动物实验报告
动物运动规律实验报告(3篇)
第1篇一、实验目的本次实验旨在探究动物的运动规律，特别是四足动物的运动特点，包括行走、奔跑、跳跃等不同运动方式的基本原理和规律。
通过观察和分析动物的运动，加深对动物生理和行为学的理解。
二、实验材料与器材1. 实验动物：家兔、小鼠、猫、狗等。
2. 实验器材：高速摄像机、运动捕捉系统、电子秤、计时器、测量尺等。
3. 实验软件：图像处理软件、数据分析软件等。
三、实验方法1. 观察法：通过肉眼观察实验动物在不同运动方式下的运动特点，如行走、奔跑、跳跃等。
2. 记录法：利用高速摄像机记录实验动物的运动过程，并进行详细记录。
3. 测量法：使用电子秤、计时器、测量尺等工具，对实验动物的运动速度、频率、距离等参数进行测量。
4. 数据分析法：利用图像处理软件和数据分析软件，对实验数据进行处理和分析。
四、实验步骤1. 实验动物的选择与准备：选择健康、无病、无伤的实验动物，并对其进行编号、称重等基础处理。
2. 实验动物的运动观察：将实验动物放置在实验室内，观察其行走、奔跑、跳跃等运动方式。
3. 运动数据的记录与测量：利用高速摄像机记录实验动物的运动过程，并使用计时器、测量尺等工具进行数据记录和测量。
4. 数据分析：将记录的数据输入计算机，利用图像处理软件和数据分析软件进行数据处理和分析。
五、实验结果与分析1. 家兔的运动规律：- 行走：家兔的行走速度约为2-3米/秒，行走过程中身体呈波浪状起伏，四肢交替向前迈步。
- 奔跑：家兔的奔跑速度约为4-5米/秒，奔跑过程中身体前倾，四肢前后交替摆动。
- 跳跃：家兔的跳跃高度约为0.5米，跳跃过程中身体后仰，四肢同时发力。
2. 小鼠的运动规律：- 行走：小鼠的行走速度约为0.5-1米/秒，行走过程中身体呈直线运动，四肢交替向前迈步。
- 奔跑：小鼠的奔跑速度约为1-2米/秒，奔跑过程中身体前倾，四肢前后交替摆动。
- 跳跃：小鼠的跳跃高度约为0.2米，跳跃过程中身体后仰，四肢同时发力。
动物观察实验报告范文(一)2024
动物观察实验报告范文（一）引言概述动物观察实验是一项重要的科学研究方法，通过对动物行为、生理、生态等方面的观察和记录，可以深入了解动物的习性和特点。
本文将以动物观察实验为主题，通过分析实验结果，探讨动物行为和生态的相关问题。
正文内容一、动物观察实验的设计1.确定实验对象：选择适合研究的动物种类，确定实验的观察对象和样本数量。
2.确定实验环境：保证实验环境稳定和一致，提供适宜的饲养条件和生活空间。
3.制定观察方案：规划实验观察时间、观察视角和观察指标，确保数据的准确性和可比性。
4.进行数据采集：运用相应的观察仪器和记录方法，采集目标动物的生理、行为等数据。
5.分析实验结果：通过数据分析和统计方法，得出实验结果，并进行科学解读。
二、动物行为与环境的关系1.食物获取行为：探讨不同动物物种的觅食行为特点和策略，分析环境对其觅食行为的影响。
2.族群行为研究：观察动物的社会行为，探讨动物在群体中的角色分工和社会秩序的形成。
3.繁殖行为观察：研究动物的交配行为和育儿行为，揭示动物繁殖与环境因素之间的关系。
4.栖息地选择研究：分析动物对不同环境的选择倾向，了解动物对于栖息地的适应策略。
5.迁徙行为研究：观察动物的迁徙行为，探讨迁徙对于动物生存和繁衍的重要性。
三、动物生理与适应能力1.耐寒能力研究：观察动物对低温环境的适应能力，如冬眠、蓄能等生理现象。
