染色体G显带操作规程
人类染色体G带制备
人类染色体Ｇ带标本制备及观察一、实验目的和要求初步掌握人类染色体标本培养制备的基本方法初步掌握人类染色体G显带标本制备的方法及各号染色体G带带型二、实验内容和原理正常情况下，外周血中的小淋巴细胞，几乎都处在G1期或G0期，外周血细胞中是没有分裂相的。
1960年，Nowell和Moorhead证实，外周血中的小淋巴细胞可以在植物血凝素(phytohaemagglutinin, PHA)和其它有丝分裂刺激剂的影响下，在形态上转变为淋巴母细胞，在培养中进行有丝分裂。
在培养过程中加入秋水仙素可以破坏纺锤体结构，使细胞有丝分裂停止在中期，以便于染色体观察。
通过低渗和固定处理，就可以迅速而又简便地获得体外生长的细胞群体和有丝分裂相。
人体的1ml外周血中一般含有约（1～3）×106 个小淋巴细胞，足够染色体标本制备和分析之用。
本节介绍人外周血淋巴细胞的悬浮培养法，以及染色体标本的制备。
G显带是指Giemsa染液染色后，使每条染色体上显示出深浅交替横纹的技术。
A-T相对丰富的区域染为深带， G-C相对丰富的区域染为浅带。
将已经过老化的染色体制片放到37℃胰酶中进行预处理，胰酶可以从染色体上抽取特定的疏水蛋白，然后用Giemsa染色。
胰蛋白酶法制作简便，成本低廉，制作周期短，显示的带纹清晰，是研究分析染色体的主要常规方法之一。
三、主要仪器设备实验材料：人外周血 (淋巴细胞)实验器具：离心机、恒温培养箱、恒温水浴箱、培养瓶、离心管、注射器和针头（61/2号）、吸管、量筒、火材、洒精灯、载玻片、染缸、试管架、玻璃铅笔、显微镜、擦镜纸、吸水纸等。
药品和试剂：肝素、秋水仙素、低渗液、固定液、磷酸缓冲液、Giemsa工作液、RPMI 1640培养基、小牛血清、植物血凝素（PHA）等四、操作方法与实验步骤（1）接种和培养。
①在无菌条件下，用灭菌注射器吸取0.2%肝素液（生理盐水配制，灭菌）0.2ml，湿润针筒后，采静脉血2ml，转动注射器使血液与肝素充分混匀。
染色体G显带操作规程
染色体G显带操作规程1.目的：规范细胞遗传（外周血）诊断的操作过程，以保证结果的准确、可靠。
2.应用范围：外周血细胞遗传标准实验操作及核型分析。
3.职责：3.1文件编写：实验室技术员。
3.2文件审核：科室负责人。
3.3文件审批：实验室主任。
3.4执行：细胞遗传室的所有工作人员。
4.内容：4.1实验原理：4.1.1．淋巴细胞的体外培养4.1.1.1．外周血（脐带血）中的淋巴细胞几乎都是处在G0期或G1期，一般情况下是不分裂的。
当在培养基中加入植物血凝素（phytohemagglutinin，PHA）时，这种小淋巴细胞受到刺激后转化为淋巴母细胞，并开始进行有丝分裂。
4.1.1.2．离体培养的人体淋巴细胞的有丝分裂周期分为四个时期：DNA合成前期（G1期），约10～24h，为RNA和细胞质的合成；DNA合成期（S期）约为7h，在G1期的基础上，完成DNA的合成；DNA合成后期（G2期）约为4～6h，为后期RNA和细胞质的合成，活跃的RNA和微管蛋白等合成；细胞分裂期（M期）约为1.5h，又分为分裂前期、中期、后期和末期。
4.1.1.3．培养基分为天然培养基和人工培养基两种；实验室常用的外周血淋巴细胞培养基为二者的混合培养基，主要由RPMI1640和牛血清混合而成。
另外培养液中加有肝素钠用于防止血液的凝固，平衡盐溶液维持培养液的渗透压和pH，双抗（链霉素和青霉素）用于抑制细菌的生长等。
