动物固体组织蛋白提取-Protocol(可编辑修改word版)
动物细胞或组织的蛋白质抽提步骤
动物细胞或组织的蛋白质抽提步骤步骤一：收集和处理样品首先，需要收集要研究的动物细胞或组织样品。
样品可以是从细胞培养物中收集的细胞，也可以是从动物体内收集的组织。
在收集样品之前，可以用生理盐水冲洗样品，以去除与研究无关的物质。
步骤二：细胞破碎和组织研磨接下来，需要将细胞破碎或组织研磨，以释放细胞内或组织内的蛋白质。
对于细胞破碎，可以使用一些方法，如机械破碎、超声波破碎或冻融破碎等。
对于组织研磨，可以使用搅拌器或研磨器等工具进行研磨。
步骤三：离心步骤四：蛋白质提取将经过离心的上清液取出，即为蛋白质提取物。
蛋白质提取液可以选择不同的组成，以适应研究的目的。
一般来说，一个典型的蛋白质提取液可能包含以下成分：蛋白酶抑制剂（如PMSF）、还原剂（如DTT或β-巯基乙醇）、溶解剂（如甲醇或异丙醇）、洗涤剂（如Triton X-100或Tween-20）以及缓冲液（如磷酸盐缓冲液或Tris缓冲液）等。
这些成分对于蛋白质的稳定性、可溶性和抽提效果起着重要作用。
步骤五：蛋白质浓缩为了浓缩蛋白质，可以使用一些方法，如醋酸沉淀、有机溶剂沉淀或钙盐沉淀等。
这些方法可以使蛋白质从提取液中沉淀下来，以减少液体体积并提高蛋白质浓度。
步骤六：蛋白质分析最后，可以对蛋白质抽提物进行分析。
常用的蛋白质分析方法包括SDS-凝胶电泳、Western blotting、质谱分析等。
这些方法可以用于分析蛋白质的分子质量、浓度、结构和功能等。
总结起来，动物细胞或组织的蛋白质抽提步骤包括：收集和处理样品、细胞破碎和组织研磨、离心、蛋白质提取、蛋白质浓缩和蛋白质分析。
这些步骤的选择和优化将根据具体的实验目的和要求进行调整。
（完整word版）膜蛋白提取
（完整word版）膜蛋白提取1分离组织膜蛋白的方法：1、取组织，加入10ml Buffer A 于冰上充分匀浆。
2、J6-HC离心机800rpm，4℃离心10min后，所得上清液转入超速离心管。
3、100000g，4℃离心1hr。
弃去上清，沉淀用适量的Buffer B 重悬，冰上孵育2hr后分装至EP管，Eppendorf台式离心机10000rpm，4℃离心30min。
4、收集所得上清液即为膜组份。
Buffer A：0.32M 蔗糖，5mM Tris-HCl（PH 7.5），120mM KCl，1mM EDTA,1mM EDTA, 0.2mM PMSF, 1ug/ml Leupeptin, 1ug/ml Pepstatin A, 1ug/ml Aprotinin。
冰上预冷。
Buffer B：20mM HEPES（PH 7.5），10%甘油，2% Triton X-100, 1mM EDTA, 1mM EDTA, 0.2mM PMSF, 1ug/ml Leupeptin, 1ug/ml Pepstatin A, 1ug/ml Aprotinin。
冰上预冷。
2取约0.1g肝组织，加入2ml粉碎缓冲液，冰浴中超声粉碎，每次20秒，间隔30秒，共3次，4°c 105xg条件下离心2小时，上清液为胞浆蛋白，沉淀部分加入1ml胞膜蛋白提取液，超声粉碎，4°c 105xg条件下离心2小时，上清液为胞膜蛋白。
样品蛋白含量测定采用酚试剂法。
3我们实验室提取膜蛋白的方法如下：1．将细胞种于T75 或T175的培养瓶中培养数天，细胞铺满瓶底后，吸去培养液。
将PBS/EDTA 溶液(NaCl:0.1M,NaH2PO4:0.01M,EDTA:0.04%)加入量以覆盖细胞为止，置于培养箱或在超净台内消化3～5分钟，如仍未脱落瓶底，用吸管吹打，使细胞完全脱落。
2．收集细胞悬液于10毫升或50毫升的离心管中，1000rpm离心10分钟，去上清液。
蛋白裂解和提取的protocol
这是偶整理的蛋白裂解和提取的protocol，希望对大家有所帮助。