2.耐热能力研究：探究动物对高温环境的耐受能力和热应激反应。
3.水分调节研究：研究动物对水分的需求和调节机制，揭示动物在不同水源条件下的生理适应策略。
4.光线对生物钟的影响：通过观察动物的生物钟调节现象，研究光线对生物节律的影响。
5.飞行行为研究：研究动物的飞行行为和相关生理适应特点，探讨飞行对动物的身体结构和功能的影响。
四、动物生态与环境保护1.食物链研究：通过生态观察和分析，研究不同动物在食物链中的地位和相互关系。
2.生境破坏研究：观察动物栖息地被破坏后的生存情况，揭示生境破坏对动物种群的影响。
实验动物学实验报告(共篇)(一)
实验动物学实验报告(共篇)（一）引言概述：实验动物学是研究动物行为、生理和遗传的学科，通过对动物进行实验来获取科学数据和知识。
本实验报告旨在总结一系列实验结果，探讨实验动物学领域的重要问题，并对其应用前景进行展望。
正文：1. 实验动物的选择：- 考虑实验目的和动物特征选择合适的实验动物；- 常用实验动物包括小鼠、大鼠、兔子等，每种动物具有独特的优势和限制；- 实验动物品种的选择需根据实验要求和研究领域确定。
2. 实验动物的饲养与环境：- 提供适宜的饲养环境，包括饲料、水源和温度控制等；- 动物饲养条件对实验结果有重要影响，需保证实验动物的健康和福利；- 定期进行环境监测和清洁，确保实验动物处于良好的生活环境。
3. 实验动物行为测试：- 利用行为学测试评估实验动物的认知和学习能力；- 常用的行为测试方法包括自由探索、空间记忆和条件反射等；- 结合行为学数据，分析实验动物的行为模式和特征，进一步探讨动物行为学的机制。
4. 实验动物遗传学研究：- 利用遗传学方法，研究实验动物的基因表达和突变；- 应用转基因技术构建基因改造的实验动物模型；- 分析实验动物遗传变异与行为学表现的相关性，深入了解动物行为与遗传之间的关系。
5. 实验动物生理研究：- 通过生理学指标评估实验动物的生物学状态和健康状况；- 分析实验动物的生理参数变化，揭示动物的生理机制；- 在药物研究和疾病模型中应用实验动物，探索潜在的治疗策略。
总结：实验动物学是研究动物行为、生理和遗传的重要学科，通过对实验动物进行一系列实验，我们可以深入了解动物的行为模式、生理机制和遗传特征。
通过合理选择实验动物、提供适宜的饲养环境、进行行为学测试以及遗传和生理研究，我们能够推动实验动物学的发展，为人类和动物健康领域的进展提供有力支持。
动物学实验报告实验三软体、环节动物
章鱼
章鱼属于头足纲，具有高度发达的 神经系统和灵活的触手，常用于研 究软体动物的神经和肌肉系统。
鱿鱼
鱿鱼是头足纲的代表动物，具有高 度发达的喷射推进器和灵活的身体， 常用于研究软体动物的游动和捕食 行为。
环节动物：蚯蚓、水蛭等
蚯蚓
蚯蚓是环节动物的代表动物，具 有分节的圆柱形身体和特殊的肌 肉结构，常用于研究环节动物的 生理和发育特点。
03
观察环节动物的头部和内脏器 官，了解其特征和差异，并比 较不同种类的环节动物头部和 内脏器官的特征。
动物分类实验
01
通过观察和比较不同种类的软体 动物和环节动物的形态特征，进 行分类和鉴别。
02
学习并掌握软体动物和环节动物 的分类标准和分类方法。
动物实验操作技能
学习并掌握基本的动物实验操作技能， 如取样、固定、染色等。
动物学实验报告实验三软体、环节 动物
目录
