常用实验动物脏器的病理取材方法
实验一畜禽病理剖检的技术
实验一畜、禽病理剖检的技术实验目的与意义：通过观模尸体剖检的全过程，初步掌握规范的畜、禽剖检操作技术和剖检方法，有利于提高综合分析病理变化的能力。
实验原理：观看畜、禽剖检后，可以进一步判断分析病理变化，进行病理诊断。
实验器材：实验教学录像及解剖器械（手术刀、手术剪、镊子、解剖刀、骨剪、锯等）。
实验内容步骤：（一）解剖器械的认识及使用方法（二）尸体剖检尸体剖检前外部检查辨认尸体变化（尸冷、尸僵、尸斑、血液凝固尸体自溶与尸体腐败），营养状态（胖、瘦、严重瘦弱），皮肤及皮下组织状，可视黏膜及天然孔状态。
尸体剖检顺序禽（鸡）的剖检术式：采用背位方式，剖检之前，用消毒水将绒毛浸湿，防止绒毛飞扬扩大传染。
尸体取背卧位，将头部、两肢固定于解剖板。
剪开胸腹部皮肤，打开体腔后，把肝、脾脏、腺胃、肌胃和肠管一起取出。
然后切去胸部肌肉，用骨剪剪去胸骨与肋骨的连接部，去掉胸骨，打开胸腔全部。
再用骨剪剪开喙角，打开口腔，将舌、食管、嗉囊从颈部剥离下来。
再用手术刀柄钝性分离肺脏，将肺、心脏和血管一起采出。
肾脏位于脊椎深凹处，应用钝性剥离方法取出。
鼻腔可用骨剪剪开，轻轻压迫鼻腔内容物。
脑的采出需将关节部皮肤剥离，用骨剪将颅骨、顶骨作环形剪开，将大、小脑采出。
反刍动物（羊）的剖检术式：采用左侧卧位方式，剥皮、切开腹腔之前先把右侧的前肢和后肢卸下来，从荐部向脐部前延切第一切线开腹腔，第二切线沿着肋骨弓向前到软骨，在肋骨与胸骨连接锯断，沿着肋软骨部位切断，再切开横隔膜，暴露了整个胸腔。
注意胸腹腔器官的位置。
在第四胃后部十二指肠的起始部做双结扎，在十二指肠后端和空肠相连的地方也做个双结扎，在结扎之间剪断肠管，找到直肠，做个单结扎，在远端剪断。
进行肠道摘离，胃剥离，剥离肝脏，摘除肾及肾上腺，用环切的办法摘除骨盆腔器官，胸腔器官和气管的器官一并摘除，脑部打开颅腔，把头部在枕寰切断。
然后分别进行器官的检查。
小猪的剖检术式：采用背位体式，背靠下，把四肢与躯干之间的关连系切开，使猪背部稳定靠在解剖台上。
动物取材
动物取材：一、麻醉：处死前一天下午5点开始禁食不禁水（运动组在最后一次运动结束后24小时取材），于第二天上午8点，称重之后用1%戊巴比妥钠（35mg/kg）腹腔注射。
二、取血：心脏取血，低温离心，3500转/分，10分钟，分离血清，-20度保存，以备检测空腹血糖、胰岛素、总胆固醇、甘油三酯。
三、取材：1. 心脏：迅速取出心脏，在冰盐水中冲洗干净，滤纸吸去多余水分，记录心脏重量并拍照；1）冰冻切片：垂直于心脏左室长轴中点上下切取厚度为2-3mm左室截面，放入4%多聚甲醛中，固定一夜。
2）电镜：在左心室中部留取小块组织，以2.5%戊二醛固定10分钟；细切为1.0*1.0mm组织，再以2.5%戊二醛固定2小时；1%锇酸固定1小时；乙醇、丙酮梯度脱水；环氧树脂包埋；切片，观察，摄片。
3）其余心脏组织储存于-80度冰箱。
2.肾脏：1）快速取出左右肾，分离肾被膜并称重记录，于右肾上级肾皮质处取材3-5块，细切为1mm*1mm*1mm大小，放入电镜固定液中。
