毒理学实验
毒理学实验操作规程
毒理学实验操作规程一、实验目的毒理学实验旨在评估化学物质、生物制品或其他潜在有害物质对生物体的不良影响，包括急性毒性、慢性毒性、致畸性、致癌性、致突变性等。
通过实验数据，为环境保护、职业卫生、食品安全以及药物研发等领域提供科学依据，以保障人类和生态系统的健康。
二、实验准备（一）实验动物的选择根据实验目的和要求，选择合适的动物种类、品系、年龄、性别和体重。
常用的实验动物包括小鼠、大鼠、豚鼠、兔等。
实验动物应来自具有资质的供应商，并经过检疫和适应期。
（二）实验环境的控制实验动物房应保持适宜的温度、湿度、光照和通风条件。
动物笼具应定期清洁和消毒，以防止交叉感染和污染。
（三）实验试剂和仪器的准备准备所需的化学试剂、药品、标准品等，并确保其质量和纯度符合实验要求。
同时，检查和校准实验所需的仪器设备，如移液器、离心机、分光光度计等。
三、实验操作步骤（一）急性毒性实验1、预实验通过少量动物（一般为 3 5 只）进行初步的剂量探索，确定大致的致死剂量范围。
2、正式实验根据预实验结果，设置多个剂量组和对照组。
将实验动物随机分组，每组一定数量。
采用经口灌胃、腹腔注射、皮下注射等途径给予受试物。
观察并记录动物在给药后的中毒症状、死亡时间和死亡数量。
3、数据处理计算半数致死剂量（LD50）或半数致死浓度（LC50），评估受试物的急性毒性强度。
（二）慢性毒性实验1、实验设计根据受试物的预期用途和暴露情况，确定实验周期（一般为数月至数年）。
设置低、中、高剂量组和对照组。
2、给药方式通常采用经口灌胃或掺入饲料、饮水等方式长期给予受试物。
3、观察指标定期监测动物的体重、进食量、饮水量、临床症状、血液生化指标、脏器重量和病理变化等。
4、数据处理综合分析各项指标，评估受试物的慢性毒性效应。
（三）致畸实验1、动物选择通常选用大鼠或小鼠。
2、实验分组设置对照组和不同剂量的受试物组。
3、给药时间在雌性动物的器官形成期给予受试物。
4、观察指标在妊娠末期处死动物，检查胚胎和胎仔的外观、骨骼和内脏畸形情况。
毒理学评价试验的主要内容
毒理学评价试验的主要内容毒理学评价试验就像一场科学大考，它的任务就是评估各种化学物质对我们身体的影响。
听起来很严肃，但其实这其中的细节非常有趣，简直就像是侦探小说里的推理，慢慢揭开一个又一个谜团。
我们今天就来聊聊毒理学评价试验的几个主要内容，保准让你耳目一新。
1. 毒性测试的基础1.1 理论基础首先，毒理学评价试验的第一步，得了解毒性测试的基础知识。
简单来说，毒性就是指物质对生物体的危害程度。
就像人们常说的“是药三分毒”，药物虽好，但用错了就会变成毒药。
科学家们通过一系列实验，来探究不同物质的毒性，从而为后续的安全性评估奠定基础。
1.2 测试方法接下来，毒性测试的方法可多得很。
常见的有急性毒性试验、慢性毒性试验、致突变试验等。
急性毒性试验就像是“闪电战”，短时间内观察物质对生物的影响。
而慢性毒性试验则是“持久战”，要观察很长时间，看看物质是否会慢慢积累伤害。
致突变试验则是为了检查某些化学物质是否会导致基因突变，简直就是在为未来的人类健康“把关”。
2. 评估过程中的观察2.1 观察指标在测试的过程中，科学家们可得细心观察。
这可是个“细节决定成败”的过程哦！通常他们会记录动物的体重变化、行为反应、甚至是生理指标，就像医生给病人做体检一样。
这些数据就像一颗颗珍珠，串联起来才能揭示物质的真面目。
2.2 数据分析数据收集完后，接下来就得进行分析了。
这就像解开谜题，需要耐心和细致。
科学家们会用统计学的方法，看看这些数据背后有没有隐藏的规律。
毕竟，科学不是“瞎猫碰上死耗子”，而是要有理有据，才能让结果经得起考验。
