QPCR常见问题及其分析
QPCR常见问题及其分析
一般来讲，进行real-time qPCR MasterMix都是2×的浓缩液，只需要加入模板和引物就可以。
由于real-time qPCR灵敏度高，所以每个样品至少要做3个平行孔，以防在后面的数据分析中，由于Ct相差较多或者SD太大，无法进行统计分析。
通常来讲，反应体系的引物终浓度为100-400mM；模板如果是总RNA一般是10ng-500，如果cDNA，通常情况下是1ul或者1ul的10倍稀释液，要根据目的基因的表达丰度进行调整。
当然这些都是经验值，在操作过程中，还需要根据所用MasterMix，模板和引物的不同进行优化，达到一个最佳反应体系。
在反应体系配置过程中，有下面几点需要注意：1. MasterMix不要反复冻融，如果经常使用，最好溶解后放在4度。
2. 更多的配制Mix进行，减少加样误差。
最好能在冰上操作。
3. 每管或每孔都要换新枪头！不要连续用同一个枪头加样！4. 所有成分加完后，离心去除气泡。
5. 每个样品至少3个平行孔。
参比或者校正染料（reference dye，passive dye）常用的是ROXTM（现在已经是ABI的注册商标了！）或者其他染料，只要不影响检测PCR产物的荧光值就可以。
参比染料的作用是标准化荧光定量反应中的非PCR震荡，校正加样误差或者是孔与孔之间的误差，提供一个稳定的基线。
现在很多公司已经把ROXTM配制在MasterMix或者Premixture 里。
如果反应曲线良好或已经优化好反应体系，也可以不加ROXTM染料校正。
通常来讲，real-time qPCR的反应程序不需要像常规的PCR那样，要变性、退火、延伸3步。
由于其产物长度在80-150bp 之间，所以只需要变性和退火就可以了。
SYBR@Green等染料法，最好在PCR扩增程序结束后，加一个溶解程序，来形成溶解曲线，判断PCR产物的特异性扩增。
而溶解程序，仪器都有默认设置，或稍有不同，但都是一个在产物进行溶解时候，进行荧光信号的收集。
PCR常见问题、原因分析及其对策
镁离子浓度不当
总结词
镁离子是PCR反应的重要成分，对PCR的效率和产物质量有 重要影响。
详细描述
镁离子浓度过高可能导致非特异性扩增和产物稳定性下降； 镁离子浓度过低则可能影响DNA聚合酶的活性，导致PCR失 败或扩增效率低下。因此，需要根据实验条件和试剂盒推荐 ，选择合适的镁离子浓度。
03
pcr问题对策
详细描述
模板质量的好坏直接影响到pcr的扩增 效果，因此需要确保模板的纯度和浓 度，避免使用降解严重的模板，以提 高pcr的产量和特异性。
优化pcr循环参数
总结词
pcr循环参数的优化可以显著提高pcr的效率和特异性。
详细描述
通过调整变性、退火、延伸等温度和时间，可以优化pcr循环参数，提高pcr的效率和特异性。同时， 合理设置预变性时间和循环数，可以有效避免非特异性扩增和产物积累。
优化引物设计
总结词
引物设计是pcr反应的关键，优化引物设计可以显著提高pcr的特异性和效率。
详细描述
引物设计时需考虑特异性、长度、GC含量、引物二聚体和发夹结构等因素，通过合理设计引物，可以避免非特 异性扩增和引物二聚体形成，提高pcr的特异性。
提高模板质量
总结词
模板质量对pcr结果的影响不容忽视， 提高模板质量可以提高pcr的产量和特 异性。
模板质量差
总结词
模板质量的好坏直接影响到PCR的效率和产物质量。
详细描述
模板中可能含有抑制剂、DNA聚合酶抑制剂或DNA聚合酶竞争性抑制剂等物质， 这些物质会影响DNA聚合酶的活性，导致PCR失败或扩增效率低下。此外，模 板的浓度过低或过高也可能影响PCR结果。
pcr循环参数不当
总结词
PCR循环参数包括变性、退火、延伸等步骤，这些步骤 的温度和时间设置对PCR结果有重要影响。
PCR实验常见失败原因、对策分析及体系优化