10ml 三去污裂解液配方如下：50 mmol/L Tris-cl (pH 8.0)：0.07882g150 mmol/L NaCl：0.08775g0.2 g/L叠氮钠：0.002g1 g/LSDS 0.01g100 mg/L Aprotin 0.001g10 g/L NP-40 0.1g5 g/L去氧胆酸钠0.05g100 mg/L 苯甲基磺酰氟(PMSF) 0.001g总蛋白抽提程序：1.PBS洗细胞3 次2.加入裂解缓冲液（1.5x106个细胞大约加入100µL 裂解液，或100ml细胞瓶中加入100µL 裂解液），冰上放置20min3.收集裂解液4.离心，12000转，2~10min5.吸取上清，蛋白定量，分装，保存在-80度备用裂解方法包括化学裂解、酶裂解和机械裂解。
化学裂解和酶裂解通常是比较温和的方法，通常会很少使DNA 断裂。
这两种方法（包括SDS 和溶菌酶处理等）提取纯化DNA中常用的方法。
机械裂解可以更均一的裂解细胞，同化学裂解相比，机械处理具有更高的裂解效率和更低的选择性。
机械处理可以更剧烈和全面的裂解细胞，但也会造成DNA 的断裂。
一、机械裂解法主要有以下两中：1、热休克（Thermal shock），既反复冻溶法，是一种常用的机械裂解方式比，通常由冷冻和解冻两部分组成（freezing and thawing）,。
原理：由于细胞内冰粒形成和剩余细胞液的盐浓度增高引起溶胀，使细胞结构破碎。
冷冻通常在液氮或-20°C冰上进行，解冻可以在37、50、65 或100℃水浴中进热休克比化学裂解温和，但是很有效，有资料表明用热休克和溶菌酶与SDS的方法获得了90%的细胞裂解率。
2、超声波处理（Ultrasonication）既利用超声加热的方法，把细胞破碎。
但这种处理会导致DNA 的断裂，所以加热不宜过剧烈，要设定好超声时间和间隙时间，一般超声时间不超过5秒，间隙时间最好大于超声时间，这些都有利于保护酶的活性。
(完整word版)蛋白表达纯化实验步骤
蛋白表达纯化实验步骤（待改进）1、取适当相应蛋白高表达的动物组织提total—RNA。
2、设计蛋白表达引物。
引物要去除信号肽，要加上适当的酶切位点和保护碱基。
3、RT-PCR,KOD酶扩增获取目的基因c DNA。
4、双酶切，将cDNA.克隆入PET28/32等表达载体。
5、转化到DH5α感受态细菌中扩增,提质粒。
6、将质粒转化入表达菌株,挑菌检测并保种。
表达菌株如Bl21（DE3）、Rosetta gami（DE3）、Bl21 codon(DE3)等。
7、蛋白的诱导表达.1)将表达菌株在3ml LB培养基中摇至OD=0。
6左右，加入IPTG，浓度梯度从25μM到1m M。
37度诱导过夜（一般3h以上即有大量表达).2）SDS—PAGE电泳检测目的蛋白的表达。
注:目的蛋白包涵体表达量一般会达到菌体蛋白的50%以上,在胶上可以看到明显的粗大的条带。
3）将有表达的菌株10％甘油保种,保存1ml左右就足够了，并记录IPTG浓度范围。
甘油是用0.22μm过滤除菌的，储存浓度一般是30%-60％，使用时自己计算用量。
4）用上述IPTG浓度范围的最低值诱导10ml表达菌,18度,低转速(140—180rpm),诱导过夜作为包涵体检测样品。
注意：1.如果表达的蛋白对菌体有毒性,可以在加IPTG之前的培养基中加入1％的葡萄糖用来抑制本底表达。
葡萄糖会随着细菌的繁殖消耗殆尽，不会影响后面的表达。
2.保种可以取一部分分成50μl一管,每次用一管,避免反复冻融。
8、包涵体检测。
方案见附件29、如有上清表达,则扩大摇菌。
1）取保种的表达菌株先摇10ml,37度,300rpm摇至OD>=1。
5，约5h左右，视菌种的活性而异,也可过夜摇菌。
2）将上一步中的8ml加入300ml培养基中37度,250rpm摇至OD= 1。
0左右（约2.5h～3h）,然后加IPTG（浓度同包涵体检测中使用的浓度。
）注：菌液浓度要适当的浓一些,否则第二天收集不到足够的菌体,因为低温低转速细菌生长非常缓慢。
动物固体组织蛋白提取-.