4.1.2．纺锤体的抑止4.1.2.1．在细胞分裂时，随着纺锤体的形成，染色体紧靠在一起，很难进行分析。
因此，破坏纺锤体，使染色体依然呈游离状态，不再粘附至细胞内任何结合力上，在随后制作标本时一旦受到压力，染色体就很容易铺展开来。
细胞分裂中纺锤体是由微管组成的。
微管由微管蛋白组成，微管蛋白分α微管蛋白和β微管蛋白两种，α微管蛋白和β微管蛋白彼此间具有很强的亲和力，常呈二聚体形式存在。
其中β微管蛋白肽链中第201位的半胱氨酸为秋水仙素与之结合的部位，秋水仙素与之结合后会引起微管解聚。
染色体G带制备详细流程及核型分析
染色体G带制备详细流程及核型分析（一）染色体的形态结构体细胞的染色体是46个，23个，其中22对是常染色体。
一对是性染色体。
男性一对XY。
女性为XX。
染色体的形态随着细胞周期的不同而有所改变，在光学显微镜下所看到的染色体是细胞分裂中期染色体（metaphase chromsome）。
每个染色体含有两条染色单体，呈赤道状彼此分离。
只有着丝粒处相连。
根据着丝粒的位置分为三种类型，中部着丝粒型，亚中部着丝粒和端着丝粒型（图21-1）。
图21-1 正常人体细胞的三种染色体1．中部着丝点染色体；2.近中部着丝点染色体；3.近端部着丝点染色体1.非显带染色体特征分为七组A组（1～3）：为最大的具中部着丝粒染色体，这组染色体相互间很易区别。
第1号和第2号染色体大小相似，唯第2号染色体为近中部着丝粒染色体。
第3号染色体较1、2号染色体小，为中部着丝粒染色体。
B组（4～5）：为大的具中部着丝粒染色体。
2对染色体之间在形态和长度上较难区别。
C组（6～12号和X）：为中等大小的具中部或近中部着丝粒染色体。
这组染色体较难区分，其中第6、7、11号和X染色体为中部着丝粒染色体，第8、9、10和12号染色体为近中部着丝粒染色体。
女性为2个X染色体。
男性只有1个X染色体。
D组（13～15号）：为中等大小的具近端着丝粒染色体。
在其短臂上有随体。
与他组染色体有明显区别。
但3对染色体之间较难区别。
E组（16～18号）：为小的具中部或近中部着丝粒染色体。
第16号染色体为中部着丝粒染色体，第17号和18号染色体为近中部着丝粒染色体。
不过，着丝粒位置第18号较第17号染色体更近端部。
F组（19～20号）：为更小的中部着丝粒染色体。
2对染色体之间，形态上很难区别。
G组（21～22号和Y）：为最小的近端着丝粒染色体。
第21号和22号染色体大小相似，且短臂上常连有随体。
Y染色体常比第21和22号染色体大、染色深。
且无随体。
Y染色体长臂2个染色单体比较靠拢，长臂末端也较模糊。
人类外周血染色体标本制备及G带观察及核型分析
实验报告课程名称：分子医学实验 指导老师： 成绩： 实验名称： 人类外周血染色体标本制备G 带观察及核型分析 同组学生姓名：一、实验目的及原理三、实验结果二、操作步骤 四、讨论分析一、 实验目的及原理熟悉人类外周血淋巴细胞的培养方法。
初步掌握人类染色体标本培养和制备的基本方法。
通过实验掌握Ｇ带标本制备的基本方法，学会在显微镜下直接观察G 带分裂相。
在细胞周期的不同阶段，染色体的结构不同，在细胞分裂间期，染色体呈现细长的丝状结构，分散于细胞核中，且交织成网状，难以识别其数目和每个染色体特有的结构；在细胞有丝分裂中期,染色体凝缩形成短的棒状结构，排列在赤道板上，此时染色体的形态、数目最清楚，所以一般选择有丝分裂中期的细胞来观察染色体的形态、数目。
在人类遗传分析中，普遍采用外周血培养的方法制备染色体标本。
