大鼠取血方法
大鼠取血方法
大鼠取血方法１。
割(剪)尾采血:当所需血量很少时采用本法。
每鼠一般可采血1０余次以上。
小鼠每次可取血０、1ml,大鼠０。
3~0、5ｍl。
2。
鼠尾刺血法:大鼠用血量不多时(仅做白细胞计数或血红蛋白检查),可采用本法。
先将鼠尾用温水擦拭,再用酒精消毒与擦拭,使鼠尾充血。
用7号或8号注射针头,刺入鼠尾静脉,拔出针头时即有血滴出,一次可采集10~５０mｍ3、如果长期反复取血,应先靠近鼠尾末端穿刺,以后再逐渐向近心端穿刺。
3、眼眶静脉丛采血:体重2０－２5g得小鼠每次可采血0.2－０、3ml;体重200-3０0g大鼠每次可采血0.5—1、0mｌ,可适用于某些生物化学项目得检验、４、断头取血:采血者得左手拇指与食指以背部较紧地握住大(小)鼠得颈部皮肤,并作动物头朝下倾得姿势、右手用剪刀猛剪鼠颈,约1/２-４／5得颈部前剪断,让血自由滴入盛器。
小鼠可采用约0。
8~1、２mｌ;大鼠约5—10ｍl。
5、心脏采血:鼠类得心脏较小,且心率较快,心脏采血比较困难,故少用。
若做开胸一次死亡采血,先将动物作深麻醉,打开胸腔,暴露心脏,用针头刺入右心室,吸取血液。
小鼠约0、５—０、6ｍｌ;大鼠约０。
8-１、2ml。
１、浅麻醉大鼠２、四肢展开固定在平板上３、按常规碘酒、酒精消毒后ﻫ4、用食指感觉心博最动处ﻫ5、大约在胸骨下缘１／3处、稍偏左０。
2—０。
５左右得地方垂直进针(1/４号)ﻫ6。
针头抵心脏有明显得搏动感,再稍进针,有空虚感,血液跳跃而上针腔ﻫ７、从血液得颜色很容易判断在心室还就是心房,一般都在心室８.多次同一大鼠得心脏采血,切记初次进针得位置及深度,不要随意更换固定姿势!9、我每次取1ml血液,大约可操作4—５次(200g大鼠)６.颈动静脉采血:先将动物仰位固定,切开颈部皮肤,分离皮下结缔组织,使颈静脉充分暴露,可用注射器吸出血液。
在气管两侧分离出颈动脉,离心端结扎,向心端剪口将血滴入试管内。
离心取上清后,余下得红细胞加适量生理盐水从尾静脉中回输给大鼠,这样可能对大鼠得血量、体内药物得浓度等影响均小些。
大鼠取血方法及注意事项
大鼠取血方法及注意事项以大鼠取血方法及注意事项为标题，我们将详细介绍大鼠取血的步骤和需要注意的事项。
大鼠取血是实验室常用的操作步骤之一，正确的取血方法能够确保实验结果的准确性和可靠性。
一、大鼠取血的方法1. 麻醉大鼠：在进行大鼠取血前，首先需要麻醉大鼠。
常见的麻醉方式包括：静脉注射麻醉剂、吸入麻醉剂或麻醉气体等。
选择合适的麻醉方式应根据实验的需要和大鼠的品系、年龄等因素来确定。
2. 选择合适的取血部位：大鼠取血可选择的部位有尾静脉、颈静脉、股静脉等。
一般情况下，常用的取血部位是尾静脉，因为该部位较容易操作且出血量较大。
3. 准备取血器材：取血器材包括注射器、针头、血管夹等。
注射器的容量应根据实验需要来选择，一般常用的是1ml或3ml的注射器。
针头的选择应根据大鼠的大小来确定，一般较小的大鼠可选择22G 或23G的针头。
4. 清洁取血部位：在进行大鼠取血前，需要先用70%酒精或碘酒等消毒液清洁取血部位，以避免感染。