3. 风险评估与管理3.1 风险评估一旦完成了毒性测试，接下来就是风险评估的阶段了。
这就像是站在悬崖边缘，得仔细打量一下前方的路。
科学家们需要结合毒性数据，评估在实际使用中，这种化学物质对人类和环境的潜在风险。
你要知道，这可不是小事，一不小心就可能影响到千千万万的人。
3.2 安全管理最后，经过严谨的评估，科研人员会提出相应的安全管理措施。
毒理学实验技术总结
毒理学实验技术总结毒理学是一门研究外源化学物、物理因素和生物因素对生物体产生有害作用的科学。
而毒理学实验技术则是研究这些有害作用的重要手段。
通过一系列的实验操作和观察，我们能够评估物质的毒性、确定安全剂量范围，为保护人类健康和环境安全提供科学依据。
接下来，让我们详细了解一下毒理学实验技术。
一、急性毒性实验急性毒性实验是毒理学中最常见的实验之一，其目的是测定化学物质在短时间内（通常为 24 小时至 14 天）对生物体造成的损害。
实验通常采用两种方法：经口急性毒性实验和经皮急性毒性实验。
经口急性毒性实验是将化学物质以特定的剂量灌胃给予实验动物，然后观察动物在短期内出现的中毒症状和死亡情况。
通过计算半数致死剂量（LD50）来评估物质的毒性强度。
LD50 越小，说明物质的毒性越强。
经皮急性毒性实验则是将化学物质涂抹在动物的皮肤上，观察其对皮肤的刺激性以及可能产生的全身性毒性反应。
在进行急性毒性实验时，需要严格控制实验条件，包括实验动物的种类、年龄、体重、性别等，以及化学物质的给予方式和剂量。
同时，要对实验动物进行密切观察，记录其症状出现的时间、严重程度和持续时间等。
二、亚慢性和慢性毒性实验与急性毒性实验不同，亚慢性和慢性毒性实验的观察周期较长。
亚慢性毒性实验的观察期通常为 90 天左右，而慢性毒性实验则可能持续一年甚至更长时间。
这些实验旨在评估化学物质在长期低剂量暴露下对生物体产生的潜在危害，如对器官功能的影响、致癌性、致畸性等。
实验过程中，需要定期监测实验动物的体重、饮食、行为、血液生化指标等，并在实验结束时对动物进行解剖，检查各个器官的病理变化。
三、遗传毒性实验遗传毒性实验用于检测化学物质对生物体遗传物质的损害作用，包括基因突变、染色体畸变和 DNA 损伤等。
常见的遗传毒性实验方法有：1、细菌回复突变实验（Ames 实验）：通过检测化学物质对细菌基因突变的诱导作用，来评估其遗传毒性。
2、微核实验：观察细胞中微核的形成，以判断化学物质是否导致染色体损伤。
药理毒理学实验
药理毒理学实验
药理毒理学实验是指研究药物对机体生理和病理过程的影响以及药物的毒性和安全性的实验研究。
这些实验常用于药物的开发、评价和监管。
药理学实验常包括以下方面的研究：
1. 药物在体内的吸收、分布、代谢和排泄过程；
2. 药物对生理系统和器官的作用机制和效应；
3. 药物对生理参数（如血压、心率、血糖等）的影响；
4. 药物的药效学研究，如测定最小有效剂量、最大耐受剂量等。
毒理学实验主要研究药物对机体引起的毒性反应，包括急性毒性、慢性毒性和亚慢性毒性等。
常用的毒理学实验包括：
1. 急性毒性实验：用于确定药物对动物的一次性剂量引起的毒性反应；
2. 慢性毒性实验：用于评估长期接触药物对动物的毒性效应；
3. 亚慢性毒性实验：用于评估中长期接触药物对动物的毒性效应；
4. 各种毒性指标的测定，如致死剂量、半数致死剂量、致畸性、致癌性等。
药理毒理学实验通常在动物模型中进行，常用的动物包括小鼠、大鼠、猴等。
实验设计需要符合伦理规范，并进行必要的安全措施，以确保实验过程安全且可靠。
值得注意的是，药理毒理学实验虽然可以提供药物效果和毒性的初步评估信息，但实验结果在转化到人类临床应用方面仍需要进行更进一步的研究和验证。
