愈伤组织诱导及观察
中国水仙花器官愈伤组织诱导、分化及组织学观察
的花 梗 和花 药 培 养 基 中 添 加 不 同 浓 度 ６ ． 苄 基腺 嘌 呤 （ ６ － Ｂ Ａ） 、 硫酸腺瞟呤 （ Ａ ｄ ） 、 萘 乙酸 （ Ｎ Ａ Ａ） 和 ２， ４ － 二 氯 苯 氧 乙 酸
（ ２ ， ４ 一 Ｄ） ， 筛选 出愈伤组织诱导及鳞茎芽再生 的最适 培养 基配方。结果表 明 ： 花梗 愈伤组织 诱导及鳞茎 芽分化 的最 佳 培养 基为 ＭＳ＋１ ｇ・ Ｌ —Ｎ ａ Ｈ ２ Ｐ Ｏ ４＋ ０ ． ０ ０ ３ ｇ・ ＬＩ １ ６ － Ｂ Ａ ＋０ ． ０ ０ １ ｇ・ ＬＩ １ Ｎ Ａ Ａ＋ ０ ． ２ ｇ・ ＬＩ １ Ａ ｄ＋３ ０ ｇ・ Ｌ Ｉ １ 蔗糖 ，
Ｃａ ｌ ｌ ｕ ｓ Ｉ ｎｄ ｕｃ ｔ ｉ ｏ ｎ，Ｄｉ ｆｅ ｒ ｅ ｎｔ ｉ ａ ｔ ｉ ｏ ｎ ａ ｎ ｄ Ｈｉ ｓ ｔ ｏ ｌ ｏ ｇ ｉ ｃ ａ ｌ Ｏｂｓ ｅ ｒ ｖ ａ ｔ ｉ ｏ ｎ ｏ ｆ Ｎａ ｒ ｃ ｉ ｓ ｓ ｕ ｓ ｔ ａ ｚ ｅ ｔ ｔ ａ ｖ ａ ｒ ．ｃ ｈｉ ｎｅ ｎ ｓ ｉ ｓ Ｆｌ ｏ ｒ ａ ｌ Ｏｒ ｇ ａ ｎｓ
花药愈伤组织诱导及鳞茎芽分化 的最佳培养基 为 ＭＳ＋ ０ ． ０ ０ ２ ｇ・ Ｌ ６ － Ｂ Ａ＋ ０ ． ０ ０ １ ｇ・ Ｌ Ｎ Ａ Ａ＋３ ０ ｇ・ Ｌ 蔗糖 ； 花
梗 愈伤组织诱导到鳞茎芽分化的时间需要 ３ ０～ ３ ５ ｄ ， 而花药这一 过程 为 ８ ０～ ９ ０ ｄ 。对花梗 愈伤组织诱 导及鳞 茎
愈伤组织的诱导和培养
班级：植物092 姓名：徐炜佳学号：0901080223愈伤组织的诱导和培养一、实验目的及意义植物愈伤组织的诱导和培养在植物科学的基础研究和应用研究中都有重要的意义。
通过本次实验，可以初步掌握植物外植体材料消毒、接种的无菌操作技术，愈伤组织的诱导方法和愈伤组织继代培养的方法。
二、实验原理植物组织与细胞培养是应用无菌操作的方法培养离体的植物器官、组织或细胞的过程。
如果组织培养使用的植物材料是带菌的，在接种前就必须选择适当的消毒剂对植物外植体进行表面消毒，获得无菌材料进行组织培养，这是取得植物组织培养，成功的基本前提和重要保证。
由于植物细胞具有全能性，外植体在合适的培养基上通过脱分化，形成一种能迅速增殖的无特定结构和功能的细胞团——愈伤组织（callus）。
植物生长调节剂如2,4-二氯苯氧乙酸（2,4-D）等是诱导外植体形成遇上组织的重要因素。
三、实验仪器与药品超净工作台，酒精灯，镊子，剪刀，解剖刀，75%乙醇，酒精消毒棉材料：烟草无菌苗，甘薯无菌苗四、实验步骤1.按下表分别配制培养基将配置的四种培养基分别分装入20个培养瓶，高温灭菌后水平放置凝固2.接种前，将实验所需器具放入超净工作台，打开紫外灯灭菌20~30min，关闭紫外灯，开启通风开关。
洗手后用酒精喷洒消毒手、手臂、实验材料及培养基外部等进入超净工作台的部分。
进入超净工作台，用酒精棉擦拭台面（手勿伸出工作台），台面完全风干后点燃酒精灯。
3.接种开始时，将镊子及手术刀在酒精中浸泡，并在酒精灯外焰上烧炽片刻，充分冷却。
取幼嫩的烟草（甘薯）叶片，用手术刀切割成小片，再用镊子将其接种至相应的培养基上，每瓶接种3~5片，封口后取出超净工作台，标注姓名、日期、培养基和接种材料。
