实验动物手术及麻醉

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实验动物的麻醉方法

实验动物的麻醉方法

实验动物的麻醉方法实验动物的麻醉方法是在科学研究中使用的一种技术,目的是为了减少实验过程中的疼痛和不适感,同时保护实验动物的福利。

麻醉可以使实验动物处于无痛觉和无意识状态,以便进行各种操作、实验和手术。

在实验过程中,麻醉方法的选择应根据动物的种类、实验需求、实验所需时间等因素来确定。

常用的实验动物麻醉方法主要有以下几种:1. 局部麻醉:局部麻醉主要针对某个具体的部位或区域进行麻醉。

例如,对于小鼠或大鼠的手术操作,可以通过使用局部麻醉药物如利多卡因、戊巴比妥钠等,将药物注射到手术部位,使动物在手术过程中局部麻醉。

2. 全身麻醉:全身麻醉是指使整个动物体表现出无痛觉和无意识状态的麻醉方法。

全身麻醉适用于复杂手术或需要较长时间操作的实验,如内窥镜检查、器官移植、生物体刺激等。

目前,全身麻醉通常使用静脉麻醉或吸入麻醉两种方式。

3. 静脉麻醉:静脉麻醉是通过给动物静脉注射麻醉剂,使药物迅速进入动脉血液循环,通过血流输送到全身,产生全身麻醉效果。

动物通常会在注射后几秒钟内失去意识,并进入无痛无感觉状态。

常用的静脉麻醉药物有戊巴比妥钠、异氟醚等。

4. 吸入麻醉:吸入麻醉是将麻醉剂以气态形式通过动物的呼吸道送入肺部,通过肺泡与血液交换,达到全身麻醉的效果。

吸入麻醉常用的药物有氟烷、异氟醚、氧化亚氮等。

这些药物可以通过吸入气体的方式进行给药,既可控制麻醉剂的剂量,还可根据需要调整麻醉深度。

除了以上主要的麻醉方法外,还有一些特殊情况下使用的麻醉方法,如眼科手术中常用的硬膜外麻醉、特定场景下使用的局部麻醉等。

在使用麻醉方法时,科研人员还应遵循一些麻醉实践原则以保护实验动物。

首先,选择合适的麻醉方法和药物,应考虑动物种类的特殊需求,例如老鼠和大鼠对药物的敏感性不同;其次,根据实验操作的特点选择合适的麻醉深度;另外,在麻醉后需要对动物进行有效的监测,定期检查动物的生命体征,确保其处于麻醉的状态下没有额外的不适。

