第六章动物实验的基本方法
小鼠实验的基本技术和方法
小鼠实验的基本技术和方法小鼠实验是生物实验中常用的实验方法之一，主要用于研究生物学、药理学、毒理学等领域。
以下将介绍小鼠实验的基本技术和方法。
一、小鼠的选材与饲养1.小鼠的选材：选取体重相近、同龄、同性的小鼠作为实验对象，并确保其健康状态。
2.小鼠的饲养：小鼠应在洁净、无臭、适温的实验动物房进行饲养。
提供适宜的饲料和清洁的饮水，保持适定的饲养环境，有规律地进行日常护理，确保小鼠的健康和舒适。
二、小鼠实验的基本技术1.注射技术：常用的小鼠注射技术包括静脉注射、皮下注射、腹腔注射等。
操作时应注意选用适当的注射器和针头，避免伤害到小鼠的内脏和组织。
2.静脉采血技术：静脉采血是获取小鼠血液样本的一种常用技术。
通常采用静脉穿刺的方式，先选定采血部位，再使用适当的器具（如针管）进行采血。
3.取脏器技术：小鼠解剖和取脏器是许多实验研究的必要步骤。
这包括心脏、肺、肝脏、脾脏等器官的解剖和获取。
操作时应尽量避免伤害到脏器，确保获取到完整可用的样本。
4.外周血细胞计数：通过采集小鼠的血液样本，使用血细胞计数仪进行细胞计数。
这是评估小鼠免疫功能、全血红细胞计数和血红蛋白浓度的重要方法，有助于评估一些疾病或药物对血液系统的影响。
三、小鼠实验的常用方法1.急性毒性实验：通过给小鼠灌胃或注射一定量的物质来观察其毒性反应，包括死亡率、体重变化、行为异常等。
根据实验设计的需要，可以使用LD50（半数致死量）等指标来评估物质的毒性。
2.慢性毒性实验：将小鼠长期接触一定浓度的物质，观察其对小鼠生理和行为的长期影响。
常用的实验方法包括饮水或饮食添加剂量法、慢性面毒研究等。
3.细胞培养和移植：通过培养小鼠的细胞，观察其在体外的生长和变化。
可以进行细胞增殖、凋亡、分化等方面的研究。
此外，还可以将小鼠的细胞或组织移植到其他物种中，进行异种移植实验。
4.基因改良和基因敲除：通过基因工程技术，改变小鼠基因组的特定基因，观察其对小鼠生理和行为的影响。
动物实验技术
动物实验技术第六章动物实验基本操作技术第一节、实验动物的抓取与固定一、小鼠的抓取与固定•抓取方法：用右手拇指和食指捏住尾部中段提起，如果只想移动小鼠，就用两手把它捧起来。
•手固定法：将右手捏起的小鼠放在笼盖上，用右手捏其尾部中段，在小鼠向前爬的一瞬间，用左手的拇指和食指捏住颈背部皮肤，再翻转左手，将小鼠置于左手掌心中，右手拉住小鼠尾部，再用左手小指和无名指压住小鼠尾根部使小鼠整个呈一条直线。
固定时注意，过分用力会使小鼠颈椎脱臼，若用力过轻头部能反转过来咬伤实验者的手。
这种固定方法是灌胃给药和腹腔注射给药常用的方法。
•手术固定法：用乙醚等麻醉药品麻醉后，用长20~30cm的线绳分别系在四肢上，再把四肢的线绳分别系在固定板四角的钉子上，并且在头部上颚切齿的地方牵一根线绳达到完全固定。
•在静脉给药时，先根据小鼠的大小选择合适的固定器，打开鼠筒盖，把小鼠放在里面，只露出尾巴；或者用倒放的烧杯将鼠扣住，只露出尾巴并压住。
二、大鼠的抓取与固定•抓取方法：4~5周龄以内的大鼠同小鼠；周龄较大的大鼠其尾部皮肤容易被剥脱，所以用左手从背部中央到胸部捏起来抓住。
抓取时最好带防护手套，但手套不宜过厚。
•手固定法：同小鼠。
•手术固定法：同小鼠。
•静脉给药或采血时同小鼠。
三、豚鼠的抓取与固定•抓取方法：抓取幼小豚鼠时，用手捧起来；成熟的大豚鼠，用手大把抓起胸肋部即可。
注意不能粗野，更不能抓取腰腹部，这样容易造成肝破裂而死亡。
•手固定法：⑴将左手的食指和中指放在豚鼠颈背部两侧，拇指和无名指放在肋部，分别用手指夹住左右前肢抓起来。