5. 插入针头：将针头插入静脉血管中，一般插入角度为30度左右，插入后要确保针尖进入血管腔内。
6. 固定针头：当针头插入到合适的位置后，需要用血管夹固定住针头，以防止针头脱出或移位。
7. 采集血液：打开注射器的活塞，缓慢地抽取所需血液量。
在抽取血液时，要注意避免对大鼠造成过度的伤害或疼痛。
8. 停止出血：当取得足够的血液样本后，可以用消毒棉球轻压在取血部位，帮助止血。
9. 处理取血部位：取血结束后，要及时用消毒液清洗取血部位，以防止感染。
二、大鼠取血的注意事项1. 需要遵守实验伦理规范：在进行大鼠取血前，需要确保已经获得了相关的伦理批准，并遵守实验动物的使用和保护规定。
2. 需要专业技术人员操作：大鼠取血需要经过专业培训和指导后才能进行，确保操作的准确性和安全性。
3. 需要注意大鼠的健康状况：在进行大鼠取血前，需要确保大鼠的健康状况良好，没有明显的疾病或受伤。
4. 需要合理控制取血量：取血量应根据实验的需要来确定，避免过度取血造成大鼠的伤害。
大鼠取血方法
大鼠取血方法1. 割（剪）尾采血：当所需血量很少时采用本法。
每鼠一般可采血10余次以上。
小鼠每次可取血0.1ml ,大鼠0.3〜0.5ml。
1.4見尖采血才法将大杖囲進好•阳50乜左右SL水根池城部妁2 mm1⅛⅛-充IftG,ffl⅛消Sr擦干⅛⅛（Wifi⅛≠术旳的去尾尖3 ■ 10mm. 从用根那向尼尖檢忙血Fl朋尖M⅛.此法町采L5-2 BlL血液•2. 鼠尾刺血法：大鼠用血量不多时（仅做白细胞计数或血红蛋白检查），可采用本法。
先将鼠尾用温水擦拭，再用酒精消毒和擦拭，使鼠尾充血。
用7号或8号注射针头，刺入鼠尾静脉, 拔出针头时即有血滴出，一次可采集10〜50mm3。
如果长期反复取血，应先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐渐向近心端穿刺。
3. 眼眶静脉丛采血：体重20-25g的小鼠每次可采血0.2-0.3ml ;体重200-300g大鼠每次可采血0.5-1.0ml ,可适用于某些生物化学项目的检验。
将Λ∣N∣⅛i⅛庄实验台边SSr左手抓囂大K⅛M½肤Bl定头部,井轻轻向下压迫!RliJ*⅛Λ1□用導先稚备好的W 号舍JM甘头顶蝎（怦尖斛閒朝内人垂i⅛插人内就并向眼底方向转⅛IUffl切开押体丛「血敕便会连缨不Ilft地溝人采血UQ用此法大约可⅛3*5 mLΛι⅛β取血宪毕•立刻用压迫Ih环境材料氏时闫揉屮∙⅛⅛BM宽½≠]⅛J÷ ft J步驟同时操作]0.9rπm X 10Onflm J背牛人习櫃便用T⅛⅛骨—断.3⅛nmm,弁去屮阀段=EP 曲虻人0.1% IH-比钠< >150U∕myJ OJ rrL.均匀涧湿・50V⅛下I輻适帀ImL伞Iil的抗甌¾μi⅛V<取血则感须熒InJ衿住骨的质昂・h⅛⅛≠ll. 逓当劣备.：D ⅛⅛T.