动物实验的常规操作
动物实验操作规程
动物实验操作规程一、引言动物实验是科学研究中不可或缺的一环，通过动物实验可以更好地理解生物学、医学和药理学等领域的知识。
然而，为了保护动物权益和确保实验结果的可靠性，我们需要制定一套严格的动物实验操作规程，建立科学、规范、公正的实验环境。
二、实验前的准备1. 确定实验目的和计划，明确实验所需的动物种类和数量，并做好相应的实验预算。
2. 选择适当的实验动物，应考虑到动物的生理特征、敏感性和实验目的。
3. 获取合法的实验动物，选择有资质和信誉的供应商，确保动物的健康和纯种性。
4. 设计和准备实验所需的实验设备、仪器和药剂，在保证安全的基础上选择合适的材料和试剂。
三、动物饲养与保健1. 提供适宜的饲养环境，包括温度、湿度、通风等因素，以及合适的光照和噪声水平。
2. 提供适宜的饲料和水源，确保动物获得均衡和营养丰富的饮食。
3. 定期检查动物的健康状况，关注饲养环境对动物的影响，如感染、寄生虫等问题及时处理。
4. 严禁对实验动物进行虐待和草率处理，确保动物的福利和尊严。
四、实验操作与观察1. 实验人员应接受相关培训，熟悉实验流程和操作规程，保证实验的准确性和可重复性。
2. 严格按照实验设计和程序进行实验操作，避免对动物产生不必要的伤害。
3. 仔细记录实验数据和观察结果，确保数据的真实可靠。
4. 在实验过程中密切关注动物的行为和生理指标变化，确保实验结果的准确性。
五、实验后的处理与评估1. 实验结束后，根据实验设计和程序对动物进行合理处理。
如需要人道安乐死，应确保施行过程无痛苦和折磨。
2. 对实验所产生的数据进行统计和分析，评估实验结果的可靠性和统计学意义。
3. 根据实验结果撰写实验报告，包括实验目的、方法、结果和结论等内容。
4. 在实验结束后评估实验的科学和伦理价值，总结经验教训并作出改进措施，提高实验质量和动物福利。
六、动物实验伦理1. 尊重动物权益，严格遵守动物防虐待法律法规，确保动物实验的合法性和道德性。
动物实验操作安全操作规程
动物实验操作安全操作规程一、实验室准备1. 实验室必须保持清洁整齐，地面干燥洁净，并且定期消毒。
2. 确保实验室内通风良好，避免有害气体积聚。
3. 存放在实验室内的实验动物必须有充足的饲养空间，以及足够的饮水、饲料。
二、实验操作前的准备1. 实验人员必须穿戴好相应的实验服、手套、口罩、护目镜等个人防护用品。
2. 实验仪器设备必须经过检查和测试，确保其正常工作。
3. 实验人员必须对实验目的和操作步骤进行充分了解，并做好相应的准备工作。
三、动物安全操作规程1. 在实验操作前，必须对实验动物进行观察和检查，确保其健康状况良好，无任何疾病症状。
2. 在处理动物时，应轻拿轻放，避免受到伤害，同时也要尽量减少对动物的伤害。
3. 需要注射药物或采集样品时，实验人员必须掌握相应的操作技巧，并确保操作的准确性和安全性。
4. 在实验过程中，必须注重对动物的观察，发现任何异常情况，应及时进行记录并采取相应的措施。
5. 实验操作结束后，实验人员必须对实验动物进行适当的处置，如安置到相应的饲养区域等。
四、实验室设备操作规范1. 实验室内的设备必须经过合理的保养和维护，确保其正常工作。
2. 对于需要使用的设备，实验人员必须熟悉其使用方法，并按照操作手册进行正确操作。
3. 在使用高温设备时，实验人员应注意防止烫伤，必要时可以佩戴防热手套。
4. 实验室内的电气设备和线路需要特别注意安全，实验人员在操作时应遵守相应的操作规定。
