动物实验基本操作技术
小鼠实验的基本技术和方法
小鼠实验的基本技术和方法小鼠实验是生物实验中常用的实验方法之一，主要用于研究生物学、药理学、毒理学等领域。
以下将介绍小鼠实验的基本技术和方法。
一、小鼠的选材与饲养1.小鼠的选材：选取体重相近、同龄、同性的小鼠作为实验对象，并确保其健康状态。
2.小鼠的饲养：小鼠应在洁净、无臭、适温的实验动物房进行饲养。
提供适宜的饲料和清洁的饮水，保持适定的饲养环境，有规律地进行日常护理，确保小鼠的健康和舒适。
二、小鼠实验的基本技术1.注射技术：常用的小鼠注射技术包括静脉注射、皮下注射、腹腔注射等。
操作时应注意选用适当的注射器和针头，避免伤害到小鼠的内脏和组织。
2.静脉采血技术：静脉采血是获取小鼠血液样本的一种常用技术。
通常采用静脉穿刺的方式，先选定采血部位，再使用适当的器具（如针管）进行采血。
3.取脏器技术：小鼠解剖和取脏器是许多实验研究的必要步骤。
这包括心脏、肺、肝脏、脾脏等器官的解剖和获取。
操作时应尽量避免伤害到脏器，确保获取到完整可用的样本。
4.外周血细胞计数：通过采集小鼠的血液样本，使用血细胞计数仪进行细胞计数。
这是评估小鼠免疫功能、全血红细胞计数和血红蛋白浓度的重要方法，有助于评估一些疾病或药物对血液系统的影响。
三、小鼠实验的常用方法1.急性毒性实验：通过给小鼠灌胃或注射一定量的物质来观察其毒性反应，包括死亡率、体重变化、行为异常等。
根据实验设计的需要，可以使用LD50（半数致死量）等指标来评估物质的毒性。
2.慢性毒性实验：将小鼠长期接触一定浓度的物质，观察其对小鼠生理和行为的长期影响。
常用的实验方法包括饮水或饮食添加剂量法、慢性面毒研究等。
3.细胞培养和移植：通过培养小鼠的细胞，观察其在体外的生长和变化。
可以进行细胞增殖、凋亡、分化等方面的研究。
此外，还可以将小鼠的细胞或组织移植到其他物种中，进行异种移植实验。
4.基因改良和基因敲除：通过基因工程技术，改变小鼠基因组的特定基因，观察其对小鼠生理和行为的影响。
实验动物基本操作技术
实验动物基本操作技术动物饲养是实验动物基本操作技术的核心之一、在实验动物饲养过程中，需要关注以下几个方面的内容：1.饲料和水的供给：不同动物种类对饲料和水的需求有所差异，必须根据种类的需要提供合适的饮食。
同时，要保持饲料和水的干净卫生，定期更换。
2.温度和湿度的管理：动物对温度和湿度的适应能力有限，要提供适宜的环境温度和湿度，确保动物的舒适和安全。
3.条件和设备的维护：保持动物舍内的垃圾清理和消毒工作，保持动物舍的通风良好，还需定期检查设备的功能和安全性，确保工作的顺利进行。
4.动物健康监测：对饲养的动物进行定期体检，观察动物的行为和身体状况，及时发现问题并采取相应的处理措施。
标记是实验动物基本操作技术中另一个重要的环节。
通过给动物进行标记，可以对动物进行个体识别，以便进行个体差异的研究和实验的后续分析。
常用的标记方法包括：1.耳标和足环：适用于鸟类和其他较小的动物。
2.皮下植入芯片：适用于小鼠、大鼠等较大的实验动物，可以在动物身体中植入微型芯片，通过读卡器来读取个体信息。
3.颈环和颈圈：适用于大型鸟类和大型哺乳动物。
取材是实验动物基本操作技术中的重要环节，包括活体取材和死体解剖两种情况：1.活体取材：一些实验需要从活体动物中获得血液、组织、器官等样品，一般采用静脉采血或者穿刺取材的方式。
在实施这些操作时，需要注意动物的安全和舒适，确保操作程序正确。
2.死体解剖：一些实验需要对动物进行死体解剖，获得更加精确的样本。
在进行解剖时，需要注意解剖操作的规范化，防止交叉污染。
检查和观察是实验动物基本操作技术中必不可少的环节。
通过对实验动物进行检查和观察，可以了解动物的健康状况、行为和生理变化等信息，为后续实验数据的解释提供依据。