需要强调的是,为了保障实验动物福利和避免不必要的痛苦,实验过程中应尽量减少动物的使用数量以及对其造成的痛苦和不适。

动物实验手术实验报告

动物实验手术实验报告

一、实验目的1. 了解动物实验手术的基本步骤和方法。

2. 掌握动物实验手术器械的使用。

3. 培养实验操作者的动手能力和观察力。

二、实验材料1. 实验动物:家兔一只,体重2-3kg。

2. 实验器械:手术刀、剪刀、镊子、针线、止血钳、手术剪、手术巾、注射器、注射针、酒精、碘伏、生理盐水等。

3. 实验药品:普鲁卡因、生理盐水、抗生素等。

三、实验方法1. 实验动物处理:将家兔放入实验室内,适应环境,观察其生理状态。

然后,将家兔进行麻醉,采用腹腔注射的方式注射普鲁卡因,剂量为40mg/kg体重。

2. 手术部位:选择家兔的背部作为手术部位。

3. 手术步骤:(1)消毒:用酒精和碘伏对手术部位进行消毒。

(2)切口:用手术刀在手术部位做一长约3cm的切口,注意深度要适中,避免损伤深层组织。

(3)止血:用止血钳夹住切口附近的血管,然后用镊子将血管夹住,剪断血管,结扎止血。

(4)分离组织:用手术剪将切口附近的组织进行分离,暴露出内脏器官。

(5)手术操作:根据实验要求进行相应的手术操作,如器官切除、吻合等。

(6)缝合:用针线将切口附近的组织进行缝合,注意层次分明,结扎牢固。

4. 术后处理:将家兔放回实验室内,观察其恢复情况。

术后给予抗生素预防感染,每日观察切口愈合情况。

四、实验结果1. 手术过程中,实验动物生命体征平稳,未出现不良反应。

2. 手术切口愈合良好,无明显感染迹象。

3. 实验动物术后恢复顺利,食欲、活动正常。

五、实验讨论1. 动物实验手术过程中,应严格遵守无菌操作原则,确保手术部位清洁,防止感染。

2. 在手术过程中,应注意手术器械的清洁和消毒,避免交叉感染。

3. 手术操作要熟练,避免损伤重要组织器官。

4. 术后观察动物恢复情况,及时发现并处理可能出现的问题。

六、实验总结本次实验通过对家兔进行手术操作,使实验者掌握了动物实验手术的基本步骤和方法。

在实验过程中,实验者提高了动手能力和观察力,为今后从事动物实验研究奠定了基础。

家兔麻醉实验实验报告

家兔麻醉实验实验报告

一、实验目的1. 了解家兔麻醉的基本原理和方法。

2. 掌握家兔麻醉过程中麻醉药物的选用、给药途径及注意事项。

3. 观察家兔在麻醉过程中的生理变化,为临床麻醉提供参考。

二、实验原理家兔麻醉实验是通过使用麻醉药物,使家兔暂时失去意识和痛觉,便于进行手术操作或观察生理变化。

实验中常用的麻醉药物有吸入性麻醉剂、静脉麻醉剂和局部麻醉剂等。

本实验主要采用静脉注射的方式给予家兔麻醉药物。

三、实验材料与器材1. 实验材料:家兔一只,25%氨基甲酸乙酯(乌拉坦)溶液,生理盐水,注射器,手术器械等。

2. 实验器材:手术台,手术显微镜,心电图仪,血压计,呼吸机,体温计等。

四、实验步骤1. 麻醉前准备:将家兔放入安静、舒适的环境中,观察其基本情况,如活动能力、呼吸、心率等。

然后将家兔固定在手术台上,准备手术器械和麻醉药物。

2. 麻醉药物选择:本实验采用25%氨基甲酸乙酯(乌拉坦)溶液作为麻醉药物。

3. 给药途径:通过耳缘静脉注射给药。

首先用酒精棉球消毒家兔耳缘静脉,然后用注射器抽取25%氨基甲酸乙酯溶液,缓慢注射,剂量为1g/kg体重。

4. 麻醉观察:注射麻醉药物后,密切观察家兔的生理变化,如呼吸、心率、瞳孔、肌肉松弛等。

当家兔出现呼吸减慢、心率减慢、瞳孔缩小、肌肉松弛等麻醉现象时,说明麻醉成功。

5. 麻醉深度监测:使用心电图仪和血压计监测家兔的心率和血压,了解麻醉深度。

在麻醉过程中,根据家兔的生理变化调整麻醉药物剂量。

6. 麻醉维持:在实验过程中,根据家兔的生理变化,适当追加麻醉药物,维持麻醉状态。

7. 实验结束:实验结束后,停止给药,待家兔逐渐清醒。

五、实验结果与分析1. 家兔在注射25%氨基甲酸乙酯溶液后,呼吸减慢、心率减慢、瞳孔缩小、肌肉松弛,表明麻醉药物已发挥作用。

2. 麻醉过程中,家兔的心率和血压有所下降,但随着麻醉深度的增加,心率、血压逐渐恢复。

3. 实验过程中,家兔的生理变化符合麻醉药物的作用规律。

六、实验总结1. 本实验成功实现了家兔的麻醉,为临床麻醉提供了参考。

实验动物的麻醉方法

实验动物的麻醉方法

实验动物的麻醉方法This model paper was revised by the Standardization Office on December 10, 2020实验动物麻醉方法麻醉(anesthesia)的基本任务是消除实验过程中所至的疼痛和不适感觉,保障实验动物的安全,使动物在实验中服从操作,确保实验顺利进行。