5. 在使用刀具或锐利器械时，实验人员必须小心谨慎，以免发生意外伤害。
五、实验废料处置1. 实验过程中产生的废料必须分类存放，如实验动物的排泄物要单独收集。
2. 废料的处理要符合环保要求，不能随意丢弃到自然环境中。
3. 实验废料必须按照相应的规定进行安全处理，以防止对环境和人体带来危害。
六、实验安全意识培养1. 实验人员必须具备一定的实验安全知识，了解实验操作的风险和应对措施。
2. 实验人员在实验过程中发现安全隐患时，必须及时报告，并采取相应的措施消除隐患。
动物实验基本操作技术
1.44
4.40
7.70
9.70
13.30 17.20 20.00
1.44
4.40
7.70
9.70
12.10 15.20 17.80
7周
39.90
8周
40.05
34.07 34.80
18.65 20.25
16.10 18.16
21.60 22.40
19.00 20.25
27.96 28.83
23.12 24.16
可采0.2-0.3ml，大鼠可采血约0.5ml。如只进行一次
取血，可采用摘眼球法。
34
小鼠眼眶后静脉丛取血方法
35
6-血样的采集
（3）股动脉采血：大量取血时常用此法。需手术分 离股动脉。小鼠的一次采血量可达0.5ml，大鼠可达 2.0ml。 （4）断头采血 （5）心脏采血
36
犬股动脉取血方法
37
1.40
3.35
5.50
7.32
11.60 14.75 15.60
1.44
3.50
5.60
6.90
12.57 18.10 20.50
1.40
3.42
5.55
6.40
12.20 16.90 18.40
1.58
4.64
7.96
9.83
19.00 22.58 25.96
1.58
4.64
7.96
9.83
15.75 20.75 21.88
引自：国家啮齿类实验动物种子中心—上海分中心
17
1 眼皮张开 2 能跳跃 3 能抓东西
引自：国家啮齿类实验动物种子中心—上海分中心
18
8.第八章 动物实验基本操作方法
动物实验的基本操作方法，包括实验动
物的抓取、固定、编号、标记、麻醉、去
毛、给药、采血、采集体液、常见手术操 作、处死等操作方法。
第一节
实验动物的抓取、固定、编号、标记方法
一、小鼠的抓取与固定
二、大鼠的抓取与固定
抓取与固定方法同小鼠,但要防止被大鼠咬伤.
三、豚鼠的抓取与固定
小鼠3cm大鼠或豚鼠5cm大鼠小鼠的灌胃法用左手固定鼠右手持灌胃器安好灌胃针并已吸好药物将灌胃针从鼠的嘴角插入口腔压迫鼠的头部使口腔和食管成一直线轻轻转动针头刺激鼠的吞咽将灌胃针沿咽后壁慢慢插入食管如动物挣扎厉害退出灌胃针待动物安静下来重新插入灌胃针前端达到膈肌水平即可慢慢推灌药液如很通畅则说明已进入胃内
常用实验动物全身麻醉药用法及剂量
药品 动物 给药 途径 剂量
（mg/kg）
浓度
(%) 3 3 2 2
用药量
(mL/kg) 1.0 1.4~1.7 2.0~2.5 2.3 3~4 7.0 7.0 1.3~25 5.0~10.0
麻醉时间
戊巴比妥钠
犬、猫、兔 iv ip ip 豚鼠 大鼠、小鼠 Ip
30 40~50 40~50 45
三、动物麻醉的注意事项 1．有些麻醉药物，如乙醚，是挥发性很强的液体，易燃易 爆，使用时应远离火源。平时应装在棕色玻璃瓶中，储存阴 凉处，不宜放在冰箱中，以免遇电火花而引起爆炸。