⑵反转左手，用右手的拇指和食指夹住右后肢，用中指和无名指夹住左后肢是豚鼠整体伸直成一条直线。
⑶一个人固定操作时，坐在椅子上，用右手拿着豚鼠的后肢夹在两腿之间，用大腿代替右手夹住。
•手术固定法：同大、小鼠。
四、家兔的抓取与固定•抓取方法：用一只手大把抓住颈背部皮肤提起来，另一只手托住其臀部，让其重心落在托其臀部的手上，运送时，还要抓住颈肩部皮肤抱着兔子运送。
【精品】第六章 生物多样性测定
第六章生物多样性测定一、遗传多样性的检测遗传多样性是生物多样性的重要组成部分，从某种程度上说它是生态系统多样性和物种多样性的基础和核心。
遗传多样性的最直接的表现形式是遗传变异水平的高低。
但是，对于任何个体来说，其生命总是很短暂的，由个体构成的种群或种群系统（例如种、亚种）才是在时间上是连续不断的，才是进化的基本单位，这些种群或者种群系统在自然界有其特定的分布格局，所以遗传多样性不仅包括变异水平的高低，同时也包括变异的分布格局，即种群的遗传结构.对于大范围的异交植物来说，种群之间的遗传变异会明显增加，种群遗传结构上的差异是遗传多样性的重要表现，一个物种的进化潜力和抵御不良环境的能力取决于种内遗传变异的大小,同时也有赖于遗传结构。
遗传结构是遗传变异在种群内和种群间的分布.它包括基因的种类及比例，而基因型的种类及比例、基因频率及演化规律是种群遗传结构的核心问题。
因此研究种群遗传结构有利于阐明自然条件下的生物变异。
人们对遗传多样性的检测最初是从形态学开始的。
随着染色体的发现及其结构和功能的澄清，人们又把研究的重点转向染色体上。
上世纪60年代，酶电泳技术以及特异性组织化学染色法应用于群体遗传和进化研究，使科学家们从分子水平来客观地揭示遗传多样性成为可能，并极大地推动了该领域的发展.进入80年代，分子生物学和分子克隆技术的发展带来了一系列更为直接的检测遗传多样性的方法,即直接测定遗传物质本身DNA序列的变异。
从不同水平上检测遗传多样性的各种方法在灵敏度、可行性以及检测目的等方面差别很大，目前检测遗传多样性的常用手段基本上是以形态学性状为主的表型分析和分子水平的检测。
1、形态学（表型)检测从形态学或表型性状上来检测遗传变异是最古老也最简便易行的方法。
由于表型和基因型之间存在着基因表达、调控、个体发育等一系列复杂的中间环节，如何根据表型性状上的差异来反映基因型上的差异就成为用形态学方法检测遗传变异的关键。
通常所利用的表型性状主要有两类。
动物实验基本操作技术
动物实验基本操作技术动物实验作为一种科学研究手段，常用于医学、生物学等领域的实验研究。
为了确保实验的可靠性和安全性，研究人员需要正确掌握基本的动物实验操作技术。
下面将介绍一些常用的动物实验基本操作技术。
首先，动物实验前，需要对动物进行适当的饲养管理，确保其健康状态。
这包括提供适宜的饲料和饮水，保持合适的环境温度和湿度，以及定期清洁和消毒动物饲养环境。
此外，研究人员还需对动物进行身体检查，以排除可能影响实验结果的健康问题。
其次，对于需要进行手术的实验，研究人员需要具备相关的手术技术。
例如，动物麻醉技术是必不可少的，可以采用静脉注射麻药、局部麻醉或气管插管麻醉等方法。
在动物手术过程中，需要准确切割皮肤或组织，处理血管、神经和器官，以及进行缝合和止血等操作。
因此，研究人员需要熟练掌握相关手术技术，确保手术过程的顺利进行。
此外，动物实验中还常使用动物注射技术。
注射技术包括口服给药、皮下注射、肌肉注射和静脉注射等。
研究人员需要准确计量给药剂量，选择合适的注射部位和注射器具，并注意注射速度和注射途径的选择。