4.将上述培养材料常温暗培养，每隔7天观察一次，并记录培养情况五、实验结果组织长芽，而当生长素含量大于细胞分裂素含量时，二者共同作用在室温下可诱导外植体生成不定根，也可形成愈伤组织，细胞色素沉淀情况严重；NAA为植物生长素，6-BA为细胞分裂素，促进扦插生根，而当细胞分裂素含量大于生长素含量时，二者共同作用在室温下可诱导外植体生成不定芽，此次实验由于温度非形成愈伤组织的最适温度，所以未形成完整的愈伤组织细胞团。
水稻愈伤组织的诱导实验报告
水稻愈伤组织的诱导实验报告This model paper was revised by the Standardization Office on December 10, 2020水稻愈伤组织的诱导一、实验目的1、掌握外植体的消毒方法和接种技术；2、了解愈伤组织诱导的过程。
二、实验原理以植物器官、组织、细胞等作外植体进行离体培养时，在一定的诱导培养条件下都能诱导形成愈伤组织。
愈伤再经分化培养，通过器官发生途径或体细胞胚胎发生途径可再生成植株。
外植体源自自然环境均为带菌状态，在接种前都必须进行消毒。
对于难消毒的材料，有时要几种消毒剂配合使用；对于多茸毛表面粗糙不平的材料，要加展着剂（吐温20）以增强消毒效果。
三、实验材料与用具1、材料：水稻成熟种子（用于诱导愈伤组织）；2、试剂：75%酒精，2% NaCLO，无菌水(每组1瓶400mL)；3、培养基：诱导培养基：NB+2,4-D 2mg/L+蔗糖30g/L+琼脂8g/L（）；4、仪器设备：培养室、超净工作台、培养皿（￠9cm）2个、枪形镊、量筒（100mL）2个、三角瓶（50mL、无菌）2个、废液缸、保鲜膜、标签纸。
四、实验步骤1、接种室、培养基及用具表面消毒用75%酒精棉球试擦超净工作台、镊子，将培养基及用具放工作台，打开紫外灯，照射20分钟以表面消毒。
之后关紫外灯，打开工作台风机，通风30分钟后可进行无菌操作。
2、种子去壳选取饱满、无霉变、成熟的水稻种子，手工脱去谷壳（注意保持胚完整），每人准备30粒去壳种子，并按照分组放到三角瓶中。
3、操作者双手的清洗与消毒在进入无菌室之前，各操作者先用自来水清洗干净双手并晾干，然后进入无菌室，坐在超净台前位子上后，用含75%酒精的酒精喷壶喷洒双手对双手进行消毒，在超净台风口待双手酒精风干后进入超净工作台。
（注意：酒精喷壶喷洒双手时切记不要把酒精喷到超净台的有机玻璃板上！）4、超净台面的表面消毒（以下工作在超净工作台内进行）用枪形镊子从含75%酒精棉球的容器中取一团棉球，仔细把整个超净台面擦试一遍，尽量降低超净台面的带菌量，并将废棉球丢到废液缸中，然后点亮超净台里面放置的酒精灯。
水稻愈伤组织的诱导实验报告
水稻愈伤组织的诱导实验报告实验目的：本实验旨在探究水稻愈伤组织的诱导方法，为将来的水稻遗传改造研究提供参考。
实验材料和仪器：1. 材料：水稻种子、MS培养基、植物生长调节剂2,4-D、生长调节剂TDZ、无菌器具、琼脂、无菌操作室。
2. 仪器：无菌操作台、显微镜、实验室平衡器等。
实验步骤：1. 生物材料准备：选取幼苗期生长良好、品种鲜明的水稻种子作为材料。
将水稻种子进行表面消毒，处理方法为分别用70%的酒精和5%的次氯酸钠(1:1)混合消毒3-5分钟，然后充分清洗。
2. 建立组织培养体系：将消毒后的水稻种子在无菌操作台上进行分离培养。
将种子取出后，从胚乳中取出胚轴，用剪刀消毒后放入含有MS培养基的无菌培养瓶中，置于无菌操作室中进行培养。
在35-37°C下连续培养3-5天。
3. 筛选愈伤组织：将培养2-3天的胚轴等植物试管苗等组织放置在含有不同浓度的2,4-D和TDZ的培养基中，培养10-15天。
筛选出生长具有愈伤能力的组织，采用显微镜等方法进行观察，并进行相应的分离和培养。