一、常用的麻醉药(一)常用局部麻醉剂:普鲁卡因,此药毒性小,见效快,常用于局部浸润麻醉,用时配成0.5%~1%;利多卡因,此药见效快,组织穿透性好,常用1%~2%溶液作为大动物神经干阻滞麻醉,也可用0.25%~0.5%溶液作局部浸润麻醉。

(二)常用全身麻醉剂:1.乙醚乙醚吸入法是最常用的麻醉方法,各种动物都可应用。

其麻醉量和致死量相差大,所以其安全度大。

但由于乙醚局部刺激作用大,可刺激上呼吸道粘液分泌增加;通过神经反射还可扰乱呼吸、血压和心脏的活动,并且容易引起窒息,在麻醉过程中要注意。

但总起来说乙醚麻醉的优点多,如麻醉深度易于掌握,比较安全,而且麻醉后恢复比较快。

其缺点是需要专人负责管理麻醉,在麻醉初期出现强烈的兴奋现象,对呼吸道又有较强的刺激作用,因此,需在麻醉前给予一定量的吗啡和阿托品(基础麻醉),通常在麻醉前20-30分钟,皮下注射盐酸或硫酸吗啡(每公斤体重5~10mg)及阿托品(每公斤体重0.1mg)。

盐酸吗啡可降低中枢神经系统兴奋性,提高痛阈,还可节省乙醚用量及避免乙醚麻醉过程中的兴奋期。

阿托品可对抗乙醚刺激呼吸道分泌粘液的作用,可避免麻醉过程中发生呼吸道堵塞,或手术后发生吸入性肺炎。

进行手术或使用过程中,需要继续给予吸入乙醚,以维持麻醉状态。

慢性实验预备手术的过程中,仍用麻醉口罩给药,而在一般急性使用,麻醉后可以先进行气管切开术,通过气管套管连接麻醉瓶继续给药。

在继续给药过程中,要时常检查角膜反射和观察瞳孔大小(如发现角膜反射消失,瞳孔突然放大,应立即停止麻醉。

动物实验常见操作技术

动物实验常见操作技术

动物实验常见操作技术动物实验是科学研究中常用的一种手段,通过对动物进行各种操作和处理,获得与人类相关的科学数据和知识。

以下是动物实验中常见的操作技术。

一、麻醉和镇痛技术动物实验中会应用麻醉药物使动物失去感觉和意识,以减少动物在实验过程中的痛苦和压力。

常用的麻醉技术包括静脉麻醉、吸入麻醉和局部麻醉。

镇痛技术用于减轻术后疼痛,常采用各种药物如阿片类和非甾体抗炎药等。

二、手术技术手术技术是动物实验中常见的一项操作技术,用于在动物体内插入仪器、移除组织样本、修复组织或器官的损伤等。

常见的手术技术包括卵巢切除术、肝脏切片术、心脏手术等。

三、体内采样技术体内采样技术是从动物体内获取生物样本的一种方法,用于分析动物的生理和生化指标。

常见的体内采样技术包括血液采样、尿液采样、肠道内容物采样等。

四、药物给药技术药物给药技术是将药物通过各种途径输入动物体内,以研究药物的药代动力学和药效学等。

常见的给药途径包括静脉注射、腹腔注射、皮下注射等。

五、环境控制技术环境控制技术用于控制实验动物的环境条件,以确保实验结果的准确性和可靠性。

常见的环境控制技术包括温度控制、湿度控制、光照控制等。

六、行为测定技术行为测定技术用于评估动物的行为特征和认知功能,常用于研究动物的学习记忆、情绪行为等。

常见的行为测定技术包括开放田间测试、旋转杆测定、挖洞测试等。

七、分子生物学技术分子生物学技术用于研究动物的基因表达、DNA/RNA的分离和测定等。

常用的分子生物学技术包括PCR技术、凝胶电泳技术、蛋白质电泳技术等。

八、影像学技术影像学技术用于研究动物的器官结构、功能和病理变化等。

常见的影像学技术包括X线摄影技术、CT扫描、MRI等。

九、细胞培养技术细胞培养技术用于研究动物的细胞生长、增殖和代谢等。

常用的细胞培养技术包括离心培养、悬浮培养、共培养等。

以上列举了动物实验中常见的操作技术,不同实验目的和研究领域需要选用不同的操作技术,以获得准确和可靠的实验结果。

实验动物麻醉方法及注意事项

实验动物麻醉方法及注意事项

实验动物麻醉方法及注意事项麻醉(anesthesia)的基本任务是消除实验过程中所至的疼痛和不适感觉,保障实验动物的安全,使动物在实验中服从操作,确保实验顺利进行。

一、常用的麻醉药(一)常用局部麻醉剂:普鲁卡因,此药毒性小,见效快,常用于局部浸润麻醉,用时配成0.5%~1%;利多卡因,此药见效快,组织穿透性好,常用1%~2%溶液作为大动物神经干阻滞麻醉,也可用0.25%~0.5%溶液作局部浸润麻醉。

(二)常用全身麻醉剂:1.乙醚乙醚吸入法是最常用的麻醉方法,各种动物都可应用。

其麻醉量和致死量相差大,所以其安全度大。

但由于乙醚局部刺激作用大,可刺激上呼吸道粘液分泌增加;通过神经反射还可扰乱呼吸、血压和心脏的活动,并且容易引起窒息,在麻醉过程中要注意。

但总起来说乙醚麻醉的优点多,如麻醉深度易于掌握,比较安全,而且麻醉后恢复比较快。

其缺点是需要专人负责管理麻醉,在麻醉初期出现强烈的兴奋现象,对呼吸道又有较强的刺激作用,因此,需在麻醉前给予一定量的吗啡和阿托品(基础麻醉),通常在麻醉前20-30分钟,皮下注射盐酸或硫酸吗啡(每公斤体重5~10mg)及阿托品(每公斤体重0.1mg)。

