新药研究中的动物实验方法
常用动物实验方法及检查方法
常用动物实验方法及检查方法动物实验是为了研究人类和动物的疾病、试验新药等目的而进行的实验。
它具有可控性、可再现性、安全性等优点，但也存在着动物伦理问题。
以下是常用的动物实验方法及检查方法。
一、行为实验方法行为实验是通过观察动物在特定条件下的行为反应来研究其认知、学习、记忆、情感和行为等方面的实验方法。
常用的行为实验方法包括：1.水迷宫实验将小鼠放置在特定的水池中，让其寻找出口。
通过观察小鼠在水中的海豚式游泳和潜水以及在水池边的行动判断其学习、记忆等能力。
2.开放田野环境实验观察动物在自然环境下的日常行为，并通过对比不同环境下的行为反应等来研究其行为特征。
3.运动学实验通过摄像提供的数据分析动物运动学表现，可以研究动物的协调能力、平衡能力等。
生理实验是通过测量动物生理生化指标及其变化等研究其生理功能和机制的实验方法。
常用的生理实验方法包括：1.心电图实验将小鼠放置在仪器上，通过在不同时间点测量其心电图数据来了解其心脏跳动、节律、速率等指标。
通过安装电极在动物头皮上进行记录和测量电活动，来研究动物的神经活动和行为的关系。
3.血液分析实验测量小鼠血液中各营养和代谢物的浓度及其变化，如血糖、血脂、酸碱度、肝功能酶等，以研究其生理机能和代谢变化。
1.肿瘤模型实验通过给动物注射癌细胞来建立肿瘤模型，观察肿瘤的生长和转移，评价药物的治疗效果等。
2.心血管疾病模型实验通过手术创建给予动物心脏和血管疾病，如高血压、冠心病、心力衰竭等模型，研究心血管药物的疗效。
3.动脉硬化模型实验通过高脂饮食、药物处理等方式建立动脉硬化模型，在病理变化、药物治疗等方面进行研究。
四、检查方法除了以上实验方法，常用的检查方法也是科学研究的重要手段，包括：1.显微镜检查通过显微镜观察动物医学切片的病理变化、组织结构等，可以从微观上了解动物机体病理生理和药理学变化。
2.核磁共振检查采用核磁共振技术对小鼠、大鼠等动物进行医学检查，如脑、心血管等部位的诊断，更加准确地研究各种动物模型。
动物实验给药量
动物实验给药量引言动物实验是科学研究领域中常用的手段，用于评估新药的疗效和安全性。
在动物实验中，给药量是一个非常重要的指标，直接关系到实验结果的准确性和可靠性。
本文将介绍动物实验中常用的给药量计算方法和注意事项，以帮助研究人员正确确定给药量，提高实验结果的可信度。
给药量的计算方法动物体重和药物剂量是确定给药量的主要因素。
以下是常用的给药量计算方法：按体重计算按体重计算给药量是一种常用的方法。
通常，研究人员会根据体重来确定每只动物需要接受的药物剂量。
计算公式如下：给药量（mg/kg）= 药物剂量（mg）/ 动物体重（kg）以研究小鼠为例，假设药物剂量为10mg，小鼠体重为20g（相当于0.02kg），则给药量为：给药量（mg/kg）= 10mg / 0.02kg =500mg/kg按体表面积计算另一种常用的给药量计算方法是按体表面积计算。
这种方法考虑了不同动物种类体表积的差异，更精确地调整了给药量。
计算公式如下：给药量（mg/m²）= 药物剂量（mg）/ 动物体重（kg） × 动物体表面积系数动物体表面积系数是根据不同动物种类的体表积指数进行调整的。
研究人员可以参考相关文献获得不同动物种类的体表积系数。
其他因素的考虑除了体重和体表面积，还有其他因素需要考虑在内。
例如，药物的生物利用度、给药途径和给药频次都可能对给药量产生影响。
研究人员需要根据实际情况对给药量进行修正。
给药量的注意事项在确定给药量时，研究人员需要注意以下几点：精确记录动物体重给药量的准确性依赖于动物体重的准确记录。
研究人员应该使用专业仪器或称重工具来测量动物体重，并确保记录的准确性。
考虑药物的特性不同药物具有不同的药理特性，如药物的半衰期、药物的最高浓度等。