• 实验目的 • 实验材料 • 实验步骤 • 实验结果与分析 • 实验总结与建议
01 实验目的
了解软体动物和环节动物的形态特征
软体动物特征
软体动物是一类没有硬壳的动物，身体柔软且通常具有螺旋 形、管状、球形等形态。它们通常具有口和肛门两个开口， 消化系统、呼吸系统、循环系统等器官结构简单。常见的软 体动物有蜗牛、章鱼、鱿鱼等。
关注动物保护和生态平衡问题， 将动物学研究与环境保护和可持 续发展相结合，为人类社会的可
持续发展做出贡献。
THANKS FOR WATCHING
感谢您的观看
对于实验报告的撰写和整理，建议加强实验过程中的数据记录和整理，确 保数据的准确性和完整性，同时注意报告的格式和规范。
对后续动物学实验提出展望
希望在后续的动物学实验中，能 够更加注重实验设计的科学性和 严谨性，提高实验的质量和可靠
动物心脏跳动实验报告
一、实验目的1. 观察动物心脏的跳动情况，了解心脏的结构和功能。
2. 掌握心脏跳动的基本规律，包括心跳频率、节律和影响因素。
3. 分析心脏跳动与动物生理活动的关系。
二、实验原理心脏是动物体内的重要器官，负责将血液泵送到全身各部位，为组织细胞提供氧气和营养物质。
心脏跳动的基本原理是心肌细胞在心脏节律性兴奋下产生收缩和舒张，从而推动血液流动。
本实验采用蟾蜍作为实验动物，通过观察蟾蜍心脏的跳动情况，了解心脏的结构和功能。
三、实验材料1. 实验动物：蟾蜍一只2. 实验器材：蛙板、手术刀、镊子、剪刀、培养皿、生理盐水、秒表、显微镜等3. 实验试剂：任氏液、生理盐水四、实验步骤1. 处理蟾蜍：将蟾蜍放入盛有生理盐水的培养皿中，使其适应实验环境。
待蟾蜍安静后，用手术刀沿蟾蜍背中线切开皮肤，暴露心脏。
2. 观察心脏结构：用显微镜观察心脏的结构，包括心房、心室、心瓣膜等。
3. 心脏跳动观察：用镊子轻轻夹住心脏，观察心脏的跳动情况，包括心跳频率、节律和影响因素。
4. 影响因素观察：分别将心脏置于低温、高温、低氧、高氧等条件下，观察心脏跳动情况的变化。
5. 记录数据：记录不同条件下心脏的跳动频率、节律等数据。
五、实验结果与分析1. 心脏结构：蟾蜍心脏由心房、心室和心瓣膜组成。
心房与心室之间有房室瓣，防止血液倒流。
2. 心脏跳动情况：在正常条件下，蟾蜍心脏跳动频率约为每分钟100-120次，节律规整。
3. 影响因素观察：a. 低温条件下，心脏跳动频率降低，节律变慢。
b. 高温条件下，心脏跳动频率升高，节律加快。
c. 低氧条件下，心脏跳动频率加快，节律变快。
d. 高氧条件下，心脏跳动频率降低，节律变慢。
4. 分析：心脏跳动频率和节律受多种因素影响，如体温、氧气浓度等。
在低温条件下，心肌细胞代谢减慢，导致心跳频率降低；在高温条件下，心肌细胞代谢加快，导致心跳频率升高；在低氧条件下，心脏为了满足组织细胞的氧气需求，心跳频率加快；在高氧条件下，心脏跳动频率降低，以降低氧气消耗。
动物观察实验报告范文(二)
动物观察实验报告范文（二）引言：动物观察实验是一种常见的科学实验方法，通过观察和记录动物行为、生理特征等，可以帮助科学家们更好地了解动物的生态习性与生理机能。
本文将围绕动物观察实验展开讨论，分析其优势、实施步骤和结果解读等方面内容。
一、动物观察实验的优势1.1 建立直接联系：动物观察实验可以直接观察动物在其自然环境中的行为特征，建立起与动物之间的直接联系。
1.2 真实反映：观察实验可在动物自然环境中开展，能够真实反映动物的习性、生理特征等。