盐酸吗啡可降低中枢神经系统兴奋性,提高痛阈,还可节省乙醚用量及避免乙醚麻醉过程中的兴奋期。

阿托品可对抗乙醚刺激呼吸道分泌粘液的作用,可避免麻醉过程中发生呼吸道堵塞,或手术后发生吸入性肺炎。

进行手术或使用过程中,需要继续给予吸入乙醚,以维持麻醉状态。

慢性实验预备手术的过程中,仍用麻醉口罩给药,而在一般急性使用,麻醉后可以先进行气管切开术,通过气管套管连接麻醉瓶继续给药。

在继续给药过程中,要时常检查角膜反射和观察瞳孔大小(如发现角膜反射消失,瞳孔突然放大,应立即停止麻醉。

万一呼吸停止,必须立即施行人工呼吸。

待恢复自动呼吸后再进行操作。

2.苯巴比妥钠此药作用持久,应用方便,在普通麻醉用量情况下对于动物呼吸、血压和其它功能无多大影响。

动物的给药、麻醉、处死术

动物的给药、麻醉、处死术

(二)局部麻醉法
局部麻醉是用局部麻醉药阻滞周围神经末梢 或神经干、神经节、神经丛的冲动传到产生局限 性麻醉区。局部麻醉的特点是动物保持清醒状态, 对重要器官功能干扰轻微,麻醉并发症少,是一 种比较安全的麻醉方法。 局麻药按化学结构可分为酯类和酰胺类,酯 类局麻药有可卡因、普鲁卡因、丁卡因和氯普鲁 卡因;酰胺类局麻药有利多卡因、布比卡因、卡 博卡因和地布卡因。
使鼠腹部朝上,鼠头 略低于尾部,在下腹部靠近 腹白线的两侧进行穿刺,针 头到达皮下后,再稍向前进 针,后以45°角刺入腹腔, 保持针尖不动,回抽针栓, 如无回血、肠液和尿液后即 可注射药液。注射量为0.10.2ml/10g体重。
(6)脑内给药
大鼠、小鼠脑内给药常用于将病原体接种于动物脑内, 观察接种后的各种变化。
实验方法:
(一)全身麻醉法
1.吸入法:吸入麻醉是将乙醚、氯仿等挥发性麻醉 剂经呼吸道吸入体内而产生麻醉效果的方法。本法 最适合于大、小鼠的短期操作试验的麻醉。 将大鼠、小鼠或兔放入杯或缸内,将乙醚倒在 棉花上,在室温下乙醚逐渐变成气体挥发,将缸内 动物麻醉,动物倒下后立即取出,此时动物肌肉松 弛,角膜反射迟钝,皮肤痛觉消失。
注意点:注意动物咬伤学生,注意注射器伤人。
实验方法 一、经口给药
(一)口服给药 将药物添加到饲料或饮水中,让动物自由
采食的方法。
(二)灌胃给药
是指借助器械将药物直接灌入动物胃内的方法。注意操作时 不要损伤动物。一次给药量小鼠(20-24)0.5ml,大鼠 (100-199)3ml,豚鼠(250-300)4-6ml,兔(2000-3000)100150ml。
五、实验动物麻醉方法和途径
实验动物的麻醉有局部麻醉和全身麻醉, 其方法有吸入麻醉法、注射麻醉法、口服及灌 胃麻醉法和针刺麻醉法。麻醉方式和麻醉剂的 选用,因实验目的、动物种类、日龄和动物健

