动物实验的基本技术和方法[优质分析]
动物实验的基本知识和操作技术
动物实验的基本知识和操作技术第⼆章动物实验的基本知识和操作技术第⼀节实验动物药理学实验常⽤的动物有蛙、蟾蜍、⼩⽩⿏、⼤⽩⿏、豚⿏、家兔、猫和⽝等。
常根据实验⽬的和要求选⽤不同的实验动物。
由于不同的动物具有不同的特点，故所选⽤的动物应能较好地反映试验药物的选择性作⽤，并符合节约的原则。
（⼀）、实验动物的选择原则1、尽量选择与⼈体结构、机能、代谢及疾病特征相似的动物；2、选⽤的实验动物的解剖、⽣理特点应符合实验⽬的；3、根据⼈与实验动物对同⼀刺激的反应差异，选⽤具有明显反应的动物；4、根据⽣物医学研究必须达到的精确度，选⽤结构功能简单⼜能反映研究指标的动物；5、选⽤患有⼈类类似疾病的近交系或突变系动物；6、选⽤与实验设计、技术条件、实验⽅法等相适应的标准化动物；7、在不影响实验⽬的与结果的前提下，选择最易获得、最经济、便于操作管理的动物；8、供实验⽤的动物应具备质量合格证。
（⼆）、常⽤实验动物的特点1、蛙和蟾蜍离体⼼脏能较持久地有节律地搏动，常⽤于观察药物对⼼脏的作⽤；坐⾻神经和腓肠肌标本可⽤来观察药物对周围神经、神经肌⾁或横纹肌的作⽤；蛙的腹直肌还可以⽤于鉴定胆碱能药物的作⽤。
2、⼩⽩⿏是实验室最常⽤的⼀种动物。
易于⼤量繁殖，且价廉，适⽤需要⼤量动物的实验，如药物筛选、半数致死量测定、药物效价⽐较、抗感染、抗肿瘤药物及避孕药物的研究等。
3、⼤⽩⿏与⼩⽩⿏相似。
⼀些在⼩⽩⿏⾝上不便进⾏的实验可选⽤⼤⽩⿏，如药物抗炎作⽤的实验常选⽤⼤⽩⿏踝关节制备关节炎的模型。
此外，也可⽤⼤⽩⿏直接记录⾎压、作胆管插管，或⽤⼤⽩⿏观察药物的亚急性或慢性毒性。
⼤⽩⿏的⾎压和⼈相近，且稳定，现常⽤于抗⾼⾎压药物实验。
4、豚⿏是实验室常⽤动物之⼀。
对组织胺很敏感，容易致敏，常⽤于平喘药和抗组胺药的实验。
对结核菌亦敏感，故也⽤于抗结核药的研究。
此外还⽤于离体⼼脏及平滑肌实验，其乳头肌和⼼房常⽤于电⽣理特性及⼼肌细胞动作电位实验，研究抗⼼律失常药物的机理。
动物实验中的基本技术和方法
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小香猪
第四节 实验动物血液和尿液的采集
一． 动物血液的采集方法 实验动物血液的采集方法有很多。
（一） 按采血部位不同可分为： 眼部采血、耳部采血、心脏采血、大血管采
血及尾部采血等。
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（二）按采血使用的手段不同可分为： 鼠尾刺血、剪尾采血、眼眶静脉丛采血、
心脏采血、断头采血、颈静（动）脉采血、腹主 动（静）脉采血、耳缘剪口采血、耳静脉采血、 后肢外侧小隐静脉、前肢内侧皮下头静脉采血、 翼下采血等。
二、 尿液采集 （一）、 代谢笼采集 代谢笼的特点是能
将动物排泄的大小便分开，达到采集尿液的 目的。此法常用于大鼠、小鼠、豚鼠、兔等 中小型动物的尿液采集。 （二）、导尿法采集 在动物的尿道或输尿 管内插一根塑料导管采集尿液。此法适用于 兔、犬、猫等。
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二、尿液的采集 实验动物的尿液常用代谢笼采集，也可通过其他装置来采集。 （一）用代谢笼采集尿液 代谢笼用于收集实验动物自然排出的尿液，是一种特别设计的为采集实验动物各种排 泄物的密封式饲养笼，有的代谢笼除可收集尿液外，又可收集粪便和动物呼出的CO2 。 一般简单的代谢笼主要用来收集尿液。防在代谢笼内饲养的实验动物，可通过其特殊 装置收集尿液。 （二）导尿法收集尿液 施行导尿术，较适宜于犬、猴等大动物。一般不需要麻醉，导尿时将实验动物仰卧固 定，用甘油润滑导尿管。对雄性动物，操作员用一只手握住阴茎，另一只手将阴茎包 皮向下，暴露龟头，使尿道口张开，将导尿管缓慢插入，导尿管推进到尿道膜部时有 抵抗感，此时注意动作轻柔，继续向膀胱推进导尿管，即有尿液流出。雌性动物尿道 外口在阴道前庭，导尿时于阴道前庭腹侧将导尿管插入阴道外口，其后操作同雄性动 物导尿术。 用导尿法导尿可采集到没有污染的尿液。如果严格执行无菌操作，可收集到无菌尿液。 （
