小鼠心脏切片模具使用说明
在无创性通气条件下快速建立小鼠心肌梗死模型的简易方法
在无创性通气条件下快速建立小鼠心肌梗死模型的简易方法建立小鼠心肌梗死模型是研究心脏疾病机制和寻找新的治疗方法的重要手段之一、传统的建立小鼠心肌梗死模型的方法通常需要进行开胸及结扎冠状动脉手术，手术创伤大且操作复杂。
为了减少对小鼠的伤害，同时提高模型建立的效率，研究者提出了无创性通气条件下快速建立小鼠心肌梗死模型的简易方法。
1.实验材料准备：- 公共实验室小鼠（如Balb/C、C57BL/6等）- 地慢心脏梗死模型配套器械（如PureHeart Mini心脏梗死模型器材）2.实验步骤：步骤1：术前准备-按照实验要求准备相应的实验材料和设备-将小鼠逐个放入麻醉箱内进行麻醉，待小鼠完全昏迷（通常需要2-3分钟）步骤2：无创性通气条件下建立心肌梗死模型-麻醉后，将小鼠固定在手术台上，用消毒剂彻底擦拭小鼠胸部和腹部皮肤-将小鼠放置在体温控制垫上，保持恒温（37°C）- 将PureHeart Mini心脏梗死模型器材的针头插入小鼠第四肋间（左胸骨中线处），注意避免伤及心脏和其他重要组织-设定模型器材中压力泵的速率、时间和压力参数，以便形成合适的胸腔内压，有效模拟心脏梗死条件-开始通气，继续观察针头指针的转动方向，确保小鼠心脏受到一定程度的阻塞-经过一定时间后，停止通气并移除器材步骤3：术后处理-将小鼠放回饲养箱内恢复，可以提供温暖的环境和足够的饮食-关注小鼠的身体状态和行为，观察是否出现异常情况-根据实验设计，选择合适的时间点进行进一步的实验操作，如心电图监测、组织采集等3.实验注意事项：-建议在合适的无菌实验环境中进行实验操作，确保操作的无菌性-手术和实验过程中需要注意小鼠的麻醉深度和麻醉时间，避免对小鼠造成不必要的伤害-实验结束后，请做好相关废弃物和污染物的处理工作，以保护实验环境和生物安全无创性通气条件下快速建立小鼠心肌梗死模型是一种简易、有效的研究方法，可以显著减少对小鼠的手术损伤。
通过该方法建立的心肌梗死模型可用于研究心肌损伤和修复机制，以及筛选心脏保护药物和治疗方法。
小鼠心肌纤维化造模
小鼠心肌纤维化造模
操作流程及步骤：
1、取筛选后的纯合健康成年小鼠，准备手术器械。
2、小鼠麻醉：20g-阿氟汀0.3ml，腹腔注射[1]。
3、剃毛暴露术区。
4、小鼠固定，头-尾-四肢。
5、气管插管，连通呼吸机[2-4]。
6、开胸：第二与第三肋间附近开皮-钝性分离浅部肌肉层、深部肌肉层、穿
透胸膜暴露心脏。
7、用拉钩将上下肋骨拉开，暴露术野。
8、手术针在左心尔正下方2mm处穿入结扎[5]。
9、关胸，封皮。
10、撤掉呼吸机，放在温暖处待小鼠复苏。
11、2周后超声，4周左右造模成功。
心得体会及注意事项：
1、注意小鼠腹腔注射操作规范。
2、最难步骤需要多加练习。
3、插入标志胸部起伏有明显憋气感，拔出支撑导丝憋气症状明显改善.。
4、连通呼吸机后失去自主呼吸，呼吸频率与呼吸机一致。
5、成功标志：所结扎动脉供血下端心肌因缺血而出现缺血性白色。
小鼠心脏成纤维细胞说明书
小鼠心脏成纤维细胞说明书
1、组织来源：小鼠乳鼠
2、产品规格：25cm2培养瓶
3、细胞简介：
小鼠心脏成纤维细胞分离自正常大鼠心脏组织，细胞呈梭型、多边形等不规则形状。
体外培养的小鼠心脏成纤维细胞对于研究其生理功能、药物作用以及各种致病因素作用下的病理生理改变具重要意义。
本公司生产的小鼠心脏成纤维细胞采用酶解法制备而来，细胞总量约为1×106个/瓶，细胞纯度可达85%以上，且不含有HIV-1、 HBV、HCV、支原体、细菌、酵母和真菌等。
二、使用方法
客户收到细胞后，请按照以下方法进行操作。
1、取出25cm2培养瓶，75%酒精消毒，拆下封口膜，放入37℃，5%CO2细胞培养箱中静置6-8小时或者过夜，以稳定细胞状态；
2、待细胞达到80%汇合时准备进行传代培养；
3、细胞传代
（1）吸出25cm2培养瓶中的培养基,用PBS清洗细胞一次；
（2）添加0.25%胰蛋白酶消化液约1ml至培养瓶中，37℃温浴1-2min左右；倒置显微镜下观察，待细胞回缩变圆后吸弃消化液，再加入完全培养液终止消化；
（3）用吸管轻轻吹打混匀，按1:2或1:3等适当的比例进行接种传代，然后补充新鲜的完全培养基至5ml，放入37℃，5%CO2细胞培养箱中培养；
（4）待细胞完全贴壁后，培养观察。
之后每隔2-3天更换新鲜的完全培养基。
（备注：由于实验所用试剂与操作环境的不同，以上方法供各实验室参考。
）
三、注意事项
1、培养基于4℃条件下可保存3-6个月；
2、在细胞培养过程中，请注意保持无菌操作；