2．所有麻醉药使用过量均可引起中毒，应特别注意各种麻 醉药的剂量和给药途径，应准确按体重计算麻醉剂量。由于 动物存在个体差异，文献介绍的剂量仅能作参考使用。 3．注射时，一般要求缓慢，并随时观察动物的肌张力、 角膜反射、呼吸频率、夹痛反射射等指标。
（三）肌肉注射 肌肉注射比皮下和腹腔注射用得较少，但当给动物注射 不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，常采用肌肉注 射。动物肌肉注射时，应选用肌肉发达，无大血管经过的部 位，如兔、猫、犬、猴的两侧臀部或股部。 （四）腹腔注射 大鼠、小鼠腹腔注射时，左手抓取并固定好动物，将腹部 朝上。右手持注射器将针头在下腹部腹白线稍左或偏右的位置， 从下腹部朝头方向几乎平行地刺入皮下，进针3~5mm，再使 针头与皮肤呈45°角斜穿过腹肌，当针尖穿过腹肌进入腹腔时， 有落空感，然后固定针头，保持针尖不动，回抽，无回血，无 肠液、尿液，便可缓缓推入药液。小鼠的一次注射量为 0.1~0.2ml/10g体重。大鼠一次注射量为：1~2ml/100g体重。 兔的注射部位在腹部近腹白线lcm处，犬在脐后腹白线侧边 1~2cm处。
动物实验技术 动物实验的基本操作
5 4
6
2、家兔：
方法：首先固定家兔，再将扩口器放入口中，置于上，下门齿 之后，将14号导尿管从扩口器中央的小孔通过，沿咽后壁插 入食道。插入后，应检查导尿管是否确实插入食道，可将导尿 管外端的口入一只盛满水的烧杯中，如无气泡产生，表明导尿 管被正确插入胃中，再将导管与注射器相连，注入药液。
Oral feed
第 二 节 实验动物的选择原则
选择什么样的实验动物是医学科学研究工作 中一个重要环节，因为在不适当的动物进行实验， 常可导致实验结果的不可靠，甚至使整个实验徒 劳无功，直接关系到科学研究的成败和质量。
一、查阅文献，加强交流： 通过充分地查阅文献，可了解本领域、本 项目以往使用的实验动物情况及其研究结果， 有利于充分利用前人的研究成果、研究思想， 避免重复研究。 传统应用的实验动物是科技工作者长期以来 实践经验的积累，各个专业、各个课题都有自 己常用的动物品和品系。
Blood Collection From Cardiac Puncture in Mouse
（二）家兔的采血： 1、耳缘静脉采血 2、心脏取血 3、颈动脉
Small blood samples can be collected from a lateral ear vein.
Slide 30.
兔耳缘静脉注射，取血时，可在其耳内面 局部拔毛。
（三）脱毛法：用于手术前动物皮肤局部脱毛。 方法： 首先剪短动物被毛。然后涂脱毛剂，2-3分钟后用温 水清洗干净，最后涂上一层油脂。 脱毛剂的配制： 下列3种方法适用于小鼠，小鼠和家兔。 1、硫化纳3克+肥皂粉1克+淀粉7克+水适量，调成糊状。 2、硫化纳8克+淀粉7克+糖4克+甘油5克+硼砂1克+水 75毫升 3、硫化纳8克+水100毫升
实验动物使用操作规程
四、动物实验及设施设备操作规程1、屏障设施使用操作规程（1）人员进出进入一更前将头发盘起，在更衣室外消毒槽站立片刻换拖鞋进入一更，关闭一更门，将门反锁。
脱下外衣放入更衣柜，更换为灭菌后内衣，将一更门解锁。
打开二更门，更换二更拖鞋，进入二更，以感应式消毒器对手消毒，戴口罩、帽子，头发应全部塞入帽子里，消毒液洗手，戴无菌手套，然后穿隔离衣。
以手套将隔离衣袖口封紧。
在消毒液内擦洗手套，要将手套表面指缝、腕部仔细擦洗。
实验人员进入动物实验室，更换各自实验室的拖鞋。