常用的观察方法包括：1.行为观察：观察动物的一般活动情况，包括精神状态、进食、排便和休息等行为。
2.体征观察：观察动物的体表情况，包括毛发的质量和数量、皮肤的颜色和温度变化等。
总之，实验动物基本操作技术是进行动物实验的基础，包括动物饲养、标记、取材、检查和观察等操作。
动物实验基本操作技术
动物实验基本操作技术动物实验作为一种科学研究手段，常用于医学、生物学等领域的实验研究。
为了确保实验的可靠性和安全性，研究人员需要正确掌握基本的动物实验操作技术。
下面将介绍一些常用的动物实验基本操作技术。
首先，动物实验前，需要对动物进行适当的饲养管理，确保其健康状态。
这包括提供适宜的饲料和饮水，保持合适的环境温度和湿度，以及定期清洁和消毒动物饲养环境。
此外，研究人员还需对动物进行身体检查，以排除可能影响实验结果的健康问题。
其次，对于需要进行手术的实验，研究人员需要具备相关的手术技术。
例如，动物麻醉技术是必不可少的，可以采用静脉注射麻药、局部麻醉或气管插管麻醉等方法。
在动物手术过程中，需要准确切割皮肤或组织，处理血管、神经和器官，以及进行缝合和止血等操作。
因此，研究人员需要熟练掌握相关手术技术，确保手术过程的顺利进行。
此外，动物实验中还常使用动物注射技术。
注射技术包括口服给药、皮下注射、肌肉注射和静脉注射等。
研究人员需要准确计量给药剂量，选择合适的注射部位和注射器具，并注意注射速度和注射途径的选择。
在实验中，研究人员还需要掌握注射后的观察和记录技巧，及时发现和处理可能的不良反应。
另外，动物实验还涉及到采集和处理生物样本的技术。
例如，研究人员需要采集血液、组织或其他体液样本，以进行生化分析、细胞培养或组织学检查等。
采样时需要注意卫生与无菌操作，避免交叉污染。
采样后，研究人员需要合理保存和处理样本，以保证实验结果的可靠性。
此外，动物实验中的数据记录与分析也是十分重要的。
研究人员需要仔细记录实验过程的各种参数，包括实验开始时间、操作步骤、药物剂量、实验结果等。
此外，研究人员还需要进行数据分析，以得出科学合理的结论。
在数据分析过程中，研究人员可以使用统计学方法，如平均值、标准差、方差分析等。
最后，动物实验的伦理与法规也是非常重要的。
研究人员需要遵守相关的伦理规范和动物保护法律法规，保证动物实验的道德性和合法性。
4实验动物学的基本技术操作
4实验动物学的基本技术操作实验动物学是一门研究动物行为、生理、遗传等方面的科学，同时也需要运用一系列的基本技术操作才能开展实验研究。
下面将介绍实验动物学的四个基本技术操作。
一、动物饲养与繁殖技术1.饲养技术：实验动物需要适应良好的饲养环境，包括合适的饲料、饮水、温度、湿度、通风等条件。
饲养员需要按照动物的特性，合理配给饲料，并保证饲养环境的清洁卫生。
2.繁殖技术：实验动物的繁殖对于科研工作至关重要。
繁殖技术包括选配合适的种配、控制营养、饲料等因素，合理管理饲养环境，以提高繁殖率和血缘纯度。
二、动物体内注射技术1.注射剂选择：根据实验需求和动物特性，选择合适的注射剂。
常用的注射剂有生理盐水、葡萄糖溶液、激素、抗生素等。
2.注射器选择：根据注射液体的性质和目的选择合适的注射器。
一般分为无菌注射器、玻璃注射器和胰岛素注射器等。
3.注射部位选择：注射部位的选择需根据实验目的和动物特性，例如，静脉注射一般选择尾静脉、后肢静脉等，肌肉注射一般选择胸肌、腹肌等。
4.操作技巧：进行体内注射前，需要提前准备好所需的注射器和注射液，并将动物固定位置，消毒注射部位。
然后按照注射动作快速、准确地操作。
注射结束后，要观察动物的反应状况。
三、动物行为观测技术1.设定观测指标：根据研究需求，在进行动物行为观测前，需要明确观测指标，例如行为频率、行为时长、社交行为等。
2.观测设备准备：根据观测目的，选择合适的观测设备，如摄像机、传感器、记录表等，并进行准确校准。