2）其余右肾三等分后装入EP管，存于-80度以备检测肾组织。
3）左肾沿最大冠状面切开，取背侧面放入4%多聚甲醛中固定，备行石蜡切片。
3. 肝脏：打开腹腔，充分暴露肝脏，肉眼观察肝脏颜色及大小，取出整个肝脏称取肝脏湿重。
1）肝脏右叶中部取约1cm的肝组织放入液氮做冰冻切片，进行脂肪染色；再取约1cm肝脏置于4%多聚甲醛中以备制成石蜡切片（将肝脏沿横轴剖开进行包埋）。
2）其余肝组织保存于-80度冰箱待用。
4. 胰腺：1）打开腹腔取出胰腺组织，将整个胰腺2/3切下，去除表面结缔组织放于4%多聚甲醛48小时，然后使用70%乙醇清洗并保存，用于HE染色。
2）其余1/3置于液氮内，保存于-80度冰箱待用。
5. 小肠：1）取肛门至回盲瓣的肠段，测量长度，取距回盲瓣处1cm近端结肠肠管及远端结肠1cm肠管；取盲肠上部空肠回肠，4%多聚甲醛固定，石蜡包埋。
2）其余结肠组织液氮冷冻，-80度冻存。
实验大鼠常见脏器形态学取材方法和注意事项
实验大鼠常见脏器形态学取材方法和注意事项[取材内容]大鼠肺组织、大鼠肝脏组织、大鼠胰腺组织、大鼠胃部组织、大鼠空场回肠组织、大鼠肾组织、门静脉血、淋巴组织、大鼠心脏。
[试剂及药品]戊巴比妥钠或10%水合氯醛、75%酒精、生理盐水、多聚甲醛或福尔马林液、3戊二醛磷酸盐缓冲液(PBS0.01mol/LP pH7.4)或4戊二醛、肝素钠、器械液器械清洗消毒液[器材]备皮刀、解剖台、弯盘、组织剪、眼科剪、手术刀柄、刀片、小号弯式血管钳、蚊式血管钳、眼科镊、无损伤血管夹、聚乙烯管、三通管、丝线、培养皿、天平、一次性离2ml、1.5ml 、冻存管、肝素锂真空采血管、微量移液器、高速离心机、注射器10ml、5ml、2ml、无菌手套、冰箱、冰盒、液氮罐[取材动物]大鼠[取材步骤]1. 取材前夜禁食，自由饮水。
2. 小鼠称重，按照50mg/kg的比例用5ml的注射器配合针头抽取戊巴比妥钠备用。
3. 正左手的小指和无名指抓住大鼠的尾巴，另外三个手指抓住大鼠的颈部，使大鼠头部向向下。
这样腹腔中的器官就会自然倒向胸部，防止注射器刺入时损伤大肠、小肠等器官。
右手持注射器，从腹部近腿根处刺入后再腹部皮下穿行深入，动作轻柔，缓慢注射。
注射完药物后，缓缓拔出针头，手指按住针口对小鼠腹部轻柔按摩，促进麻醉药物的吸收，掐小鼠尾部检测小鼠麻醉程度。
4.将小鼠四肢固定于解剖台上，暴露小鼠整个胸部和腹部，修剪去腹部毛发，75%酒精消毒。
5.沿腹侧正中线自阴茎上源由下而上剪开腹部皮肤直至剑突，向两侧钝性剥开皮肤与皮下组织，暴露腹壁浅肌层。
沿白线钝性分离腹壁肌肉，剪开腹膜，暴露腹腔，将肝脏向上翻起，显露肝门。
6.门静脉血采集：将剪成斜口的聚乙烯管尖端背向肝门方向插入门静脉，抽取门静脉血2ml，无创血管夹夹闭门静脉止血。
将抽取门静脉血加入一次性离心管低温静置过夜，4℃离心，3000-3500/min，10分钟，吸出上清液，分装，-80摄氏度保存备用。
实验动物病理标本的标准化取材和量化诊断方法
根据需要计数l0-20个40倍镜视野。