毒理学实验基础
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毒理学实验的原则与局限性
第二，在毒理学试验中，为了寻求毒作用的靶器官，并能在相对少 量的动物上就能得到剂量-反应或剂量-效应关系，往往选用较大的 染毒剂量，这一剂量通常要比人实际接触的剂量大得多。有些化学 物在高剂量和低剂量的毒性作用规律并不一定一致，如大剂量下出 现的反应有可能是由于化学物在体内超过了机体的代谢能力，这就 存在高剂量向低剂量外推的不确定性。
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毒理学实验的原则与局限性
第三，成年的健康（雄性和雌性未孕）实验动物和人可能的暴露途 径是基本的选择。成年的健康（雄性和雌性未孕）实验动物是为了 使实验结果具有代表性和可重复性。以成年的健康（雄性和雌性未 孕）实验动物作为一般人群的代表性实验模型，而将幼年和老年动 物、妊娠的雌性动物疾病状态作为特殊情况另作研究。这样可降低 实验对象的多样性，减少实验误差。
3．确定毒作用的靶器官
确定受试物有害作用的靶器官，是毒理学研究的重要目的，以阐 明受试物毒作用的特点，并为进一步的机制研究和毒性防治提供线 索。
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毒理学毒性评价试验的基本目的
4．确定损害的可逆性
一旦确认有害作用存在，就应研究停止接触后该损害是否可逆和 消失，器官功能是否能恢复，还是像化学致癌作用那样停止接触后 损害继续发展？毒性的可逆性关系到对人的危害评价，如果受损的 器官组织能够修复并恢复正常功能，则可能接受较高危险性的接触 水平。
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实验动物的选择与管理及受试物样品的准备
实际上没有一种实验动物完全符合上述物种选择的原则，目前常规 选择物种的方式是利用两个物种，一种是啮齿类，另一种是非啮齿 类。常用实验动物的生物学和生理学参数详见表1。系统毒性研究 最常用的啮齿类是大鼠和小鼠，非啮齿类是犬。豚鼠常用于皮肤刺 激试验和致敏试验，兔常用于皮肤刺激试验和眼刺激试验。遗传毒 理学试验多用小鼠，致癌试验常用大鼠和小鼠，致畸试验常用大鼠、 小鼠和兔。迟发性神经毒性试验常用母鸡。
常用的毒理学研究方法
常用的毒理学研究方法一。
毒理学研究那可是关乎咱们生命健康的大事儿！要搞清楚各种物质对咱们身体的影响，就得靠一系列靠谱的研究方法。
1.1 动物实验。
这可是毒理学研究的老把式啦！把小动物们，像小白鼠、兔子啥的，拿来做实验。
给它们喂不同剂量的东西，看看会有啥反应。
比如说，会不会生病、器官有没有损伤。
这就像咱们打仗前的侦察兵，先探探路，了解个大概。
但也有个问题，动物和人总归不是完全一样，有时候结果不能完全照搬到人身上。
1.2 细胞实验。
在实验室里培养一堆细胞，让它们接触要研究的东西。
看看细胞会不会死啦、功能会不会出问题。
这就好比在微观世界里搞侦查，能更细致地了解那些物质是咋捣乱的。
细胞毕竟不是一个完整的生命体，也有局限性。
二。
2.1 流行病学调查。
这就得上大街、进社区，找真正接触过那些可能有毒物质的人来研究。
看看他们的健康状况和接触的东西有没有关系。
这就像从现实生活中抓“真凶”，直接、实在。
但要搞清楚因果关系，可不容易，干扰因素太多啦。
2.2 体外替代实验。
现在科技发达了，有了不少新招。
比如用计算机模拟、用器官芯片啥的。
不用真的动物和人，也能猜猜那些东西可能有多毒。