动物固体组织蛋白提取-Protocol2017-07-18动物固体组织蛋白提取 Protocol1、前夜将磁珠及匀浆管洗净置入75%乙醇中浸泡。
早晨取出磁珠和匀浆管，自然晾干；也可放入烤箱中，速度较快。
2、裂解液配制：RIPA：PMSF=100：1，现配现用。
（1000ulRIPA+10ulPMSF）。
置入4℃冰上。
3、抽蛋白（应冰上进行）：a、适量组织（最好放入液氮中反复研磨成粉状）加入裂解液中。
一般10ml管体系中加入：7-8粒磁珠、100mg组织、1mlRIPA+10ulPMSF、1 tablet Cocktail。
b、匀浆。
手工匀浆：将剪碎的组织倒入玻璃匀浆管中，再将剩余的1/3匀浆介质或生理盐水冲洗残留在烧杯中的碎组织块，一起倒入匀浆管中进行匀浆，左手持匀浆管将下端插入盛有冰水混合物的器皿中，右手将捣杆垂直插入套管中，上下转动研磨数十次（6～8分钟），充分研碎，使组织匀浆化。
机器匀浆：用组织捣碎机10000～15000r/min上下研磨制成10％组织匀浆，也可用内切式组织匀浆机制备（匀浆时间10秒/次，间隙30秒，连续3～5次，在冰水中进行），皮肤、肌肉组织等可延长匀浆时间。
超声粉碎：用超声粉碎机进行粉碎，可用Soniprep150型超声波发生器以振幅14微米超声处理30秒使细胞破碎，也可用国产超声波发生仪，用40安培，5秒/次，间隙10秒反复3～5次。
反复冻融：培养或者分离的细胞可以用以上的方法匀浆，也可以反复冻溶3次左右（即让细胞加适量的低渗液或者双蒸水放低温冰箱中结冰，溶解，再结冰，再溶解，反复3次左右），但有部分酶活力会受影响。
c、将组织匀浆转入1.5ml的EP管中（eppendorf 管、离心管）。
12000r/min 4°C 离心15min。
d、离心后EP管中液体分三层，提取中间无色液相，移入新的EP管中。
可-80℃保存。
4、蛋白浓度测定。
a、配工作液：溶液A：溶液B=50：1（200ul：4ul）。
动物组织蛋白提取方法
动物组织蛋白提取方法一、准备工作1. 选取适当的动物组织：选择新鲜、无病变的动物组织，如肌肉、肝脏、肾脏等。
2. 清洗和切割组织：将选取的组织清洗干净，切成小块，便于提取。
二、提取步骤1. 浸泡：将切好的组织放入盛有清水的容器中，浸泡一段时间，以便于后续的提取操作。
2. 磨碎：将浸泡过的组织放入匀浆器中，进行充分磨碎，以便于蛋白的释放。
3. 提取：将磨碎的组织放入离心管中，加入适量的蛋白提取液，轻轻振荡离心管，使组织与提取液充分混合。
然后进行离心操作，将上清液去除，得到沉淀的蛋白。
4. 重复步骤3：为了得到更多的蛋白，可以重复步骤3，进行多次离心操作。
5. 保存和利用蛋白：将得到的蛋白保存好，可以用于后续的实验或生产用途。
三、注意事项1. 确保组织新鲜无病变，以避免提取过程中出现污染或无效提取。
2. 磨碎组织时要充分，以释放出更多的蛋白。
3. 提取液要适量，过多或过少都会影响蛋白的提取效果。
4. 离心时要确保离心速度和时间设置正确，以免影响蛋白提取的纯度和数量。
5. 保存蛋白时要确保环境适宜，避免蛋白变质或失效。
四、实验结果评估1. 观察沉淀物：通过观察沉淀物是否含有丰富的蛋白质，可以评估提取效果。
2. 测定蛋白质浓度：可以通过使用特定的蛋白质测定方法，如Bradford 方法等，来测定提取得到的蛋白质浓度。
3. 蛋白质性质分析：可以通过 SDS-PAGE、免疫印迹等方法，分析提取得到的蛋白质的性质和组成。
五、实验结论通过以上步骤，我们可以成功地从动物组织中提取出了蛋白。
这种提取方法简单易行，提取得到的蛋白可用于多种实验和生产用途。
需要注意的是，不同的动物组织和提取目的可能对提取方法有所影响，因此在实际操作中需要根据具体情况进行调整和优化。