PCR实验常见失败原因、对策分析及体系优化PCR虽然为一个简单的实验，但在实际过程中可能会出现各种问题。
产生问题的原因可能来源于以下几个方面：实验操作,试剂质量,PCR反应过程中各种试剂的含量,以及反应条件，温度设置等，本文对各个方面进行了讨论,大家遇到问题后可以对号入座的查一下。
当然，具体问题的解决还依靠实验者就可能的原因逐项排除，并不断的摸索才能彻底解决。
假阴性,不出现扩增条带PCR反应的关键环节有①模板核酸的制备，②引物的质量与特异性,③酶的质量及，④PCR循环条件。
寻找原因亦应针对上述环节进行分析研究.模板：①模板中含有杂蛋白质,②模板中含有Taq酶抑制剂，③模板中蛋白质没有消化除净，特别是染色体中的组蛋白，④在提取制备模板时丢失过多，或吸入酚.⑤模板核酸变性不彻底.在酶和引物质量好时，不出现扩增带，极有可能是标本的消化处理，模板核酸提取过程出了毛病，因而要配制有效而稳定的消化处理液，其程序亦应固定不宜随意更改。
酶失活：需更换新酶,或新旧两种酶同时使用,以分析是否因酶的活性丧失或不够而导致假阴性.需注意的是有时忘加Taq酶或溴乙锭.引物：引物质量、引物的浓度、两条引物的浓度是否对称,是PCR失败或扩增条带不理想、容易弥散的常见原因。
有些批号的引物合成质量有问题,两条引物一条浓度高，一条浓度低，造成低效率的不对称扩增，对策为：①选定一个好的引物合成单位。
②引物的浓度不仅要看OD值，更要注重引物原液做琼脂糖凝胶电泳，一定要有引物条带出现,而且两引物带的亮度应大体一致，如一条引物有条带，一条引物无条带，此时做PCR有可能失败，应和引物合成单位协商解决。
如一条引物亮度高,一条亮度低，在稀释引物时要平衡其浓度。
③引物应高浓度小量分装保存，防止多次冻融或长期放冰箱冷藏部分，导致引物变质降解失效。
④引物设计不合理，如引物长度不够,引物之间形成二聚体等。
Mg2+浓度：Mg2+离子浓度对PCR扩增效率影响很大，浓度过高可降低PCR扩增的特异性，浓度过低则影响PCR扩增产量甚至使PCR扩增失败而不出扩增条带。
QPCR常见问题
QPCR中常见的问题Q：ROX是什么，有什么作用？A：ROX是一种荧光染料，作为参比信号校正。
试剂中必须包含固定浓度的ROX，这样由于反应总体积的差异、所在孔的位置不同、试管壁的厚度差异、管盖透光性能的差异等所引起的荧光信号波动都能够被扣除，使数据真正反映PCR进程。
ROX校正能够极大地改进定量的精确度，提高重复管之间的数据重现性。
Q：荧光通道的选择？A：定量PCR实验必须使用ROX校正荧光，占去一种荧光。
TaqMan探针的淬灭基团(TAMRA)也要占用一种荧光，对于4色检测的仪器来说，只剩下2种荧光可以标记探针，对于5色检测的仪器还有3种荧光可以使用。
如果将探针改用TaqMan MGB探针，由于它的淬灭基团是不发荧光的，比之TaqMan探针就可以多1种荧光用于标记探针。
如果实验要求不高，不做ROX 校正（AB公司不推荐这样做），还可以再多一种荧光用于标记探针。
研究应用本身的要求。
如果研究SNP和基因突变，因为绝大多数人类基因是2态的，只存在两种等位基因，2条探针已经足够。
如果研究基因表达，通常是两两比较居多，比如处理比未处理，正常比异常等，加上一个内对照，3色也就足够了。
Q：内标法和外标法哪种数据更精密？A：是同样可靠的。
内标的优点在于目标基因与管家基因的反应条件最接近一致，缺点在于目标基因与管家基因的引物和探针相互之间会发生竞争与抑制，导致它们的PCR效率有差异。
外标的优点在于目标基因与管家基因的引物和探针之间没有发生竞争与抑制的机会，但是不同管之间的反应条件差异比同管的要大，也会导致它们的PCR效率有差异。
两相比较，内标法与外标法的数据精确度是一样的。
荧光定量PCR问题疑难解答Q 1. 这两天我做标准曲线，线性关系还行，R2=0.998。
但是扩增效率只有80%另外扩增曲线也不光滑。