这是在创新的路上大步走，不过新技术还得不断完善，才能让人更放心。
2.3 毒物代谢研究。
得弄清楚那些有毒的玩意儿进了身体后，是咋被处理的。
是被分解啦、排出去啦，还是留在身体里捣乱。
这就像追踪敌人的行踪，知己知彼，才能百战百胜。
三。
3.1 联合应用。
别指望一种方法能解决所有问题，得把几种方法结合起来。
就像打组合拳，威力更大。
互相补充、互相验证，这样得出的结果才更靠谱。
3.2 未来展望。
毒理学研究这路还长着呢，随着技术进步，肯定会有更多更好的方法出现。
咱们得紧跟时代步伐，不断创新，为保护大家的健康出更多力！毒理学研究就像是一场和毒物的战斗，咱们得用各种武器和战术，才能打赢这场保卫健康的战争！。
毒理学基础实验指导
毒理学基础实验指导
以下是一份关于毒理学基础实验的指导：
实验目的：了解常见的毒物对生物体的毒性影响。
实验材料：
1. 实验动物（例如小鼠、大鼠或离体组织）
2. 各种毒物（例如重金属盐、农药、有机溶剂等）
3. 实验室常用设备和试剂（例如试管、移液器、显微镜）
实验步骤：
1. 实验前应先准备好实验动物，确保动物健康且体重相近。
2. 将动物随机分组，每组注射不同浓度的毒物。
3. 观察实验动物的行为和生理状况，记录脱毛、体重下降、活动能力减退等现象。
4. 按照实验动物的生理时间表，定期进行采血样本和组织标本收集。
5. 使用合适的实验方法和仪器，对采集的样本进行毒性指标的分析，例如血液生化指标、组织病理学检查等。
6. 对实验结果进行统计学分析，以评估不同浓度毒物对动物的毒性影响。
7. 根据实验结果，给出毒物的毒性分类，并评估不同剂量的毒物引起的毒性反应。
注意事项：
1. 所使用的毒物应具备相应的安全证书，并按照实验室安全操作规程进行操作。
2. 在实验过程中，需格外注意动物的福利和保护，遵守实验伦理规范。
3. 实验结束后，对实验动物和实验室环境进行适当的处理，确保没有潜在的危害。
以上是一份毒理学基础实验的指导，具体实验操作和流程应根据实际需要进行调整和规范。
毒理学实验
药物筛选：确定药 物的安全性和有效 性
药物代谢：研究药 物在体内的吸收、 分布、代谢和排泄 过程
药物毒性：评估药 物对机体的毒性作 用和剂量-反应关系
药物安全性评价： 对新药进行全面的 安全性和有效性评 估，确保药物在上 市前的安全性和有 效性
毒理学实验在环境监测和评价中的应用
监测环境污染：毒理学实验可以检测 环境中存在的有害物质，为环境监测 和评价提供科学依据。
样本量计算：根据预期效应大小、显著性水平、检验效能等参数，利用统计学公式计算每 组所需的样本数量。
实验操作流程的设计
确定实验目的和 目标
选择实验动物和 染毒途径
设计实验分组和 剂量
确定实验周期和 观察指标
毒理学实验结果分 析
数据整理与统计
对实验数据进行分类、筛选和整理，确保数据准确性和完整性。 采用统计学方法对实验数据进行处理和分析，以揭示数据内在规律和趋势。 制作图表、表格等可视化工具，帮助更好地理解和解释数据。 对比不同实验组之间的数据，分析差异和原因，为实验结论提供有力支持。
实验动物的种类：选择与人类生理、 代谢等方面相似的动物，如小鼠、 大鼠、兔、狗等。
实验动物的年龄和性别：根据实验 目的和要求，选择不同年龄和性别 的动物。
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实验动物的数量：根据统计学原则， 确定足够的样本量以获得可靠的结 果。
实验动物的处理：确保动物在实验 过程中得到人道关怀，遵循伦理原 则。
毒理学实验方法
急性毒性实验