(5)确定病灶大小及积分用40倍镜头进行观察。先将镜头的圆周与观察的病灶边缘相切，再观察该病灶在这一视野中的比例。≤40倍镜头视野的为小灶病变，积1分。＞＜的为小片病灶积2分。＞的为大片病灶积3分。计数所有病灶的积分。
2切片病变的定量观察
(1)常规HE染色，切片厚度应≤4μm。
(2)光镜下首先区分有否特异性病变及范围，然后由脏器一端向另一端进行整体观察和描述。
(3)观察小动物脏器有否肿大、增生，用l0倍镜由一端开始计数该脏器包含的l0倍镜镜头视野数，或计数整个切片中功能单位数。如脾生发中心、胸腺小叶、肝小叶、肾小球及整个切片中病变灶数量。
(6)实验动物肿瘤发生率的计算：
动物肿瘤的组织分化常不明显，在长期毒性试验或诱癌实验中出现的肿瘤不论良、恶性均计入肿瘤发生数，并计算肿瘤发生率。
xx比较医学杂志
1.动物的处死、组织的固定和取材
(1)小动物每试验组6-10只进行病理检验。大动物病理检验数依要求而定。动物处死前禁食12 h。均用麻醉放血法处死。
(2)按实验要求的顺序打开胸、腹腔，摘取脏器并准确称重。计算脏器系数。摘取时不可损伤所取脏器。心脏不挤压心腔内血块，肝脏分叶固定，肾脏去除包膜。除特殊要求外，均固定于10％中性甲醛溶液中。固定液体积应1倍于所固定脏器，组织须定时翻动。脏器固定24 h后即可取材，再固定48 h即可进行脱水、包埋。
取材时与心肌纤维长轴平行。肝：
小动物在肝脏上缘处与肝表面垂直作矢状切，应包括肝门血管及胆囊。每只动物至少取三叶肝。
实验大鼠常见脏器形态学取材方法和注意事项
实验大鼠常见脏器形态学取材方法和注意事项[取材内容]大鼠肺组织、大鼠肝脏组织、大鼠胰腺组织、大鼠胃部组织、大鼠空场回肠组织、大鼠肾组织、门静脉血、淋巴组织、大鼠心脏。
[试剂及药品]戊巴比妥钠或10%水合氯醛、75%酒精、生理盐水、多聚甲醛或福尔马林液、3戊二醛磷酸盐缓冲液(PBS0.01mol/LP pH7.4)或4戊二醛、肝素钠、器械液器械清洗消毒液[器材]备皮刀、解剖台、弯盘、组织剪、眼科剪、手术刀柄、刀片、小号弯式血管钳、蚊式血管钳、眼科镊、无损伤血管夹、聚乙烯管、三通管、丝线、培养皿、天平、一次性离2ml、1.5ml 、冻存管、肝素锂真空采血管、微量移液器、高速离心机、注射器10ml、5ml、2ml、无菌手套、冰箱、冰盒、液氮罐[取材动物]大鼠[取材步骤]1. 取材前夜禁食，自由饮水。
2. 小鼠称重，按照50mg/kg的比例用5ml的注射器配合针头抽取戊巴比妥钠备用。
3. 正左手的小指和无名指抓住大鼠的尾巴，另外三个手指抓住大鼠的颈部，使大鼠头部向向下。
这样腹腔中的器官就会自然倒向胸部，防止注射器刺入时损伤大肠、小肠等器官。
右手持注射器，从腹部近腿根处刺入后再腹部皮下穿行深入，动作轻柔，缓慢注射。
注射完药物后，缓缓拔出针头，手指按住针口对小鼠腹部轻柔按摩，促进麻醉药物的吸收，掐小鼠尾部检测小鼠麻醉程度。
4.将小鼠四肢固定于解剖台上，暴露小鼠整个胸部和腹部，修剪去腹部毛发，75%酒精消毒。
5.沿腹侧正中线自阴茎上源由下而上剪开腹部皮肤直至剑突，向两侧钝性剥开皮肤与皮下组织，暴露腹壁浅肌层。
沿白线钝性分离腹壁肌肉，剪开腹膜，暴露腹腔，将肝脏向上翻起，显露肝门。