这些因素可能影响到给药量的选择。
研究人员应该详细了解药物的特性，并根据需要调整给药量。
留有一定的安全边际动物实验中常常需要使用较高剂量的药物才能达到所需效果。
设计一个动物实验方案
设计一个动物实验方案第1篇设计一个动物实验方案一、实验背景与目的随着生物科学和医学研究的深入，动物实验在科研领域扮演着不可或缺的角色。
本实验方案旨在研究某新型药物对特定疾病的治疗效果及安全性，为后续临床应用提供科学依据。
二、实验对象与分组1. 实验对象：选用成年健康的大鼠作为实验动物。
2. 分组：将实验动物随机分为三组，分别为：- 对照组：不接受药物治疗；- 实验组1：接受低剂量药物治疗；- 实验组2：接受高剂量药物治疗。
三、实验方法1. 实验前准备：- 对实验动物进行适应性喂养，确保其生理状态稳定；- 对实验动物进行编号，便于观察与记录；- 准备实验所需的药物、器械及实验场地。
2. 实验步骤：- 对照组：正常饲养，不接受药物治疗；- 实验组1：按照设定的低剂量给药方案，给予药物治疗；- 实验组2：按照设定的高剂量给药方案，给予药物治疗。
3. 实验观察与记录：- 观察实验动物的进食、活动、粪便等一般情况；- 记录实验动物的体重、体温等生理指标；- 定期进行血液学、生化学、病理学等相关检查，评估药物治疗效果及安全性。
4. 实验周期：根据药物作用周期及实验目的，设定实验周期为4周。
四、实验评价标准1. 药物治疗效果评价：- 观察实验动物疾病症状的改善程度；- 对比实验组与对照组的生理指标变化；- 评估药物对疾病的治疗效果。
2. 安全性评价：- 观察实验动物的一般情况，如进食、活动等；- 监测实验动物的体重、体温等生理指标；- 检查血液学、生化学、病理学等相关指标，评估药物安全性。
五、实验合规性保障1. 遵循我国相关法律法规，确保实验动物福利与伦理。
2. 实验过程中，对实验动物进行人道关怀，减轻其痛苦。
3. 严格遵守实验操作规程，确保实验数据真实、可靠。
4. 加强实验废弃物处理，防止对环境造成污染。
六、实验结果与分析1. 对实验数据进行统计分析，采用t检验、方差分析等方法，比较各组间的差异。
2. 分析药物剂量与治疗效果之间的关系，为后续临床应用提供依据。
动物体内药物测试的方法和优缺点
动物体内药物测试的方法和优缺点药物测试一直是开发新药的重要步骤之一。
在测试新药物之前，需要进行临床试验，其中动物体内测试是其中一个较为重要的环节。
动物体内药物测试是指在动物体内对药物进行测试以确定其安全性和有效性的过程。
本文将探讨动物体内药物测试的方法和优缺点。
一、动物体内药物测试的方法1. 毒性测试在进行临床前测试时，比较重要的是进行毒性测试。
这类测试会在实验室中使用哺乳动物或者非哺乳动物对药物进行测试，通过制定出测试计划，将药物按不同剂量进行注射、灌胃或者吸入给药，来观察动物对药物反应的情况。
毒性测试主要是为了了解药物是否有毒副作用，这是排除临床前药物的重要测试之一。
2. 生物利用度测试生物利用度测试分为单次口服和多次口服。
单次口服是指将药物给动物口服一次之后，在不同的时刻从动物血液或者尿液中检测药物浓度。
而多次口服是持续灌胃而进行的，这样通常需要测试出药物的血浆半衰期和药物的生物利用度等。
3. 疗效测试在进行临床试验之前，在动物体内往往进行疗效测试。
这类测试主要是测试药物的有效性。
例如，在进行抗生素测试时，将动物注射或者灌胃给药，之后检测细菌的数量来测试抗生素的有效性。
其他疗效测试包括抗炎症、抗肿瘤等。
二、动物体内药物测试的优缺点1. 优点a) 可以确定生物利用度和药物代谢：动物体内药物测试可以提供药物在体内代谢和生物利用度的情况。
这种情况对于临床前测试来说至关重要。
b) 可以了解药物对于不同类型动物的影响：通过在不同类型动物中进行药物测试，可以了解药物对于不同类型动物的影响，从而确定药物对于人类的适用性。