3.观测方法选择：根据动物的行为特征和观测目的，选择合适的观测方法，如直接观察法、电子监测法、定点观测法等。
同时也要注意避免过度打扰动物的行为。
4.数据处理与分析：观测结束后，需要对所得到的数据进行整理和分析，以得出科学结论。
通常可以利用计算机软件进行数据的统计和图表化处理。
四、动物解剖技术1.动物解剖准备：进行解剖前，需要准备好所需的解剖工具，如手术刀、镊子、剪刀、解剖针等，并确保工具的消毒和清洁。
动物的基本操作方法
（二）豚鼠采血法
1、耳缘剪口采血 2、心脏采血 3、肌动脉采血 4、背中足静脉取血 （三）兔采血法 1、耳静脉采血 2、耳中央动脉采血 3、心脏取血 4、后肢胫部皮下静脉取血 5、股静脉、颈静脉取血
（四）狗、猫采血法 1、后肢外侧小隐静脉和前肢内侧下头静脉采血 2、股动脉采血 3、心脏采血 4、耳缘静脉采血 5、颈静脉
（一）皮下注射 （二）皮内注射 （三）肌肉注射 （四）腹腔注射 （五）静脉注射 （六）淋巴囊注射 （七）经口给药 （八）其它途径给药
如呼吸道给药、皮肤给药、脊髓腔内给药、小脑延 髓池给药、脑内给药、直肠内给药、关节腔内给药等。
六、实验动物的麻醉
（一）常用的麻醉剂 1、挥发性麻醉剂；2、非挥发性麻醉剂； 3、中药麻醉剂。
➢ 这种标记方法在实验室最常使用，也很方便。 ➢ 编号的原则：先左后右，从上到下。
（二）烙印法
➢ 用刺数钳在动物耳上刺上号码，然后用棉签蘸着溶在酒 精中的黑墨在刺号上加以涂抹，烙印前最好对烙印部位 预先用酒精消毒。
（三）号牌法
➢ 用金属制的牌号固定于实验动物的耳上，大动物可系于 颈上。
➢ 对猴、狗、猫等大动物有时可不做特别标记，只记录它 们的外表和毛色即可。
（二）动物的麻醉方法 1、全身麻醉 （1）吸入法；（2）腹腔和静脉给药麻醉法 2、局部麻醉 3、麻醉注意事项 （1）静脉注射必须缓慢 （2）麻醉时需注意保温
七、实验动物采血方法
（一）小鼠、大鼠采血法 1、割（剪）尾采血 2、鼠尾刺血法 3、眼眶静脉丛采血 4、断头取血 5、心脏采血 6、颈动静脉采血 7、腹主动脉采血 8、股动（静）脉采血
动物实验的基本操作方法
一、动物实验的常用方法
1、复制动物模型法；
2、切开、分离法；
动物实验基本操作
动物实验基本操作一、实验动物的抓取与固定。
（一）小鼠。
1. 抓取。
- 用右手拇指和食指捏住小鼠尾巴中部将其提起，放在鼠笼盖或其他粗糙表面上。
当小鼠向前挣扎时，用左手的拇指和食指迅速捏住小鼠两耳后颈背部皮肤，无名指和小指夹住小鼠尾巴根部，将小鼠固定成头部略向上的姿势。
- 原因：捏住尾巴提起小鼠可以避免小鼠咬伤操作人员，将其放在粗糙表面上是利用小鼠的本能反应（向前挣扎），便于后续准确抓取其颈背部皮肤。
而固定成头部略向上的姿势有利于进行诸如灌胃、注射等操作，并且能防止小鼠咬伤操作人员脸部等部位。
2. 固定。
- 如需进一步固定，可将小鼠放在特制的小鼠固定器内，将其身体和四肢固定好。
也可以将小鼠固定在泡沫板上，用大头针固定其四肢（这种方法常用于解剖实验）。
- 原因：使用固定器可以确保小鼠在实验过程中保持稳定，减少因挣扎而影响实验操作的准确性，同时也能保障操作人员的安全。
对于解剖实验，在泡沫板上用大头针固定四肢可以充分暴露小鼠的身体结构，便于进行精细的解剖操作。
（二）大鼠。
1. 抓取。
- 先用右手抓住大鼠尾巴中部，将大鼠提起，放在粗糙平面上。
然后用左手戴防护手套（大鼠体型较大且可能会激烈挣扎，容易咬伤操作人员），从大鼠背部绕到其胸前，拇指和食指捏住大鼠两耳后颈背部皮肤，其余手指握住大鼠身体，将其提起固定。
- 原因：与小鼠抓取类似，先抓住尾巴提起是为了初步控制大鼠，放在粗糙平面上利用其向前挣扎的本能便于后续抓取。
戴防护手套是因为大鼠的咬合力较强，为了防止操作人员受伤。
2. 固定。