实验目的：评估受试物在短期内的毒性作用 实验动物：常用小鼠、大鼠、兔子等 给药方式：一般为口服、注射等途径 结果评价：通过观察实验动物的中毒症状和死亡情况，计算半数致死量等指标
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实习一实验动物的一般操作技术一、目的和意义毒理学研究需要用实验动物来进行各种实验，通过对动物的实验观察和分析来研究毒作用，获得毒物的毒性、剂量-反应关系、毒作用机制等方面的资料，因此动物实验是毒理学研究中重要的手段之一。
通过本次实习学习毒理学实验中有关动物实验的基本操作技术，掌握实验动物的选择、动物抓取、染毒方法和生物材料的采集等技术。
二、内容（一）健康动物的选择无论选择哪种种属品系的动物进行实验，均要求选择健康的实验动物。
健康动物检查时要求达到：外观体型丰满，被毛浓密有光泽、紧贴体表，眼睛明亮，行动迅速，反应灵活，食欲及营养状况良好。
选择时重点检查以下项目：1.眼睛明亮，瞳孔双侧等圆，无分泌物。
2.耳耳道无分泌物溢出，耳壳无脓疮。
}3.鼻无喷嚏，无浆性粘液分泌物。
4.皮肤无创伤、无脓疮、疥癣、湿疹。
5.颈部要求颈项端正，如有歪斜提示可能存在内耳疾患，不应选作实验动物。
6.消化道无呕吐、腹泻，粪便成形，肛门附近被毛洁净。
7.神经系统无震颤、麻痹。
若动物（大鼠、小鼠）出现圆圈动作或体位倒置呈圆圈摆动，应该放弃动物。
8.四肢及尾四肢、趾及尾无红肿及溃疡。
（二）实验动物的性别鉴定动物性别不同对毒物的敏感性也不同，这可能与性激素、肝微粒体羟基化反应有关，也随受试物而异。
因此，要根据实验要求选择性别，一般实验如对性别无特殊要求者，宜选用雌雄动物各半。
1.大鼠、小鼠主要依肛门与生殖孔间的距离区分，间距大者为雄性，小者为雌性。
成年雄鼠卧位可见到睾丸，雌性在腹部可见乳头。
2.豚鼠用在一只手抓住豚鼠颈部，另一只手把开靠近生殖器孔的皮肤，雄性动物在圆孔中露出性器官的突起，雌性动物则显出三角形间隙，成年雌性豚鼠胸部有两个乳头。
3.家兔将家兔头轻轻夹在实验者左腋窝下，左手按住腰背部，右手拉开尾巴并将尾巴夹在中指和无名指中间，然后用拇指和食指稍稍把生殖器附近的皮肤扒开。
雄兔即可见一圆孔中露出圆锥形稍向下弯曲的阴茎（但幼年雄兔看不到明显的阴茎，只能看到圆孔中有凸起物，即是阴茎）。
雌兔此处则为一条朝向尾巴的长缝，呈椭圆形的间隙，间隙越向下越窄，此即为阴道开口处。
/（三）实验动物的抓取方法正确地抓取固定动物，是为了在不损害动物健康、不影响观察指标、并防止被动物咬伤的前提下，确保实验顺利进行。
1.小鼠的抓取方法先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台上向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。
2.大鼠的抓取方法大鼠的抓取基本同小鼠，只是大鼠比小鼠性情凶猛，不易用袭击方法抓取。
为避免咬伤，可戴上帆布或棉纱手套。
采用左手固定法，用拇指和食指捏住鼠耳，余下三指紧捏鼠背皮肤，置于左掌心中，这样右手可进行各种实验操作。
3.豚鼠的抓取方法豚鼠胆小易惊，在抓取时要稳、准、迅速。
用手掌迅速扣住鼠背，抓住其肩胛上方，以拇指和食指环握颈部，另一只手托住臀部即可。
4.兔的抓取方法用右手抓住兔颈部的毛皮提起，然后左手托起臀部或腹部，让其体重的大部分重量集中在左手上。
注意不要抓取双耳或抓提腹部。
（四）实验动物的编号、标记方法1.称重大、小鼠秤的感应量需在0.1g以下。
根据实验的不同要求，选择一定数量的大、小鼠，体重要求在同一组内、同性别动物体重差异应下于平均体重的10%，不同组间同性别动物体重均值差异应小于5%。
2.编号（1）染色法：以苦味酸来标记。