6.门静脉血采集：将剪成斜口的聚乙烯管尖端背向肝门方向插入门静脉，抽取门静脉血2ml，无创血管夹夹闭门静脉止血。
将抽取门静脉血加入一次性离心管低温静置过夜，4℃离心，3000-3500/min，10分钟，吸出上清液，分装，-80摄氏度保存备用。
动物内脏标本实验报告(3篇)
第1篇一、实验目的1. 熟悉动物内脏的结构和功能。
2. 掌握动物内脏标本的制作方法。
3. 通过观察动物内脏标本，加深对动物解剖学知识的理解。
二、实验原理动物内脏标本的制作是通过对动物内脏进行解剖、清洗、固定、染色等步骤，使其保持原有的形态和结构，便于观察和研究。
三、实验材料与仪器1. 实验材料：小白鼠（或其他实验动物）、解剖刀、剪刀、镊子、解剖板、解剖针、生理盐水、福尔马林、酒精、石蜡、切片机、显微镜等。
2. 实验仪器：解剖显微镜、显微镜、投影仪、数码相机等。
四、实验步骤1. 解剖小白鼠：在解剖显微镜下，沿小白鼠腹中线切开皮肤，分离肌肉，暴露内脏器官。
2. 清洗内脏：用生理盐水清洗内脏，去除血液和杂质。
3. 固定内脏：将清洗干净的内脏放入福尔马林溶液中浸泡24小时，使内脏固定。
4. 染色：取出固定的内脏，用苏木精-伊红染色液染色，使内脏结构更加清晰。
5. 切片：将染色后的内脏进行切片，切片厚度为5-10微米。
6. 观察：在显微镜下观察切片，观察内脏器官的形态、结构、功能等。
五、实验结果与分析1. 心脏：心脏由心肌构成，分为四个腔室：左心房、左心室、右心房、右心室。
心脏是血液循环的动力器官，负责将血液泵送到全身各个部位。
2. 肺：肺由肺泡和支气管组成，是呼吸系统的主要器官，负责氧气的吸入和二氧化碳的排出。
3. 肝脏：肝脏是人体最大的实质性器官，具有代谢、解毒、储存、分泌等功能。
4. 胃：胃是消化系统的重要器官，负责储存和消化食物。
5. 肠道：肠道是消化系统的主要器官，负责吸收营养和水分，排出废物。
六、实验讨论1. 通过本次实验，我们了解了动物内脏的结构和功能，加深了对动物解剖学知识的理解。
2. 在实验过程中，我们掌握了动物内脏标本的制作方法，为后续的学习和研究奠定了基础。
3. 实验过程中，需要注意以下几点：- 操作要轻柔，避免内脏器官损伤。
- 清洗内脏时要彻底，去除血液和杂质。
- 固定内脏时要充分，确保内脏保持原有形态。
实验动物取血,尿液,其他体液的采集,实验动物的剖检方法
名称：生物样品的采集及实验动物的解剖和脏器系数测定标准操作规程(SOP)关键词：生物样品的采集实验动物解剖脏器系数测定目的：在药物毒理学研究中，常常需要收集实验动物的血液、尿液或其它体液进行常规检查或生化分析，因此，正确采集实验动物的生物材料是药物毒理学最基本和最重要的操作技术。
对实验动物进行大体解剖检查是药物毒理实验的常规观察项目，简便易行并能提供重要资料。
测定动物死后器官湿重和含水量是常用的指标之一，可以从大体标本大概地估计内脏器官病变的程度，特别适用于某些可致内脏水肿、实质细胞肿胀、间质纤维组织增生或脏器萎缩等药物的研究。
组织匀浆的制备以及在匀浆技术的基础上发展起来的亚细胞结构分离技术，也是药物毒理实验的重要技术之一。