c) 可以更准确确定药物剂量：通过动物体内测试，可以确定药物的合适剂量，从而确保安全和有效性。
2. 缺点a) 道德上的担忧：许多动物权利组织认为，通过进行动物体内测试来确定药物的安全性和有效性是虐待动物的一种方式，这类测试可能会对动物造成伤害或者死亡。
b) 可能不准确：人体与动物存在巨大差异，因此通过动物体内测试来确定药物的有效性并不总是十分准确。
药物研究的动物实验方法
250*0.2/0.0311=1608 mg/m2 狗体重以10kg计,则A2=0.5198m2 狗的剂量: 1608*0.5198/10=84mg/kg
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（2）转换因子计算
按mg/kg折算mg/m2转换因子计算： 大鼠为6，狗19，小鼠3，豚鼠8，家兔12，猫14，
7、确定动物给药剂量时，要考虑因给药 途径不同，所用剂量也不同，以口服量为100 时，灌肠量应为100-200，皮下注射30-50， 肌肉注射25-30，静脉注射为25。
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(二)、实验动物用药量的计算方法
动物实验所用的药物剂量，一般按 mg/kg体重或g/kg体重计算，应用时须从 已知药液的浓度换算出相当于每kg体重 应注射的药液量（ml数），以便给药。
例：计算给体重1.8kg的家兔，静脉 注射20%氨基甲酸乙酯溶液麻醉，按每 kg体重1g的剂量注射，应注射多少ml？
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(三)、人与动物及各类动物间药物剂量的换算方法
1、人与动物用药量换算
人与动物对同一药物的耐受性相差很大。一般说来， 动物的耐受性要比人大，也就是单位体重的用药量动物比 人要大。可按下列比例换算：人用药量为1，大、小鼠为 25-50，兔、豚鼠为15-20，狗、猫为5-10。
第七章 药物研究的动物实验方法
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第一节 药物试验剂型、剂量与样 本数确定
一、受试物的剂型配制 在药物研究的动物试验中，需要用溶剂、
助溶剂或赋形剂将受试物配制成一定剂型后 给动物使用。
溶剂、助溶剂的要求：无毒性、与受试 物无反应、制成的溶液稳定。 常用的溶剂：水、生理盐水、植物油等。 常用的助溶剂：吐温-80
论述药物的临床前研究早实验动物中的实施和研究策略.doc
论述药物的临床前研究早实验动物中的实施和研究策略-->论述药物的临床前研究早实验动物中的实施和研究策略药物临床前研究是新药研发的重要阶段，代写硕士论文是评价药物有效性和安全性的基础工作，临床前研究结果的准确性和可靠性，是保证药物研发成功和降低临床研究风险的重要措施。
药物的临床前研究主要是指使用非人类模式生物或实验动物进行的研究，通过不同的动物模型和实验方法，评价药物的药理作用，研究其作用机制，观察其毒性作用［1］。
动物实验是临床前研究的核心内容，而实验动物则是药物临床前研究的最重要的实验材料和对象。
因此，科学合理应用实验动物是关系到临床前研究的关键环节［2］。
1实验动物质量是保证实验结果准确可靠的基本条件现代医学的发展，科学技术水平的提高和社会的进步，促进了新药研发过程中的临床前研究，人们应用越来越多的动物实验来证明药物的有效性、安全性，以降低药物对人类可能产生的危害和不良影响。
但是，大量临床前研究结果显示，无论采用何种动物进行临床前研究，其结果与临床效果仍然存在显著的差异［3］。
直至今日，人们还没有找到能够完全反应药物临床效果的理想方法。