3、传代培养过程中，胰酶消化时间不宜过长，否则会影响细胞贴壁及其生长状态；
4、该细胞只可用于科研。
小鼠MCAO手术造模步骤
10%水合氯醛溶液，中南大学湘雅三医院；XTL-400连续变倍体视显微镜，重庆澳浦东光电技术有限公司；单极微手术电凝器，武汉春光医疗美容仪器有限公司；眼科器械（眼科弯镊、眼科直镊、眼科剪、眼科钳等），视卓医疗器械有限公司；医用缝合针，巢湖市宾雄医疗器械有限公司；医用真丝编织线（5M灭菌线团），规格2-0、4-0、5-0，上海浦东金环医疗用品股份有限公司；碘伏；浓度75%医用酒精；医用棉签；手术刀片；剃须刀片；小鼠解剖台；组织剪；组织镊；止血钳；持针钳；微型动脉夹；1mL一次性注射器；特制的栓线；电子秤；红外灯等。
实验方法：采用改良的Zea Longa法，本法改良之处在于不暴露翼腭动脉（PPA ,pterygopalatine artery），而颈内动脉（ICA ,internal carotid artery）通过悬挂编织线以及夹动脉夹的方式阻碍其血流，最后从颈外动脉（ECA ,external carotid artery）插入栓线。
实验步骤：1、对禁食一晚的C57BL/6小鼠称重，以10%水合氯醛溶液按照0.004 mL/g小鼠体重的量对小鼠进行腹腔注射麻醉。
提前准备好用于结扎或阻断动脉的编织线，于生理盐水中浸润。
2、数分钟后，若小鼠不能自由翻身则认为已达到麻醉深度要求，将小鼠绑缚于解剖台上，在小鼠颈下塞以棉签垫高，碘伏消毒小鼠颈部并备皮。
3、沿小鼠颈部正中剪开皮肤，用眼科弯镊和眼科直镊在体视显微镜放大视野下钝性分离皮下组织和脂肪，划开浅肌膜和颈阔肌，暴露出颈深肌膜和气管前肌。
4、分离到气管前肌后，在右侧胸锁乳突肌前缘撕开颈深肌膜，显露胸锁乳突肌并将其拉向后侧，沿胸锁乳突肌向下继续分离，直到暴露较深位置的颈动脉鞘。
5、在避免压迫小鼠气管的同时，划开颈动脉鞘，分离出颈总动脉（CCA ,common carotidartery）并穿线以活结阻断血流，注意不要伤害到鞘内伴行的颈内静脉与迷走神经，对神经的刺激或损伤可能引起小鼠呼吸骤停。
心肌肥厚慢性心衰小鼠模型造模方法
心肌肥厚慢性心衰小鼠模型造模方法
TAC是一个慢性心室肥大的最为常用疾病模型，可用于模拟高血压或室内压增高而引起的肥厚性心肌病，在临床前药物研究或基础医学、生物学研究中广泛应用。
TAC手术后即刻诱发/启动心室肥厚的进程，根据不同的小鼠品系和手术缩窄程度（如27G、28G缩窄），一般来说1周（28G缩窄）或2周（27G缩窄）即可发展为显著性的心室肥厚，并可于2~3周（28G缩窄）或4~6周（27G缩窄）发展为心力衰竭。
手术方法：
一般采用雄性小鼠，根据实验目的不同，鼠龄可以在9～10周之间，缩窄程度可选用中度缩窄（27G）或重度缩窄（28G）。
在主动脉弓部用线结扎法形成一精确的定量缩窄，达到限制血流增加室内压的目的。
TAC诱发心室肥大或心衰的方法最早由Rockman等于1991年正式建立，之后成为广泛应用的心室肥大、心衰模型。
图1. 主动脉弓部缩窄及心重体重比、血流动力学变化，参见 PNAS. 1991; 88(18):8277-81。
模型发展判断：
心脏超声检测心功能，以下数据为动物清醒状态下的超声结果。
图1. 正常小鼠心脏超声（C57BL/6J 小鼠）
图2. TAC术后4周超声（左心室心肌代偿性增厚）
图3. TAC术后12-14周超声（心衰指标为EF-射血分数、FS-短轴缩窄分数）
超声检测要求：
动物麻醉状态下的心功能是下降的，故本公司要求超声时心率为500-550次/分，甚至需要测量清醒状态下的超声，尽可能反应动物真实的心功能。
石蜡切片-小鼠心脏组织-心衰模型-实验步骤
石蜡切片操作流程及步骤：1、样品4℃过夜[1,2]。
2、清洗水槽及过滤网[3]。
3、打开机器开关，调节水池温度21℃、展片水池温度45℃、烘片温度55℃[4]。
4、固定包埋组织块[5]。
5、调节出水水流大小[6]。
6、调节切片厚度5um、10 um[7]。
7、将包埋组织块下调至与刀片位置同一平面，前后距离使其与刀片距离恰好接触[8]。
8、开始切片带出现完整的组织切横切面将其随水流传送至水池中[9-13]。
9、选择较好的切片，用载玻片将其从21℃水池中捞出。
每个石蜡取5-6张片子[14-15]。
10、放到展片水池中展开、载玻片编号[16]。
11、55℃烘干，无水滴后可收片。
心得体会及注意事项：1、包埋组织块冻存温度过低会冻坏，不冻存石蜡粘性大不容易切片。
2、操作期间应放入冰中储存，自备冰块。