动物实验的基本技术
动物实验的基本技术第一节实验动物的抓取和固定在进行实验时，为了不损伤动物的健康，不影响观察指标，并防止被动物咬伤，首先要限制动物的活动，使动物处于安静状态，工作人员必须掌握合理的抓取固定方法。
抓取动物前，必须对各种动物的一般习性有所了解。
操作时要小心仔细、大胆敏捷、熟练准确、不能粗暴，不能恐吓动物，同时，要爱惜动物，使动物少受痛苦。
一、小鼠小鼠性情较温顺，一般不会咬人，比较容易抓取固定。
通常用右手提起小鼠尾巴将其放在鼠笼盖或其它粗糙表面上，在小鼠向前挣扎爬行时，用左手拇指和食指捏住其双耳及颈部皮肤，将小鼠置于左手掌心、无名指和小指夹其背部皮肤和尾部，即可将小鼠完全固定。
在一些特殊的实验中，如进行尾静脉注射时，可使用特殊的固定装置进行固定,如尾静脉注射架或粗的玻璃试管。
如要进行手术或心脏采血应先行麻醉再操作,如进行解剖实验则必须先行无痛处死后再进行。
二、大鼠大鼠的门齿很长，在抓取方法不当而受到惊吓或激怒时易将操作者手指咬伤,所以,不要突然袭击式地去抓它，取用时应轻轻抓住其尾巴后提起，置于实验台上，用玻璃钟罩扣住或置于大鼠固定盒内，这样即可进行尾静脉取血或注射。
如要作腹腔注射或灌胃等操作时，实验者应戴上棉纱手套(有经验者也可不戴)，右手轻轻抓住大鼠的尾巴向后拉，但要避免抓其尖端，以防尾巴尖端皮肤脱落，左手抓紧鼠两耳和头颈部的皮肤，并将大鼠固定在左手中，右手即可进行操作。
三、家兔家兔比较驯服，不会咬人，但脚爪较尖，应避免家兔在挣扎时抓伤皮肤。
常用的抓取方法是先轻轻打开笼门，勿使其受惊，随后手伸入笼内，从头前阻拦它跑动。
然后一只手抓住兔的颈部皮毛，将兔提起，用另一只手托其臀，或用手抓住背部皮肤提起来，放在实验台上，即可进行采血、注射等操作。
因家兔耳大，故人们常误认为抓其耳可以提起，或有人用手挟住其腰背部提起均为不正确的操作。
在实验工作中常用兔耳作采血、静脉注射等用，所以家兔的两耳应尽量保持不受损伤。
家兔的固定方法有盒式固定和台式固定。
动物实验的基本操作技术
动物实验的基本操作技术生理学实验主要以动物为实验对象，为了能获得满意的实验结果，应对动物品系特性有所了解。
实验动物系指供生物医学实验而科学育种、繁殖和饲养的动物。
高质量的实验动物是指通过遗传学与微生物学的控制，培育出来的个体；其具有较好的遗传均一性、对外来刺激的敏感性和实验再现性。
一、常用实验动物的种类及其特点（一）青蛙与蟾蜍两者均属于两栖纲，无尾目。
蟾蜍和青蛙是教学实验中常用的小动物。
其心脏在离体情况下仍可有节奏地搏动很久，可用于心功能方面的实验。
蛙舌与肠系膜是观察炎症和微循环变化的良好标本。
此外，蛙类还能用于水肿和肾功能不全的实验。
（二）小白鼠属于哺乳纲，啮齿目，鼠科。
其繁殖周期短、产仔多、生长快，饲料消耗少，温顺易捉，操作方便，又能复制出多种疾病模型，是药学实验中用途最广泛和最常用的动物。
（三）大白鼠亦属鼠科。
性情不像小白鼠温顺。
受惊时表现凶恶，易咬人。
雄性大白鼠间常发生殴斗和咬伤。
具有小白鼠的其他优点，故在药学实验中的用量仅次于小白鼠。
（四）豚鼠豚鼠又名天竺鼠、荷兰猪。
原产于欧洲中部。
属于哺乳纲，啮齿目，豚鼠科。
性情温顺，胆小。
不咬人也不抓人。
豚鼠可分为短毛、长毛和刚毛3种。
短毛种豚鼠的毛色光亮而紧贴身，生长迅速，抵抗力强，可用于实验。
其余两种对疾病非常敏感，不宜用于实验。
（五）家兔家兔属于哺乳纲，啮齿目，兔科，为草食哺乳动物。
家兔性情温顺、怯懦、惊疑、胆小，是常用的实验动物。
家兔品种很多，在实验室中常用的有：（1）青紫蓝兔：体质强壮，适应性强，易于饲养，生长较快。
（2）中国本兔（白家兔）：抵抗力不如青紫蓝兔强。
（3）新西兰白兔：是近年来引进的大型优良品种，成熟兔体重在4～5.5kg。
（4）大耳白兔：耳朵长大，血管清晰，皮肤白色，但抵抗力较差。
（六）狗狗属于哺乳纲，食肉目，犬科。
狗的嗅觉很灵敏，对外环境的适应力强；血液、循环、消化和神经系统等均很发达，与人类很相近。
狗喜欢接近人，易于驯养。
第二章 动物实验的基本操作与技术