4. 愈伤组织的维持和复壮：将筛选出的愈伤组织维持在含有2,4-D和TDZ的培养基中，定期进行转移或分离。
当愈伤组织增生至一定程度后，将其转移到不含激素的培养基中，进行复壮。
实验结果：在实验过程中，我们选择了4个不同浓度的2,4-D和TDZ进行培养，筛选出了愈伤组织，并进行了维持、修复工作。
经过5次转移和增殖培养，我们成功地建立了稳定的水稻愈伤组织体系。
结论：本实验采用的方法可行，成功地建立了稳定的水稻愈伤组织体系。
本研究为今后的水稻遗传改造和抗性育种提供了良好的基础。
愈伤组织诱导培养
五、实验步骤
芦荟 1、将准备好的芦荟幼苗在无菌中冲洗数次。 2、取茎尖部分，再冲洗1-2次，淋干，紫外灭菌30分钟 3、在超净台上，用75%的乙醇将茎尖浸泡30-60s 4、再用升汞（0.01％）浸5-l0min，最后用无菌水冲洗数 次。无菌纱布吸干水份 5、用解剖刀取出茎尖生长点的组织切块，接种到愈伤组 织诱导培养基上。 MS+(1一6mg/ L)BA+(0.1一0.5mg/L)NAA 苄基嘌呤（BA）；萘乙酸(NAA) 6、培养条件：光照 10-12h，光照度为 1000一2000Lx， 温度(25士)2℃。
实验一植物愈伤组织诱导培养
一、实验名称
植物愈伤组织诱导培养
二、实验目的
1、掌握MS培养基的配制方法 2、初步掌握植物外植体无菌操作的基本步骤
三、实验材料
1、芦荟 2、月季
四、主要实验器材
1、剪刀 2、解剖刀 3、长角镊子 4、超净工作台 5、9cm培养皿 6、封口膜 7、烧杯 8、吸管 9、废液缸 10、橡皮筋
月季
1、枝条切去叶，再剥去附在茎上的叶柄及皮刺。 2、清水清洗、擦干 3、2～3厘米一段，每段至少一个侧芽。 4、装入消毒过的培养皿，紫外灯灭菌30分钟。 5、用饱和漂白粉上清液作表面灭菌25～30分钟 （也可使用乙醇；升汞） 6、无菌水涮洗数次，无菌纱布吸干水分 7、接种到培养基上： MS+(0.3一10mg/ L)BA 8、培养条件：光照 10-12h，光照度为 800一 1200Lx，温度21-25℃。
实验1 愈伤组织的诱导
实验1 愈伤组织的诱导1、实验目的（1）学习植物材料表面灭菌的常规方法；（2）了解接种的无菌操作技术；（3）学习诱导植物器官形成愈伤组织的方法。
2、实验原理植物组织培养是应用无菌操作的方法，培养离体的植物器官、组织或细胞的过程。
如果组织培养使用的植物材料是带菌的，在接种前就必须选择合适的消毒剂对植物外植体进行消毒，获得无菌材料进行组织培养，这是取得组织培养成功的前提和重要保证。
由于植物细胞具有全能性，外植体在合适的培养基上，可以通过脱分化，形成一种能迅速增殖的无特定结构和功能的细胞团——愈伤组织。
3、实验仪器和试剂仪器：超净工作台、光照培养箱、酒精灯、打火机、记号笔、脱脂棉、75%酒精及棉球。
无菌器材：无菌吸水纸（定性滤纸）、灭菌培养皿、无菌水、镊子、解剖刀。
植物材料：直根胡萝卜、烟草叶片。
试剂：95%乙醇、0.1%氯化汞。
培养基：MS+1mg/L 2,4-D+30g/L蔗糖+10g/L琼脂,pH5.84、实验步骤（1）接种前，用75%酒精棉球擦拭超净工作台台面，将培养基及接种用具放入超净工作台台面，打开超净工作台紫外灯及接种间紫外灯，照射约30 min，然后关闭紫外灯，通风20 min后，打开日光灯即可进行无菌操作。
（2）外植体预处理：将胡萝卜根用流动的自来水冲洗干净，用小刀削去其表皮1-2mm，切成大约15-20mm厚的块段。
（3）以75%乙醇棉将手擦试一遍。
以下操作全部在无菌条件下进行。