2.我用SYBR作为荧光染料，样品的荧光强度也挺低的只有100-200左右。
A：曲线不光滑有时跟染料的量相关，可以加大；或者是扩增产物太少了。
PCR实验常见问题、原因分析及其解决方案
PCR实验常见问题、原因分析及其解决方案PCR产物的电泳检测时间，一般为48h以内，有些最好于当日进行检查，大于48h后带型不规则甚至消失。
但有时仍会与到这样那样的问题，影响检测结果的判断，具体归类为以下常见的4点，描述如下：问题一：无扩增产物现象：正对照有条带，而样品则无原因：1、模板:含有抑制物，含量低2、Buffer对样品不合适3、引物设计不当或者发生降解4、反应条件：退火温度太高，延伸时间太短对策：1、纯化模板或者使用试剂盒提取模板DNA或加大模板的用量2、更换Buffer或调整浓度3、重新设计引物（避免链间二聚体和链内二级结构）或者换一管新引物4、降低退火温度、延长延伸时间问题二：非特异性扩增现象：条带与预计的大小不一致或者非特异性扩增带原因：1、引物特异性差2、模板或引物浓度过高3、酶量过多4、Mg2+浓度偏高5、退火温度偏低6、循环次数过多对策：1、重新设计引物或者使用巢式PCR2、适当降低模板或引物浓度3、适当减少酶量4、降低镁离子浓度5、适当提高退火温度或使用二阶段温度法6、减少循环次数问题三：拖尾现象：产物在凝胶上呈Smear状态原因：1、模板不纯2、Buffer不合适3、退火温度偏低4、酶量过多5、dNTP、Mg 2+浓度偏高6、循环次数过多对策：1、纯化模板2、更换Buffer3、适当提高退火温度4、适量用酶5、适当降低dNTP和镁离子的浓度6、减少循环次数问题四：假阳性现象：空白对照出现目的扩增产物原因：靶序列或扩增产物的交叉污染对策：1、操作时应小心轻柔，防止将靶序列吸入加样枪内或溅出离心管外；2、除酶及不能耐高温的物质外，所有试剂或器材均应高压消毒。
所用离心管及加样枪头等均应一次性使用。
3、各种试剂最好先进行分装，然后低温贮存[ 来源]：实验室之家，以及相关网络知识、转载仅为分享知识，如有侵权请联系删除。
}热文推荐：1、化学分析方法确认和验证指南PDF版全文（新版2018年4月1日实施）2、最全微生物实验室规划设计方案3、谱知识总结篇4、移液器操作六部曲，这些细节很重要化学先生（号码：chemistrysir），化学检测工作者自己的公众号。
PCR实验常见失败原因、对策分析及体系优化
PCR实验常见失败原因、对策分析及体系优化PCR虽然为一个简单的实验,但在实际过程中可能会出现各种问题.产生问题的原因可能来源于以下几个方面：实验操作，试剂质量，PCR反应过程中各种试剂的含量,以及反应条件，温度设置等，本文对各个方面进行了讨论，大家遇到问题后可以对号入座的查一下.当然，具体问题的解决还依靠实验者就可能的原因逐项排除,并不断的摸索才能彻底解决.假阴性，不出现扩增条带PCR反应的关键环节有①模板核酸的制备,②引物的质量与特异性，③酶的质量及，④PCR循环条件.寻找原因亦应针对上述环节进行分析研究。
模板：①模板中含有杂蛋白质,②模板中含有Taq酶抑制剂，③模板中蛋白质没有消化除净，特别是染色体中的组蛋白，④在提取制备模板时丢失过多，或吸入酚。
⑤模板核酸变性不彻底。
在酶和引物质量好时，不出现扩增带,极有可能是标本的消化处理，模板核酸提取过程出了毛病，因而要配制有效而稳定的消化处理液，其程序亦应固定不宜随意更改.酶失活：需更换新酶,或新旧两种酶同时使用，以分析是否因酶的活性丧失或不够而导致假阴性.需注意的是有时忘加Taq酶或溴乙锭.引物：引物质量、引物的浓度、两条引物的浓度是否对称，是PCR失败或扩增条带不理想、容易弥散的常见原因。
有些批号的引物合成质量有问题，两条引物一条浓度高，一条浓度低,造成低效率的不对称扩增,对策为：①选定一个好的引物合成单位。