⅛:'1ΓB⅛⅛⅛'";* ■ ■ ■ ■ ■ ■ ■ ■ ■ ■ ■ ■ ■I ■ cm ■ ■ ■ ■ ■ ■ ■ ■■ ■琴LC≡E^JiAjaw f⅛⅛i1 Ml ■. ■■ IV ■■■. >■ -κ∙■动物处理功物作亟耍求权不% J 25Og给西前禁的2∙24h・给药前探前0.5-1 ∙0h fe0.5-1.0% IV/W）给水实验粥问•补充休液∙H前苛煜为:取Ifc质常胃给予等统计4•理社加衙帝樹涪液・实验之后,外用泊炎药涂布眼部2 <：；#• H A ・∣∙・「. ∙Mhl片火. .1：：ITfteOiU ImΛ<. Bjihl <>∣<rw<. fw« U4K( ∣dΛUIKMHKIA• T S12LF保定2压迢颈曽3J½HΛ入4固定采血5去背止Jft6∏A⅛fi⅛J4.叵定身怎.圧住石⅛∙放桧手祈，緞轿毛Mh沆畅出血.6血样曾轻轻罷匀,防止窠血・濤血・SteP 1A建议；L于内MtJI •涌陆止摟見：B -Λ⅛*÷⅛;C开址必倾卑牢ea定隹头邙头那乱动.4LftX^⅛f!⅛¾.且鬲牧咬伤;D可衣此叶将丸只取如的的乍羽剪掉.彷止按E栽£・1 •料大⅛⅛∙i⅛βfct±.捋钟*3 •右手持“曾从纹内*部，与EL土脱45的.AiU^A5・取血丸成，之氐瞼去歿部压力•再采去界拔出，按圧Ii 上.1左手保定SICPLft大鼠按压在亂笼上. iJ&UJfff：IWt2・紧携頤都，R追頌两侧.使卑突出•匝后铮脉丛充血r*ge 7Stcp2A 可« f∙ A^⅛fe⅛eu^Λ ⅛ f5s 突出.w B Λ⅛λ扎JIU ♦窑・保送爪緊钓司时.不∙t λii.便其t.t Λ亡•Step3A 针⅛<tΛ⅛∣S)lR*・*1入后再转 一定角度便斜面廿着ERllJ &界；B 制入凍度.小RZZ 大区 约45∙n ・考禺型有Hl 力时即护止∙⅛⅛∙ 同时.管逼出约0. 1-0. 5ιWr ・边¾⅛< 转； C 不要使用管的尖位伶利期描入• 场穷璇購碎片右叹内，迪成持纹伤芳. 使埒下次反抗增“； D 拿昔的子要保持工净，常血潢的 子損不妥4*狀管的的⅛⅛,另龟反疑血・ 可刃鮮水搏洗・Stcp2. ⅜. Λ⅛ 茂两侧・使IR交出.屯一I 后静脉丛Jt血 Stcpl WL 內如,45 ΓΛΛ.戎转倒 入，夂转谴出.A -般血减速戊快•证明∙tt膩了IKIf劝脉■⅛⅝AΛrX<ft.证明要调怒皂侦胥的位JL 占液祁克釘爼保中了，没版毛师打漉出来；B岀血过租Q知週到出£不杨不用着宦械毛如管可以调兰一下毛细管的扎入付Jf或深戎浅的找止一下&会t¼Λ出；C加肴“浹已经冬毛hr⅛中｛固必须込迫拔除毛细管，再搽工净眼哺・f*∣Mf4L4t;D筝到出血点将力it 删到大Il的身体上大鼠出现英动的惜况檢大的一邯分力是他旳M 吹仗出来约保迄抱的后咬尢法乱蹬就瓮很好的供定大鼠•集后传中指和*第处・、•U可以保IT血淹的雁畅Slop5.4tiι½A.・±ff ⅛1Λ*Λ力.⅛<⅛SICP SA自曙自繪宣的血量G∙即冷±3千璘部的圧力.同时.并覆土茎抜出.以防土术6£併扎出直.B 尿乞把IjlltflaiΛ⅛>it∣∣干冷，遊丸储块附徇下次2・6>UΛM 匀Stcp6.Λ4⅛ UteΛ<J.---- 障止心・潺血StCP 44同龙采血Sιcp4•阖丸身体.坊滋，披松手4⅛, M 毛⅛e管・Λ¼⅛⅛.2｛锻出•扶/1止血∖ -* IlIlJf≠∣⅛⅛ιfl絮丹事第拭耳*⅞∕->l01 : w√>前五点（4 丁4昭一厉^<6O⅛∣⅛w O4.断头取血：采血者的左手拇指和食指以背部较紧地握住大（小）鼠的颈部皮肤，并作动物头朝下倾的姿势。