每天操作完毕，各实验室拖鞋于消毒液中洗净取出于本室晾干。
摘去手套，将手套整体泡入另一消毒盒内，关闭二更内侧门，换拖鞋。
将二更外侧门边放置的拖鞋拿到内侧门边摆放整齐，人员即可离开，离开前将拖鞋在消毒液中浸泡5分钟。
进入一更，脱去无菌内、外衣，更换自己衣服，出一更，将无菌衣拿出。
开一更、二更紫外灯消毒。
每次进出动物实验室须填写记录表。
（2）物品进出外购的饲料经紫外灯照射20—30分钟后传入内储存室。
饲料在实验区内存放，不能超过两周。
夏季注意防霉防潮。
垫料经双扉高压蒸汽灭菌柜灭菌后传入内储存室。
小件笼具等经双扉高压蒸汽灭菌柜灭菌后传入内储存室。
大件笼具经消毒浸泡后，再喷雾消毒三遍方可进入。
不能耐高温物品如消毒液瓶等，将外表擦拭干净后，用消毒液浸泡消毒，由传递窗进入饲养室准备间。
所有实验用品先用消毒剂进行表面灭菌或喷雾灭菌后再放入传递窗中经紫外灯照射20—30分钟后从内储存室侧取出。
待洗刷物品经内储存室传入消毒室。
废弃物、动物排泄物装入塑料袋，密封后经污物传递窗传出。
实验结束后，实验用品通过内储存室传递窗传出。
（3）动物管理动物进入：动物引进应先放入隔离检疫室，待隔离检疫合格后移入饲养室。
动物进入洁净区前，首先按照动物运输箱上的标签，核对动物的出生日期、品系名称、性别、数量、供应单位名称、动物的微生物控制等级等是否与计划相符。
用消毒液如5％百毒杀、0.5％～1％过氧乙酸等喷雾消毒运输箱的表面。
动物实验常见操作技术
动物实验常见操作技术动物实验是科学研究中常用的一种手段，通过对动物进行操作和观察，来获取实验数据和研究结论。
以下是一些常见的动物实验操作技术：1.注射技术：注射是动物实验中最常用的操作技术之一、可以通过静脉注射、皮下注射、腹腔注射等方式给动物注射药物或其他试剂，观察其对动物的影响和反应。
2.毒性实验：毒性实验是对动物进行毒性评价的一种方法。
常见的操作包括给动物灌胃、皮肤涂抹、吸入等，观察其毒性反应和致死情况，推测对人类的毒性状况。
3.手术技术：手术技术在动物实验中广泛应用，常见的手术操作包括剖腹手术、心脏手术、脑部手术等。
通过手术操作，可以研究动物的生理机制、病理变化以及治疗方法。
4.组织培养技术：组织培养技术用于从动物体内提取组织样本，并在体外培养，观察和研究组织的生理特性和生长发育。
5.行为学测试技术：通过对动物进行不同的行为学实验，来研究动物的学习、记忆、行为模式等。
例如，迷宫学习实验、条件反射实验等。
6.电生理技术：电生理技术可以记录和分析动物的神经电信号。
常见的操作包括电极植入、电刺激、脑电图（EEG）记录等技术。
7. 遗传技术：通过遗传技术对动物进行基因改造，可以研究和验证特定基因的功能和效应。
CRISPR-Cas9、转基因技术等是常用的遗传技术。
9.统计和数据分析：动物实验中的数据分析是重要的一环，可以利用统计学方法对实验数据进行分析，得出结论并作出科学推断。
10.人道处理：在进行动物实验过程中，需要遵循伦理和动物保护的原则，确保动物的福利和权益。
对动物进行适当的麻醉、照护和安乐死是必要的人道处理技术。
总结来说，动物实验涉及到各种各样的操作技术，包括注射、手术、行为学测试、组织培养、遗传技术等。
这些技术旨在通过实验观察和数据分析，揭示生物学、医学等领域的科学问题，推进科学的发展和人类的福祉。
但同时，在进行动物实验时，还要充分考虑伦理和动物保护的原则，确保动物的福利和权益。
动物实验常见操作技术