在这种情况下，研究人员采用多种措施来提高实验的可靠性和预测的有效性。
在影响研究结果预测有效性的各种因素中，动物因素是至关重要的因素，其中包括动物的种类，动物的质量和动物模型的特点。
在动物选择方面，人们已经积累了比较丰富的经验，包括选择特定指标生理特征相近的动物，采取多种动物相互验证，利用动物生理病理特点展示药物作用等多种措施。
在动物实验方面，则采取控制实验条件，设置合理对照的方法消除可能产生的影响，这些措施有效的保证了动物实验的稳定性。
但是，在动物实验中，影响动物实验质量的一个特别重要的因素，也是经常被忽略的因素就是动物质量，保证动物质量是保证动物实验研究质量的基本保证。
动物质量包括多项内容，首先是健康状况，用于实验的动物必须是健康的，对于实验动物而言，健康的标准至少是没有疾病的状态。
生物制药技术中的疾病模型与动物实验方法
生物制药技术中的疾病模型与动物实验方法近年来，生物制药技术在药物研发领域取得了巨大的突破和进展。
其中，疾病模型和动物实验方法被广泛用于生物药物的研究与开发。
这些模型和方法不仅可以帮助研究人员了解疾病的发生机制，还可以评估新药的疗效和安全性。
本文将重点介绍生物制药技术中常见的疾病模型和动物实验方法。
一、疾病模型1. 细胞模型细胞模型是一种简化的疾病模拟系统，通过使用特定的细胞系，可以模拟疾病发生时的细胞变化和功能异常。
例如，癌症细胞系可以用于评估抗癌药物的效果，神经退行性疾病细胞模型可以用于研究相应病理机制和寻找新的治疗方法。
2. 动物模型动物模型是疾病研究中最为常用的一种模型。
通过人为诱导动物产生类似于人类疾病的症状和病理变化，可以更好地了解疾病的发展过程和药物治疗的效果。
例如，小鼠模型常用于癌症和免疫疾病的研究，大鼠模型常用于心血管疾病和神经系统疾病的研究。
3. 人工合成模型人工合成模型是一种通过人工合成的方法来模拟人类疾病的模型。
例如，利用基因编辑技术和干细胞技术可以制备特定基因突变的细胞和动物模型，模拟人类遗传性疾病的发生和发展过程。
这种模型可以更好地理解疾病的分子机制，并为新药的开发和治疗提供重要依据。
二、动物实验方法1. 组织和细胞培养组织和细胞培养是疾病模型研究中常用的实验方法之一。
通过将疾病相关的细胞或组织置于适宜的培养条件下，可以观察到疾病相关的生理和病理变化，评估新药的效果和安全性。
例如，癌细胞可以在体外培养条件下观察到其增殖和侵袭的变化，既可以用于药物筛选，也可以用于疾病机制的研究。
2. 基因表达分析基因表达分析是疾病模型研究中常用的实验方法之一。
通过检测疾病相关基因的表达水平的变化，可以揭示疾病的分子机制和效应途径，并为新药的开发和治疗提供重要依据。
例如，通过使用实时荧光定量PCR技术或基因芯片技术，可以检测到疾病相关基因的表达变化，确定其受到新药的调控程度。
3. 组织病理学分析组织病理学分析是疾病模型研究中不可或缺的实验方法之一。
实验动物的给药途径和方法及药量计算方法
一．经口给药法一灌胃法此法给药剂量准确,是借灌胃器将直接灌到动物胃内的·种常用给药法;1．鼠类：鼠类的灌胃器由特殊的灌胃针构成;左手固定鼠,右手持灌胃器,将灌胃针从鼠的右U角中,插入口中,沿咽后壁慢慢插入食道,使其前端到达膈肌位置,灌胃针插入时应无阻力,如有阻力或动物挣扎则应退针或将针拔出,以免损伤、穿破食道或误入气管;2．