②引物的浓度不仅要看OD值,更要注重引物原液做琼脂糖凝胶电泳，一定要有引物条带出现，而且两引物带的亮度应大体一致，如一条引物有条带，一条引物无条带，此时做PCR有可能失败，应和引物合成单位协商解决。
如一条引物亮度高，一条亮度低，在稀释引物时要平衡其浓度。
③引物应高浓度小量分装保存,防止多次冻融或长期放冰箱冷藏部分，导致引物变质降解失效。
④引物设计不合理，如引物长度不够，引物之间形成二聚体等。
Mg2+浓度：Mg2+离子浓度对PCR扩增效率影响很大,浓度过高可降低PCR扩增的特异性,浓度过低则影响PCR扩增产量甚至使PCR扩增失败而不出扩增条带.反应体积的改变：通常进行PCR扩增采用的体积为20ul、30ul、50ul。
PCR常见问题分析及计谋无扩增产物、非特异性扩增、拖尾
PCR常见问题分析及计谋(无扩增产物、非特异性扩增、拖尾、假阳性)2009-03-28 11:38问题1：无扩增产物现象：正对照有条带，而样品那么无原因:1.模板:含有抑制物，含量低对样品不合适3.引物设计不当或者发生降解4.反应条件：退火温度太高，延伸时间太短对策:1.纯化模板或者使用试剂盒提取模板DNA或加大模板的用量2.更换Buffer或调整浓度3.重新设计引物（避免链间二聚体和链内二级结构）或者换一管新引物4.降低退火温度、延长延伸时间问题2：非特异性扩增现象：条带与估量的大小不一致或非特异性扩增带原因：1.引物特异性差2.模板或引物浓度过高3.酶量过多+浓度偏高5.退火温度偏低6.循环次数过多对策：1.重新设计引物或者使用巢式PCR2.适当降低模板或引物浓度3.适当减少酶量4.降低镁离子浓度5.适当提高退火温度或使用二阶段温度法6.减少循环次数问题3：拖尾现象：产物在凝胶上呈Smear状态。
原因：1.模板不纯不合适3.退火温度偏低4.酶量过多、Mg 2+浓度偏高6.循环次数过多对策：1.纯化模板2.更换Buffer3.适当提高退火温度4.适量用酶5.适当降低dNTP和镁离子的浓度6.减少循环次数问题4：假阳性现象：空白对照显现目的扩增产物原因：靶序列或扩增产物的交*污染对策：1.操作时应小心轻柔，防止将靶序列吸入加样枪内或溅出离心管外；2.除酶及不能耐高温的物质外，所有试剂或器材均应高压消毒。
所用离心管及加样枪头等均应一次性使用。
3.各种试剂最好先进行分装，然后低温贮存PCR引物设计的黄金法则（转自tiangen）1.引物最好在模板cDNA的保守区内设计。
DNA序列的保守区是通过物种间相似序列的比较确定的。
在NCBI上搜索不同物种的同一基因，通过序列分析软件（比如DNAman）比对（Alignment），各基因相同的序列就是该基因的保守区2.引物长度一般在15~30碱基之间。
引物长度（primer length）常用的是18-27 bp，但不应大于38，因为过长会导致其延伸温度大于74℃，不适于Taq DNA 聚合酶进行反应。
QPCR常见问题
v1.0 可编辑可修改QPCR中常见的问题Q：ROX是什么，有什么作用A：ROX是一种荧光染料，作为参比信号校正。
试剂中必须包含固定浓度的ROX，这样由于反应总体积的差异、所在孔的位置不同、试管壁的厚度差异、管盖透光性能的差异等所引起的荧光信号波动都能够被扣除，使数据真正反映PCR进程。
ROX校正能够极大地改进定量的精确度，提高重复管之间的数据重现性。
Q：荧光通道的选择A：定量PCR实验必须使用ROX校正荧光，占去一种荧光。
TaqMan探针的淬灭基团(TAMRA)也要占用一种荧光，对于4色检测的仪器来说，只剩下2种荧光可以标记探针，对于5色检测的仪器还有3种荧光可以使用。
如果将探针改用TaqMan MGB探针，由于它的淬灭基团是不发荧光的，比之TaqMan 探针就可以多1种荧光用于标记探针。
如果实验要求不高，不做ROX校正（AB 公司不推荐这样做），还可以再多一种荧光用于标记探针。
研究应用本身的要求。