学习和掌握药物毒理学试验中常用的生物材料的采集方法；实验动物的处死方法、大体解剖检查、脏器系数和含水量的测定以及组织匀浆的制备；了解病理切片常规收集样本的部位和方法。
主体内容（一）血液的采集1、大鼠与小鼠的采血方法：①鼠尾采血：当所需血量很少时采用本法。
固定动物并露出鼠尾，将尾部浸入45~50℃温水中数分钟，使尾静脉充血，擦干，再用酒精棉球擦试消毒。
剪掉尾尖（约0.2~0.3cm），拭去第一滴血。
然后用血色素吸管定量吸取尾血，或将尾血直接滴入容器内。
采血完毕用干棉球压迫止血。
亦可不剪尾，用7~8号注射针头连上注射器直接刺破尾静脉采血。
②眼眶静脉丛采血：当需用中等量的血液，而又避免动物死亡时采用本法。
左手拇指及食指紧紧握住大鼠或小鼠颈部，压迫颈部两侧使眶后静脉丛充血，但用力要恰当，防止动物窒息死亡。
右手持玻璃毛细管从右眼或左眼内眦部以45°角刺入，刺入深度小鼠约2～3mm, 大鼠4～5mm。
若遇阻力稍后退调整角度后再刺入，如穿刺适当，血液能自然流入毛细管内。
得到所需的血量后，即除去加于颈部的压力，拔出毛细管，用干棉球压迫止血。
③断头采血：当需用较大量的血液，而又不需继续保存动物生命时采用本法。
常用实验动物脏器的病理取材方法
神经系统
大脑
小脑
脊髓
垂体
1.5×1.5×0.5cm3
1.5×1.5×0.5cm3， 包括小脑中间部
颈、胸和腰髓三段 0.5－1.0cm
整体取材
大脑中央前、后回各一块组织 大小为1.5cm×1.5cm×0.5cm
垂体整体取材
欢迎批评指正！
常用实验动物的各脏器解剖和取材
神经系统
生殖系统
免疫系统
循环系统
泌尿系统
呼吸系统
内分泌系统
消化系统
消化系统
胃
肠
肝
胰腺
1.5×1.5×全层cm3
十二指肠、小肠和
1.5×1.5×0.5 cm3
1.5×1.5×0.5cm3
大肠各一段1-2cm
大动物1.5×1.5×全层cm3
常用实验动物的肝脏比较
犬
大鼠
生殖系统两侧整体取材两侧睾丸整体取材附睾卵巢宫颈和子宫角15cm15cm全层子宫睾丸附睾尾部雌性生殖器官雄性生殖器官前列腺151505cm3文档仅供参考不能作为科学依据请勿模仿
常用实验动物的比较解剖学 及其脏器的病理取材方法
上海市计划生育科学研究所药理毒理学研究室 中国生育调节药物毒理检测中心
刘向云 阎晗 杨荣富 何桂林 谢琛静 孙祖越
• 心脏：左心室取一块组织应包括瓣膜、心室壁 各层结构大小为1.5×1.5×0.5cm3。 • 主动脉：升主动脉一段1－1.5cm。
主动脉取材1.5cm长
免疫系统
• 脾脏：取1－2块组织，包括包膜， 大小为1.5×1.5×0.5cm3。 • 淋巴结：一般取肠系膜淋巴结和给药局部淋巴结， 较小淋巴结整体取材固定， 较大淋巴结切取1.5×1.5×0.5cm3的组织块。 • 胸腺：取胸腺组织一块并带包膜， 大小为1.5×1.5×0.5cm3。
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上海市计划生育科学研究所药理毒理学研究室 中国生育调节药物毒理检测中心