动物实验常见操作技术动物实验是科学研究中常用的一种手段，通过对动物进行各种操作和处理，获得与人类相关的科学数据和知识。
以下是动物实验中常见的操作技术。
一、麻醉和镇痛技术动物实验中会应用麻醉药物使动物失去感觉和意识，以减少动物在实验过程中的痛苦和压力。
常用的麻醉技术包括静脉麻醉、吸入麻醉和局部麻醉。
镇痛技术用于减轻术后疼痛，常采用各种药物如阿片类和非甾体抗炎药等。
二、手术技术手术技术是动物实验中常见的一项操作技术，用于在动物体内插入仪器、移除组织样本、修复组织或器官的损伤等。
常见的手术技术包括卵巢切除术、肝脏切片术、心脏手术等。
三、体内采样技术体内采样技术是从动物体内获取生物样本的一种方法，用于分析动物的生理和生化指标。
常见的体内采样技术包括血液采样、尿液采样、肠道内容物采样等。
四、药物给药技术药物给药技术是将药物通过各种途径输入动物体内，以研究药物的药代动力学和药效学等。
常见的给药途径包括静脉注射、腹腔注射、皮下注射等。
五、环境控制技术环境控制技术用于控制实验动物的环境条件，以确保实验结果的准确性和可靠性。
常见的环境控制技术包括温度控制、湿度控制、光照控制等。
六、行为测定技术行为测定技术用于评估动物的行为特征和认知功能，常用于研究动物的学习记忆、情绪行为等。
常见的行为测定技术包括开放田间测试、旋转杆测定、挖洞测试等。
七、分子生物学技术分子生物学技术用于研究动物的基因表达、DNA/RNA的分离和测定等。
常用的分子生物学技术包括PCR技术、凝胶电泳技术、蛋白质电泳技术等。
八、影像学技术影像学技术用于研究动物的器官结构、功能和病理变化等。
常见的影像学技术包括X线摄影技术、CT扫描、MRI等。
九、细胞培养技术细胞培养技术用于研究动物的细胞生长、增殖和代谢等。
常用的细胞培养技术包括离心培养、悬浮培养、共培养等。
以上列举了动物实验中常见的操作技术，不同实验目的和研究领域需要选用不同的操作技术，以获得准确和可靠的实验结果。
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动物实验的一般操作
实验过程中技术及生物材料的收集是否恰当，直接影响实验结果的质量。
因此，实验人员必须正确地掌握动物实验中的一般操作技术，包括动物的捉拿、固定、性别鉴定、标记、生物材料的收集、处死方法和解剖检查，这是保证实验工作成功的基本条件之一。
一、实验动物的捉拿固定
实验动物的正确捉拿和固定，不但可以避免由于过强的刺激和动物的损伤而影响观测结果的正确性，而且还可防止被动物咬伤，从而保证实验的顺利进行。
常用的小鼠、大鼠及家兔的捉拿固定方法如下：
（1）小鼠
用右手抓住鼠尾，提出后立即放在铁丝笼或粗糙的板面上，而后右手将小鼠缓缓后拉，恰好与鼠要向前爬行的力相反而使其固定，此时可用左手的姆指和食指捏住小鼠耳后枕颈部皮肤即可提起，掌心向上而将鼠体置于掌心中，用无名指和小指将鼠尾压住。
此时小鼠即被固定好，可以进行各种实验操作。
操作熟练后，可采用左手一手抓取法，更为方便，右手可不必放下注射器等器具。
（2）大鼠
捉取大鼠时，不宜突然袭击式地去抓它，这样手指容易被咬伤。
取用时，应轻轻抓住其尾巴后提起，置于实验台上，将其放入大鼠固定盒将鼠固定，这样可进行尾静脉取血或注射。
如要作腹腔注射或灌胃操作时，实验者应戴上帆布手套，右手轻轻抓住大鼠的尾巴向后拉，左手抓紧鼠二耳和头颈部的皮肤，并将鼠固定在左手中，右手即可进行操作。
（3）家兔
家兔性情一般较温顺而胆小，捉拿动作要轻。