但是在正常情况下，外周血中的淋巴细胞，几乎都处在G1期或G0期，因而外周血细胞中是没有分裂相的。
在细胞培养过程中加入植物血凝素(phytohaemagglutinin, PHA) ，可以刺激外周血淋巴细胞转变为淋巴母细胞，进行有丝分裂，再通过秋水仙素处理，将细胞阻断在有丝分离中期。
再通过离心、低渗、固定和滴片，就可以获得大量有丝分裂相。
最后通过染色就可以观察染色体的结构和数目。
本方法已为临床医学、病毒学、药理学、遗传毒理学等方面广泛应用。
有许多显示Ｇ带的方法，最常用的是将已经过老化的染色体制片放到37℃胰酶中进行处理，然后用Giemsa 染色。
胰酶可以从染色体上抽取蛋白特定的组成部分。
通过胰酶处理使Ｇ带区的疏水蛋白被除去或使它们构型变为更疏水状态。
由此可见在Ｇ带区中抽取的蛋白往往是疏水蛋白。
关于显带机理有多种论点，总的来说，还不能完全解释显带的机理问题。
二、操作步骤人类外周血染色体标本制备１、采血２、培养RPMI1640培养液，37℃ 0.5℃恒温中培养72小时。
3、秋水仙素(colchicine)处理在终止培养前２-３小时，加入秋水仙素。
人类染色体G显带标本制备与观察
实验目的
• 初步掌握人类染色体G显带标本理
• G显带是指Giemsa染液染色后，使每条 染色体上显示出深浅交替横纹的技术 • 胰蛋白酶法制作简便，成本低廉，制作 周期短，显示的带纹清晰，是研究分析 染 色 体 的 主 要 常 规 方 法 之 一
内容与方法（胰蛋白酶法）
1. 在实验课前24-48小时，学生对自已的染色体标本 用二甲苯及固定液除去油和色，56 ℃烤片2小时， 置37 ℃1-2天备用； 2. 取已老化的染色体制片1张置于37℃预温的PH7.0 －7.2的0.125％胰蛋白酶缸中处理90s-120s，根 据前面同学的效果和示教片决定自已的消化时间 （如显带不足则适当延长胰蛋白酶作用时间；如 显带过度则适当缩短胰蛋白酶作用时间； 3. 取出玻片放入0.85％生理盐水中漂洗2次； 4. 将标本浸入37℃预温的Giemsa染液中染色10min 5. 流水冲洗后，晾干，镜检； 6. 根据镜检结果制作第二张标本片； 7. 在G带标本制作过程中，进行一个常规分裂相的核 型分析并提交分析结果。
• 班长安排值日的同学 • 不交实验报告 • 下次课带实验指导和习题集
人类染色体G显带标本制备与核型分析
G显带染色体的主要特征带型
1秃 2蛇 3蝶飘 4均匀 5黑腰 6号小白脸 7似戴帽 8三长两短 9细颈长两条 10三条带型好 11低 12高 X染色体一担挑 13、14、15 四二一、低中高 16 深带连着点17深带跑得远18人小肚子大 19点黑腰 20 头重脚轻 21 似像角 22 戴小帽
G显带染色体的命名
染色体号---臂的符号---区号---带号--亚带---次亚带 如：1q34 5p23.3 14q22.23
三、实验报告
人类染色体G显带染色体照片 核型分析图
3、染色：入37℃预温的Giemsa染液中染色 10min
4、冲洗：用自来水流水冲洗2min，晾干。 5、镜检：显微镜下观察
二、人类染色体G显带照片核型分析
照片来源：取外周血---体外培养---秋水仙素处理--低渗---固定---制片---老化处理---胰酶处理----染色---观察--显微摄影。
人类染色体 G显带标本制备与核型分析
实验目的： 1、熟悉人类染色体G显带标本的制备 2、掌握人类染色体G显带核型分析的方法 实验内容： 1、人类染色体G显带标本的制备 2、人类染色体G显带核型分析