刘向云 阎晗 杨荣富 何桂林 谢琛静 孙祖越
内容提纲
一、实验动物器官取材的一般原则
二、常用实验动物的各脏器比较解剖学和取材位点
实验动物器官取材的一般原则（一）
1. 若无肉眼可视病变 2. 若有肉眼可视病变
呼吸系统
• 肺脏取材： 取两肺下叶组织各一块（包括肺膜），大 小为1.5×1.5×0.5cm3。若有病变可根据病变大小、多 少加取组织块。
• 气管取材：气管任意一段1.0-1.5cm。 大动物1.5×1.5×全层。
泌尿系统
• 肾脏：两侧各取一块组织，包括主要结构， 大小为1.5×1.5×0.5cm3。 • 膀胱：取膀胱组织一块包括全层结构， 大小为1.5×1.5cm2。 小动物整体取材。
神经系统
大脑
小脑
脊髓
垂体
1.5×1.5×0.5cm3
1.5×1.5×0.5cm3， 包括小脑中间部
颈、胸和腰髓三段 0.5－1.0cm
整体取材
大脑中央前、后回各一块组织 大小为1.5cm×1.5cm×0.5cm
垂体整体取材
欢迎批评指正！
可代表性取材，即重点参考下文第2部分。 取准标本病变部位，切勿漏取； 全面反映出各脏器病变，显示病变全貌； 若有肿瘤，包括肿瘤转移部位、切缘等； 全面描述病变状况，由表及里观察病变状况； 测重量、记录部位和脏器重量。
实验动物器官取材的一般原则（二）
3. 根据实验方法、目的、病变、特殊病变等尽量多取材 。选取的组织材料 要包括各脏器的主要结构 。
免疫系统
循环系统
泌尿系统
呼吸系统
内分泌系统
消化系统
消化系统
胃
肠
肝
胰腺
1.5×1.5×全层cm3
十二指肠、小肠和
1.5×1.5×0.5 cm3
1.5×1.5×0.5cm3
大肠各一段1-2cm
大动物1.5×1.5×全层cm3
常用实验动物的肝脏比较
犬
大鼠
小鼠
猴
取左、右最大肝叶的一块组织 1.5cm×1.5cm×0.5 cm
• 心脏：左心室取一块组织应包括瓣膜、心室壁 各层结构大小为1.5×1.5×0.5cm3。 • 主动脉：升主动脉一段1－1.5cm。
主动脉取材1.5cm长
免疫系统
• 脾脏：取1－2块组织，包括包膜， 大小为1.5×1.5×0.5cm3。 • 淋巴结：一般取肠系膜淋巴结和给药局部淋巴结， 较小淋巴结整体取材固定， 较大淋巴结切取1.5×1.5×0.5cm3的组织块。 • 胸腺：取胸腺组织一块并带包膜， 大小为1.5×1.5×0.5cm3。
4. 应避免选取因解剖失误造成的凝血块和坏死组织等。
5. 取病理材料时勿压（组织变形）、刮抹（组织缺损）、冲洗（红细胞和 其他细胞吸水肿胀破裂）。 6. 所取材料应尽量保持肉眼标本的完整性，不宜过厚或过薄，一般认同 1.5×1.5×0.5cm3的取材。
常用实验动物的各脏器解剖和取材
神经系统
生殖系统
生殖系统
雌性生殖器官
雄性生殖器官
卵巢
子宫
睾丸
附睾
前列腺
宫颈和子宫角
两侧睾丸
两侧整体取材
附睾尾部
1.5cm ×1.5cm ×全层
1.5×1.5×0.5 cm3
整体取材
常用实验动物子宫比较
内分泌系统
• 甲状腺：因其较小应整体取材（包括 甲状旁腺）。 • 肾上腺：两侧肾上腺整体取材、固定。
循环系统