3、水槽中石蜡会堵塞上水滤网影响出水速度。
4、展片水池水要在展片前达到预设温度。
5、要固定牢固，固定不牢切片时容易破坏样品。
6、以中间水柱恰好达到刀片位置最佳，水流过小切片不易冲下，水流过大会导致切片破坏。
7、5 um染色效果更佳，根据不同组织染色要求调节切片厚度。
8、若前后位置调节不精确可使距离稍大，随后手动摇轮慢慢靠近，每次前进距离为提前设定距离5um或10 um。
9、切片期间不出现严重的黏附，粘连，裂片，不要轻易停止，切片要匀速.10、切片过薄会迅速升温从0℃升至21℃或更高，若随意停止，石蜡黏附性增加会导致粘刀片等问题影响继续操作。
11、若一个样本操作时间过长应取下放入冰块一段时间再继续操作。
12、原则没有大问题匀速不要随意停。
13、换新刀片（刀片上有黏附石蜡会导致切片裂开，最好换至新刀片）。
14、尽量清理水池多余无用切片及碎石蜡，但是要小心不要碰坏样品切片。
15、每个载玻片取2-3个组织最佳。
16、展片不足会有褶皱影响染色结果，展片时间过长会导致组织裂开。
小鼠切除伤口夹板模型及干细胞移植的应用
小鼠切除伤口夹板模型及干细胞移植的应用小鼠切除伤口恢复模型已经大量用于伤口愈合以及皮肤再生。
但是由于小鼠的皮肤是移动的，伤口闭合过程中存在很多收缩。
在小鼠切除伤口夹板模型中，夹板环紧紧黏在伤口周边，防止局部皮肤皱缩，因此伤口通过肉芽形成和上皮组织自行修复功能再次愈合，人类身上也会发生此过程。
模型用时2-4周，可用于研究干细胞在皮肤修复和再生方面的影响。
在这一实验过程中，我们在基底膜上将干细胞植入到创面上，或者将其注射到周边组织中。
不同时间点可以获取的系列伤口组织样本来观察植入期以及干细胞在血管生成和伤口愈合过程中的影响。
介绍在出生后的人类和哺乳动物，皮肤全厚性伤害的愈合并非由组织的再生从而达到伤前的情形，而是由结痂组织形成。
在某些情况下，伤口的愈合大大受损，导致慢性伤口的出现。
削弱皮肤再生和延缓伤口愈合的机制尚不完全清楚。
越来越多的证据表明，干细胞可以促进伤口愈合和皮肤再生。
人们已经提出了各种试图反映人类伤口愈合问题的模型。
切除伤口愈合模型这一模型中，已被广泛用来研究伤口愈合和皮肤再生，但它同时也有相当大的局限性，特别是在啮齿动物身上。
切除伤口愈合的啮齿动物模型的局限性啮齿动物切除伤口愈合模型已被广泛用来研究伤口愈合，皮肤再生，干细胞和组织移植以及免疫排斥反应。
尽管此模型便于建立且频繁使用，但是因为啮齿类动物不同人类的伤口愈合特性，所以有着明显的局限性。
啮齿动物因为皮肤可以移动，皮肤收缩占了伤口闭合的很大一部分；而人类的皮肤与皮下组织相连，新组织的产生形成伤口愈合。
此外，在伤口周围皮肤的收缩也受动物的姿势和运动，以及伤口敷料的影响，因而会导致了伤口闭合过程相当大的差异。
因此需要一个在最小技术变量下稳定的伤口愈合模型，且实现数据的高重复性。
切除伤口夹板模型概述切除伤口夹板模型不同于切除伤口模型，因为使用的夹板环紧紧地粘附于伤口周围的皮肤上，防止由皮肤收缩引起的伤口闭合，从而通过肉芽形成和再上皮化使得伤口愈合，类似的过程也可以在人类身上实现。
微创建立小鼠心肌梗死模型及其评价
微创建立小鼠心肌梗死模型及其评价张红霞;刘艳;李玲萍;贺忠梅【摘要】目的探索一种微创建立小鼠心肌梗死模型的方法,并利用超声心动图进行评价.方法 40只C57BL/6雄性小鼠随机分为心梗组(MI,n=30)与假手术组(Sham,n=10).术前及术中用异氟烷对动物行吸入麻醉,于左胸3、4肋间做一1.0 cm左右切口,将心脏从胸壁窗口挤出.MI组结扎冠脉左前降支建立心梗模型;Sham 组冠脉只穿线不结扎,其余操作同MI组.术后4周采用超声心动图检测心脏结构与功能,经心肌组织病理学分析以判断模型成功与否.结果 MI组小鼠存活率为78.6％,Sham组为100％.超声结果显示,与Sham组相比,MI组小鼠的LVAWd、LVAWs、EF及FS均明显降低(P＜0.05),LVIDd与LVIDs明显增加(P＜0.05).Masson染色可见MI组小鼠的左心室腔明显增大,心室壁变薄,纤维化面积增加[(13.54±1.39)％比(0.08±0.03)％,P＜0.01].结论采用本法制备小鼠心梗模型具有微创、快捷、高效、无需使用呼吸机的优势,而且模型稳定可靠.【期刊名称】《中国心血管病研究》【年(卷),期】2014(012)004【总页数】4页(P334-336,383)【关键词】心肌梗死;动物模型;微创;超声心动图【作者】张红霞;刘艳;李玲萍;贺忠梅【作者单位】030001 太原市,山西医科大学生理学系,细胞生理学山西省重点实验室;030001 太原市,山西医科大学生理学系,细胞生理学山西省重点实验室;030001太原市,山西医科大学生理学系,细胞生理学山西省重点实验室;030001 太原市,山西医科大学生理学系,细胞生理学山西省重点实验室【正文语种】中文【中图分类】Q95-33;R542.2+2心肌梗死（myocardial infarction，MI）是一种发生率和病死率极高的严重病症，对其发病机制与防治策略的研究需要高效稳定的动物模型。