左前腿为1，左腰部为2，左后腿为3，头部为4，背部为5，尾基部为6，右前腿为7，右腰部为8，右后腿为9。
如果动物编号超过10，再涂染另一种涂料，表示相应的十位数，即左前腿上为10，左腰部为20，以此类推。
（2）剪耳法：在耳朵不同部位剪一小孔代表某个号码。
常以右耳代表个位，左耳代表十位。
，（3）烙印法：用刺数钳在动物耳上刺上号码，然后用棉签蘸着溶在酒精中的黑墨在刺号上加以涂抹，烙印前最好对烙印部位预先用酒精消毒。
（4）号牌法：用金属的牌号固定于实验动物的耳上，大动物可系于颈上。
（五）实验动物的随机分组方法为了得到客观的剂量-反应关系，应将一群动物按统计学原则随即分配到各个试验组中。
可按随机数字表方法进行随机分组。
具体做法举例说明：设将30只雄性动物平均分成A、B、C、D、E、F六组，每组5只动物。
将已编号的动物以号码按随机数字表进行分配。
如选随机数字表第二行，从第一个数字开始，顺次抄下30个数字（可依横行、竖行或斜行抄录）。
将每个数字一律除以6（组数），根据余数1、2、3、4、5、0（整除者）分别将动物分配到A、B、C、D、E、F组，结果见表1（数字源自第二行随机数字表）表1 动物随机分组表动物号1234（56789101112131415"随机数字97742467624281145720》4253323732除6余数12012\323205212分组—A B F A B F C B C B F·EB A B动物号1617181920…21222324252627282930随机数字，27736751245179897316&76622766除6余数310130$315144230分组C；A F A C F C A E A D D%BC F按上法分组后，A组有7只动物，B组7只，C组6只，D组与E组各2只，F组6只。
为了使每组动物数均为5只，需要根据随即分配的原则再选出2只A组和1只C组动物给D 组。
B组选出2只，F组选出1只给E组。
具体方法如下：继续抄下随机数字分别除以A、B、C、F组的动物数，即：56/7（7为A组动物数）整除，余数为0，将A组第7只动物（25号）调配给D组；下一个：50/6（6为A组动物数）余2，将A组第2只动物（4号）调配给D组；接下来26/6（6为C组动物数）余2，将C组第2只动物（9号）给D组。
余类推，最后调整分组成表2所示。
雌性动物也按上法分组，然后将雌、雄动物合组进行试验。
表2 30只动物随机分组（（六）实验动物的被毛去除方法1.剪毛剪毛剪。
注意把剪刀贴紧皮肤剪，不可用手提起被毛，以免剪破皮肤；依次剪毛，不要乱剪；剪下来的被毛集中在一个容器内，勿遗留在手术野和操作台周围。
2.拔毛多用于兔耳缘静脉注射或取血时，以及给大、小鼠作尾静脉注射时，需用拇指、食指将局部被毛拔去，以利操作。
3.脱毛脱毛系指用化学药品脱去动物的被毛，适用于无菌手术野的准备以及观察动物局部皮肤血液循环和病理变化。
常用硫化钡或依据脱毛剂配方配制脱毛剂。
（七）实验动物染毒途径和方法染毒的途径和方法多种多样，可根据实验目的、动物种类和药物剂型等情况确定。
1.皮下注射注射时以左手拇指和食指提起皮肤，将连有针头的注射器刺入皮下。
注射部位一般在大腿外侧、内侧、背部、耳根部、腹部。
2.皮内注射将注射的局部脱去被毛，消毒后，用左手拇指和食指按住皮肤并使之绷紧，在两指之间，将连有针头的注射器紧贴皮肤表层刺入皮内，然后再向上挑起并再稍刺入，即可注射药物，此时可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。
3.肌内注射肌内注射应选肌肉发达、没有大血管通过的部位，一般多选用臀部，注射时垂直迅速刺入肌肉，回抽针拴如无回血，即可进行注射。