（4）外植体消毒：用0.1%的升汞消毒1min-3min（烟草叶片消毒10秒钟左右）,然后用无菌水中漂洗3次，每次2分钟。
（5）将胡萝卜片放入垫有无菌滤纸的培养皿中，一手用消毒好的镊子固定胡萝卜，一手用灭菌后的解剖刀切除胡萝卜块段截面的表面部分，余下部分切成包含形成层的长、宽约5mm，厚约5mm的小块。
在完成切割后，将解剖刀和镊子放入95%乙醇中浸蘸一下，在酒精灯焰上灼烧灭菌之后，放回原处，待冷却后即可使用。
愈伤组织诱导及观察
一.实验目的通过愈伤组织诱导的操作，使同学们了解进行植物组织培养时的一些关键操作技术和方法，如外植体的选择、培养基母液配制、使用液配制、分装灭菌、外植体表面消毒、接种、培养、愈伤组织诱导原理和方法以及接种后污染率，愈伤组织诱导率的统计与观察。
使同学们能够亲身体会、了解激素对外植体的作用，还使同学们了解无菌培养的无菌操作，清楚植物体的带菌部位等。
二.实验内容（一）、实验原理植物组织培养是指在无菌条件下，对离体植物组织（器官或细胞）分离并在培养基中培养，使其能够继续生长，甚至分化发育成一完整的植株的一门实验技术。
组织培养的理论依据是植物细胞的全能性，即植物体的每个细胞携带着一套完整的基因组，因此具有发育成完整植株的潜在能力。
植物组织当中原本已经分化的细胞，一旦脱离原有的机体环境，成为离体状态，在适宜的营养和外界条件下，就会表现出全能性，从已经分化定型的细胞，脱分化，成为恢复分裂能力的细胞，并能重新生长发育成完整的植株。
愈伤组织就是指一个离体的细胞、一块组织或一个器官的细胞，通过脱分化不断分裂、增生子细胞，这些细胞分裂快，结构疏松，颜色浅而透明，逐渐形成了无序结构的一团细胞。
在植物组织培养中，主要目标是诱导愈伤组织形成和形态发生，使一个离体的细胞、一块组织或一个器官的细胞，通过脱分化形成愈伤组织，并由愈伤组织再分化形成植物体。
愈伤组织的形成从一块外植体形成典型的愈伤组织，大致要经历三个时期：起动期、分裂期和形成期。
起动期是指细胞准备进行分裂的时期。
用于接种的外植体的细胞，通常都是成熟细胞，处在静止状态。
起动期是通过一些刺激因素(如机械损伤、改变光照强度、增加氧等)和激素的诱导作用，使外植体细胞的合成代谢活动加强，迅速进行蛋白质和核酸的合成。
机械损伤能诱导植物体细胞开始分裂，如伤口上会出现愈伤组织。
在植物组织培养中沿用了愈伤组织这一名词，但是植物组织培养中诱导外植体细胞分裂形成的愈伤组织，大都不是损伤的结果。
愈伤组织实验报告
一、实验目的1. 掌握植物组织培养技术的基本操作流程。
2. 熟悉愈伤组织的诱导方法及再分化过程。
3. 学习植物激素在愈伤组织形成与再分化中的作用。
4. 了解植物细胞的全能性及组织培养技术在植物育种中的应用。
二、实验原理植物组织培养技术是将植物器官、组织或细胞在人工条件下进行无菌培养，使其在适宜的培养环境中生长、分化，最终形成完整植株的过程。
愈伤组织是植物组织培养过程中的一个重要阶段，它是由已经分化的细胞脱分化形成的无定形细胞团。
通过诱导愈伤组织，可以进一步分化为根、茎、叶等器官，实现植物繁殖和育种。
三、实验材料与试剂1. 实验材料：水稻叶片、玉米叶片、胡萝卜根段。
2. 试剂：无菌水、无菌滤纸、70%乙醇、5%次氯酸钠、琼脂、蔗糖、硝酸钙、硝酸钾、硝酸铵、磷酸二氢钾、生长素、细胞分裂素、琼脂酶、滤纸等。
四、实验步骤1. 材料预处理（1）将水稻叶片、玉米叶片、胡萝卜根段分别用70%乙醇消毒30秒，再用5%次氯酸钠消毒5分钟，最后用无菌水清洗3次。
（2）将消毒后的材料用无菌滤纸吸干水分。