1.3 信息丰富：通过观察实验我们可以得到丰富的信息，对动物的行为和特征有更深入的了解。
二、动物观察实验的实施步骤2.1 研究目的设定：确定实验研究的目的，明确想要观察的动物行为或生理特征。
2.2 实验对象选择：根据研究目的，选择合适的实验对象，确保实验结果的可靠性。
2.3 实验环境准备：创建与动物自然环境相似的实验环境，为实验创造符合动物行为的背景。
2.4 观察记录：准确记录动物行为的时间、地点、频率等信息，确保实验数据的准确性。
2.5 分析与解读：对实验观察数据进行分析和解读，总结出有关动物行为特征或生理特征的规律和结论。
三、动物观察实验的结果解读3.1 行为特征解读：根据观察数据，分析和解读动物的行为特征，包括食性、繁殖习性、社会行为等方面。
3.2 生理特征解读：通过观察动物的生理指标，分析和解读动物的生理特征，如呼吸频率、体温等。
3.3 与环境关系解读：观察实验还可以帮助研究者了解动物与其生活环境的关系，探究动物对环境的适应能力。
四、实际案例分析4.1 猛禽观察实验案例：以猛禽为实验对象，观察其捕食行为和狩猎策略，研究猛禽的独特适应能力。
4.2 鸟类观察实验案例：以鸟类为研究对象，观察其迁徙行为和鸣叫习性，探究鸟类的社交行为机制。
4.3 水生动物观察实验案例：以水生动物为实验对象，观察其生活方式和栖息环境，了解水生动物的特殊生理特征。
五、总结动物观察实验是一种重要的科学研究方法，能够帮助科学家更好地理解动物世界。
动物实验报告
实验动物学实验报告学院：学号：姓名时间：实验一：小鼠实验一、实验目的1、掌握小鼠抓取、固定的基本方法；2、掌握小鼠的雌雄鉴别方法；3、掌握小鼠的标记方法；4、掌握小鼠的基本采血技术；5、掌握小鼠的常用给药方法；6、掌握小鼠的解剖方法，熟悉内部脏器的自然位置；二、实验材料1、实验动物：每组两只雌鼠，两只雄鼠；2、实验器械及试剂：鼠笼；小鼠固定器和小鼠固定板；眼科剪；眼科镊；解剖刀；1ml注射器；毛细玻璃管；灌胃针；苦味酸染料；葡萄糖液；2%水合氯醛；三、实验内容及方法1、小鼠的抓取和固定抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。
这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。
2、小鼠的雌雄鉴别雄鼠的阴囊明显，雄鼠可见阴道开口和五对乳头。
幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定，近者为雌，远者为雄。
另外，雌鼠肛门和生殖器之间有一无毛小沟，而雄鼠则在肛门和生殖器之间长毛。
3、小鼠的标记方法1）耳孔法用耳号钳在耳上打洞或者用剪刀在耳边缘剪缺口，左耳为十位，右耳为个位。
2）剪趾法适用于出生一周以内新生仔鼠；3）染色法用毛笔将苦味酸涂在动物的不同部位，注意逆着毛发生长方向刷。
4、小鼠的基本采血1）剪尾采血当所需血量很少时采用本法。
固定动物并历出鼠尾，将鼠尾在45℃温水中浸泡数分钟，也可用酒精棉球涂擦，使局新血管扩张。
将鼠尾擦干，再用刀片剪去1-2mm，让血液滴入盛器或直接用移液器吸取，同时自尾根部向尾尖按摩。
取血后，先用棉球压迫止血并立即用6％液体火棉胶涂于尾巴伤口处，使伤口外结一层火棉胶薄膜，保护伤口。