一、人类体玻片1张置于37℃预
温的PH7.0－7.2的0.025％胰蛋白酶缸中处理 15s、30s、45s、60s。 2、漂洗：快速入0.85%的生理盐水中漂洗两次。
18 21
5
14
6
5
13
13
22
X
X
16
9
15
20
7
16 11
9 21
12 8
8 12
7
15
19
3
11
淋巴细胞G显带技术
5）、再离心：1500转/分离心10min，吸去上清 液，留下沉淀物。 6）、固定：沿离心管壁加入新配固定液5ml，吹 打均匀，室温放置15-20分钟，1500转/分离心10 分钟，吸去上清液，留下沉淀物。 7）、重复固定一次。 8）、 制片：加入新配制的适量固定液，用吸管 轻轻吹打细胞团。吸取细胞悬液，在一定高度 （约30-40cm）下垂直滴2-3滴于冰水预浸泡的洁 净载玻片上，立即用口吹散，在酒精灯上过几次， 吹风机吹干或气干。冰湿玻片上，轻轻吹散，在 酒精灯上过火3-5次，晾干。
五、注意事项 1、染色体制备过程的注意事项 1）、在采血接种培养是，不要加入太多 的肝素。肝素太多可能引起溶血、抑制淋 巴细胞的转化和分裂。但肝素量也不应太 少，以免发生凝血 。
2）、染色体标本质量不佳的原因。如果淋巴细胞转化试 验表明培养物生长发育良好，但制成的标本质量不佳时， 其原因可能为： ⑴ 秋水仙素处理不当：一般秋水仙素溶液的浓度与处理 时间有一定的关系，如果处理时间太短，则标本中的分裂 细胞就少，相反，如果处理时间太长，则标本中的分裂细 胞虽多，但其染色体缩得太短，以致形态特征模糊，不容 易观察。 ⑵ 低渗处理不当：低渗处理细胞时间过长，细胞膜往往过 早破裂，以致分裂细胞或染色体丢失；如果处理时间不足 时，细胞膨胀不够，则染色体分散不佳，难以进行染色体 计数分析。 ⑶ 离心速度不合适：如果从培养瓶收集细胞后进行离心时 的速度太低，细胞可能被丢失；如果细胞被低渗后离心速 度过高，往往使分裂细胞过早破裂，分散良好的分裂相丢 失，以致制出的标本分裂相较少或大部分为剩余的分散不 好的分裂相。
二、实验准备 1、器材 1）普通光学显微镜、擦镜纸、香柏油 2）恒温水浴箱、普通冰箱 3）立式染缸、染色架、扣染玻璃板、镊子 4）直头小吸管、橡皮吸头、吸水纸
骨髓染色体r显带制备实验流程
骨髓染色体r显带制备实验流程
一、实验目的
通过骨髓细胞染色体G显带的制备,观察染色体形态,掌握骨髓细胞染色体G显带制备的基本方法。
二、主要仪器和试剂
1.细胞培养箱、倒置显微镜、低温高速离心机、水浴、恒温培养箱、微量吸液器等仪器设备。
2.RPMI 1640培养基、胎牛血清、秋水仙素、KCl、固定液、 Giemsa 染色液等。
三、实验步骤
1.取患者骨髓液,加入RPMI 1640培养基,接种细胞,孵育72小时。
2.加入秋水仙素进行细胞周期同步,继续培养4-5小时。
3.收集细胞,低速离心,弃上清。
加入0.075M KCl hypotonic solution,37°C水浴20分钟。
4.1000r/min离心5分钟,弃上清,加入新配制固定液,混匀。
5.4°C固定过夜。
6.将固定后的细胞涂片,自然风干。
7.苏木精-伊红染色液染色,显微镜下观察染色体形态。
四、实验结果
成功制备出骨髓细胞染色体G显带,在显微镜下可清晰观察到染色体形态。
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染色体G显带操作规程1.目的：规范细胞遗传（外周血）诊断的操作过程，以保证结果的准确、可靠。