动物实验麻醉报告模板

动物实验麻醉报告模板

动物实验麻醉报告模板引言动物实验是科学研究的重要手段之一,而麻醉是动物实验中保证实验动物的无痛苦和安全的关键环节。

本报告旨在总结和分析动物实验中使用的麻醉方法和效果,并提供进一步改进的建议。

方法实验动物本次实验使用了40只雌性小鼠(Mus musculus),体重在20克至25克之间。

麻醉方法本次实验采用了三种常见的麻醉方法,分别是:1. 乙醚麻醉:将乙醚溶于柔性纱布片上,放于密闭的麻醉箱中,让小鼠吸入乙醚进行麻醉。

2. 吸入式异氟醚麻醉:将异氟醚注入吸入器中,在特定领域内产生吸入式麻醉。

3. 静脉注射戊巴比妥麻醉:在小鼠的尾静脉注射戊巴比妥至麻醉状态。

结果与讨论乙醚麻醉乙醚麻醉方法对小鼠的麻醉效果较好,迅速进入麻醉状态,并保持相对较长时间的麻醉效果。

然而,需要注意的是乙醚在高浓度下可能引起小鼠呼吸及心率过慢等副作用,因此在实验过程中需要控制乙醚浓度并监测小鼠的生命体征。

吸入式异氟醚麻醉吸入式异氟醚麻醉方法也能够迅速进入麻醉状态,并且对呼吸和心率的影响较小。

而且,异氟醚具有良好的调控性,可以根据实验需要调整麻醉深度。

不过,需要注意的是异氟醚价格较高,且在吸入式麻醉过程中需配备专业的吸入器。

静脉注射戊巴比妥麻醉静脉注射戊巴比妥是一种在动物实验中常用的麻醉方法。

它可以快速、有效地诱导小鼠进入麻醉状态,且对呼吸和心率的影响相对较小。

然而,注意戊巴比妥属于镇痛作用较弱的麻醉药物,若在手术操作中需进一步控制小鼠的疼痛感,需要配合其他麻醉药物使用。

结论根据本次实验结果和讨论,我们可以得出以下结论:1. 乙醚、异氟醚和戊巴比妥均为常用的麻醉方法,具有不同的特点和适用场景。

2. 在选择麻醉方法时,需要根据实验的具体要求和预期效果来综合考虑。

3. 在实验过程中,需要严密监测小鼠的生命体征,确保麻醉效果良好且安全。

4. 麻醉方法的选择和使用应符合伦理规范和实验要求,确保动物实验的科学性和可靠性。

进一步改进的建议根据本次实验的结果和讨论,可以提出以下改进的建议:1. 在长时间实验中,应考虑使用具有较长麻醉效果的麻醉药物,以减少频繁麻醉的需求。

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实验动物手术及麻醉一、概论实验操作过程为减轻动物的疼痛及紧迫,常需给予止痛或麻醉。

动物麻醉属医疗行为,因此不论是实验前对麻醉药物与方式的选择,或麻醉前中后对动物生理心理状态的评估,均需兽医师专业知识的建议。

动物的麻醉必须兼顾:(1)不影响实验结果;(2)临床实际可行;(3)避免动物承受非必要的痛苦。

适当的麻醉不但能减轻动物的痛苦,也能减少研究人员承受过多的精神压力。