第二章动物实验的基本操作与技术动物实验方法是多种多样的，在医学的各个领域内都有其不同的应用，其中一些基本方法都是共同性的，如动物的选择、抓取、固定、麻醉、脱毛、给药、采血、采尿、急救、处死、尸检等，不管是从事何种课题的医学研究都要用这套基本方法，因此，动物实验基本方法，已成为医学科技工作者必须掌握的一项基本功。
第一节实验动物的抓取固定方法一、小鼠抓取固定方法小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤（见图2-1之一），将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可（图2-1之二）。
有经验者可直接用左手小指钩起鼠尾，迅速以拇指和食指、中指捏住其耳后颈背部皮肤亦可。
这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。
如进行解剖、手术、心脏采血和尾静脉注射时，则需将小鼠作一定形式的固定，解剖手术和心脏采血等均可使动物先取背卧位（必要时先行麻醉），再用大头针将鼠前后肢依次固定在腊板上。
尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定（图2-2），先根据动物大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴，固定筒盖即可进行尾静脉注射或尾静脉采血等操作。
图2-1 小鼠的抓取固定方法图2-2 小鼠尾静脉注射方法二、大鼠的抓取固定方法大鼠的抓取方法基本同小鼠，只不过大鼠比小鼠牙尖性猛，不易用袭击方式抓取，否则会被咬伤手指。
抓取时为避免咬伤，可带上帆布手套。
如果进行腹腔、肌肉皮下等注射和灌胃时，同样可采用左手固定法，只是用拇指和食指捏住鼠耳，余下三指紧捏鼠背皮肤，置于左掌心中，这样右手即可进行各种实验操作。
也可伸开左手之虎口，敏捷地从后一把抓住。
若做手术或解剖等，则需事先麻醉或处死，然后用细棉线绳活结缚腿，背卧位绑在大鼠固定板上；尾静脉注射时的固定同小鼠（只需将固定架改为大鼠固定盒）。
动物实验的基本技术和方法
动物实验的基本技术和方法动物实验是科学研究中常用的一种手段，通过对动物进行实验，可以了解生物体的生理、病理、药理等信息，对人类疾病的预防和治疗起到重要作用。
下面将介绍动物实验的基本技术和方法。
1.动物选择：选择适合进行实验的动物是进行动物实验的首要任务。
常用的实验动物有小鼠、大鼠、兔子、猪、狗等。
根据研究目的的不同，可以选择不同品种、不同年龄、不同性别的动物进行实验。
2.动物养护：对于实验动物的养护是确保实验结果可靠的重要环节。
动物应在适宜的温度、湿度和光照条件下饲养，并提供适宜的饲料和水源。
为了防止交叉感染，需要实施严格的无菌操作和动物消毒。
3.动物注射：动物注射是常用的动物实验技术之一、通过针筒和注射器将药物或其他物质注射到动物体内，以研究其作用机制。
常见的注射方式有皮下注射、肌肉注射和静脉注射。
4.动物手术：动物手术是进行生理、病理研究的重要手段。
常见的动物手术包括造模手术、器官移植手术和腹腔镜手术等。
在进行动物手术时，需要注意术前麻醉、手术操作的细节和术后的护理。
5.动物观察：动物观察是动物实验中重要的实验方法之一、通过观察动物行为、体征和疾病发展等，了解其生理和病理状态。
动物观察可以采用直接观察和间接观察的方法，比如记录动物的活动情况、进食量、体重变化等。
6.动物取样和检测：在动物实验中，需要采集动物的组织、血液、尿液等样本进行检测。
常用的动物取样方式有穿刺、切片、摘取组织等。
取样后，可以进行生化分析、免疫表型分析等检测方法进行进一步研究。
7.数据统计和分析：对于动物实验的结果，需要进行数据统计和分析，以得出科学的结论。
常用的统计分析方法有t检验、方差分析、回归分析等。
通过数据的处理和分析，可以确定实验结果的可靠性和显著性。
8.动物伦理：在进行动物实验时，需要遵循动物伦理原则，确保动物的福利和权益。
包括动物的合理饲养和管理、注重动物的生理和心理健康、减少动物的痛苦和不适等。