如果研究SNP和基因突变，因为绝大多数人类基因是2态的，只存在两种等位基因，2条探针已经足够。
如果研究基因表达，通常是两两比较居多，比如处理比未处理，正常比异常等，加上一个内对照，3色也就足够了。
Q：内标法和外标法哪种数据更精密A：是同样可靠的。
内标的优点在于目标基因与管家基因的反应条件最接近一致，缺点在于目标基因与管家基因的引物和探针相互之间会发生竞争与抑制，导致它们的PCR效率有差异。
外标的优点在于目标基因与管家基因的引物和探针之间没有发生竞争与抑制的机会，但是不同管之间的反应条件差异比同管的要大，也会导致它们的PCR效率有差异。
两相比较，内标法与外标法的数据精确度是一样的。
荧光定量PCR问题疑难解答Q 1. 这两天我做标准曲线，线性关系还行，R2=。
但是扩增效率只有80%另外扩增曲线也不光滑。
2.我用SYBR作为荧光染料，样品的荧光强度也挺低的只有100-200左右。
A：曲线不光滑有时跟染料的量相关，可以加大；或者是扩增产物太少了。
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一般来讲，进行real-time qPCR MasterMix都是2×的浓缩液，只需要加入模板和引物就可以。
由于real-time qPCR灵敏度高，所以每个样品至少要做3个平行孔，以防在后面的数据分析中，由于Ct相差较多或者SD太大，无法进行统计分析。
通常来讲，反应体系的引物终浓度为100-400mM；模板如果是总RNA一般是10ng-500，如果cDNA，通常情况下是1ul或者1ul的10倍稀释液，要根据目的基因的表达丰度进行调整。
当然这些都是经验值，在操作过程中，还需要根据所用MasterMix，模板和引物的不同进行优化，达到一个最佳反应体系。
在反应体系配置过程中，有下面几点需要注意：1. MasterMix不要反复冻融，如果经常使用，最好溶解后放在4度。
2. 更多的配制Mix进行，减少加样误差。
最好能在冰上操作。
3. 每管或每孔都要换新枪头！不要连续用同一个枪头加样！4. 所有成分加完后，离心去除气泡。
5. 每个样品至少3个平行孔。
参比或者校正染料（reference dye，passive dye）常用的是ROXTM（现在已经是ABI的注册商标了！）或者其他染料，只要不影响检测PCR产物的荧光值就可以。
参比染料的作用是标准化荧光定量反应中的非PCR震荡，校正加样误差或者是孔与孔之间的误差，提供一个稳定的基线。
现在很多公司已经把ROXTM配制在MasterMix或者Premixture 里。
如果反应曲线良好或已经优化好反应体系，也可以不加ROXTM染料校正。
通常来讲，real-time qPCR的反应程序不需要像常规的PCR那样，要变性、退火、延伸3步。
由于其产物长度在80-150bp 之间，所以只需要变性和退火就可以了。
SYBR@Green等染料法，最好在PCR扩增程序结束后，加一个溶解程序，来形成溶解曲线，判断PCR产物的特异性扩增。
而溶解程序，仪器都有默认设置，或稍有不同，但都是一个在产物进行溶解时候，进行荧光信号的收集。
3. 仪器设置所有仪器的操作都基本一致。
设置的时候包括反应板设置（plate setup）和程序设置（program setup）。
我们以 ABI StepOne为例，详细看一下反应设置：A. 首先是实验目的选择：定量还是其他。
我们命名为“BioTeke”，进行“定量”实验。
B. 实验方法的选择：我们选用的比较Ct的SYBR Green方法， Fast程序，以cDNA为模板进行。
C. 目的基因的设置：有几个目的基因和目的基因的名称。
D. 样品的设置：包括哪个是实验组，哪个是对照组。
以及负对照的设置和生物重复的设置。
E. 对照组和内参基因的设置：这个是为后面的定量做准备F. 反应程序的设置：PCR反应程序的设置要根据不同公司的MasterMix。