2.应用范围：外周血细胞遗传标准实验操作及核型分析。
3.职责：3.1文件编写：实验室技术员。
3.2文件审核：科室负责人。
3.3文件审批：实验室主任。
3.4执行：细胞遗传室的所有工作人员。
4.内容：4.1实验原理：4.1.1．淋巴细胞的体外培养4.1.1.1．外周血（脐带血）中的淋巴细胞几乎都是处在G0期或G1期，一般情况下是不分裂的。
当在培养基中加入植物血凝素（phytohemagglutinin，PHA）时，这种小淋巴细胞受到刺激后转化为淋巴母细胞，并开始进行有丝分裂。
4.1.1.2．离体培养的人体淋巴细胞的有丝分裂周期分为四个时期：DNA合成前期（G1期），约10～24h，为RNA和细胞质的合成；DNA合成期（S期）约为7h，在G1期的基础上，完成DNA的合成；DNA合成后期（G2期）约为4～6h，为后期RNA和细胞质的合成，活跃的RNA和微管蛋白等合成；细胞分裂期（M期）约为1.5h，又分为分裂前期、中期、后期和末期。
4.1.1.3．培养基分为天然培养基和人工培养基两种；实验室常用的外周血淋巴细胞培养基为二者的混合培养基，主要由RPMI1640和牛血清混合而成。
另外培养液中加有肝素钠用于防止血液的凝固，平衡盐溶液维持培养液的渗透压和pH，双抗（链霉素和青霉素）用于抑制细菌的生长等。
4.1.2．纺锤体的抑止4.1.2.1．在细胞分裂时，随着纺锤体的形成，染色体紧靠在一起，很难进行分析。
因此，破坏纺锤体，使染色体依然呈游离状态，不再粘附至细胞内任何结合力上，在随后制作标本时一旦受到压力，染色体就很容易铺展开来。
细胞分裂中纺锤体是由微管组成的。
微管由微管蛋白组成，微管蛋白分α微管蛋白和β微管蛋白两种，α微管蛋白和β微管蛋白彼此间具有很强的亲和力，常呈二聚体形式存在。
其中β微管蛋白肽链中第201位的半胱氨酸为秋水仙素与之结合的部位，秋水仙素与之结合后会引起微管解聚。
故秋水仙素具有干扰微管装配，破坏纺锤体形成和终止细胞分裂的作用。
但是这一作用不影响染色体的复制和着丝粒的分裂，因此它可使分裂的细胞停留在中期，获得大量分裂相，以供分析之用。
4.1.2.2．秋水仙素（colchicum）是一种生物碱，因最初从百合科植物秋水仙（Colchicum autumnale）中取出来，故名。
分子式C22H25O6N，纯秋水仙素呈黄色针状结晶，熔点157℃，易溶于水、乙醇和氯仿，难溶于热水、乙醚等。
味苦，有毒。
秋水仙素能抑制有丝分裂，破坏纺锤体，使染色体停滞在分裂中期。
这种由秋水仙素引起的不正常分裂，称为秋水仙素有丝分裂（C-mitosis）。
在这样的有丝分裂中，染色体虽然纵裂，但细胞不分裂，不能形成两个子细胞，因而染色体加倍。
秋水仙素是一种三环结构化合物，第2和第3个环均是7元环。
它是甲基醚的类似物，包含4个甲氧基，1个乙酰化的初级氨基以及3个非苯型双键。
秋水仙素分子的第一个环上由三个甲氧基，这是作用活性不可缺少的反应基团；第二个环内的氨基被酯化，从而可增加其活性；第三个环的水合基团被甲基取代。
正因为如此，秋水仙素不仅易溶于水，而且即便所用的浓度极低，其反应活性仍很高。
4.1.3．低渗4.1.3.1．细胞经过秋水仙素处理后，尽管染色体已经比较适合观察了，但仍还不能满足要求，因为人类细胞的染色体数目多，形状小，最大的染色体约为7～8微米，加之主要的观察与分析均在油镜下进行，这就要求标本中的染色体彼此散开，并且尽可能处于同一平面上，这些均有赖于低渗处理。