2. 愈伤组织诱导（1）将预处理后的材料切成约1cm×1cm的小块，放入含有不同浓度生长素和细胞分裂素的MS培养基中。
（2）将培养皿放入培养箱中，在适宜的温度和光照条件下培养。
3. 愈伤组织再分化（1）将愈伤组织转移到含有不同浓度生长素和细胞分裂素的MS培养基中。
（2）在适宜的温度和光照条件下培养，观察愈伤组织分化为根、茎、叶等器官的情况。
4. 数据记录与分析（1）观察并记录愈伤组织的生长情况，包括生长速度、愈伤组织颜色、形态等。
（2）观察并记录愈伤组织再分化为根、茎、叶等器官的情况，包括器官形态、生长速度等。
（3）分析不同植物激素浓度对愈伤组织形成与再分化的影响。
五、实验结果与分析1. 愈伤组织诱导实验结果表明，水稻叶片、玉米叶片、胡萝卜根段在含有不同浓度生长素和细胞分裂素的MS培养基中均能诱导出愈伤组织。
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实验二愈伤组织诱导及观察一.实验目的通过愈伤组织诱导的操作，使同学们了解进行植物组织培养时的一些关键操作技术和方法，如外植体的选择、培养基母液配制、使用液配制、分装灭菌、外植体表面消毒、接种、培养、愈伤组织诱导原理和方法以及接种后污染率，愈伤组织诱导率的统计与观察。
使同学们能够亲身体会、了解激素对外植体的作用，还使同学们了解无菌培养的无菌操作，清楚植物体的带菌部位等。
二.实验内容（一）、实验原理植物组织培养是指在无菌条件下，对离体植物组织（器官或细胞）分离并在培养基中培养，使其能够继续生长，甚至分化发育成一完整的植株的一门实验技术。
组织培养的理论依据是植物细胞的全能性，即植物体的每个细胞携带着一套完整的基因组，因此具有发育成完整植株的潜在能力。
植物组织当中原本已经分化的细胞，一旦脱离原有的机体环境，成为离体状态，在适宜的营养和外界条件下，就会表现出全能性，从已经分化定型的细胞，脱分化，成为恢复分裂能力的细胞，并能重新生长发育成完整的植株。
愈伤组织就是指一个离体的细胞、一块组织或一个器官的细胞，通过脱分化不断分裂、增生子细胞，这些细胞分裂快，结构疏松，颜色浅而透明，逐渐形成了无序结构的一团细胞。
在植物组织培养中，主要目标是诱导愈伤组织形成和形态发生，使一个离体的细胞、一块组织或一个器官的细胞，通过脱分化形成愈伤组织，并由愈伤组织再分化形成植物体。
愈伤组织的形成从一块外植体形成典型的愈伤组织，大致要经历三个时期：起动期、分裂期和形成期。
起动期是指细胞准备进行分裂的时期。
用于接种的外植体的细胞，通常都是成熟细胞，处在静止状态。
起动期是通过一些刺激因素(如机械损伤、改变光照强度、增加氧等)和激素的诱导作用，使外植体细胞的合成代谢活动加强，迅速进行蛋白质和核酸的合成。
机械损伤能诱导植物体细胞开始分裂，如伤口上会出现愈伤组织。
在植物组织培养中沿用了愈伤组织这一名词，但是植物组织培养中诱导外植体细胞分裂形成的愈伤组织，大都不是损伤的结果。
外源的生长素类物质对诱导细胞开始分裂效果很好，因此生长素类物质在植物组织培养中得到广泛应用，常用的有2，4-二氯苯氧乙酸、萘乙酸、吲哚乙酸和细胞分裂素等。
分裂期是指外植体细胞经过诱导以后脱分化，不断分裂、增生子细胞的过程。
处于分裂期的愈伤组织的特点是：细胞分裂快，结构疏松，颜色浅而透明。
外植体的脱分化因植物种类、器官来源及其生理状况的不同而有很大差别。
例如，烟草、胡萝卜等植物的脱分化比较容易，禾本科植物的脱分化比较难；花的脱分化比较容易，茎、叶的脱分化比较难；幼嫩组织的脱分化比较容易，成熟的老组织脱分化比较难。