4.腹腔注射用大、小鼠作实验时，以左手抓住动物，使腹部向上，右手将注射针头于左或右下腹刺入皮下，使针头向前推进~1.0cm，再以45°角穿过腹肌，固定针头，缓慢注入药液。
若实验动物为家兔，进针部位为下腹部的腹白线离开1cm。
，5.静脉注射（1）小白鼠和大白鼠：一般采用尾静脉注射，鼠尾静脉有三根，左右两侧尾静脉比较容易固定，多采用。
操作时先将动物固定在鼠筒内或扣在烧杯中，使尾巴露出，尾部用温水浸润或用酒精擦拭，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，中指从下面托起尾巴，以无名指和小指夹住尾巴的末梢，右手持注射器，使针头与静脉平行，从尾下四分之一处进针，先缓慢注入少量药液，如无阻力，可继续注入。
注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血或用消毒棉球压迫针眼止血。
（2）兔：兔耳中央为动脉，耳外缘为静脉。
内缘静脉深不易固定，故一般不选用，常用外缘静脉。
先拔去注射部位的被毛，用手指弹动或轻揉兔耳，使静脉充盈，左手食指和中指夹住静脉的近端，拇指绷紧静脉的远端，无名指及小指垫在下面，右手持针尽量从静脉的远端刺入，待有回血后，将拇指移到针头处以固定针头，放开食指和中指，将药液注入，然后拔出针头，用手压迫针眼片刻。
6.经口染毒在急性试验中，经口染毒多用灌胃法，此法剂量准确，适用于小鼠、大鼠、家兔等动物。
（1）小鼠、大鼠或豚鼠：灌胃时将针按在注射器上，吸入药液。
左手抓住鼠背部及颈部皮肤将动物固定，右手持注射器，将灌胃针插入动物口中，沿咽后壁徐徐插入食管。
针插入时应无阻力，若感到阻力或动物挣扎，应立即停止进针或将针拔出，以免损伤或穿破食管及误入食管。
（2）兔：先将动物固定，再将特制的扩口器放入动物口中，扩口器的宽度可视动物口腔大小而定，中间钻一小孔。
灌胃时将扩口器放在动物上下门牙之后，并用绳固定于嘴部，将带有弹性的橡皮导管，经扩口器上的小圆孔插入，沿咽后壁进入食管，此时应检查导管是否正确插入食管，可将导管外口置于一盛水的烧杯中，如不发生气泡，即认为此导管实在食管中，此时可将药液灌入。
7.其它给药途径（1）呼吸道染毒：粉尘、气体、蒸气或雾等状态存在的药物或赌气，须通过呼吸道染毒。
（2）皮肤染毒：为了鉴定化学物质经皮肤的吸收作用、局部作用、致敏作用和光感作用等，需采用经皮肤染毒方法。
①斑贴法（家兔）：在脱毛区（一般1cm2即可）贴敷浸有受试化合物的多层纱布（应低于致死剂量），再盖上一层油纸或塑料薄膜，贴牢固定。
于12~24小时后解开敷料，用温水清洗皮肤，观察皮肤反应。
②浸尾法（小鼠及大鼠）：目的是定性地判定受试物的经皮吸收作用。
染毒前先将鼠放入特制的固定盒内，并使其尾巴通过固定盒底部的软木塞的圆孔露出管外。
继之将尾巴通过小试管软木塞小孔，插入庄有受试物液体的试管内，浸泡2~6小时，观察中毒症状。
（八）实验动物染毒途径和方法1.动物常用采血方法~(1)大小鼠鼠尾采血方法：适用于需血量少的实验。
方法：将动物固定后，把鼠尾浸入45~50℃温水中使尾静脉充血，擦干皮肤后，再用酒精棉球擦拭消毒。
剪去尾尖（约~0.3cm），拭去第一滴血，用血色素吸管（根据需要事先在吸管内加入与不加抗凝剂）吸去一定量尾血，然后用干棉球压迫止血。
（2）眼眶静脉丛采血法：操作者以左手拇指、食指紧紧握住大鼠或小鼠颈部压迫颈部两侧使眶后静脉丛充血（注意用力要恰当，以防止动物窒息死亡），右手持玻璃毛细管从一侧眼内眦部以45°角刺入，捻转前进。
如无阻力继续刺入，有阻力就抽出玻璃毛细管调整方向后再刺入，直至出血为止。