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不锈钢小鼠心脏切片模具
Stainless Steel Mouse Heart Slicer
小鼠冠状心脏切片模具的型号：间距为1.0mm。
说明：
The Stainless Steel Mouse Heart Slicer Matrix with 1.0 mm coronal section slice intervals allows an investigator or research scientist to slice repeatable coronal sections (slice channels are perpendicular to the long axis of the heart) of a mouse heart. Thus, the mouse heart slicer matrix enables precise blocking prior to microtome sectioning, and facilitates the excision or isolation of small, reproducible tissue regions for biochemical or histological analysis, such as the evaluation and quantification of infarction.
特点：
- Slice intervals spaced 1.0mm apart (slice channels are coronally oriented, i.e. perpendicular to the long axis of the heart)
- Use this matrix to section the mouse heart into coronal slices with thicknesses in increments of 1.0mm - Designed to accommodate for unique anatomical features of the mouse heart
- Use with fresh or preserved heart tissue (or similarly sized rodent tissue / organ)
- Each mouse heart matrix is identical to insure reproducible sections
- Comes ready to use, with 5 single edge razor blades provided at no additional cost
- Each slicer matrix is made from high-grade, stainless steel
- Stainless steel mouse heart slicer matrices are autoclavable, precisely machined, great for cryogenic work, and built to last.
USES INCLUDE:
- Dissection / Blocking of the mouse heart into coronal sections
- Sectioning the mouse heart prior to or post staining with agents included TTC or X-Gal-stain
- Repeated isolation of mouse heart regions for further analysis or slide preparation
- Tissue preparation
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