1. 名词解释:♦Analgesia:止痛,对疼痛失去敏感性。

♦Tranquillization:精神安定,动物呈现一种行为改变状态,精神与动作迟缓,松懈,对周围环境的反应冷淡、对小疼痛常不在意。

♦Sedation:镇静,轻微程度的中枢神经抑制状态,保持醒觉,但安静。

♦Anesthesia:麻醉,以药物或其他方式抑制动物局部(周边性)或全体(中枢性)神经组织的活性,使动物部分或整个身体完全失去感觉作用。

♦Local anesthesia:局部麻醉。

♦General anesthesia:全身麻醉。

完全无知觉与感觉(中枢性)。

♦Surgical anesthesia:外科手术麻醉。

完全无知觉与感觉,并有充分的肌肉松弛和痛感消失。

2. 手术分类实验动物的手术可分为存活手术(Survival surgery)和不存活手术(Nonsurvival surgery)两类,前者指麻醉后或所有手术结束后动物还需生存着,后者指麻醉后或所有手术结束后动物即给与安乐死。

进行存活手术时,不论是剖腹、截肢或注射药物、处理伤口,皆需严格执行手术部位的剃毛消毒(beta-iodine scrub/alcohol),材料灭菌(autoclave)及无菌操作(surgical glove & aseptic operation)视实验需求动物可在术前注射抗生素以避免感染。

如进行不存活手术,虽不需存活手术般严格无菌操作,但至少要行操作部位的剃毛消毒和戴手套。

存活手术依对动物的影响程度区分为Major与Minor。

Major survival surgery指任何需将体腔暴露在外或严重影响动物正常身体与生理功能的手术,例如:胸腔手术、关节手术、截肢手术...等;Minor survival surgery则是指不需暴露体腔或者对动物生理影响很小的手术,例如:伤口缝合、安装周边血管的导管……基于人道考量单一动物不可执行重复的Major survival surgery,如有必要需于动物实验申请表内提出详细的说明,取得IACUC同意后才可执行。

二、术前照顾犬、猫、灵长类与猪在进行麻醉前8至12小时需禁食。

而小型啮齿类动物及兔不易发生呕吐,因此一般手术前不需禁食,天竺鼠的唾液分泌较多,需多加注意。

任何怀孕或健康不良之动物皆须审慎评估麻醉对动物的影响。

手术前也需有急救动物的概念,预先准备Atropine、CaCl2 10%、Dexamethasone、Dopamine、Doxapram、Epinephrineate 等急救药物。

(一) 麻醉前给药镇静剂(Tranquillizers/Sedatives)、止痛剂(Analgesics)、抗乙酰胆碱(Anticholinergics)等药品统称为麻醉前给药。