也可采用切割尾静脉的方法采血，三根尾势脉可交替切割，并自尾尖向尾根方向切割，每次可取0.2～0.3ml血，切割后用棉球压迫止血。
这种采血方法在大鼠进行较好，可以较长的间隔时间连续取血，进行血常规检查。
机能兔子实验报告(3篇)
第1篇一、实验目的1. 了解兔子生理机能的基本结构和功能。
2. 观察并分析兔子的心脏、肺脏、肝脏等主要器官的生理活动。
3. 掌握兔子生理机能实验的基本操作技能。
二、实验原理兔子作为一种实验动物，其生理机能与人类有许多相似之处。
通过兔子生理机能实验，可以了解兔子各器官系统的生理功能，为医学研究提供实验依据。
三、实验材料与仪器1. 实验动物：健康成年兔子（体重2-2.5kg）3只。
2. 实验器材：手术器械、解剖显微镜、生理盐水、肝素、乌拉坦、注射器、气管插管、动脉插管、动脉夹、玻璃分针、止血钳、皮钳、绳子、毛剪、镊子等。
3. 实验试剂：20%的乌拉坦、肝素、生理盐水、肾上腺素、复方氯化铵、谷氨酸钠等。
四、实验方法与步骤1. 家兔称重，并注射20%的乌拉坦进行麻醉。
2. 家兔固定在解剖台上，备皮，消毒。
3. 暴露气管，插管，连接记录系统。
4. 暴露心脏，观察心脏的结构和功能，记录心率、血压等指标。
5. 暴露肺脏，观察肺脏的结构和功能，记录呼吸频率、潮气量等指标。
6. 暴露肝脏，观察肝脏的结构和功能，记录肝功能指标。
7. 暴露十二指肠，基底部荷包缝合，十二指肠插管（朝向肠腔）。
8. 观察家兔正常生理指标，停止吸入麻醉。
9. 分为甲、乙、丙三组，分别进行以下实验：- 甲组：注射复方氯化铵，观察肝性脑病的发生。
- 乙组：注射复方氯化铵，同时耳缘静脉给予谷氨酸钠进行治疗。
- 丙组：不结扎肝脏，观察肝性脑病的发生。
10. 动态观察家兔各项指标的变化，记录实验数据。
五、实验结果与分析1. 心脏：兔子心脏呈椭圆形，分为四个腔室，即左右心房和左右心室。
心脏跳动时，心房先收缩，心室后收缩，从而推动血液在体内循环。
实验中观察到兔子心率约为每分钟120-150次，血压约为100-150mmHg。
2. 肺脏：兔子肺脏呈粉红色，分为左右两个肺叶。
肺脏是呼吸系统的重要组成部分，负责氧气的吸入和二氧化碳的排出。
实验中观察到兔子呼吸频率约为每分钟30-40次，潮气量约为50-60ml。
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动物实验报告This model paper was revised by the Standardization Office on December 10, 2020实验动物学实验报告学院：学号：姓名时间：实验一：小鼠实验一、实验目的1、掌握小鼠抓取、固定的基本方法；2、掌握小鼠的雌雄鉴别方法；3、掌握小鼠的标记方法；4、掌握小鼠的基本采血技术；5、掌握小鼠的常用给药方法；6、掌握小鼠的解剖方法，熟悉内部脏器的自然位置；二、实验材料1、实验动物：每组两只雌鼠，两只雄鼠；2、实验器械及试剂：鼠笼；小鼠固定器和小鼠固定板；眼科剪；眼科镊；解剖刀；1ml 注射器；毛细玻璃管；灌胃针；苦味酸染料；葡萄糖液；2%水合氯醛；三、实验内容及方法1、小鼠的抓取和固定抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。
这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。