兔、犬等：灌胃一般要借助于开口器、灌胃管进行;先将动物固定,再将开口器固定于上下门齿之间;然后将灌胃管常用导尿管代替从开口器的小孔插入动物口中,沿咽后壁而进入食道;插入后应检查灌胃管是否确实插入食道;可将灌胃管外开口放入盛水的烧杯中,若无气泡产生,表明灌胃管被正确插入胃中,未误入气管;此时将注射器与灌胃管相连,注入药液;二口服法口服给药是把混入饲料或溶干饮水中让动物自由摄取;此法优点是简单方便,缺点是剂量不能保证准确,且动物个体间服药量差异较大;大动物在给予片剂、丸剂、胶囊剂时,可将用镊子或手指送到舌根部,迅速关闭口腔,将头部稍稍抬高,使其自然吞咽;二、注射给药法一皮下注射皮卜注射一般选取皮下组织疏松的部位,大鼠、小鼠和豚鼠可在颈后肩胛问、腹部两侧作皮下注射；家兔可在背部或耳根部作皮卜注射；猫、犬则在大腿外侧作皮下注射;皮下注射用左手拇指和食指轻轻提起动物皮肤,右手持注射器,使针头水平刺入皮下;推送药液时注射部位隆起;拨针时,以手指捏住针刺部位,可防止药液外漏;二肌肉注射肌肉注射一般选肌肉发达,无大血管通过的部位;大鼠、小鼠、豚鼠可注射大腿外侧肌肉；家兔可在腰椎旁的肌肉、臀部或股部肌肉注射；犬等大型动物选臀部注射;注射时针头宜斜刺迅速人肌肉,回抽针栓如无回血,即可注射;三腹腔注射给大鼠、小鼠进行腹腔注射时,以左手固定动物,使腹部向上,为避免伤及内脏,应尽量使动物头处于低位,使内脏移向上腹,右手持注射器从下腹两侧向头方刺入皮下,针头稍向前,再将注射器沿45角斜向穿过腹肌进入腹腔,此时有落空感,回抽无回血或尿液,即可注入药液;免、犬等动物腹腔注射时,可由助手固定动物,使其腹部朝上,者即可进行操作;注射位置为：家兔下腹部近腹白线左右两侧1cm处,犬脐后腹白线两侧边1—2cm处进行腹腔注射;四静脉注射1、大鼠和小鼠：常采用尾静脉注射;注射时,先将动物固定在暴露尾部的固定器内,尾部用45—50℃的温水浸润几分钟或用75％酒精棉球反复擦拭使血管扩张,并使表皮角质软化;以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧,用中指从下面托起鼠,右手持注射器,使针头尽量采取与尾部平行的角度进针,从尾末端处刺入,注入药液,如无阻力,表示针头已进入静脉,注射后把尾部向注射侧弯曲,或拔针后随即以干棉球按住注射部位以止血;2、豚鼠：可采用前肢皮下头静脉、后肢小隐静脉注射或耳缘静脉注射;3、家兔：一般采用耳缘静脉注射;注射时先将家兔用固定盒固定,拔去注射部位的毛,用酒精棉球涂擦耳缘静脉,并用手指弹动或轻轻揉擦兔耳,使静脉充血,然后用左手食指和中指压住耳根端,拇指和小指夹住耳边缘部,以无名指放在耳下作垫,右手持注射器从静脉末端刺入血管,注入药液;注射后,用纱布或脱脂棉压迫止血;四、给药剂量不同种类的动物一次给药能耐受的最大剂量不同,灌胃太多时易导致胃扩张,静脉给药剂量过多时易导致心力衰竭和肺水肿;现将不同种类动物一次给药最大耐受量列出,以供参考;为观察某种对动物的作用时,给药剂量的准确与否是个很重要的问题;剂量太小,作用不明显,剂量太大,又可能导致动物中毒死亡;表二不同种类动物一次给药能耐受的最大剂量ml推荐使用厂述方法确定剂量：1、先用少量小鼠粗略的摸索山毒剂量或致死剂量,然后用中毒剂量或致死剂量的若干分之作为应用剂量,一般可取1／10-1／5;2、确定剂量后,如第一次的作用不明显,动物也没有中毒的表现体重下降、精神不振、活动减少或其它症状,可以加大剂量再次;如出现中毒现象,作用也明显,则应减少剂量再次;在一般情况下,在适宜剂量范围内,的作用常随剂量的加大而增强;所以有条件：时,最好同时用儿个剂量做,以便迅速获得关于作用的较完整的资料;如结果出现剂量与作用强度毫无规律时,则更应慎重分析;3、用人动物进行时,开始的剂量可采用给鼠类剂量的十五分之一至二分之一,以后可根据动物的反应调整剂量;4、确定动物的给药剂量时,要考虑给药动物的年龄大小和体质强弱;—般说,确定的给药剂量是指成年动物的,如果幼小动物,剂量应减小;服量为100,灌胃量应为100-200,皮下注射量为30—50,肌肉注射量为25—30,静脉注射量为25;二、动物给药量的计算方法动物所用的剂量一般按毫克／公斤体重或克／公斤体重计算,应用时须从已知药液的浓度换算㈩相当于每公斤体重应注射的药液量毫升数,以便给药;三、人与动物的给药量换算方法人与动物对同的耐受性相差很大;一般说来,动物的耐受性比人大,也就是单位体重动物的用药量比人要人,近几年来新药药效研究中多以下列公式计算：D2=D1×K2／K1×W1/W2D为剂量,K为常数,W为动物体重kg1指人；2指动物;人及不同种类动物的K值不同,人1．