在实验中，研究人员还需要掌握注射后的观察和记录技巧，及时发现和处理可能的不良反应。
另外，动物实验还涉及到采集和处理生物样本的技术。
例如，研究人员需要采集血液、组织或其他体液样本，以进行生化分析、细胞培养或组织学检查等。
采样时需要注意卫生与无菌操作，避免交叉污染。
采样后，研究人员需要合理保存和处理样本，以保证实验结果的可靠性。
此外，动物实验中的数据记录与分析也是十分重要的。
研究人员需要仔细记录实验过程的各种参数，包括实验开始时间、操作步骤、药物剂量、实验结果等。
此外，研究人员还需要进行数据分析，以得出科学合理的结论。
在数据分析过程中，研究人员可以使用统计学方法，如平均值、标准差、方差分析等。
最后，动物实验的伦理与法规也是非常重要的。
研究人员需要遵守相关的伦理规范和动物保护法律法规，保证动物实验的道德性和合法性。
6 第6章 一般毒性作用及其试验与评价方法
2、剂量设计与分组
• 根据受试物或其近似物的物理、化学性质选择与本实 验相同动物物种或品系，相同染毒途径的LD50值作为 参考值，选择剂量系列。 • 一般分四组：高中低三个剂量组及一个阴性对照组
3、确定实验动物染毒方法： 灌胃
4、观察周期及观察内容
观察周期：一般为14天或24h，但计算出LD50时应注明
• 品种、品系的选择 • 健康状况：健康成年动物
小鼠、大鼠测半数致死量，狗观察毒性反应。
• 年龄：大鼠180-240g，小鼠18-25g（35-50日 龄），家兔2-2.5kg，豚鼠200-250g，狗10-15kg。 • 性别：雌、雄各半，雌性实验动物要求是未 经交配和受孕的。 • 各剂量组动物数： 小动物数量为每组 10 只，大动物也应每组 6 只。
‘一次接触’
(P122)
经口接触和各种方式的注射接触，“一次接触”，是指 在瞬间将受试化合物输入实验动物的体内；
而经呼吸道吸入与经皮肤接触，“一次接触”是指在一
个特定的期间内实验动物持续地接触受试化合物的过程; 此外，当化学物毒性较低时，需要给予动物较大剂量时， 可在 24 小时内分多次给予，这时的急性接触即为“多 次”。
免费茶水的重金属严重超标
一份外国学者的研究指出， 中国13个品牌的香烟重金属含量超标
第二节 蓄积毒性
一、基本概念 P138
当化学毒物连续、反复进入机体，而且进 入的速度（或总量）超过代谢转化与排出的速度 （或总量）时，物质就有可能在体内逐渐增加并 贮留的现象--蓄积作用（accumulation） 化学毒物容易蓄积的组织和器官——贮存库
急 以性 死毒 亡性 为的 终上 点限 参 数 急 非性 毒 作致 性 用死 的 为性 下 终急 限 点性 毒参 性数 ，
第六章动物实验的基本方法演示文稿
2.差异的控制： 差异的来源：⑴实验者；⑵动物；⑶动
物与环境的相互作用 实验者带来的差异 实验过程的实施： 不准确的测量
第4页，共60页。
动物固有的差异
✓ 动物来源不一
✓ 饲养管理的差别 ✓ 动物生活环境不同
✓ 动物健康状况
第5页，共60页。
动物与环境相互作用引起的差异 ✓ 群居因素，每个笼盒饲养动物数量 ✓ 动物与实验操作过程之间的相互作用引起 ✓ 饲养操作与实验操作的顺序 ✓ 实验操作引发的动物之间的影响
第26页，共60页。
•小鼠的给药途径和方法
✓灌胃（i.g）:动物要固定好；头颈部保持平展；
要沿着口角进针，再顺着食管方向插入胃内；决不 可进针不顺就硬向里插。
✓皮下注射（s.c）:常选用颈背部皮肤。
第27页，共60页。
图 大小鼠的灌胃
第28页，共60页。