2、小鼠的雌雄鉴别雄鼠的阴囊明显，雄鼠可见阴道开口和五对乳头。
幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定，近者为雌，远者为雄。
另外，雌鼠肛门和生殖器之间有一无毛小沟，而雄鼠则在肛门和生殖器之间长毛。
3、小鼠的标记方法1）耳孔法用耳号钳在耳上打洞或者用剪刀在耳边缘剪缺口，左耳为十位，右耳为个位。
2）剪趾法适用于出生一周以内新生仔鼠；3）染色法用毛笔将苦味酸涂在动物的不同部位，注意逆着毛发生长方向刷。
4、小鼠的基本采血1）剪尾采血当所需血量很少时采用本法。
固定动物并历出鼠尾，将鼠尾在45℃温水中浸泡数分钟，也可用酒精棉球涂擦，使局新血管扩张。
将鼠尾擦干，再用刀片剪去1-2mm，让血液滴入盛器或直接用吸取，同时自尾根部向尾尖按摩。
取血后，先用棉球压迫止血并立即用6％液体火棉胶涂于尾巴伤口处，使伤口外结一层火棉胶薄膜，保护伤口。
也可采用切割尾静脉的方法采血，三根尾势脉可交替切割，并自尾尖向尾根方向切割，每次可取～血，切割后用棉球压迫止血。
这种采血方法在大鼠进行较好，可以较长的间隔时间连续取血，进行血常规检查。
2）眼眶后静脉丛取血当需中等量的血液，而又需避免动物死亡时采用此法。
用左手固定鼠，尽量捏紧头部皮肤，使头固定，并轻轻向下压迫颈部两侧，引起头部静脉血液回流困难，使眼球充分外突（示眼眶后静脉丛充血），右手持毛细玻璃管，沿内眦眼眶后壁向喉头方向旋转刺入。
刺入深度小鼠2～3mm。
当感到有阻力时再稍后退，保持水平位，稍加吸引，由于血压的关系，血液即流人玻璃管中。
得到所需的血量后，拨出毛细管。
若手法恰当，小鼠约可采血～。
3）心脏取血动物仰卧固定在固定板上，剪去心前区部位的被毛，用碘酒酒精消毒皮肤。
在左侧第3～4肋间，用左手食指摸到心搏处，右手取连有4～5号针头的注射器，选择心搏最强处穿刺，当针刺入心脏时，血液由于心脏跳动的力量自动进人注射器。
此法要求实验者掌握以下要点：要迅速而直接插入心脏，否则，心脏将从针尖处滑脱；如第一次没刺准，将针头抽出重刺，不要在心脏周围乱探，以免损伤心、肺；要缓慢而稳定的抽吸，否则，太多的真空反而使心脏塌陷。
若不需保留动物生命时，也可麻醉后切开动物胸部，将注射器直接刺人心脏抽吸血液。
5、小鼠的常用给药方法1）经口给药：小鼠灌胃左手抓住鼠背部及颈部皮肤将动物固定，右手持灌胃针，将灌胃针插入动物口中，沿咽后壁徐徐插入食道。
动物应固定成垂直体位，针插入时应无阻力。
若感到阻力或动物挣扎时，应立即停止进针或将针拔出，以兔损伤或穿破食道以及误入气管。
一般当灌胃针插入小鼠3~4cm，常用的灌胃量小鼠为~1ml；2）皮下注射给药皮下注射给药部位以颈部三角区最佳。
操作时，常规消毒注射部位皮肤，然后将皮肤提起，注射针头取一钝角角度刺入皮下，把针头轻轻向左右摆动，易摆动则表示已刺入皮下，再轻轻抽吸，如无回血，可缓慢地将药物注入皮下。
拔针时左手拇、食指捏住进针部位片刻，以防止药物外漏。
3）肌肉注射给药小鼠体积小，肌肉少，很少采用肌肉注射。
当给小鼠注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，采用肌肉注射。
操作时1人保定小鼠，另一人用左手抓住小鼠的1条后肢，右手拿注射器。
将注射器与半腱肌呈90°角迅速插入1/4,注入药液.用药量不超过10g体重。