分化期是指在分裂期的末期，细胞内开始出现一系列形态和生理上的变化，从而使愈伤组织内产生不同形态和功能的细胞。
这些细胞类型有薄壁细胞、分生细胞、色素细胞、纤维细胞，等等。
外植体的细胞经过起动、分裂和分化等一系列变化，形成了无序结构的愈伤组织。
如果在原来的培养基上继续培养愈伤组织，会由于培养基中营养不足或有毒代谢物的积累，导致愈伤组织停止生长，甚至老化变黑、死亡。
如果要让愈伤组织继续生长增殖，必须定期地(如2～4周)将它们分成小块，接种到新鲜的培养基上，这样愈伤组织就可以长期保持旺盛的生长。
愈伤组织的形态发生方式经过起动、分裂和分化期产生的愈伤组织，其中虽然发生了细胞分化，但是并没有器官发生。
只有满足某些条件，愈伤组织的细胞才会发生再分化，产生芽和根，进而发育成完整植株。
愈伤组织的形态发生方式主要有不定芽方式和胚状体方式两种。
不定芽方式是在某些条件下，愈伤组织中的分生细胞发生分化，形成不同的器官原基，再逐渐形成芽和根。
胚状体方式是由愈伤组织细胞诱导分化出具有胚芽、胚根、胚轴的胚状结构，进而长成完整植株。
这种由愈伤组织中的薄壁细胞不经过有性生殖过程，直接产生类似于胚的结构，叫做胚状体。
在植物组织培养中，不定芽方式和胚状体方式是愈伤组织形态发生的两种最常见和最重要的方式。
胚状体方式比不定芽方式有更多的优点，如胚状体产生的数量比不定芽多，胚状体可以制成人工种子，等等。
（二）实验材料和用具1植物材料银杏种子2实验仪器和试剂1）仪器设备超净工作台、高压灭菌锅、微波炉、人工气候箱、电子天平、移液器、恒温磁力搅拌器、酸度计、手术刀、手术剪、称量纸、皮筋、封口膜、三角瓶、量筒、烧杯（1000ml）、试剂瓶（1000ml、100ml）、长镊子、记号笔（或标签纸）、培养皿、酒精灯等。
2）试剂75% 酒精、氯化汞、植物生长激素（NAA、BA1）、蔗糖、琼脂粉、HCl、NaOH、WS母液配方见表1。
（三）实验方法1 培养基配制1）. 培养基的选择植物组织培养中应用的培养基，一般由无机营养物、碳源、维生素、生长调节剂和有机附加物等五类物质组成。
无机营养物包括大量元素和微量元素。
大量元素：C、H、O、N、P、S、K、Ca、Na、Mg等，微量元素：Mn、Zn、Cu、B、Mo、Fe等。
碳源一般为蔗糖。
维生素中只有硫胺素是必需的，而烟酸、维生素B6和肌醇对生长之起促进作用。
常用的生长调节剂有IAA （吲哚乙酸）、IBA （吲哚-3-丁酸）、NAA（萘乙酸）、NOA（萘氧乙酸）、P-CPA（对氯苯氧乙酸）、2，4-D（二氯苯氧乙酸）、2，4，5-T（三氯苯氧乙酸）；BA P（苄氨基嘌呤）、6-BA（苄基腺嘌呤）、2-Zi（异戊烯氨基嘌呤）、KT（激动素）等。
有机附加物是指甘氨酸、水解酪蛋白、椰子乳等，可促进分化，但如培养基配方适当，则大多数组织是不需要的。
培养基的种类、成份直接影响到培养材料的生长发育，故应根据培养植物的种类和部位，选择适宜的培养基。
2）. 培养基的配制①先按表1配制WS培养基贮液。
②再将贮液与其他成分按比例混合。
③加入3%的蔗糖作为碳源，起支持作用的琼脂粉8 g/L，愈伤组织培养基配方为WS培养基+NAA1 mg/L +BA1 mg/L。
④将上述培养基加热溶解后，加蒸馏水使培养基达到终体积。
⑤再用0.1mol/L NaOH 或0.1mol/L HCl 调节培养基的pH值至56-5.8。
⑥分装至三角瓶内，封口膜封口，等待灭菌后使用。
2灭菌1）．培养基及器具灭菌培养基、无菌水需要在高压灭菌锅中灭菌。