✓皮内注射（i.d）:观察皮肤血管的通透性变化及观
固定方法:
徒手固定;固定板固定;固定架固定;简易固定
图 小鼠保定
第9页，共60页。
大鼠的抓取与固定
✓ 抓取方法 ✓ 固定方法:
徒手固定;固定板固定;卵圆钳固定
第10页，共60页。
•豚鼠的抓取与固定
✓ ✓
图 豚鼠抓取和保定
第11页，共60页。
•家兔的抓取与固定
✓ ✓
第12页，共60页。
图 兔抓取和保定
察皮内反应，多用于接种、致敏实验等。雄性较雌性 皮肤紧密，注射难度大。 ✓ 肌肉注射（i.m）：较少应用 ✓ 腹腔注射（i.p）: ✓ 静脉注射（i.v）：一般采用尾静脉注射。小鼠尾部 背腹各有一根动脉，两侧各有一根静脉。
第29页，共60页。
图 小鼠腹腔注射
第六章 动植物细胞培养
第一节
动植物细胞培养的特性
一、动物细胞培养的特性
技术发展历史：
1907年，美国，Harrison首次将蛙的神经组织在试管内培养 成功。 1950年，Enders及同事发表第一篇在培养细胞中生长病毒的 报告。 1972年，Knazek等创立中空纤维细胞培养技术，使细胞体外 培养扩展为大规模培养。 1986年，Demo生物公司用微囊化技术大规模培养杂交瘤细胞 生产单克隆抗体获得成功。 随后，动物细胞培养技术日趋完善。
维生素：是维持细胞生长的一种生物活性物质，它 们在细胞中大多形成酶的辅基或辅酶，对细胞的代 谢有重大的影响。 糖类：多数合成培养基都含有葡萄糖，它主要由糖 酵解作用代谢形成丙酮酸，并可转化乳酸或乙酰乙 酸进入柠檬酸循环形成CO2。对胚胎细胞和转化细胞， 乳酸在培养基中的积累特别明显。 无机离子：是细胞的重要组成部分之一，参与了细 胞的代谢活动。培养基中的无机离子除K+、Na+等外， 还含有Fe2+、Zn2+、Cu2+等微量离子。
生物反应工程原理
李艳 教授
生物科学与工程学院 lymdh5885@ ly5885@
第六章 动植物细胞培养
动植物细胞培养技术：将动植物组织、器官在适当 的培养基上进行离体培养的技术。 组织：指由结构和功能相似的细胞和细胞间质组成， 具有一定形态和生理功能的聚集体。 器官：指机体中具有特殊结构和完成特殊功能的分 化部分。 组织与器官培养：在人工条件下，使它们得以继续 生存或发展的一种培养方法。
1、动物细胞培养的环境要求 2、培养基组成 3、常用的合成培养基 4、培养基制备应考虑的因素
第六章动物人工繁殖
3、异种体细胞克隆阶段
异种体细胞克隆就是将一种动物得体细胞核移植到另一种动物得去核(遗传物质)卵母细胞 中。 由于濒危物种得个体数量少,很难提供用于克隆得卵母细胞和代孕受体,这就促使科学家提 出了异种克隆得设想。 异种克隆研究面临着许多问题,如体细胞核能否在异种卵胞质中去分化并支持早期胚泡发育？ 异种核质能否相容？异种重构胚能否着床并进行全程发育等问题。 1999年,中科院动物所实验室将成年大熊猫体细胞作为供核体细胞移植到去核(遗传生物)日 本大耳白兔卵母细胞中成功地构建异种重构胚,体外培养获得孵化囊胚。 2001年将重构胚移植寄母子宫,获得了着床得重大进展。 2002年,不仅异种重构胚能够在异种寄母子宫中着床,而且还能发育,这就是异种克隆大熊猫 研究中攻克得最后一个难题中得最新进展。
试管婴儿得三个阶段:
第一代试管婴儿:最早成功得常规技术。 第二代试管婴儿:采用显微受精技术将单个精子注射进卵细胞内使其受精。适用 于男性原因得不孕,如少精、弱精等。1996年,我国第二代试管婴儿(ICSI)在中山 医科大学获得成功。 第三代试管婴儿:对体外受精得胚胎取出细胞进行遗传学诊断后再行胚胎移植。 我国第三代试管婴儿(PGD)在中山医科大学获得成功。 2000年3月,我国首例超快速冷冻胚胎移植得试管婴儿在湖南医科大学人类生殖 工程研究室诞生,标志着我国在该领域得研究已进入世界先进行列。 进一步,美国、日本、台湾正研制多胞胎和“人造子宫”以完成怀孕全过程。