大鼠和小鼠的采血方法
大鼠和小鼠的采血方法1.麻醉方法：在采血前，先给大鼠或小鼠进行麻醉，以减少它们的疼痛感受。
常用的麻醉方法有以下几种：-静脉麻醉：将合适剂量的麻醉剂通过尾静脉或背静脉注射给大鼠或小鼠，使其进入麻醉状态。
-吸入麻醉：将麻醉气体或气溶胶通过麻醉箱或麻醉罩给大鼠或小鼠吸入，达到麻醉效果。
-局部麻醉：将麻醉剂涂抹在采血部位的皮肤上，使局部麻木，减少疼痛感。
2.采血部位：常用的大鼠采血部位有尾静脉、颈静脉、眼眶突静脉等，而小鼠采血部位则有尾静脉、颈静脉、眼眶突静脉、前肢静脉等。
3.采血工具和器材：-采血针：选择合适大小的采血针，不同大小的动物需要选择不同规格的针头。
-注射器：用于抽取和储存血液样本的容器。
常用的有离心管、毛细管等。
-注射器插管：将采集到的血液导入注射器中储存。
4.采血方法：-尾静脉采血：将大鼠或小鼠的尾巴用温水浸泡，使其尾部静脉扩张。
然后用酒精消毒尾巴，用手指轻轻压住尾部静脉靠近尾根的部位，使尾尖鼓胀，再用采血针针尖刺破尾尖的皮肤，顺着静脉方向将血吸入注射器中。
-颈静脉采血：将大鼠或小鼠定位于侧卧位，用酒精消毒颈部的皮肤。
手指轻轻压住颈侧的静脉，使其充血，然后用采血针针尖针插入触及到静脉，将血液吸入注射器中。
-眼眶突静脉采血：先给大鼠或小鼠进行眼眶突的局部麻醉，随后用消毒酒精将眼眶突部分消毒。
再用适当大小的针头插入眼眶突静脉，将血液抽取到注射器中。
5.采血后的处理：-停血：采血后需用无菌棉球或无菌纱布轻轻按住针刺处，让血液凝结停止流血。
-保存：将采集到的血液样本转入离心管中，用离心机离心，分离血浆和血细胞。
将血浆或血细胞储存在冷冻管中，冷冻保存。
以上就是大鼠和小鼠采血的最全方法。
在进行采血操作时，需要注意动物的麻醉和疼痛管理，操作要轻柔、快速、准确，以减少动物的痛苦和疼痛。
另外，为了确保采血的科学性和准确性，还需要遵守实验室的相关规范和伦理要求，确保实验与动物实验道德的合理性。
大鼠取血方法
大鼠取血方法1. 割（剪）尾采血：当所需血量很少时采用本法。
每鼠一般可采血10余次以上。
小鼠每次可取血0.1ml，大鼠0.3〜0.5ml。
1.4見尖采血才法将大杖囲進好•阳50乜左右SL水根池城部妁2 血骨充血后•用球消黑、擦干BU匕用消澎手术旳的去尾尖3 ■ 10mi叭魅后从用根那向尼尖檢忙血fl朋尖流岀。
此法町采L5-2 mL2. 鼠尾刺血法：大鼠用血量不多时（仅做白细胞计数或血红蛋白检查），可采用本法。
先将鼠尾用温水擦拭，再用酒精消毒和擦拭，使鼠尾充血。
用7号或8号注射针头，刺入鼠尾静脉, 拔出针头时即有血滴出，一次可采集10〜50mm3。
如果长期反复取血，应先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐渐向近心端穿刺。
3. 眼眶静脉丛采血：体重20-25g的小鼠每次可采血0.2-0.3ml ;体重200-300g大鼠每次可采血0.5-1.0ml，可适用于某些生物化学项目的检验。