- 可将大鼠放入大鼠固定器中固定。
对于需要进行手术等操作的大鼠，也可将其麻醉后固定在手术台上，用绑带固定其四肢。
- 原因：固定器和手术台固定都能保证大鼠在实验过程中保持稳定，使实验操作能够顺利进行，尤其是在进行需要精细操作的手术时，稳定的固定是确保手术成功的关键因素之一。
二、实验动物的给药操作。
（一）口服给药。
1. 灌胃法（以小鼠为例）- 准备好灌胃针（一般为特制的金属针具）和相应的药物溶液。
动物实验的基本操作方法
动物实验的基本操作方法动物实验是一种科学研究方法，用于研究动物的生理、病理、行为和药理等方面的问题。
在进行动物实验时，必须严格遵守相应的伦理和法律规定，并采取一系列操作措施保证动物的福利和安全。
下面将介绍一些动物实验的基本操作方法。
1.动物选材：选择合适的动物品种和个体，以确保实验结果的准确性和可重复性。
根据实验目的和动物特征，选择合适的动物模型，如小鼠、大鼠、家兔、猪等。
2.动物饲养：为动物提供适宜的饮食、住所和环境条件，确保动物的生理和行为需要得到满足。
饲养动物的场所需要保持清洁、干燥和温度适宜。
饲养员需要定期检查和维护饲养设施，确保良好的饲养条件。
3.动物标记：在实验开始前，通常需要为动物进行标记，以便对个体进行识别和追踪。
常见的标记方法包括使用耳标、颈环、脚环等。
标记方法应该选择无害和可靠的方式，以避免对动物造成不必要的伤害或不适。
4.麻醉和麻醉恢复：在一些实验操作中，需要给动物进行麻醉，以减轻或消除动物可能遭受的疼痛和不适。
麻醉方法应根据动物品种和体重选择合适的药物和剂量，并在麻醉过程中密切观察动物的麻醉深度和生命体征。
在实验结束后，需要给动物提供适当的护理和监测，以保证动物能够恢复到正常的生理状态。
5.动物取样：在一些实验中，需要从动物身体中取样，如血液、组织、尿液等，以进行后续的分析和检测。
在进行取样操作时，需要注意采用无菌操作技术，并控制好取样的时间和方法，以减少对动物的伤害和痛苦。
6.实验控制组：为了保证实验的可靠性和可重复性，通常需要设置实验对照组。
对照组和实验组之间应尽量保持一致的环境和操作条件。
同时，需要收集和记录相关的数据和信息，以便后续的数据分析和结论的推断。
7.实验设计和随机分组：在进行动物实验时，应采用合适的实验设计和统计分析方法，以尽量降低误差和偏差。
实验分组应进行随机分配，以保证所研究的因素对实验组和对照组的影响是均匀的。
8.数据分析和结果解释：在完成实验后，需要对实验数据进行统计分析和结果解释。
动物实验基本操作技术
ｄ．颈静脉
狗、猫、兔
ｅ．心脏
豚鼠、大鼠、小鼠
ｆ．断头
大鼠、小鼠
ｇ．翼下静脉
鸡、鸭、鸽、鹅
ｈ．颈动脉
鸡、鸭、鸽、鹅
第44页/共85页
部 位
动物种类
ａ．股动脉、颈动脉
狗、猴、猫、兔
ｂ．心脏
狗、猴、猫、兔
ｃ．颈静脉
马、牛、山羊、绵羊
ｄ．摘眼球
大鼠、小鼠
第45页/共85页
第34页/共85页
第六节 常规采血方法
第35页/共85页
第36页/共85页
第37页/共85页
第38页/共85页
第39页方法的选择，决定于实验目的所需血量以及动物种类。凡用血量较少的检验如红、白细胞计数、血红蛋白的测定，血液涂片以及酶活性微量分析法等，可刺破组织取毛细血管的血。当需血量较多时可作静脉采血。静脉采血时，若需反复多次，应自远离心脏端开始，以免发生栓塞而影响整条静脉。而研究毒物对肺功能的影响、血液酸碱平衡、水盐代谢紊乱，需要比较动、静脉血氧分压、二氧化碳分压和血液pH值以及 K+、Na+、Cl-离子浓度，必须采取动脉血液。
ａ．尾静脉
大鼠、小鼠
ｂ．耳静脉
兔、狗、猫、猪、山羊、绵羊
ｃ．眼底静脉丛
兔、大鼠、小鼠
d．舌下静脉
兔
e．腹壁静脉
青蛙、蟾蜍
f．冠、脚蹼皮下静脉
鸡、鸭、鹅
第43页/共85页
部 位
动物种类