六、拓展阅读建议1. 动物组织蛋白提取相关文献查阅：可以参考相关的科研论文和文献，了解更多关于动物组织蛋白提取的方法、影响因素和实验应用等方面的知识。
2. 实验室指南：可以参考实验室指南，了解更多关于实验室常用设备、试剂和实验方法等方面的信息。
动物固体组织蛋白提取_Protocol
动物固体组织蛋白提取 Protocol1、 前夜将磁珠及匀浆管洗净置入75%乙醇中浸泡。
早晨取出磁珠和匀浆管，自然晾干；也可放入烤箱中，速度较快。
2、 裂解液配制：RIPA ：PMSF=100：1，现配现用。
（1000ulRIPA+10ulPMSF ）。
置入4℃冰上。
3、抽蛋白（应冰上进行）：a 、适量组织（最好放入液氮中反复研磨成粉状）加入裂解液中。
一般10ml 管体系中加入：7-8粒磁珠、100mg 组织、1mlRIPA+10ulPMSF 、1 tablet Cocktail 。
b 、匀浆。
手工匀浆：将剪碎的组织倒入玻璃匀浆管中，再将剩余的1/3匀浆介质或生理盐水冲洗残留在烧杯中的碎组织块，一起倒入匀浆管中进行匀浆，左手持匀浆管将下端插入盛有冰水混合物的器皿中，右手将捣杆垂直插入套管中，上下转动研磨数十次（6～8分钟），充分研碎，使组织匀浆化。
机器匀浆：用组织捣碎机10000～15000r/min 上下研磨制成10％组织匀浆，也可用内切式组织匀浆机制备（匀浆时间10秒/次，间隙30秒，连续3～5次，在冰水中进行），皮肤、肌肉组织等可延长匀浆时间。
超声粉碎：用超声粉碎机进行粉碎，可用Soniprep150型超声波发生器以振幅14微米超声处理30秒使细胞破碎，也可用国产超声波发生仪，用40安培，5秒/次，间隙10秒反复3～5次。
反复冻融：培养或者分离的细胞可以用以上的方法匀浆，也可以反复冻溶3次左右（即让细胞加适量的低渗液或者双蒸水放低温冰箱中结冰，溶解，再结冰，再溶解，反复3次左右），但有部分酶活力会受影响。
c 、将组织匀浆转入1.5ml 的EP 管中（eppendorf 管、离心管）。
12000r/min 4°C 离心15min 。
d 、离心后EP 管中液体分三层，提取中间无色液相，移入新的EP 管中。
可-80℃保存。
4、蛋白浓度测定。
a 、配工作液：溶液A ：溶液B=50：1（200ul ：4ul ）。
动物组织蛋白提取实验报告
动物组织蛋白提取实验报告背景蛋白质是生命体内重要的组成部分，对于生物的结构和功能具有关键作用。
在研究动物组织的生物化学、分子生物学以及医学领域中，蛋白质提取实验是一项基础而重要的技术。
通过蛋白质提取实验，可以将动物组织中的目标蛋白质从其他成分中分离出来，并进一步进行纯化和分析。
本实验旨在从动物组织中提取目标蛋白质，并通过酸碱处理、超声波破碎等方法将其从细胞结构中释放出来。
随后，通过离心、过滤等步骤去除杂质，最终得到纯净的目标蛋白质样品。
分析实验设计1.准备工作：清洗实验器具，准备所需试剂和设备。
2.组织样品处理：将动物组织样品切碎，加入适量的缓冲液，并使用超声波破碎仪进行破碎处理。
3.细胞结构破坏：将样品经过酸碱处理，破坏细胞膜和核膜，使目标蛋白质从细胞结构中释放出来。
4.离心：通过离心将细胞碎片和大分子杂质沉淀下来。
5.过滤：使用微孔滤膜去除离心上清液中的小分子杂质。
6.浓缩：将过滤后的液体通过浓缩装置浓缩，得到较为纯净的目标蛋白质样品。
实验结果经过实验操作，我们成功从动物组织中提取到目标蛋白质。
通过酸碱处理和超声波破碎，可明显观察到组织样品的颜色变浑浊，并且在显微镜下可以看到细胞结构的破坏。
离心后，观察到底部沉淀物呈现白色，上清液呈现澄清状态。
经过过滤和浓缩处理后，得到了一定量的目标蛋白质样品。
结果分析通过本实验提取的动物组织蛋白质样品可以用于进一步的纯化和分析。