家兔二耳较长，但并不能承担全身重量，因此捕捉家兔不能抓其两耳，使它疼痛而挣扎。
从笼内捉兔时，先轻轻打开笼门，勿使受惊，随之将手伸入宠内，从头前阻拦它跑动，兔便匍伏不动，此时用右手把二耳轻轻地压于手心内，抓住颈部的被毛与皮，提起兔，然后用左手托住它的臂部，兔身的重量大部分落于左手上。
家兔的固定按实验要求而定，如在耳血管采血、注射、观察瞳孔及呼吸变化时，可将家兔装入能使头部露出的特制木箱。
做心脏抽血时，可将其仰卧固定在简易木质手术台上，头部用特制兔头夹固定，四肢用活结粗棉扁带缚在台边。
二、实验动物的标记方法
确定作为实验用的动物，应分别进行编号登记。
选择何种编号、登记的标记方法，则依据实验动物数量、观察时间长短而定。
（1）皮毛涂色法
常用于大鼠、小鼠、豚鼠等实验动物。
即以苦味酸饱和酒精溶液（黄色）代表个位数；中性红（或品红）溶液（红色）代表十位数，涂在动物体表特定部位的皮毛上，不同部位代表不同数目，如下图1-2所示。
（2）剪耳标记法
在动物耳朵边缘不同部位剪口或耳朵不同部位剪一小孔，以代表一定的数序。
此种标记方法清楚，保存时间长，适用于较长期进行试验观察时采用。
（3）烙印法
用刺激钳在动物耳上刺上号码，然后用棉签蘸着溶在酒精中的墨黑在刺号上加以涂抹，烙印前最好对烙印部位预先用酒精消毒。
（4）用金属制的号牌固定于实验动物的耳上，大动物可系于颈上
对于猴、狗、猫等大动物有时可不做特别标记，只记录它们的外表和毛色即可。
三、实验动物性别鉴别
受试物不同性别可有不同的毒性作用，或由于目的要求不同，往往需选用不同性别的动物进行试验观察。
大鼠和小鼠的性别鉴定，见实验表1－l。
实验表1－1 雌鼠和雄鼠的鉴别
雄性（♂）雌性（♀）备注
生殖器离肛门较远，阴部有毛生殖器呈圆尖形突出会阴处有睾丸，有时升入腹腔生殖器离肛门较近，生殖器和肛门间无毛生殖器呈圆
形且有凹槽和阴道开口胸腹部有明显的乳头（大鼠6
对，小鼠5对）
仔鼠性别主要以生殖器距肛门
远近来鉴别，雄性距离远，雌
性距离近
四、实验动物的分组
实验时，在动物数量较多的情况下，必须进行分组。
为避免主观上有意或无意地偏见，减少因其他个体因素带来的偏差，使实验结果比较准确可靠，因此，实验动物均应采用随机分组的方法。
常用的随机分组方法有：
（1）随机区组法
例如欲将42只大鼠分配于7个组内，每组6只鼠，可按如下方式进行。
将大鼠逐个称体重，体重接近的7只鼠同置于一笼中（每鼠作上记号并登记体重）为一个区组。
共计6个区组，然后从1～7号编7个签，于第一宠内任取一鼠，同时抽签得3号，此鼠则放入第3组内，依次抽完7个签，则第一笼内大鼠随机分配于7个组内。
第二到第六笼大鼠按同样方法抽签分配于实验组。
这样各组动物分配比较均匀，平均体重亦很接近。
（2）“随机数字表”分组法
该分组法比较麻烦，建议使用第一种。
如有动物18只，按其体重轻重次序编号为1，2，3，4…18号，试用随机方法将其分配到甲、乙、丙三组中去。
查“随机数字表”得18个数宇，各数字一律以3除之，将余数为第3行，余数1者分入甲组，余数2者分入乙组，除尽者写上除数3，分入丙组，结果如下表1－2所示。
实验表1－2 完全随机设计举例（分3组）
甲组动物号为：3，4，8，9，10，11，12，13，14，17（10只）
乙组动物号为：1，2，6，15，18（5只）
丙组动物号为：5，7，16（3只）
如果要求3个组动物数相等，则须将甲组中动物随机抽出1只到乙组中去，抽出3只到丙组中去，按下法进行。