ａ．后肢外侧皮下小隐静脉
狗、猴、猫
ｂ．前肢内侧皮下头静脉
狗、猴、猫
ｃ．耳中央动脉
体重/g
150～210 170～240 210～270 240～320
第18页/共85页
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4
二、豚鼠的抓取固定法
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5
三、家兔的抓取固定法
2016/8/25
6
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7
第二节 性别鉴定
一、大、小鼠的性别鉴定
2016/8/25
8
二、兔的性别鉴定
Female
Male
2016/8/25
9
第三节 年龄的大致判断
一、大、小鼠 1. 根据形态鉴定日龄（大、小情况基本一样）
2016/8/25 26
动物编号： 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 随机数字：78 38 69 57 91 0 37 45 66 82 65 41 组 别：乙 乙 甲 甲 甲 乙 甲 甲 乙 乙 甲 甲 现在以随机数字的奇数代表甲组，偶数代表乙 组，则编号为 3 、 4 、 5 、 7 、 8 、 11 、 12 号分入甲 组，而1、2、6、9、10号分人乙组。因两组数字 不等，继续用随机方法将甲组多余的一只调整给 乙组，从上面最后一随机数字41，接下去抄一个 数为62，以7除之(因甲组原分配7只)得6，即把原 分配在甲组的第6个甲(即11号大鼠)调入乙组。
2016/8/25 27
如果甲组多两个，则接下去抄两个数。分别 以8，7除之，余数即指要调入乙组的第几个甲， 余此类推。最后各组的鼠数就相等了。调整后 各组鼠的编号为： 组别 鼠的编号 甲组 3 4 5 7 8 12 乙组 1 2 6 9 10 11
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(二)当分为三组时 例：设有雄性的 SD 大鼠 12 只，按体重大小依次 编为 1 ， 2 ， 3 ， … ， 12 号，试用完全随机的方法， 分为A、B、C三组。 分组方法：假设所定的点是随机数字表第 40行17 列的08，则从08开始，自左到右抄12个随机数字： 动物编号： 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 随机数字：08 27 01 50 15 29 39 39 43 79 69 10 除 3 余数： 2 0 1 2 0 2 0 0 1 1 0 1 组 别： B C A B C B C C A A C A 调整组别：B
e．腹壁静脉
青蛙、蟾蜍
f．冠、脚蹼皮下静脉 鸡、鸭、鹅
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44
２．取中量血
部位 ａ．后肢外侧皮下小隐静脉 ｂ．前肢内侧皮下头静脉 动物种类 狗、猴、猫 狗、猴、猫
ｃ．耳中央动脉
ｄ．颈静脉
兔
狗、猫、兔
ｅ．心脏
ｆ．断头 ｇ．翼下静脉
豚鼠、大鼠、小鼠
大鼠、小鼠 鸡、鸭、鸽、鹅
ｈ．颈动脉
2016/8/25
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第四节 妊娠检查
雌性动物妊娠后会发生一系列的复杂变化。为 了在配种以后能及时掌握雌性动物是否妊娠、妊 娠的时间及胎儿和生殖器官的异常情况，采用临 床和实验室的方法进行检查，称为妊娠检查，又 称妊娠诊断 (pregnancy diagnosis) 。通过妊娠检查， 可以及时地对雌性动物加强护理或再次配种，以 保护母体和胎儿的正常发育，避免胎儿早期死亡 和流产及减少繁育时间的损失。妊娠检查不但要 求准确，且及早确诊更为重要。