可以使用电泳技术对提取的蛋白质样品进行分子量分析，以确定目标蛋白质的大小。
此外，还可以使用Western blot等技术检测目标蛋白质在组织中的表达水平，从而研究其在生理或病理状态下的变化。
建议1.实验操作过程中要注意严格控制温度和时间，避免蛋白质降解。
2.在选择缓冲液和酸碱处理条件时，要根据目标蛋白质的特性进行优化，以提高提取效果。
3.在离心和过滤步骤中要注意操作技巧，避免杂质的混入。
4.可以尝试不同的浓缩方法和设备，以提高样品纯度和浓度。
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WTLOST动物固体组织蛋白提取 Protocol1、 前夜将磁珠及匀浆管洗净置入 75%乙醇中浸泡。
早晨取出磁珠和匀浆管，自然晾干；也可放入烤箱中，速度较快。
2、 裂解液配制：RIPA ：PMSF=100：1，现配现用。
（1000ulRIPA+10ulPMSF ）。
置入 4℃冰上。
3、抽蛋白（应冰上进行）：a 、适量组织（最好放入液氮中反复研磨成粉状）加入裂解液中。
一般 10ml 管体系中加入：7-8 粒磁珠、100mg 组织、1mlRIPA+10ulPMSF 、1 tablet Cocktail 。
b 、匀浆。
手工匀浆：将剪碎的组织倒入玻璃匀浆管中，再将剩余的 1/3 匀浆介质或生理盐水冲洗残留在烧杯中的碎组织块， 一起倒入匀浆管中进行匀浆，左手持匀浆管将下端插入盛有冰水混合物的器皿中，右手将捣杆垂直插入套管中，上下转动研磨数十次（6～8 分钟），充分研碎，使组织匀浆化。
机器匀浆：用组织捣碎机 10000～15000r/min 上下研磨制成 10％组织匀浆，也可用内切式组织匀浆机制备（匀浆时间 10 秒/次，间隙 30 秒，连续 3～5 次，在冰水中进行），皮肤、肌肉组织等可延长匀浆时间。
超声粉碎：用超声粉碎机进行粉碎，可用 Soniprep150 型超声波发生器以振幅 14 微米超声处理 30 秒使细胞破碎， 也可用国产超声波发生仪，用 40 安培，5 秒/次，间隙 10 秒反复 3～5 次。
反复冻融：培养或者分离的细胞可以用以上的方法匀浆，也可以反复冻溶 3 次左右（即让细胞加适量的低渗液或者双蒸水放低温冰箱中结冰，溶解，再结冰，再溶解，反复 3 次左右），但有部分酶活力会受影响。
c 、将组织匀浆转入 1.5ml 的 EP 管中（eppendorf 管、离心管）。
12000r/min 4°C 离心 15min 。
d 、离心后 EP 管中液体分三层，提取中间无色液相，移入新的 EP 管中。
可-80℃保存。
4、蛋白浓度测定。
a 、配工作液：溶液 A ：溶液 B=50：1（200ul ：4ul ）。
需测试复孔。
标本 X ，则需 A 量=2*；B=2*（X+1+1）*4。
c 、复孔，取蛋白 6ul 加入 0.6mlEP 管，再加入 54ulH 2O ，混匀。
即 10 倍稀释。
d 、取 20-25ul 10 倍稀释蛋白样本加入 96 孔板平底板内，再加入 200ulAB 工作液，混匀振荡后，37℃ incubate 30min 。
注：应现加蛋白样本，再加工作液。
因为每次加蛋白后需换 tip ，再加入工作液即起反应，应缩短时间。
e 、酶标仪检测 562nm 吸光度。
Program f 、计算蛋白浓度。
根据标准曲线，如 Y=1.2745X-0.1684 其中 Y ：蛋白浓度；X ：吸光度。
最终蛋白浓度为：10*Y （ug/ul 、mg/ml ） g 、蛋白样本放-80℃冻存。
大多数蛋白样品可通过比色测定法定量。
在典型的蛋白测定中，化学试剂加入到蛋白样品溶液里产生颜色变化， 这一变化可由分光光度计或酶标仪检测，并与已知浓度的蛋白标准曲线作比较。