胚胎工程---体外受精(IVF)(第一步骤)
精子获能就是精子获得穿透卵子透明带能力得阶段。
精子获能分为体内获能与体外获能 体内获能:精子在附睾内已经获得了受精能力,但由附睾分泌得一种物质附于精
子表面,抑制了她得受精能力,这种物质被称为去能因子。去能因子就是顶体 酶得抑制剂。 体外获能:精子通过用子宫液、卵泡液、子宫内膜提取液或血清等在体外培养获 能得过程。 2 、卵子回收及成熟培养 3 、卵子和精子得体外受精(in vitro fertilization IVF) 受精成功得标志至少就是看受精卵就是否可以发育至囊胚期阶段 4 、受精卵得体外发育及体外培养
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大鼠的抓取与固定
✓ 抓取方法 ✓ 固定方法:
徒手固定;固定板固定;卵圆钳固定
•豚鼠的抓取与固定
✓抓取方法 ✓固定方法
徒手固定 固定板固定
图 豚鼠抓取和保定
•家兔的抓取与固定
✓抓取方法 ✓固定方法
徒手固定;盒式固定;台式固定
图 兔抓取和保定
•犬的抓取与固定
✓抓取方法 ✓固定方法
慢性试验中犬的固定方法 急性试验中犬的固定方法:头部的固定;四肢固
定
图 狗嘴捆绑保定的方法
• 猪的抓取与固定
✓ 抓取方法 ✓固定方法
猴的抓取和固定
✓ 抓取方法 ✓固定方法
五.动物的编号、标记及去毛方法
• 动物的编号与标记： ✓常用的标记液：
①3%~5%苦味酸溶液（黄色） ②0.5%中性红或碱性品红溶液（红色） ③2%硝酸银溶液（咖啡色，涂后需光照10分钟） ④煤焦油酒精溶液（黑色）
②麻醉时要注意保温。保温方法有：实验桌内 装灯，电褥，台灯照射等
③作慢性实验时，在寒冷季节，麻醉剂在注射 前应加热至动物体温水平。
④注意保持动物的呼吸道的通畅，麻醉前禁食.
八.动物的给药途径和方法
实验动物的给药方法主要分为注射法和 投入法两种，注射法又分为：皮下注射、肌 肉注射、腹腔注射、脑膜下注射、脑内注射、 胸腔内注射、腰椎内注射、静脉注射、关节 腔注射和心内注射等方法，投入法可分为： 鼻腔内投入、胃腔内投入、肠管内投入、气 管内投入以及经口腔投入。
图 兔的灌胃
图 兔的耳静脉注射
物与环境的相互作用 实验者带来的差异 ✓ 实验过程的实施： ✓不准确的测量
动物固有的差异
✓ 动物来源不一 ✓ 饲养管理的差别 ✓ 动物生活环境不同 ✓ 动物健康状况
动物与环境相互作用引起的差异 ✓ 群居因素，每个笼盒饲养动物数量 ✓ 动物与实验操作过程之间的相互作用引起 ✓ 饲养操作与实验操作的顺序 ✓ 实验操作引发的动物之间的影响
✓肌肉注射：大腿外侧肌肉 ✓腹腔注射 ✓静脉注射： ➢ 耳缘静脉 ➢外侧跖静脉
•兔的给药途径和方法
✓灌胃：确保灌胃管插入胃内；药液推完后 将残留在灌胃管内的药物用水冲入胃内，ห้องสมุดไป่ตู้确保给药剂量的准确
✓皮内注射：背部脊柱两侧的皮肤 ✓皮下注射：背部和腿部皮肤 ✓肌肉注射 ✓腹腔注射 ✓静脉注射：耳缘静脉
三.实验动物的领取
✓ 明确实验所用动物的品种、品系、规格、等级、 以及实验的大致时间表
✓ 填写动物申领计划表，教研室主任签字生效 ✓ 填写动物领用表,确定所领动物的品种、品系、规
格、数量
四.实验动物的抓取和固定