镇静剂及止痛剂可诱导麻醉平缓进行,降低(或直接跨越)麻醉兴奋期的反应,间接可减少麻醉药品使用量,降低动物死亡率。

抗乙酰胆类药品可抑制迷走神经的兴奋,避免手术期间动物呕吐及过度流涎现象。

1.Anticholinergics*Atropine抑制呼吸道及唾液腺分泌物,防止心脏受到迷走神经的兴奋所产的心跳徐缓。

注意:已有心律不整的动物避免使用。

2.Tranquillizers &Sedatives*Phenothiazines:Chlorpromazine, Acepromazine, Promazine抑制脑干及大脑皮质,产生安静和减低运动性作用。

注意:因血管扩张而易造成血压降低,高剂量时会有肌肉僵直、震颤等现象。

可与解离性麻醉剂(ketamine)共享来降低副作用。

*Butyrophenones:Droperidol, Fluanisone, Azaperone效果比Penothiazine强。

注意:易造成血压降低。

*Benzodiazepines:Diazepam(Valium), Midazolam控制及预防癫痫,可使用于老年、肥胖动物,它可解除Ketamine引起之痉挛。

注意:静脉注射太快时会休克。

皮下及肌肉注射效果不佳,且刺激性强。

*Alpha-2-adrenargic agonist tranquillizer:Xylazine(Rompun)常使用于猫科动物与灵长类,肌肉松弛效果佳。

注意:刺激呕吐中枢,会使90%猫呕吐。

适合与Ketamine合用。

3.Narcotic analgesics(Opioids)*Morphine, Pethidine, Buprenorphine, Methadone, Fentanyl属管制药品,精神性安定镇痛作用。

注意:低剂量会引起中枢神经抑制现象,较高剂量会产生兴奋,超高剂量会引起中枢神经过度抑制而死亡。

三、麻醉及手术(一) 麻醉期监控1.麻醉分期:第一期无痛期:开始失去知觉。

第二期兴奋期:呼吸急促,狂乱或喊叫,对外界刺激异常反应。

第三期手术麻醉期:分成四节,最适合进行手术。

第四期休克死亡期:呼吸、心跳几乎停止,1至5分钟内可能死亡。

一般来说麻醉希望越快进入第三期(手术麻醉期)状态,此期的第一、第二节足够大部分手术所需。

第三、第四节已是动物接近死亡的高危险期,此时必须暂停手术进行急救,否则一旦进入第四期休克期,动物80%以上会死亡。

麻醉各期生理变化呼吸(腹壁的突然收缩)误判为麻醉不足而追加药量,导致动物死亡。

2.动物麻醉深度评估项目:(1)呼吸:♦动物在麻醉过程中会出现停止呼吸数秒,然后又有一深呼吸,此为麻醉过度现象,须注意(注射ketamine氯胺酮后动物暂时性呈现停止呼吸数秒,之后恢复正常呼吸,需小心区别)。

♦一般而言胸式呼吸为轻度麻醉,麻醉越深,越接近腹式呼吸。

不规则的呼吸表示动物快要苏醒或麻醉过深。

(2)黏膜颜色:正常麻醉状态下黏膜(口腔、肛门)为粉红色,表示氧气足够;如呈现紫色,则为发疳(cyanosis)现象,表示缺氧。

(3)微血管再充血时间(CRT):手指压牙龈后放开,牙龈再恢复正常粉红色为止所需时间,正常要小于2 s,超过则显示心脏输出功能不佳。

(4)脉膊:监测后腿股骨动脉、下颚动脉(大动物)、心跳数(啮齿类)。

(5)反射:肛门反射及趾间痛觉反射皆可做为麻醉指标,口咽反射亦可做为使用气体麻醉时恢复的指标。

(6)眼反射:眼球震颤表示麻醉过浅。

麻醉初期兴奋时瞳孔放大,然后随着麻醉程度加深而缩小;麻醉过量时瞳孔会极度扩大。

(二) 麻醉麻醉可分为局部和全身两种,局部麻醉较常使用于大型动物(如牛,马),一般动物常使用全身麻醉。

全身麻醉有注射性麻醉剂和吸入性麻醉剂两类。

1.注射性麻醉剂:诱导快,方便省时,无需复杂昂贵的设备;但药物注入体内后不易控制其深度,须于体内代谢排泄后才能缓解。

• Barbiturates:Pentobarbital, Thiopentone, Methohexitone, 广范使用,抗痉挛性佳,作用时间长(Pentobarbital:2-3hrs;Phenobarbital:6hrs)。