将天M冊建庄实验台边Sfir左手抓囂大區拥那皮肤囿定头部，井轻轻向下压迫用導先稚备好的io 号舍JM甘头顶蝎（怦尖斛閒朝内人垂氏插人内就并向眼底方向转动以便切开押体丛「血敕便会连缨不斷地溝人采血用此法大约可取？-3 取血宪毕•立刻用脱册郴压迫也环境材料0.9mm x 100mm,背牛人习櫃便用丫经常骨—断.30mm晴、弁去屮阀段=EP 曲虻人0.1% IH-比钠< >150U/mgJ 0J mL-均匀涧湿・50P减下I輻适帀1mL伞血的抗甌效果肛人取血则感须熒I R J衿住骨的质昂.杯号井汕. 邀当劣备.1 Mi ■. ■■ iV ■■■. >■ -K> ■宽敬台曲*輕了F组多步驟同时操作］| ■ cm ■ ■ ■ ■ ■ ■ ■ ■■ ■琴L9tt»EP&J动物处理功物作亟耍求权不% J 250g给西前禁的2・24h・给药前探前0.5-1-Oh fe0.5-1.0% iV/W）给水实验粥问•补充休液.H前苛煜为:取血质常胃给予等统计4•理社加衙帝樹涪液.实验之后,外用泊炎药涂布眼部2 <1AF保定2压迢颈曽3加的剌入4固定采血5去背止jft 6样加擂匀4.叵定身怎.圧住石肢，放桧手祈，緞轿毛ML沆畅出血.6血样曾轻轻罷匀,防止窠血・濤血.Step 1A建议；L于内枚鼻•涌陆止摟見：B 一定更帶手豪；C开址必倾卑牢83定隹头邙头那乱动.扎位JT黑易棉僞离.且易枕咬伤:D可衣此叶将丸只取如的的乍須剪掉.彷止按总栽£・1 •料大R歿壬牲歐1±.捋钟*3 •右手持“曾从纹内*部，与6L土脱45的.从轻剌入5•取血丸成，之EF瞼去歿部压力.再采去界拔出，按圧吐上.1左手保定Stcpl.W大鼠按压在亂笼上.il&Wfff：藝部t2•紧携頤都，R追頌两侧.使卑突出・匝后铮脉丛充血r»ge 7•押•Stcp2A 可円管试来鼻段碰Cl 球是否巳疑 突出.1'此甘丈乱反此身扎JU ♦窑・保送 爪緊钓司时.不ttKii.便其宣息死亡.Step3A 针头钎面走尙at 班・的入后再转 一定角度便斜面廿着瓯聊&界；B 制入凍度.小区为2・4・大区 釣卜X ・考禺型有也力时即护止牠进. 同时.管逼出约0. 1-0. 5twr ・边迅边就 转；C 不要使用管的尖位伶利期描入. 场穷璇購碎片右叹内，迪成持纹伤芳. 使埒下次反抗增“；D 拿昔的子要保持工净，常血潢的 子損不妥搽狀管的的坊，另龟安疑血・ 可刃鮮水搏洗・Sgp2•禁祖fiS 部.压迪 it两侧・使銀交出.屯一I 后静脉丛It 血Step! WL 內如, 45匸夬代・戎转倒 入，夂转谴出.A -般血减速戊快.证明•«膩了殴匝劝脉. 如舉白兀迄皮慢.证明要调怒皂侦胥的位JL 占液祁克釘爼保中了，没版毛师打漉出来；B岀血过租*知週到出£不杨不用着宦械毛如管可以调兰一下毛细管的扎入付Jf或深戎浅的找止一下&会玄新沉出；C加肴“浹已经冬毛fw$中｛固必须込迫拔除毛细管，再搽工净眼哺.f*JMf4L4t；D筝到出血点将力it 删到大II的身体上大鼠出现英动的惜况檢大的一邯分力是他旳吉吹仗出来约保迄抱的后咬尢法乱蹬就瓮很好的供定大鼠.