灭菌作用取决于温度，常用的灭菌温度为121℃，所需时间20分钟，灭菌结束后待温度下降到50℃以下，才能取出已灭菌的培养基。
可用同样方法对器具同时进行灭菌，包括：培养皿、解剖刀、剪子、滤纸、镊子等。
2）．工作环境灭菌接种前1ｈ打开超净工作台和棚面的紫外灯照射40min。
杀菌结束后，先关掉棚面的紫外灯，再打开风机，最后关掉超净工作台上的紫外灯。
在接种后休息时，要先打开台面的紫外灯，再关风机，最后打开棚面紫外灯。
不能将风机与台面上的紫外灯同时关闭或先关闭风机再开紫外灯。
3）. 植物材料的灭菌植株各部分的表面携带着各种微生物，他们是植物组培的污染源，所以在接种培养前必须进行彻底的表面消毒；组织内部侵染的真菌或细菌很难消除，这些组织一般淘汰不用。
消毒前需用流水清洗植物材料表面污垢，再用无菌洁净滤纸吸干水分。
植物材料的灭菌需在超净工作台内进行，可选择不同的灭菌剂进行植物组织表面消毒。
同时注意，表面消毒剂对植物组织也是有毒的。
因此，应当选择消毒剂的浓度和时间，尽量减少组织的死亡。
灭菌后，需用无菌水反复冲洗，彻底洗去表面消毒剂。
如：银杏种子消毒：将银杏种子去外种皮。
进超净工作台后，在0.1%氯化汞中浸泡10分钟，用无菌水冲洗3-5次，无菌滤纸吸干，在无菌滤纸上，用解剖刀取出种胚。
准备工作就绪后，可以进行接种。
3接种1）. 进台工作人员进入接种室前，需要洗净手和手腕。
进入超净工作台内需用75%酒精纱布擦拭手、手腕，再擦培养基瓶和超净工作台。
2）. 接种(1) 剪、镊消毒：接种前剪、镊、解剖刀应插入75%酒精瓶中，取出后置于酒精灯外焰上彻底灼烧，灼烧时应将镊口张开，烧至剪、镊上火焰熄灭为止，冷却后方可进行接种。
接种后仍需灼烧并插回75%酒精的磨口瓶待用。
注意每次取出时镊子不可接触瓶口和其它器皿。
(2) 插植外植体：左手拿三角瓶，解开封口膜，将三角瓶几乎水平拿着，靠近酒精灯焰，将瓶口外部在酒精灯火焰上燎数秒钟，使瓶口的水气散发掉。
用右手拇指、食指、中指拿消毒过的镊子夹一块外植体（银杏种胚）送入瓶内轻轻的插入培养基上，再把封口膜在酒精灯火焰上燎数秒，灼燎时应旋转，避免烧坏，盖好封口膜，扎紧皮筋，便完成了第一瓶的操作，接着再做第二瓶，如此直到外植体全部接完。
3）注意事项(1) 操作人员的头、胳膊等不得进入台内。
(2) 操作人员不得随意谈话、说笑，以免造成污染。
(3) 用酒精对双手消毒时，务必待酒精彻底挥发后再靠近酒精灯火焰，以免火焰伤手。
(4) 台外人员走动要轻、动作要小。
4.培养接种后置于培养室培养，温度23±2℃，适当光照强度和光周期。
10天计算愈伤组织诱导率和污染率。
培养过程如果有的培养物被微生物污染，应当马上将其清理，以免影响其它培养物，并做好记录。
WS培养基MS 1：20*（20倍浓）g/LKNO3 ：38；NH4NO3：33MS2：100* g/LCaCl2.2H2O：44（CaCl2：33.2）W3：100* g/LMgSO4·7H2O：37；甘油磷酸钠：27MS4：100* g/LH3BO3：0.62；MnS04·4H20：2.23 （MnS04·H20：1.69）；ZnSO4·7H20：0.86MS5：1000* g/LNa2MoO4·2H20：0.25；C O Cl2·6H20：0.025；KI：0.83W6 1000CuSO4·5H2O 0.08H2MoO4·H2O 0.02W7：100* g/LFePO4 0.19W8: 1000* g/L甘氨酸： 2.0；烟酸：5；维生素B1：0.5；维生素B6：0.5维生素H(生物素)：0.05W9：100* g/L肌醇：10.0半胱氨酸1。