属管制药品。

注意:有严重的呼吸、心血管抑制作用,此药物作用属非可逆性,无特殊拮抗药物可缓解,一旦过量,极易死亡。

对猫会造成呼吸暂停现象。

肝肾毒性高。

• Steroid anesthetic:Alphaxalone / Alphadolone 诱导作用温和,适用于绵羊、猪、灵长类、猫。

注意:对猫狗会产生过敏反应。

不可与Barbiturates共享。

• Dissociative anesthetic:Ketamine, Tiletamine 解离型麻醉剂,使用广范(尤其猫科动物),投药方便。

属管制药品。

注意:单独使用时肌肉松弛效果差,全身肌肉呈僵直反应(可与Xylazine或Diazepam共享)。

有过度垂涎、呼吸暂停现象。

麻醉中眼睑不闭合,需投予眼药膏保护眼球。

• Neuroleptanalgesics:Fentanyl/Fluanisone 精神安定性镇静剂,可与其他麻醉剂合用(Fentanyl + Droperidol = Innovar-Vet)。

注意:麻醉中听觉对外界声音特别敏感。

血压降低,呼吸抑制。

• Others:Chloral Hydrate, Tribromoethanol, Urethane, Alpha – Choralose。

2.吸入性麻醉剂:对麻醉深度与时间的掌控性佳,苏醒快;但需较昂贵的设备(汽化器、连接管、口罩或气管套管),而有些吸入性药剂对动物及操作人员的呼吸道和肝肾等器官有伤害性。

(1)Ether:肌肉松弛效果佳,易使用,准备瓶子、药剂、棉花既可在抽气柜内使用。

注意:易燃、易爆,易挥发。

人员必须要在Fume hood(有抽气罩之操作台)内操作,绝不可与电器设备一起使用,以Ether处理后之动物尸体需储藏在有防爆装置的冰柜。

乙醚味道刺激性强,易使鼠类呼吸道疾病恶化。

基于安全与健康理由,非常不推荐采用Ether 做为麻醉剂。

(2)Methoxyflurane:无爆性或易燃性,肌肉松弛效果及止痛效果佳,使用于小型鼠类时可直接使用麻醉箱进行动物麻醉。

注意:诱导及恢复期慢,因此在较大型动物建议先使用注射性麻醉药诱导,之后以吸入性麻醉药维持麻醉期。

在体内代谢会产生氟化物造成肝脏伤害。

(3)Halothane:诱导及恢复期快,不易燃或爆炸,但需配合气体麻醉机及汽化器相关设备。

注意:周边血管扩张易造成低血压。

动物及人员长期曝露在halothane下易造成肝功能受损。

在较大型动物建议先使用注射性麻醉药诱导,之后以吸入性麻醉药维持麻醉,而啮齿类动物则直接使用麻醉箱或口罩诱导并维持麻醉状态。

(4)Isoflurane:诱导及恢复期快,肝毒性较小,适合药物代谢或毒理试验时使用。

注意:呼吸抑制作用较Halothane严重,心血管抑制作用较小。

在较大型动物建议先使用注射性麻醉药诱导,之后以吸入性麻醉药维持麻醉,而啮齿类动物则直接使用麻醉箱或口罩诱导并维持麻醉状态。

(5)Others:Nitrous Oxide, Carbon Dioxide(CO2)(三) 影响麻醉的因素1.动物种类、品种2.性别、年龄、体重3.动物的营养状况和健康情况4.Methoxyflurane对F344大鼠会造成糖尿病样症后群(Diabetes-like syndrome)。

5.天竺鼠注射Innovar-Vet可能造成肌肉组织坏死。

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