从“随机数字表”查得4个数字（因要从甲组调出4只动物），48，62，91，73，分别以10，9，8，7除之（因要使原分配到甲组中的10只动物都有被调出的可能，并要依次使剩下的9，8，7只动物都有被调出的可能），取得数据如实验表1—3所示。
实验表1－3 完全随机设计举例（调组）
即应把甲组10只动物中的第8只（即13号）调入乙组，剩下9只中的第8只（即14号）调入丙组，剩下8只动物中的第3只（即8号）调入丙组，剩下7只动物中的第3只（即9号）调入丙组，经调整后为：
甲组动物号为：3，4，10，11，12，17
乙组动物号为：l，2，6，13，15，18
丙组动物号为：5，7，8，9，14，16
五．实验动物的处死法
对实验动物进行处死，总的要求是处死尽量快速，不使动物机体发生与毒理实验无关的病理变化、操作简便为原则。
处死的常用方法，依实验的目的要求及动物种类不同而定。
（1）脱颈椎法
适用于对小动物（大、小白鼠）处死。
用左手姆、食指捏住头颈部，右手抓住尾巴用力向后拉，使脊髓与颈椎处拉断，动物立即死亡。
（2）断头法
适于对大、小白鼠进行处死。
（3）麻醉法
将动物放入预先洒有麻醉剂（如氯仿或乙醚）的密闭容器内，使动物麻醉致死。
大动物则须用注射麻醉剂法进行。
（4）空气栓塞法
用注射器向动物静脉内迅速注入一定量的空气，使动物血管内形成大量气栓而致死。
此法适用于大动物的处死。
六、试验动物的解剖检查
在毒理学的试验中，对实验动物进行大体解剖，观察各脏器有无异常，是病理形态学检查的重要一环。
试验过程中发生死亡的动物或是试验终止经处死的动物，都应及时检验，否则由于组织腐败、自溶、影响实验结果的正确性。
（1）动物的解剖操作
在进行解剖检查前，首先复查动物的编号、实验组别、秤体重，然后进行一般的体表状况的观察。
将动物放在解剖台（板）上仰卧固定用纱布沾取5％来苏尔液或普通水，湿润胸和腹部的皮毛。
左手用有齿镊子将耻骨联合前的皮肤提起剪一横口，然后用圆头剪刀从开口处沿腹中线直至颈部，剪开皮肤和胸腹部肌肉，并以这条线起向四肢剪开，分别翻开至两侧，以暴露腹腔，仔细观察及记录腹膜、肝脏、胃、脾、肠、两肾、肠系膜等脏器的情况，如有无出血、化脓、粘连、颜色异常、渗出液的量及性质、肿块等。
随之用圆头剪以倒“V”字形剪口开至肋骨，自下而上斜至颈部，剪下前胸部分，仔细地观察及记录胸部各脏器的情况。
（2）内脏器官的摘出
观察各脏器的位置、形态、外观情况后，可采用一起移出或按一定顺序个别摘除方法取出。
一起移出方法，首先是从喉头处将气管及食管、血管一起切断，而后用止血钳夹住拉起，从背脊部和胸腹腔壁自上而下逐步剥离一起取出。
若按个别器官顺序摘除，则从腹腔开始，先取脾脏，然后从横隔处切断食管及近肛门的直肠，将胃、胰、肠一起取出，最后取肝脏及肾脏。
胸腔脏器则先摘出心脏，再取肺及甲状腺等。
脑的摘出系使动物取俯卧位固定于板上，用剪自鼻至枕部沿正中线剪开皮肤并剥离而露出整个颅壳，而后依据动物大小，用正中矢状切口或水平环状切口，将颅骨切开，用镊子小心的将一块块的颅骨剥除，至使脑整个露出。
用眼科剪刀剪断脊髓及颅底各神经，即可取出脑。
（3）内脏器官的肉眼观察检查
实质器官重点是观察脏器的颜色、形状大小、有无肿胀、肿块、充血、出血、坏死、软硬度、表面及边缘有无异常；切开后切面有无外翻、粘连，各种结构层次是否清晰等。
空腔器官主要是观察其内容物的量和性质，粘膜有无水肿、充血、溃疡、坏死等变化。
动物经解剖及脏器观察检查后，即可选取标本进行固定，留待制作组织切片进行显微镜观察。