博士德为大家提供两种蛋白测定手段，每种都有其独特的优点。
如果样品数量较多，可以同时使用两种测定用酶标仪自动检测。
当你选择一种蛋白测定方法时需要考虑两个因素：缓冲液的化学组成和检测的蛋白量。
Commassie 法（Bradford 法）：原理：在酸性条件，蛋白质与考马斯染料 G-250 结合，颜色从棕色变为蓝色，在 595nm 处检测吸光值然后与标准曲线对比，即可计算出待测蛋白的浓度。
BCA 法：原理：在碱性条件下，蛋白将 Cu++还原为 Cu+，Cu+与 BCA 试剂形成紫色络合物，测定其在 562nm 处的吸收值，并与标准曲线对比，即可计算待测蛋白的浓度。
现对这两种方法进行比较： 一、实验材料：细胞总蛋白提取试剂盒（AR0103）M231B CA 蛋白定量试剂盒（AR0146）Commassie 改良增强型蛋白质定量试剂盒（AR0145）二、操作步骤：Commassie 法：1. 将BSA 冻干标准品（10mg/支）用生理盐水或PBS 稀释成2000ug/ml，1000 ug/ml,500 ug/ml,250 ug/ml,125 ug/ml,62.5 ug/ml,31.25 ug/ml,15.625 ug/ml 八个浓度的蛋白标准溶液。
2. M231 用细胞总蛋白提取试剂提取总蛋白。
3. 各取20ul 蛋白标准品和待测M231 样品至相应标记的微孔板中。
4. 滴加200ul 考马斯增强型试剂（溶液A）至每孔混匀并充分震荡30S5. 停止震荡，在室温孵育样品10min6. 在酶标仪中测量595nm 时的吸光值。
7. 绘制标准曲线，再用标准曲线判断出样品的蛋白浓度。
BCA 法：1. 按50 体积BCA 试剂A 加入1 倍体积BCA 试剂B 配置适量BCA 工作液，充分混匀。
2. 将BSA 冻干标准品（10mg/支）用生理盐水或PBS 稀释成2000ug/ml，1000 ug/ml,500 ug/ml,250ug/ml,125 ug/ml,62.5 ug/ml,31.25 ug/ml,15.625 ug/ml 八个浓度的蛋白标准溶液。
3. M231 用细胞总蛋白提取试剂提取总蛋白。
4. 各取20ul 蛋白标准品和待测M231 样品至相应标记的微孔板中。
5. 滴加200ulBCA 工作液至每孔混匀并充分震荡30S6. 停止震荡，在37 度孵育样品30min7. 在酶标仪中测量562nm 时的吸光值。
8. 绘制标准曲线，再用标准曲线判断出样品的蛋白浓度。
三、实验结果1234567Commsie法吸光值0.530.5220.4310.2620.1180.0410.001BCA 法吸光值0.8120.4440.2570.140.060.0370.017其中1 到8 为2000ug/ml，1000, 500, 250, 125, 62.5, 31.25, 15.625 的标准浓度的BSA 蛋白，9 为空白孔，样品1为8 倍稀释M231 总蛋白，样品2 为32 倍稀释M231 总蛋白Commassie 法：为了测试准确，应在试剂加入后的5～20min 内测定光吸收，因为在这段时间内颜色是最稳定的。
由标准曲线可以算出样品原始浓度为14.4mg/mlCommassie 法优点是：1. 灵敏度高，据估计比Lowry 法约高四倍，其最低蛋白质检测量可达1ug。
这是因为蛋白质与染料结合后产生的颜色变化很大，蛋白质－染料复合物有更高的消光系数，因而光吸收值随蛋白质浓度的变化比Lowry 法要大的多。
2. 测定快速、简便，只需加一种试剂。
完成一个样品的测定，只需要5 分钟左右。
由于染料与蛋白质结合的过程，大约只要2 分钟即可完成，其颜色可以在1 小时内保持稳定，且在5 分钟至20 分钟之间，颜色的稳定性最好。