同时，需要通过伦理审查机构的审批，确保实验符合伦理要求。
动物实验的基本操作方法
（一）皮下注射 （二）皮内注射 （三）肌肉注射 （四）腹腔注射 （五）静脉注射 （六）淋巴囊注射 （七）经口给药 （八）其它途径给药
如呼吸道给药、皮肤给药、脊髓腔内给药、小脑延 髓池给药、脑内给药、直肠内给药、关节腔内给药等。
六、实验动物的Байду номын сангаас醉
（一）常用的麻醉剂 1、挥发性麻醉剂；2、非挥发性麻醉剂； 3、中药麻醉剂。
（五）兔的抓取固定方法
1、抓取：一般以右手抓住兔颈部的毛皮提起，然后左手托其 臀部或腹部，让其体重重量的大部分集中在左手上。
2、 固定：一般将家兔的固定分为盒式、台式和马蹄形三种。 盒式固定，适用于兔耳采血、耳血管注射等情况；若做血压
测量、呼吸等实验和手术时，则需将兔固定在兔台上;马蹄形 固定多用于腰背部，用马蹄形固定器可使兔取用背卧位和腹卧 位，所以是研究中常采用的固定方法。
（二）动物的麻醉方法 1、全身麻醉 （1）吸入法；（2）腹腔和静脉给药麻醉法 2、局部麻醉 3、麻醉注意事项 （1）静脉注射必须缓慢 （2）麻醉时需注意保温
七、实验动物采血方法
（一）小鼠、大鼠采血法 1、割（剪）尾采血 2、鼠尾刺血法 3、眼眶静脉丛采血 4、断头取血 5、心脏采血 6、颈动静脉采血 7、腹主动脉采血 8、股动（静）脉采血
（一）小鼠抓取固定方法 小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提
起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇 指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中， 把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。
尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定，先根据动物 大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动 物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴，
动物实验的基本技术
三、动物实验的基本技术(一)实验动物的捉持方法1．青蛙和蟾蜍通常用左手握持，以食指和中指夹住左前肢，大拇指压住右前肢，右手将下肢拉直并固定于无名指和小指之间。
毁脑和脊髓时，左手食指和中指夹持青蛀或蟾蜍的头部，右手将探针经枕骨大孔向前刺入颅腔，左右摆动探针捣毁脑组织。
如需破坏脊髓，毁脑后退回探针刺入椎管即可。
2．小鼠右手提起鼠尾，放在鼠笼(或其它粗糙面)上，向后轻拉其尾，小鼠即固定于鼠笼上，迅速用左手拇指和食指捏住小鼠头颈部皮肤，并以左手小指、无名指压其尾部于手掌尺侧。
另一方法是只用左手，先用食指和拇指抓住小鼠尾巴后用手掌尺侧和小指夹住尾根部，然后用左手拇指和食指捏住头颈部皮肤。
3．大鼠捉持方法与小鼠相似。
因大鼠容易被激怒咬人，捉持时左手应戴防护手套。
右手抓住鼠尾，再用左手拇指和食指握住头部，其余手指与手掌握住脊部和腹部。
注意不要捏其颈部，以防用力过大、过久，造成窒息死亡。
4．豚鼠以左手直接从背侧握持前部躯干，右手托住臀部或抓住两后肢。
体重小者，可用单手捉持。
5．家兔一只手抓住兔颈背部皮肤，将兔轻轻提起，另一只手托住臀部，使兔呈蹲坐姿势。
切不可用手握持双耳提起兔子。
(二)实验动物的性别辨认、标记和去毛方法1．性别辨认鼠类：雄性小鼠和大鼠性器官与肛门距离较远，其间有被毛，阴囊明显可见。
雌性小鼠和大鼠性器官与肛门距离较近，其间无被毛，腹部乳头明显可见。
豚鼠性别辨认方法与小鼠和大鼠相同；家兔：雄兔泄殖孔附近，可见阴囊，用拇指和食指挤压泄殖孔部位，可露出阴茎。
雌兔腹部5对乳头明显可见。
2．标记小鼠、大鼠和兔多采用染色法，一般用1％的苦味酸溶液(黄色)或5％中性红溶液(红色)涂于动物体表不同部位的皮毛处，代表不同号码。
编号原则是先左后右，自前到后。