4）腹腔注射给药左左手提起并固定小鼠，使鼠腹部朝上，鼠头略低于尾部，右手持注射器将针头在下腹部靠近腹白线的两恻进行穿刺，针头刺入皮肤后进针3nm左右，接着使注射针头与皮肤呈45°角刺入腹肌，穿过腹肌进入腹膜腔，当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后抵抗感消失。
固定针头，保持针尖不动，回抽针栓，如无回血、肠液和尿液后即可注射药液。
5）尾静脉注射给药鼠尾静脉有两根，左右两侧各一根。
操作时先将动物固定在鼠筒内或扣在中，使尾巴露出，尾部用45～50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，用中指从下面托起尾巴，以无名指和小指夹住尾巴的末梢，右手持注射器，使针头与静脉平行（小于30℃），从尾下四分之一处（约距尾尖2-3厘米）处进针，此处皮薄易于刺入，先缓注少量药液，如无阻力，表示针头已进入静脉，可继续注入。
注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血。
如需反复注射，应尽可能从末端开始，以后向尾根部方向移动注射。
动进入注射器。
6、小鼠的解剖将小鼠放在解剖盘上，用大头针将四肢固定在解剖盘上。
用酒精棉球将小鼠腹部的皮肤消毒。
用手术剪沿腹中线将小鼠的腹部和胸部的皮肤剪开，然后用手术剪将腹腔和胸腔剪开，仔细观察小鼠腹腔和胸腔的各内脏器官。
内部脏器观察1）肺：分左右两叶，右肺分为四叶，左肺为一整叶。
2）心脏：呈圆锥状，位于近胸骨端，心尖位于第四肋间。
3）肝：附于隔上，呈暗褐色，分5叶。
4）胃：分贲门、幽门、胃底及胃体。
5）肠：分小肠和大肠。
小肠包括回肠、空肠和十二指肠。
6）脾：脾斜卧在胃的左侧，呈暗红色，长条扁平状。
7）胰：在十二指肠附近，呈粉红色。
8）肾：右肾比左肾位置稍高，肾脏前方有肾上腺，每肾内侧各有一根输尿管，开口于膀胱背侧。
9）卵巢和子宫：卵巢形似绿豆状，粉红色，左右各一，位于肾脏下方。
小鼠为双角子宫，为Y字形。
10）睾丸：小鼠睾丸有一对，幼年时睾丸位于腹腔内，性成熟后则下降至阴囊内。
实验二：大鼠实验一、实验目的1、掌握大鼠抓取、固定的基本方法；2、掌握大鼠的雌雄鉴别方法；3、掌握大鼠的标记方法；4、掌握大鼠的基本采血技术（尾静脉采血、心脏釆血、腹主动脉采血）；5、掌握大鼠的常用给药方法（灌胃、腹腔注射、尾静脉注射、皮下注射、皮内注射、麻醉）；6、掌握大鼠的解剖方法，熟悉内部脏器的自然位置；二、实验材料1、实验动物：每组SD大鼠2只（1雌1雄）；2、实验器械及试剂：鼠笼、大鼠固定器、大鼠固定板、1ml注射器、5ml注射器、眼科剪、弯头镊、灌胃针、10%水合氯醛、生理盐水；三、实验内容及步骤1.抓取和固定右手从鼠笼将大鼠尾巴上段抓住并提起，放在鼠笼上部。
轻轻向后拉鼠尾，大鼠向前挣脱时，用左手拇指和食指抓住两耳后和劲部大部分皮肤。
其余手指及掌心夹住背部和尾部，将大鼠尾巴钩绕于小指上，将尾巴固定。
注意不要用力过大使大鼠窒息死亡。
2.性别鉴定成年雄鼠的睾丸沉降至阴囊中，故其阴囊明显，成年雌鼠可见阴道开口和乳头，幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定，雄性：距离长，毛发密（和其他部位一样），雌性：距离短，毛发稀疏。
3.给药1）灌胃: 将注射器装入药物溶液，装上灌胃针。