3. 干扰物质少。
如干扰Lowry 法的K+、Na+、Mg2+离子、Tris 缓冲液、糖和蔗糖、甘油、巯基乙醇、EDTA等均不干扰此测定法。
此法的缺点是：1. 由于各种蛋白质中的精氨酸和芳香族氨基酸的含量不同，因此Bradford 法用于不同蛋白质测定时有较大的偏差，在制作标准曲线时通常选用g—球蛋白为标准蛋白质，以减少这方面的偏差。
2. 仍有一些物质干扰此法的测定，主要的干扰物质有：去污剂、Triton X-100、十二烷基硫酸钠（SDS）和0.1M 的NaOH。
（如同0.1M 的酸干扰Lowary 法一样）。
3. 标准曲线也有轻微的非线性，在0-1000ug/ml 浓度范围内有较好线性。
因而不能用Beer 定律进行计算，而只能用标准曲线来测定未知蛋白质的浓度。
BCA 法：由标准曲线可以算出样品原始浓度为14.28mg/mlBCA 法特点：1. 灵敏度高，检测浓度下限达到25μg/ml，最小检测蛋白量达到0.5μg，待测样品体积为1-20μl 。
2. 测定蛋白浓度不受绝大部分样品中的去污剂等化学物质的影响，可以兼容样品中高达5%的SDS，5%的Triton X-100，5%的Tween 20，60，80。
3. 在20-2000μg/ml 浓度范围内有良好的线性关系。
4. 检测不同蛋白质分子的变异系数远小于考马斯亮蓝法蛋白定量。
5. 受螯合剂和略高浓度的还原剂的影响：EDTA 小于10mM。
DTT 小于1mM 巯基乙醇低于1mMBCA 法和Commassie 法各有优势，在不知道蛋白样本缓冲液成分的情况下可以两种方法配合使用，以消除定量的误差。
（Radio Immunoprecipitation Assay）RIPA 裂解液(RIPA Lysis Buffer)是一种传统的细胞组织快速裂解液。
RIPA 裂解液裂解得到的蛋白样品可以用于常规的Western、IP 等。
RIPA 使用方法对于培养细胞样品：1.融解RIPA 裂解液，混匀。
取适当量的裂解液，在使用前数分钟内加入PMSF，使PMSF 的最终浓度为1mM。
2.对于贴壁细胞：去除培养液，用PBS、生理盐水或无血清培养液洗一遍(如果血清中的蛋白没有干扰，可以不洗)。
按照6 孔板每孔加入150-250 微升裂解液的比例加入裂解液。
用枪吹打数下，使裂解液和细胞充分接触。
通常裂解液接触细胞1-2 秒后，细胞就会被裂解。
对于悬浮细胞：离心收集细胞，用手指把细胞用力弹散。
按照6 孔板每孔细胞加入150-250 微升裂解液的比例加入裂解液。
再用手指轻弹以充分裂解细胞。
充分裂解后应没有明显的细胞沉淀。
如果细胞量较多，必需分装成50-100 万细胞/管，然后再裂解。
裂解液用量说明：通常6 孔板每孔细胞加入150 微升裂解液已经足够，但如果细胞密度非常高可以适当加大裂解液的用量到200 微升或250 微升。
对于组织样品：1.把组织剪切成细小的碎片。
2.融解RIPA 裂解液，混匀。
取适当量的裂解液，在使用前数分钟内加入PMSF，使PMSF 的最终浓度为1mM。
3.按照每20 毫克组织加入150-250 微升裂解液的比例加入裂解液。
(如果裂解不充分可以适当添加更多的裂解液，如果需要高浓度的蛋白样品，可以适当减少裂解液的用量。
)4.用玻璃匀浆器匀浆，直至充分裂解。
5.充分裂解后，10000-14000g 离心3-5 分钟，取上清，即可进行后续的PAGE、Western 和免疫沉淀等操作。
6.如果组织样品本身非常细小，可以适当剪切后直接加入裂解液裂解，通过强烈vortex 使样品裂解充分。
然后同样离心取上清，用于后续实验。
直接裂解的优点是比较方便，不必使用匀浆器，缺点是不如使用匀浆器那样裂解得比较充分。