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随机数字 33 46 9 52 68 7 除 数 6 5 4 3 2 1 余 数 3 1 1 1 2 1 随机排列 C A B D F E 上列第一个随机数字余数为3，意即将6个字母中 列在第三位的字母 C写在该数下，第二个数宇的余 数为1，即在剩下的5个字母列在第一位的A写在该 数字下面，余此类推。
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2. 根据体重鉴定日龄 ⑴ 小鼠日龄与体重的对应
日龄/d 体重/g 初生 1.8 5 4.0 10 6.0 15 11.0 20 15.0 25 21.0 30 21.0
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三、家兔的采血方法 1．心脏采血 2．耳中央动脉采血 3．耳静脉采血
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40
四、狗、猫的采血方法 1 ．后肢外侧跗外静脉、内侧隐静脉、前肢内侧 皮下头静脉采血 2．股动脉采血 3. 心脏采血同大、小鼠心脏采血 4．耳缘静脉采血同兔耳缘静脉采血
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以3除各随机数字，若余数为l，即该鼠归A组；余 数为2，归人B组；余数为3，归入C组。结果A组为4 只， B 组为 3 只， C 组为 5 只。 C 组多一只应调入 B 组。 方法同上。仍采用随机方法；从 10 后面接着抄，为 61。除以5，余数为1，则将第一个C，即第2号鼠调 入B组。调整后各组鼠的编号如下： 组别 鼠的编号 A组 3 9 10 12 B组 l 2 4 6 C组 5 7 8 11 对于将动物随机分为四组或更多组原理基本一致
35
第六节 常规采血方法
一、大、小鼠的采血方法 1．颈静脉或颈动脉采血 2．股静脉或股动脉采血 3．心脏采血 4．尾部采血 5．眼眶采血 6．断头取血
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36
颈静脉或颈动脉采血
尾 部 采 血
2016/8/25 37
心脏采血
2016/8/25 38
二、豚鼠的采血方法 1．耳缘剪口采血 2．心脏采血方法同大、小鼠。 3．股动脉采血方法同大、小鼠。 4．后肢背中足静脉采血
第四部分
动物实验基本操作技术
实验动物的抓取与固定 性别鉴定 常规采血方法 年龄的大致判断 给药途径与方法 妊娠检查 麻醉方法 分组与编号 处死方法
2016/8/25 1
第一节 实验动物的抓取与固定
一、大、小鼠的抓取固定
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2
小 鼠 固 定 盒 固 定
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3
大鼠固定盒固定
18
⑵ 大鼠日龄与体重的对应 日龄/d 体重/g 日龄/d 体重/g 初生 10 20 30 40
6～7 17～25 35～50 55～90 100～150 50 60 70 80
150～210 170～240 210～270 240～320