比如BioTeke的95℃ 2分钟就可以激活DNA聚合酶（ABI的需要10 分钟）。
循环反应是95℃15秒，60℃15秒的40个循环。
溶解曲线程序采用仪器默认设置就可以。
或者是仪器说明书上建议的程序。
G. 反应体系的设置：A-G这五个步骤简单设置好，可以保存，修改反应程序或者立刻进行反应。
需要注意一点ABI仪器需要加ROX参比染料，默认的是ROX。
有些公司是把ROX或者其他染料配制在MasteMix里面；也有的是单独分开。
要根据不同公司的MasterMix进行这一个步骤的选择。
BioTeke的MasterMix里没有参比染料，所以选择“none”。
设置好之后，就可以把配置好的PCR管放进仪器，点击RUN！五、Real-time qPCR数据分析1. Real-time qPCR常见参数基线（baseline）通常是3-15个循环的荧光信号同一次反应中针对不同的基因需单独设置基线阈值（threshold）自动设置是3-15个循环的荧光信号的标准偏差的10倍手动设置：置于指数扩增期，刚好可以清楚地看到荧光信号明显增强。
同一次反应中针对不同的基因可单独设置阈值，但对于同一个基因扩增一定要用同一个阈值。
Ct值:与起始浓度的对数成线性关系。
分析定量时候一般取Ct:15-35。
太大或者太小都会导致定量的不准确。
Rn（Normalized reporter）是荧光报告基团的荧光发射强度与参比染料的荧光发射强度的比值。
△Rn：△Rn是Rn扣除基线后得到的标准化结果（△Rn=Rn-基线）。
2.影响Ct值的关键因素模板浓度模板浓度是决定Ct的最主要因素。
控制在一个合适范围内，使Ct在15-35之间。
反应液成分的影响任何分子的荧光发射都受环境因素影响----比如溶液的pH值和盐浓度。
PCR反应的效率PCR反应的效率也会影响Ct值。
在PCR扩增效率低的条件下进行连续梯度稀释扩增，与PCR扩增效率高的条件下相比，可能会所产生斜率不同的标准曲线。
PCR效率取决于实验、反应混合液性能和样品质量。
一般说来，反应效率在90-110%之间都是可以接受的。
3. 如何评估实时定量PCR反应的效果PCR扩增效率：为了正确地评估PCR扩增效率，至少需要做3次平行重复，至少做5个数量级倍数(5logs)连续梯度稀释模板浓度。
常见问题1. 无Ct值出现检测荧光信号的步骤有误: 一般SG法采用72℃延伸时采集，Taqman法则一般在退火结束时或延伸结束采集信号。
引物或探针降解: 可通过PAGE电泳检测其完整性。
模板量不足: 对未知浓度的样品应从系列稀释样本的最高浓度做起。
模板降解: 避免样品制备中杂质的引入及反复冻融的情况。
2. Ct值出现过晚（Ct>38）扩增效率低: 反应条件不够优化。
设计更好的引物或探针；改用三步法进行反应；适当降低退火温度；增加镁离子浓度等。
PCR各种反应成分的降解或加样量的不足。
PCR产物太长: 一般采用80-150bp的产物长度。
3. 标准曲线线性关系不佳加样存在误差: 使得标准品不呈梯度。
标准品出现降解: 应避免标准品反复冻融，或重新制备并稀释标准品。
引物或探针不佳: 重新设计更好的引物和探针。
模板中存在抑制物，或模板浓度过高4. 负对照有信号引物设计不够优化：应避免引物二聚体和发夹结构的出现。
引物浓度不佳：适当降低引物的浓度，并注意上下游引物的浓度配比。
镁离子浓度过高：适当降低镁离子浓度，或选择更合适的mix试剂盒。
模板有基因组的污染：RNA提取过程中避免基因组DNA的引入，或通过引物设计避免非特异扩增。
5. 溶解曲线不止一个主峰引物设计不够优化：应避免引物二聚体和发夹结构的出现。
引物浓度不佳：适当降低引物的浓度，并注意上下游引物的浓度配比。
镁离子浓度过高：适当降低镁离子浓度，或选择更合适的 mix 试剂盒。
模板有基因组的污染：RNA提取过程中避免基因组DNA的引入，或通过引物设计避免非特异扩增。