覆盖在染色体上的核仁物质大大地阻碍着染色体的分散，低渗液的渗透作用不仅可使粘附于染色体的核仁物质散开，清楚地显示每一个扭曲的染色体，而且还可以使细胞膨胀，染色体铺展。
4.1.3.2．低渗溶液是指渗透压和离子强度均低的溶液。
可以是水，低渗的柠檬酸钠或氯化钠、甘油磷酸钾（0.65mol／L）、氯化钾（0.075mol／L）、稀释的平衡盐溶液或培养基。
处理的时间一般为20～40min，处理时的温度为23～37℃。
早期研究中多用柠檬酸钠或柠檬酸钾作为低渗液，也有些学者使用稀释的人血清。
自从1965年后，人们改用0.075mol／L的KCl作为低渗液，它可以使染色体的轮廓清楚，可染色性增强，染色时间缩短。
在相差显微镜下观察，KCl低渗处理标本的效果比其他低渗液更好，也适用于显微分光光度分析，当用显带染色时充分显示带型的特点。
4.1.4．固定4.1.4.1．固定是将组织细胞或其成分选择性地固定于某一特定阶段的过程，其目的是在杀死细胞的同时避免所研究成分受到破坏。
就细胞遗传学研究而言，固定的目的是在于提高染色体结构的可见性和显示染色体形态的细节，例如显示常染色质区和异染色质区，初级缢痕和次级缢痕等。
4.1.4.1.1．经秋水仙素处理后的细胞虽可用各种不同的固定液（金属固定液或非金属固定液）予以固定，但一定要在固定之前把秋水仙素从组织细胞上冲洗掉，否则，沉积在细胞表面的秋水仙素会影响染色体的形态，还会阻碍固定液穿透性。
为此，在低渗处理后，应尽早加入固定液进行预固定。
固定剂可迅速地穿透细胞，并将细胞瞬间杀死，使正在分裂的细胞立即阻留在各自特定的细胞周期时相上，否则原有的M期细胞的核分裂会继续下去，染色体松解为染色质，导致研究无法进行。
另外，预固定可使细胞都处于相同的固定微环境中，这样固定收获的细胞不会凝结在一起。
4.1.4.1.2．为使染色体结构不受破坏，提高染色体的可见性及染色体的嗜碱性，就需要是染色质物质沉淀。
在活体条件下，细胞内不同成分的折射系数之间相差较小，在显微镜下不能分辨出明显的染色体结构；随着核蛋白的凝结和沉淀，染色体的折射系数将会发生很大的变化，从而使它们在细胞内成为明显的小体。
因此迄今所用的固定剂都具有交联蛋白的特性，都能使染色质沉淀。
常用的染色体固定剂往往是数种化学物的混合物，其中至少有一种化学物必须具备这一特性。
4.1.4.1.3．随着细胞的死亡而出现的另一些变化（特别是蛋白质的自溶作用），往往会破坏染色体的原来结构。
在正常情况下，细胞内的酶参与蛋白质的合成，而当细胞死亡时，由于介质变为酸性，这些酶便在相反方向起作用，即使是复合蛋白质裂解为简单的氨基酸也是如此。
因为多肽是染色体的主要成分之一，所以，这种变性效应最终引起染色体结构的破坏。
因此，作为一种固定剂也应能防止蛋白质的自溶作用。
此外，在细胞致死的同时，细菌的活动猖獗致使细胞内成分的分解。
因此一种好的固定剂当既能起到防腐作用，又能阻止这种分解作用。
4.1.4.1.4．理想的固定剂还应能有助于达到优良的染色效果，即能增强染色体的嗜碱性。
显而易见，没有哪一种化学物能同时具备以上这些条件，因而通常是将数种可以共存的液体混合起来，使之成为染色体研究中真正有效的固定剂。
尽管如此，哪怕是最佳的固定剂，仍难免有不足之处。
首先细胞被杀死后发生的一些变化很难予以避免；其次，可能会抽提出一些弥散成分，最后，即便是操作十分谨慎，仍难以保持酶活性不变。
此外，有一些化学物还会导致细胞的皱缩。
4.1.4.2．用作固定剂的化合物又可分为非金属的和金属的两大类。