6、猴11．2、兔10．1、大鼠9．1、小鼠9．1、鼠9．8、猫9．8;如一例体重为70kg的人,某药剂量为20ug．kg-1．D-1,—只5kg重的猴为53．6 ug．kg-1．D-1,一只10kg重的大为40．4ug．kg-1．D-1,而一只20g重的小鼠为260．6 ug．kg-1．D-1见表三人用剂量与不同种类动物间剂量的关系;表三人用剂量与不同种类动物间剂量的关系注；表示人与动物的不同体重,以kg表示,第三行以下数据单位为;。
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生化分院 药剂专业 周丽萍
实验动物：是指经人工饲育，对其携带的 微生物实行控制，遗传背景明确或来源清 楚，用于新药研究、教学、生产、鉴定以 及其他科学实验的动物。 重要性
通过对动物本身生命现象的研究，进 而推用到人类，探索人类的生命奥秘，控
制人类的疾病和衰老，延长人类的寿命。
人类疾病的动物模型的研究，实质上是生
物比较医学的应用科学。
使用动物模型的意义
避 免 人体 实验造成 危害
提供疾 病材料
增 加 可比性
样品易得 简化实验
动物模型 设计原则
相似性 重复性
易行性 经济性 可靠性
适用性 可控性
1
2
再现所要研究 的人类疾病
能在2种动物 重复产生该疾病
动物模型的评估
3 4
动物背景 资料完整
价廉 便于运送
实例：缺氧缺血性脑损伤疾病动物模型
4周龄，SD大
鼠麻醉、备皮
游离左颈总 动脉，结扎
术后休息2-3h，苏醒后以8％O2 和92％N2、1.5-2L/min的 流量持续通气2.5h
大鼠左颈总动脉已 游离
大鼠左侧颈总动脉 结扎2-3h后左眼睑 裂变小
缺氧时大鼠出现登高、 相互挤靠等现象
• 经口给药： 饲料、饮水、灌胃 • 注射给药： 皮下注射 静脉注射 腹腔注射 脑内注射等 • 吸入给药： 鼻腔吸入
鞘内注射
小鼠的腹腔注射
小鼠的灌胃
小鼠的皮下注射
皮下注 射
大鼠尾静脉
3 人类疾病动物模型
医学研究中建立的具有人类疾病模拟表 现的动物实验对象和相关材料。
认识生命科学客观规律的实验方法和手段。
HE染色观察脑组织病理变化
经心脏灌流 4%多聚甲 醛固定取脑 脱水 透明 浸蜡 包埋 行常规 HE染色
不同时间 点的脑组 织病理变 化图 （HE×1 00）
4 各种检验标本采集方法
血液采集方法 尾侧静脉采血：大鼠，0.5-1 mL
尾静脉切口采血：小鼠、大鼠，0.1-0.2 mL
粪、尿液采集方法
其他检验标本采集方法 脑脊液采集
现介绍几种常见标记方法：染色法、标牌法、烙印
法、耳孔法。 编号原则是：先左后右，从前到后。
1.3 实验动物的麻醉
动物的麻醉方法 1．全身麻醉 （1）吸入法 （2）腹腔和静脉给药麻醉法
2．局部麻醉
1.4 实验动物被毛的去除方法
去除被毛的方法有四种： • 剪毛 • 拔毛 • 剃毛 • 脱毛
2 实验动物的给药途径和方法
常用实验动物
小 鼠 大鼠 Beagle 犬
兔
小型猪
猴
By Chen Min-
1 动物实验前的准备
1.1 实验动物的抓取与固定
右手抓取鼠尾
左手拇指和食指抓住小 鼠的两耳腿
小鼠的抓取与固定
1.2 编号和标记方法
标记的方法应保证号码清楚、耐久、简便、易认和 适用。
腹水采集
断头采集
断头取脑
5 实验动物的处死方法
• 脊椎脱臼法 • 断头法 • 击打法 • 急性大失血法(心脏灌 注) • 化学致死法
心脏灌注