例如1号涂左前肢；2号涂左侧腹部；本号涂后肢；4号涂右前肢；5号涂右侧腹部；6号涂右后肢；7号涂头部；8号涂背部；9号涂尾部；10号不涂色。
如10只以上动物作标记时，可用两种不同颜色溶液，一种颜色作为个位数，另一种颜色作为十位数，涂在不同部位。
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• 应熟练掌握各种实验动物的抓取方法，用轻 柔的手法把对动物施加的恐惧和痛苦降到最 低。
• 一般说来动物是不会主动攻击人的。 1. 小鼠抓取的注意点 2. 大鼠抓取的注意点 3. 豚鼠抓取的注意点
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4. 兔抓取的注意点
• 最好戴人造革围裙和袖套，以免爪子抓伤。 • 采用正确地抓取方法。 • 可采用兔固定器固定进行实验操作，或一人
• 样本数过少，实验处理效应不能充分显 示；样本数过多，又会增加实际工作中的 困难。因此在进行实验前必须确定最少的 样本例数。最少的样本例数可按一般估测 方法确定，也可通过统计学方法进行测算 确定。
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（二）动物实验分组设计的基本类型 1.完全随机化设计 2.按体重分层随机区组设计 3.配对设计
2. 所用实验动物的品种、品系、性别、数量等能 否得到
3. 所需要的动物实验技术是否熟练掌握 4. 所用动物实验器具、试剂是否准备好 5. 所用的仪器设备是否处于可运行状态
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6.预实验 正式实验前的演习 预实验可用少量动物进行 预实验结果不能并入正式实验结果一
起分析。
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一、动物的抓取
有思维、有情感，应当给予与人一样的生存权。 • 台湾学者夏良宙（1990年）把动物福利概括成两句话：
善待活着的动物， 减少动物死亡的痛苦。 应该再加一句：动物死后应得到妥善处理。
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在国际上被普遍认可的动物福利包括以下5个 内容，即：
1.应提供给动物满足生长发育和繁衍后代的营养食 物和清洁的饮水，使其免受饥渴。（吃好喝好）
3.模型组：手术+高脂饲料
4.已知疗效药物组：手术+高脂饲料+已知疗效药物
5.未知疗效药物组：手术+高脂饲料+未知疗效药物
6.赋型剂对照：手术+高脂饲料+赋型剂
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• 重复：是指同一处理要设置多个样本数。 重复的主要作用是估计试验误差、降低试 验误差和增强代表性，提高实验结果的精 确度，保证实验结果能在不同个体中稳定 地重复出来。
抓取固定，一人实验操作。
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豚鼠和兔的抓取
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5. 犬抓取注意点
• 实验用犬有专用的比格犬和农村收购来的草犬。 • 犬是通人性的，草犬购入后，饲养人员和实验
人员要经常亲近它们，使它放松对你的警惕， 容易直接抓取它们。
• 不要轻易使用长柄铁钳，钳伤造成的伤害会使 它对你更加恐惧，影响以后实验的进行。
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• 对照：是要求在实验中设立可与实验组比较，用以消 除各种无关因素影响的对照组。
对照应有可比性：同时同地同条件
对照设立有两种方式：
• 自体对照
1.实验前后对照
2.身体左右对照
• 组间对照
（以手术造成兔腹主动脉损伤动脉粥样硬化模型为例）
1.正常（空白）对照组：正常饮食，不做手术
2.假手术组：正常饮食，做手术