小鼠的抓取和固定 ✓ 抓取方法
图6—1 小鼠抓取
固定方法:
徒手固定;固定板固定;固定架固定;简易固 定
第六章 动物实验的基本技术方法
一.动物实验前的准备
➢ 动物实验前的理论准备: 实验动物方面的基础知识;选题 ;方案的制订;方法
的选定
➢ 动物实验前的条件准备:
实验仪器、药品、试剂、实验动物
➢ 预备实验
二 动物实验的设计与分组
1.设计原则：
➢ 对照性原则：
设对照组，应有可比性，分为自体对照和组间对 照
七. 动物的麻醉方法
✓常用的麻醉剂 1. 挥发性麻醉剂:乙醚、氯仿等 2. 非挥发性麻醉剂：苯巴比妥钠、戊巴比 妥钠、硫喷妥钠等巴比妥类的衍生物，盐 酸氯胺酮、水合氯醛等 3.中药麻醉剂：洋金花、东莨菪碱等
其他麻醉辅助用试剂：
• 镇痛剂：芬太尼、埃托菲等 • 镇静剂：氟阿尼酮、乙酚丙嗪等 • 抗胆碱药：阿托品、格隆溴铵等 • 肌松剂：筒箭毒碱、泮库溴铵等 • 其它：α-2激动剂——美托咪定，对狗、
➢ 一致性原则：
对照组和试验组除处理因素外，其他因素保持一致
➢ 重复性原则
同一处理要设多个样本例数，为估计试验误 差、降低试验误差、增强代表性，提高实验结果 的精确度
➢ 随机性原则：
随机分组
➢ 客观性原则
实验设计、选择观察指标以及结果判断要客观
2.差异的控制： 差异的来源：⑴实验者；⑵动物；⑶动
猫、兔及大多数啮齿类动物可产生良好 的镇静和镇痛效果
✓动物的麻醉方法 1．全身麻醉
①吸入法: ②腹腔和静脉给药麻醉法 2.局部麻醉:盐酸普鲁卡因、盐酸可卡因、利 多卡因
✓ 麻醉注意事项: ①静脉注射必须缓慢，同时观察肌肉紧张性、
角膜反射和对皮肤夹捏的反应，当这些活动明显 减弱或消失时，停止注射。
✓ 腹腔注射：用左手的大拇指、食指和中指 从大鼠的前肢和头部后面抓住大鼠，同时 用身体抵住大鼠的两后肢使之固定，使腹 部向上并伸展，注射方法与小鼠相同。
✓静脉注射：尾静脉
•豚鼠的给药途径和方法
✓经口给药： ➢固体药物的投入 ➢液体药物的投入 ✓皮下注射：大腿内侧面、背部、肩部等皮
下脂肪少的部位 ✓皮内注射：脊柱两侧
•小鼠的给药途径和方法
✓灌胃（i.g）:动物要固定好；头颈部保持平展；
要沿着口角进针，再顺着食管方向插入胃内；决 不可进针不顺就硬向里插。
✓皮下注射（s.c）:常选用颈背部皮肤。
图 大小鼠的灌胃
✓皮内注射（i.d）:观察皮肤血管的通透性变化及
观察皮内反应，多用于接种、致敏实验等。雄性 较雌性皮肤紧密，注射难度大。 ✓ 肌肉注射（i.m）：较少应用 ✓ 腹腔注射（i.p）: ✓ 静脉注射（i.v）：一般采用尾静脉注射。小鼠尾 部背腹各有一根动脉，两侧各有一根静脉。
图 个体染色标记法
✓编号原则： 先左后右，从前到后。左前肢记为1号，
左侧腹部为2号，左后肢3号，头顶部为4号， 腰背部5号，尾基部6号，右前肢7号，右侧 腹部8号，右后肢9号。编号超过10时，可 使用两种不同颜色的溶液，把一种颜色作 为个位数，另一种为十位数。
六. 实验动物被毛的去除方法
1. 剪毛法 2. 拔毛法 3. 剃毛法 4. 脱毛法 常用的化学药品：硫化钡（BaS）、硫化钠 （NaS）、硫化钙（CaS）
图 小鼠腹腔注射
图 小鼠尾静脉注射
•大鼠的给药途径和方法
✓ 灌胃:左手按徒手固定方式固定大鼠,使大鼠伸开两 前肢,手掌握住大鼠背。方法与小鼠相同。
✓ 皮下注射：常选在左侧下腹部或后腿皮肤处，方 法同小鼠。
✓ 皮内注射：常选用背部脊柱两侧的皮肤，方法同 小鼠。
✓肌肉注射：一般选择股二头肌注射，但应 避免伤及坐骨神经，否则会导致后肢瘫痪