集后传中指和*第处… •U可以保iL血淹的雁畅5去育止ItStep SA自曙自繪宣的血量6.即冷去3千到1部的圧力.同时.并覆土茎抜出.以防土术6 £併扎出直.B尿乞把1RM罔18的血潢摄干冷，遊丸储块附徇下次2・6"品摇匀S"M・血桿片U经汎勺.---- 障止心・Step 44同龙采血・ ±fr 力.将集血2｛锻出.扶/!止血\ -* II4.断头取血： 采血者的左手拇指和食指以背部较紧地握住大 （小）鼠的颈部皮肤，并作动物头 朝下倾的姿势。
大鼠全血分离血浆步骤
大鼠全血分离血浆步骤
分离大鼠全血以获取血浆是实验室常见的操作步骤，通常包括
以下几个步骤：
1. 采集血液样本，首先需要选择合适的大鼠，通常是通过尾静
脉抽血或心脏穿刺的方式采集全血样本。
在采集血液之前，需要确
保使用无菌技术和合适的工具，以避免样本受到污染。
2. 抗凝剂处理，一般情况下，采集的全血样本需要立即添加抗
凝剂，常用的抗凝剂包括EDTA（乙二胺四乙酸）和肝素。
抗凝剂的
添加可以防止血液在分离过程中凝固，确保血浆的纯净度和完整性。
3. 离心分离，将抗凝血全血样本置于离心管中，然后进行离心
分离。
通常情况下，离心速度和时间的选择取决于实验的要求，一
般来说，较高的离心速度和时间可以得到更纯净的血浆。
离心后，
血浆会沉淀在离心管的上层，而红细胞和白细胞则沉淀在下层。
4. 收集血浆，将离心后的血浆小心地从离心管中吸取出来，避
免将底部的细胞沉淀物一同吸取。
收集后的血浆可以用于后续的实
验操作，如酶联免疫吸附实验（ELISA）、凝血功能检测等。
需要注意的是，在整个分离血浆的过程中，应当严格遵守无菌操作规范，以确保血浆样本的纯净度和可靠性。
另外，分离血浆的步骤也可以根据具体实验要求进行微调和优化。
大鼠股动脉采血
大鼠的麻醉
深度麻醉：10%水合氯醛腹腔注射，剂量0.3ml/100g。
于麻醉前称重。
2.2大鼠股动脉取血
将大鼠麻醉后，仰卧位固定，根据股动脉搏动情况确定股动脉的位置和走行方向，以8%硫化钠脱毛，碘酒酒精消毒皮肤，沿股动脉方向纵向切开皮肤，以血管钳钝性分离肌肉，暴露股动脉鞘。
股动脉鞘中由内到外依次是：股静脉、股动脉、股神经，直径由粗到细，其中粉红色且触之有搏动的即为股动脉，以玻璃分针沿血管走行方向钝性分离股动脉鞘，完全游离股动脉约5-8mm，注意保护股神经，并避免损伤股动脉的细小穿支。
以2%的利多卡因浸泡股动脉30s，以缓解血管痉挛，扩张动脉管径。
以无菌棉球蘸净利多卡因，以玻璃分针挑起股动脉将硬膜剥离子垫于股动脉下使其固定，将1ml注射器以1%肝素钠润管后，左手固定硬膜剥离子，右手持针斜面向上，针尖与股动脉成角约10度，沿股动脉走行方向向近心端穿刺、取血，结束后棉球按压穿刺部位3-5分钟止血。
以10%双氧水、庆大盐水（400u/ml）冲洗创面数次，小圆针细线连续缝合皮肤切口，再次酒精消毒。
大鼠眼眶采血标准操作规程
大鼠眼眶采血标准操作规程
目的：本标准描述实验人员进行大鼠眼眶采血的操作规程。
规程
1.按大鼠乙醚麻醉标准操作规程将大鼠浅麻醉。
2.采用侧眼向上固定大鼠体位，左手拇食指从背部较紧地握住大鼠的颈部（应防止动物窒息）。