前者如乙醇、甲醇、醋酸、甲醛、丙酸、苦味酸和氯仿等；后者如铬酸、锇酸、氯化铂、氯化汞、硝酸铀和醋酸镧等。
其中有几种化合物还可作为蒸汽固定剂（Vapour fixative），也即在接触水或其它溶剂之前使可溶性物质先转变为不溶性物质，这样就可以在原位制作标本。
另外，按照正在细胞内沉淀蛋白质的特性不同，又可把固定剂分成沉淀性和非沉淀性两种。
沉淀性固定剂如铬酸、氯化汞和乙醇等，非沉淀性固定剂如四氧化锇、重铬酸钾等。
4.1.4.2.1．醋酸是一种理想的染色体的固定剂，它能使核酸沉淀，使组蛋白溶解，但却不能固定细胞质蛋白。
在染色体结构的研究中，醋酸的主要用途是阻止染色体收缩，使染色体的结构免于破坏。
经醋酸固定的物质还能抵消乙醇的硬化作用。
它可使染色体结构保持完整，且多半不致破坏核蛋白。
这种固定剂的一个缺点是会导致染色体片段的过分膨胀，因此如果要研究染色体的详细结构，必须把它与乙醇或类似的化合物一道使用，后者能使组织收缩和硬化。
醋酸作为固定液中的一种成分具有以下优点：①可以与迄今所用的任何一种固定剂同时使用；②浓度可以很低或很高；③具有很强的穿透性能。
此外，醋酸还是苯胺类染料的一种优良溶剂。
因此它是染料和固定液混合物中必需的一种成分，例如醋酸-洋红、醋酸-奥辛和醋酸-间苯二酚蓝等4.1.4.2.2．甲醇是焦木酸的一种成分，从木材分解蒸馏制得，广泛地用于动物染色体的固定。
它可以使蛋白质沉淀，还具有脱水性，可使蛋白质出现不可逆转的变性，使组织硬化，但其不能有效地固定染色体，易被氧化剂氧化成甲酸，故不能与氧化剂共存。
甲酸是一种无色有毒的液体且可以任何比例与水混合。
4.1.4.2.3．乙醇的有效浓度与甲醇一样。
它和甲醇一样可以使蛋白质沉淀，还具有脱水性。
可使蛋白质出现不可逆转的变性，使组织硬化。
但是在有氧化剂存在时乙醇会很快被氧化为乙醛，并进而变成醋酸。
它最重要的优点是能够迅速地穿透人组织。
因此，乙醇也被广泛地用作染色体固定剂的一种成分。
乙醇不能与许多金属固定剂（铬酸或四氧化锇）相混用，否则会被氧化。
此外乙醇不能有效地固定染色质，原则上也不能与醋酸、甲醛或氯仿混合使用。
但是如果要对染色体的酶进行研究时，可以用80%冷乙醇固定1h 或更多时间；如用于单层培养物，往往以纯乙醇或95%的乙醇固定1～15min，因为酶的反应基团一般是不受乙醇破坏的。
4.1.4.2.4．1886年Carnoy首先用醋酸、乙醇混合作为固定剂，故名为卡诺固定液。
其特点是穿透快，且很利于染色体结构的研究。
目前常用的卡诺固定液是由1份冰醋酸和3份甲醇混合而成的。
所有的动植物和人类染色体的固定都可以用卡诺固定液，固定时间为15min至24h，温度为室温或稍冷。
随着醋酸比例的增高，固定液膨胀的效能加大，有利于染色体的铺展，因此必要时可以改变酸和醇的比例，例如改成1:2或1:4等，但是如果过度膨胀则会导致细胞破碎，反而不利于分析。
卡诺固定液中缺乏有助于染色体嗜碱性的金属成分，因此经这种方式固定的组织不能被许多碱性染料的水溶液染上色，除非使用一些特殊的媒染剂如铬酸。
4.1.5．制片4.1.5.1．固定完成后就进入制片阶段。
早期多采用涂片法、挤压法，后来很快被气干法取代，现今气干法在哺乳类和人类细胞遗传学中广泛应用。
4.1.5.2．涂片法（smear）：细胞是在固定之前就铺展到载玻片上的，而且无需什么处理便可使细胞分散开，整个操作迅速，很适于精细观察。
4.1.5.3．挤压法（squashing）：需要在固定或染色之后给以特殊的处理，然后放上盖玻片加压，如此方能从结实的细胞团块得到散开的细胞。