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（二）按体重分层随机区组设计 先确定实验的组数，将动物称重，按体重的轻重顺序编号，再用随机化 工具，如随机数字表等，将动物随机分配至处理组及对照组。
• 随机区组法举例 • 以用四氧嘧啶诱发小鼠糖尿病模型，用药物进行治疗观察疗效为例，
实验中可分为5组：正常对照组、模型组、药物治疗低剂量组、高剂量 组和已知可治疗糖尿病药物组，每组10只，5雌5雄。按下列步骤进行 分组： 1）雌雄分开：分组时雌、雄动物分开分别进行。 2）用记号笔在小鼠尾巴上随机编1-25号。 3）按编号称重，记录每只小鼠的体重。 4）按动物体重顺序依次重新编号。 5）共5个实验组分成5个区组，每个区组都有5只体重相近的动物。第一区 组5只动物为1、2、3、4、5号，第二区组为6、7、8、9、10号，余类 推。 6）抄录随机数表。抄录数字的个数等于区组数减1，如5个区组就抄录4个 数字。第5个动物无随机数字，其分组为调剂。以后的区组按顺序依次 抄录数字。 7）将小鼠分到各组中。
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• 动物实验的伦理判断标准： 1.必须权衡实验的目和得出的结论与动物由
此而受到的伤害和死亡。
2.必須清楚而且明确「沒有任何替代方法可 达到所做的动物实验的目的」这个前提。
3.必须将动物的痛苦、压迫和不适减到最低 程度。
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二、 动物实验是实践性非常强的技术 和方法，不能仅靠书本理论知识，需 要通过反复实践加以掌握。
动物实验基本知识 和操作技术
上海中医药大学实验动物中心 汤家铭
严选文书
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进行动物实验操作前必须注意的事
一、动物福利和动物实验伦理问题
什么是动物福利？ • 动物福利是指动物在整个生命过程中应得到人类的保护，
其基本原则是要善待动物，保证动物的健康和快乐。 • 动物福利的提出是基于这样一个观点，即动物与人一样，
2.应提供给动物适当的栖息之地和饲养场所，使其 能休息和睡眠。（休息好）
3.应提供预防动物疾病和患病后及时诊疗的措施， 使其免受疾病和伤害的痛苦。（健康成长）
4.应提供给动物安静的饲养环境，无刺激动物发生 应激和恐惧的场面和声音。（平静生活）
5.应提供给动物同类一起自由玩耍、表达天性的空
间和自由。（表达天性）来自严选文书3• 饲养繁殖实验动物的目的是用实验动物作 为人类的替难者进行各种生物医学研究。 一方面随着生物医学的发展，实验动物的 使用量逐年增加，使用种类也逐年扩大； 另一方面从动物福利和动物实验伦理学考 虑，又需要尽量减少一些不必要的动物实 验，特别是人类的宠物诸如猫、犬、猴等 ，或者在不得不做的动物实验中尽可能将 动物的痛苦、压迫和不适降到最低。
• 抓取后用绳子将嘴绑住。
严选文书
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二、动物实验分组设计
（一）一般动物试验分组设计的基本原则： 随机、对照和重复。
• 随机：就是按照机遇均等的原则来进行分 组。其目的是尽量减少各种干扰因素造成 的实验误差，不受实验者主观因素或其他 偏性误差的影响。
• 随机化的手段可采用编号卡片抽签法，随 机数字表或采用计算器的随机数字键。
目的：
• 保证实验的顺利进行。 • 减少动物承受的痛苦。
严选文书
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• 成为熟练掌握动物实验操作技 术的能手或专家应该是大学/ 研究所每一个动物饲养管理人 员所追求的目标。
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动物实验前的准备
1. 所用动物实验设施是否符合本实验要求 普通设施，清洁级、SPF设施，感染性设施，
有毒有害供试品设施，放射性设施 实验室、手术室