3.取血时，左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧，使头部静脉血液回流困难，眼球充分外突，眶静脉丛充血。
右手持长颈(3～4cm)硬质毛细玻璃管（内径0.5mm～1.0mm），将采血管与鼠成45°角，在泪腺区域内，用采血管由眼内角在眼睑和眼球之间向喉头方向刺入。
4.刺入深度约为4mm～5mm，当达到蝶骨感到有阻力时，再稍后退0.1mm～0.5mm，边退边抽。
5.然后将采血管保持水平位，稍加旋转并后退吸引，由于血压的关系，血液即自动流入玻璃管中。
6.得到所需的血量后，即除去加于颈部的压力，同时拔出采血管。
为防止术后穿刺孔出血，用消毒纱布压迫眼球30秒。
体重200g～300g大鼠每次可采1ml～2ml血；间隔3d～7d采血部位大致修复。
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大鼠取血方法
1、割(剪)尾采血：当所需血量很少时采用本法。
每鼠一般可采血10余次以上。
小鼠每次可取血0、1ml，大鼠0、3～0、5ml。
2、鼠尾刺血法：大鼠用血量不多时(仅做白细胞计数或血红蛋白检查)，可采用本法。
先将鼠尾用温水擦拭，再用酒精消毒与擦拭，使鼠尾充血。
用7号或8号注射针头，刺入鼠尾静脉，拔出针头时即有血滴出，一次可采集10～50mm3。
如果长期反复取血，应先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐渐向近心端穿刺。
3、眼眶静脉丛采血：体重20-25g得小鼠每次可采血0、2-0、3ml；体重200-300g大鼠每次可采血0、5-1、0ml，可适用于某些生物化学项目得检验。
4、断头取血：采血者得左手拇指与食指以背部较紧地握住大(小)鼠得颈部皮肤，并作动物头朝下倾得姿势。
右手用剪刀猛剪鼠颈，约1/2-4/5得颈部前剪断，让血自由滴入盛器。
小鼠可采用约0、8～1、2ml;大鼠约5-10ml。
5、心脏采血：鼠类得心脏较小，且心率较快，心脏采血比较困难，故少用。
若做开胸一次死亡采血，先将动物作深麻醉，打开胸腔，暴露心脏，用针头刺入右心室，吸取血液。
小鼠约0、5-0、6ml；大鼠约0、8-1、2ml。
1、浅麻醉大鼠
2、四肢展开固定在平板上
3、按常规碘酒、酒精消毒后
4、用食指感觉心博最动处
5、大约在胸骨下缘1/3处、稍偏左0、2-0、5左右得地方垂直进针（1/4号）
6、针头抵心脏有明显得搏动感，再稍进针，有空虚感，血液跳跃而上针腔
7、从血液得颜色很容易判断在心室还就是心房，一般都在心室
8、多次同一大鼠得心脏采血，切记初次进针得位置及深度，不要随意更换固定姿势！
9、我每次取1ml血液，大约可操作4-5次（200g大鼠）
6、颈动静脉采血：先将动物仰位固定，切开颈部皮肤，分离皮下结缔组织，使颈静脉充分暴露，可用注射器吸出血液。
在气管两侧分离出颈动脉，离心端结扎，向心端剪口将血滴入试管内。
离心取上清后，余下得红细胞加适量生理盐水从尾静脉中回输给大鼠，这样可能对大鼠得血量、体内药物得浓度等影响均小些。
颈动静脉插管:
1、麻醉后手术,大鼠固定后头朝自己,颈部中线附近开1-2厘米口,用弯止血钳钝性分离,动脉在中间,静脉比较靠边,而且分支较多,找到较粗得部分,小心,耐心分离,用线结扎远心端,在近心端预置一结扎用线,用止血钳牵拉远心端线,使血管充盈,显微剪剪开小口,插管,结扎、插管封口、(打结即可)
2、动脉方法相似、
3、将动静脉插管引至背后,分清动静脉,一般手术后17小时或更长时间开始给药,取血,通常动脉取血,静脉给药,期间要用肝素冲管道、
颈静脉采血：采血者可以站在动物头端，不需要麻醉动物，用个硬纸筒稍固定头部防止动物咬，左手固定将头部稍向左扭一下，会瞧见出现一个三角区，右手持注射器平行于三角区正中进针就可以了。
左右两边颈静脉均可以采，采左边时上面得操作反方向。
从锁骨上方，紧贴锁骨中间得地方进针，这个位置很重要！！！！！！！！！！
进针后，稍稍抽下针管，如果没有血，则往前或向后走下针头，其实我得经验就是大都就是向前扎得太多了，应往后抽下针头。
如果有血，哈哈，固定住注射器抽血吧。
抽完2 ml，大鼠100%存活得
7、腹主动脉采血:最好先将动物麻醉，仰卧固定在手术架上，从腹正中线皮肤切开腹腔，使腹主动脉清楚暴露。
用注射器吸出血液，防止溶血。
或用无齿镊子剥离结缔组织，夹住动脉近心端，用尖头手术剪刀，剪断动脉，使血液喷入盛器。
8、股动(静)脉采血:
①先由助手握住动物，采血者左手拉直动物下肢，使静脉充盈。
或者以搏动为指标，右手用注射器刺入血管。
体重15-20g 小鼠采血约0、2-0、8ml，大鼠约0、4-0、6ml。
②在大鼠麻醉状态下，固定，仰卧位固定，在大鼠得左侧腹股沟处切口，暴露股动静脉，分离并分别插管（插管中要求有肝素盐水并在插管得一头接上三通方便取血使用），取血。
注意：
药动学实验一般不主张麻醉，因此动脉插管不应使用，而且大鼠血量有限，不适合短时间内多次取血，取血量过大会直接影响大鼠生理状态，即使得到一些数据，意义也不大。
目前比较可行得办法就是在每个时间点各取一组大鼠得血，再进行求算。
尾静脉取血不行，血量有限，而且采集时间太慢，根本来不及。
眼底静脉取血倒就是可行得，血量最多得一回，我曾经取到过接近4ml,一般可以在1ml 以上，但取血有一定难度，时间长了，手就受不了了，我得经验就是可以浅麻一下，用乙醚短时间麻醉，让鼠没有太大力气就可以，而且对实验结果没有明显影响，但要几个人合作，准确掌握好取血得时间。
一个老鼠仅仅作为一个时间点得话，就从眼眶取血，大概200克大鼠可以取6ml左右，最好不要进行麻醉，只要毛细管在眼眶后扎对位置，血会象自来水一样流得，一开始得劲过了就不太挣扎了。
如果就是单个大鼠连续取血，也可用本法，就就是最多一次不可超出1ml，最好就是0、5-0、6ml，并且适当在消除期补充生理盐水腹腔注射。
尾静脉得血没有眼眶出得快，很慢得，取用量少还可以，在取前用甲苯擦一下，使静脉扩张，然后用注射针头（经肝素润湿过）扎进去，直接就会慢慢滴出来得。
刚开始抓它时温柔点，然后使其眼充分突起，迅速扎入并旋转，一般很快就出血。
但此时它们可能会比较凶，您手卡着它脖子并牢牢地把它按在笼盖上，只要手别软，别心疼它，应该没问题得。