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二、豚鼠 一般老年豚鼠牙齿和趾爪长，被毛稀疏无光泽， 眼神呆滞，行动迟缓。而年轻豚鼠牙齿短白，爪短 软，眼睛圆亮，行动敏捷，被毛有光泽，且紧贴身 体。同样，也可根据体重来推断大致年龄。同日龄 豚鼠，雌性体重略高于雄性。与大鼠一样，其体重 受多种因素的制约。实验对年龄要求比较严格时， 必须由卡片记录提供准确年龄。
2016/8/25 21
五、犬 犬的年龄主要以牙齿的生长情况、磨损程度、 外形颜色等情况综合判定。仔犬在出生后十几天 即开始生出乳齿，2个月以后开始由门齿→犬齿→ 臼齿顺序逐渐更换为恒齿，8～l0个月齿换齐。但 犬齿需要1岁半以后才能长坚实。饲养场饲养的品 种犬，可以根据记录，明确了解年龄，而收购的 杂种犬就无法知道确切年龄。实际中，可根据犬 齿更换和磨损情况，估计犬的年龄。
日龄/d 1 3 4 5 外观形态特征 仔鼠裸体鲜红 耳壳露出表皮 脐带瘢痕脱落 能翻身
8
能爬行
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10
日龄/d 10 9～11
外观形态特征 能听到声音 全身被白毛，门齿长出
13～15
18以后
眼皮张开，能跳跃，能抓取东西
能自行采食，独立生活
2016/8/25
11
2016/8/25
12
鸡、鸭、鸽、鹅
45
３．取大量血
部位 ａ．股动脉、颈动脉 ｂ．心脏 动物种类 狗、猴、猫、兔 狗、猴、猫、兔
ｃ．颈静脉
ｄ．摘眼球
马、牛、山羊、绵羊
大鼠、小鼠
2016/8/25
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4. 最大安全采血量与最小致死采血量 动物种类
小鼠 最大安全采 血量 (ml) 0.2 最小致死采 血量 (ml) 0.3
2016/8/25
24
妊娠检查方法有
① 外部检查法
② 摸胎法
③ 阴道检查法 ④ 直肠检查法 ⑤ 超声波检查法 ⑥ 孕酮含量测定法
2016/8/25
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第五节 分组与编号
动物实验之前，必须对实验动物进行随机分组 和编号标记，这是做好实验和实验记录的前提。 一、随机分组 （一） 当分为二组时 例：设有雄性 Wistar 大鼠 12 只，按体重大小依 次编为1，2，3，…，12号，试用完全随机的方法， 分为甲、乙两组。 分组方法：假设所产生的点是随机数字表上第 21行第31 列的78，则从78开始，由上向下抄12 个 随机数字，如下：
大鼠
豚鼠 兔 狼狗 猎狗
1
5 10 100 50
2
10 40 500 200
猴
2016/8/25
15
60
47
第七节 给药途径与方法
在动物实验过程中，应根据不同的实验目的、 动物种类、药物类型来决定动物的给药途径与方 法。动物的给药方法主要分为注射法和投入法两 种，不பைடு நூலகம்方法按给药途径又分为很多具体类型。 注射法分为：皮下注射、肌肉注射、腹腔注射、 脑膜下注射、脑内注射、胸腔内注射、腰椎内注 射、静脉注射、关节腔注射和心内注射。投入法 可分为：鼻腔内投入、胃腔内投入、肠管内投入、 气管内投入和经口腔投入。以下将各种动物的主 要给药途径和方法做一介绍。
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采血方法的选择，决定于实验目的所需血量以及 动物种类。凡用血量较少的检验如红、白细胞计数、 血红蛋白的测定，血液涂片以及酶活性微量分析法 等，可刺破组织取毛细血管的血。当需血量较多时 可作静脉采血。静脉采血时，若需反复多次，应自 远离心脏端开始，以免发生栓塞而影响整条静脉。 而研究毒物对肺功能的影响、血液酸碱平衡、水盐 代谢紊乱，需要比较动、静脉血氧分压、二氧化碳 分压和血液pH值以及 K+、Na+、Cl-离子浓度，必须 采取动脉血液。