抓取固定大鼠后，使大鼠头部朝上，从大鼠口角一侧进针，沿咽后壁缓缓插入食道。
若感到巨大阻力或动物挣扎时，应立即停止进针或将针拔出，以免损伤或穿破食道以及误入气管。
一般当灌胃针插入大鼠4~5cm，常用的灌胃量大鼠为~1ml；（若药物灌入肺中，大鼠死亡）。
2）腹腔注射：左手固定大鼠后，右手持针，45度沿腹白线两侧进针，刺入腹肌，穿过腹肌进入腹膜腔，当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后有落空感。
针头刺入皮肤后进针3nm 左右，将注射针头朝上，减少与皮肤间的倾斜角度，继续进针。
固定针头，保持针尖不动，回抽针栓，如无回血、肠液和尿液后即可注射药液。
3）尾静脉注射：鼠尾静脉有两根，左右两侧各一根。
操作时先将动物固定在鼠筒内，使其尾巴露出，尾部用45～50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，用中指从下面托起尾巴，以无名指和小指夹住尾巴的末梢，右手持注射器，使针头与静脉平行（小于30℃），从尾上三分之一处进针，此处皮薄易于刺入，回抽出血液后，表示针头已进入静脉，可缓慢将药物注入小鼠尾静脉中。
注射完毕后用干棉球压迫尾部向注射以止血。
如需反复注射，应尽可能从末端开始，以后向尾根部方向移动注射。
（切勿从后3/1处注射，此处大鼠易发生断尾现象）。
4）皮下注射：将大鼠以俯卧位固定，将腹部皮肤去毛后，左手拇指和食指捏住腹部皮肤，右手持针沿纵轴方向刺入皮下，进针时感觉有阻力，继续刺入后突然阻力消失，判断针头可活动后注射入药液。
注射成功后可见一个小丘状隆起，经过段时间后注射入的药物可被吸收。
5）皮内注射：小鼠以俯卧位固定，将腹部皮肤去毛后，左手拇指和食指捏住腹部皮肤，右手持针沿皮肤平行方向刺入捏住的皮肤，注射药液。
若感觉注射时有阻力，注射部位局部形成光亮泛白的皮丘即为注射成功。
为避免药液流出，停留片刻后将针头拔出，用干棉球按压针孔。
4.麻醉：抓取固定大鼠后，通过腹腔注射的方式（按10%水合氯醛2ml/kg的用量）将适量的麻醉剂注射如大鼠体内，等待几分钟后观察大鼠反应。
若大鼠行动迟缓或几乎不动为麻醉成功。
若注射过量麻醉剂会造成大鼠死亡。
5.釆血1）尾静脉采血先将大鼠固定在鼠筒内，使其尾巴露出，尾部用45～50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，用中指从下面托起尾巴，以无名指和小指夹住尾巴的末梢，右手持注射器，使针头与静脉平行（小于30℃），从尾上三分之一处进针，此处皮薄易于刺入，回抽出血液后继续采集血液，每次。
2）心脏釆血：将麻醉后的小鼠以仰卧位放置，用指腹触摸观察确定小鼠心脏的位置（为搏动为剧烈处）。
右手持注射器，左手在左侧固定心脏，针头紧贴剑突下以30度角向前刺入左右，边进针边回抽针管，可见血液借心脏搏动的力量进入注射器内。
此时固定针管及心脏的位置，继续采血。
采血完成后拔出针头，用干棉球按压住针头的位置。
（每次采血量可达2~3ml）。
3）腹主动脉采血：将大鼠麻醉固定后，用手术剪沿腹正中线剪开腹腔，将腹主动脉充分暴露后（腹主动脉与腹主静脉伴行，紧贴脊柱），右手持注射器，针尖斜面朝下，入针角度约25~30度，朝向心端方向刺入，深度以5mm左右为宜，抽吸血液，若观察到针管中血液为鲜红色即为进针成功，继续采血。