剂量的加大而增强。
所以有条件时，最好同时用几个剂量作实验，以便迅速获得关于药物作用的较完整的资料。
如实验结果出现剂量与作用强度Z间毫无规律时，则更应慎重分析。
5.用大动物进行实验时，防止动物屮毒死亡，开始的剂量可采用鼠类的1/15-1/2,以后可根据动物的反应调整剂量。
6.确定动物给药剂量时，要考虑给药动物的年龄大小和体质强弱。
一般说确定的给药剂量是指成年动物的，如是幼龄动物，剂量应减小。
如以狗为例：6个月以上的狗给药剂量为1份时，3-6个月的给1/2份，45-89 H的给1/4份，20-44 0的给1/8份，10-19 H的给1/16份。
7.确定动物给药剂量时，要考虑因给药途径不同，所用剂量也不同。
以口服量为100时，皮下注射量为30~50,肌肉注射量为20~30,静脉注射量为25o（二）人与动物的用药量换算方法人与动物对同一药物耐受性不同，一般动物的耐受性要比人大，单位体重的用药量动物比人要高。
必须将人的用药量换算成动物的用药量。
一般可按下列比例换算：人用药量：1小鼠、大鼠:50700兔、豚鼠：15-20狗、猫：5-10以上系按单位体重口服用药量换算。
如给药途径为静脉、皮下、腹腔注射，换算比例应适当减小些。