6. 扩增效率低反应试剂中部分成分特别是荧光染料降解。
反应条件不够优化：可适当降低退火温度或改为三步扩增法。
反应体系中有PCR反应抑制物：一般是加入模板时所引入，应先把模板适度稀释，再加入反应体系中，减少抑制物的影响。
7. 同一试剂在不同仪器上产生不同的曲线，如何判断？判断标准：扩增效率，灵敏度，特异性如果扩增效率在90%-110%，都是特异性扩增，都可以把数据用于分析。
8. 扩增曲线的异常？比如“S”型曲线？参比染料设定不正确(MasterMix不加参比染料时，选NONE)模板的浓度太高或者降解荧光染料的降解荧光定量PCR问题汇总1. 定量PCR仪的开关机顺序是怎样的？ 按照正确的开关机顺序操作，有助于延长仪器的使用寿命，减少仪器出故障的频率。
开机顺序：先开电脑，待电脑完全启动后再开启定量PCR仪主机，等主机面板上的绿灯亮后即可打开定量PCR的收集软件，进行实验。
关机顺序：确认实验已经结束后，首先关闭信号收集软件，然后关掉定量PCR仪主机的电源，最后关闭电脑。
2. 哪些种类的反应管和盖子适合定量PCR实验使用？有何需要注意的地方？ 定量PCR实验可以使用以下耗材：96孔光学反应板配合光学膜，0.2 ml光学八联反应管配合光学膜，0.2 ml光学八联反应管配合平盖的光学八联管盖。
ABI公司生产的定量PCR耗材的具体使用方法和货号见下表：3. 为什么要定期对电脑进行磁盘碎片整理？怎样整理？ 当运行实时定量PCR仪及使用软件分析实验结果时，计算机会删除并创建若干文件，计算机硬盘的空闲空间会被分割成越来越多的小块。
当硬盘驱动器上文件以分解的碎片存储时，程序需要更长的时间才能存取文件，因为必须多次寻找文件碎片以存取不同的片断。
碎片整理实用程序将一个文件分解开的多个碎片合并在一起，并存储到硬盘的同一个位置，从而清除文件碎片，进而优化系统性能。
碎片整理的方法如下： · 在Windows桌面上，选择开始(start)，我的电脑(My computer)。
· 在(我的电脑)窗口中，用鼠标右键单击硬盘驱动器，并选择(属性)property。
· 在(属性)对话框中选择工具(Tools)选项卡，单击开始整理(Defragment now)。
· 单击碎片整理(Defragment)。
· 当显示“碎片整理完毕”对话框时，单击（确定）。
· 在“本地磁盘属性”对话框中，单击（确定）。
· 为计算机机中剩余的驱动器重复如上步骤。
4. 何时执行windows service pack更新？ 不要执行该操作。
除非美国应用生物系统公司代表通知您更新操作系统，否则请不要更新控制定量PCR 仪的计算机的操作系统。
新版本的Microsoft Windows操作系统有可能与SDS 软件存在冲突，并导致仪器不能正常运行。
如果您希望安装service pack（更新包）以更新操作系统，应查看随SDS 软件提供的版本说明，避免兼容性问题。
5. 应该备份哪些数据？ 应该定期备份您的实验数据，备份频率推荐每周一次，用光盘刻录。
同时您也应该备份定量PCR仪的各种纯荧光光谱校正文件、背景文件和安装验证实验数据，这些文件所在的目录是C:/Appliedbiosystems/SDS Document。
下图是校正文件的样本。
6.怎么样的实验室环境才能保证仪器设备正常运行？ 良好的实验室环境有助于延长仪器的使用寿命，减少仪器出故障的频率。
推荐做到以下几个方面： 电源：推荐配备合适的UPS或稳压器。
通风：仪器的通风应该没有阻挡。
温度：推荐实验室配备空调，温度应该控制在10-30°C之间。
湿度：20-80%；对于潮湿的省份，推荐实验室配备除湿机。
空间：易于操作，安全。
7. 怎样判断定量pcr仪的样本加热块是否被污染？怎样清除污染？ 一个办法是运行背景校正反应板，当一个或多个反应孔连续显示出不正常的高信号，则表明该孔可能被荧光污染物。