植物组织培养实验报告
植物组织培养实验报告
植物组织培养实验一：培养基的配制学院：风景园林院学号：131001226 姓名：张晟菓一、实验目的1. 掌握植物组织培养实验室常用玻璃器皿的清洗及包扎方法。
2. 掌握培养基的配置方法。
3. 掌握高压蒸汽灭菌的操作方法。
二、实验原理鉴于微生物种类及代谢类型的多样性，用于培养微生物的培养基的种类也很多。
培养基的配置的程序有器皿的准备，培养基的配制与分装，棉塞的制作，培养基的灭菌，以及培养基的无菌检查等。
此次配制400mL MS培养基。
三、实验材料1.药品：激素：BA 1.0L（200mg/L）NAA 0.2L（200mg/L）母液：MS1（大量元素）20mL——浓缩20倍MS2（微量元素）2mL——浓缩200倍MS3（铁盐）2mL——浓缩200倍；MS4（维生素和氨基酸）2mL——浓缩200倍琼脂：2.2g蔗糖：12g（3%）无菌水2.玻璃器皿：移液管、试管、烧杯、量筒、玻璃棒、培养皿3.仪器设备：电子天平4.其他物品：药匙、滤纸、称量纸、pH计、记号笔、棉花等四、实验步骤1.玻璃器皿清洗：将试管、培养皿、量筒等浸入含有洗涤剂的水中，用毛刷刷洗，然后用自来水和蒸馏水冲净。
移液管先用含有洗涤剂的水浸泡，再用自来水及蒸馏水冲洗。
晾干后备用。
2.量取母液：MS1（20mL），MS2（2mL），MS3（2mL），MS4（2mL）；加激素：BA（1.0mL），NAA（0.2mL）；加蔗糖：12g。
3.加水定容至400mL。
4.搅匀后用pH计、烧碱溶液及硫酸溶液调pH值至5.8。
5.加琼脂2.2g，用电磁炉加热溶解并搅拌5-6分钟，冒泡即可拿出。
6.趁热分装，包扎，贴标签。
五、实验结果培养基配置完成。
植物组织培养的实验报告_实验报告_
植物组织培养的实验报告一、实验目的1.掌握无菌操作的植物组织培养方法；2.通过配置MS培养基母液，掌握母液的配置和保存方法；3.通过诱导豌豆根、茎、叶形成愈伤组织学习愈伤组织的建立方法；4.通过诱导豌豆茎、叶形成愈伤组织学习愈伤组织的建立方法；5.了解植物细胞通过分裂、增殖、分化、发育, 最终长成完整再生植株的过程, 加深对植物细胞的全能性的理解。
二、实验原理（一）植物组织培养植物组织培养是把植物的器官，组织以至单个细胞，应用无菌操作使其在人工条件下，能够继续生长，甚至分化发育成一完整植株的过程。
植物的组织在培养条件下，原来已经分化停止生长的细胞，又能重新分裂，形成没有组织结构的细胞团，即愈伤组织。
这一过程称为“脱分化作用”，已经“脱分化”的愈伤组织，在一定条件下，又能重新分化形成输导系统以及根和芽等组织和器官，这一过程称“再分化作用”。
（二）植物细胞的全能性植物细胞的全能性即是每个植物的本细胞或性细胞都具有该植物的全套遗传基因，在一定培养条件下每个细胞都可发育成一个与母体一样的植株。
（三）组织的分化与器官建成外植体诱导出愈伤组织后，经过继代培养，可以在愈伤组织内部形成一类分生组织即具有分生能力的小细胞团，然后，再分化成不同的器官原基。
有些情况下，外植体不经愈伤组织而直接诱导出芽、根。
（四）培养基的组成培养基中各成分的比例及浓度与细胞或组织的生长或分化所需要的最佳条件相近，似成功地使用该培养基进行组织培养的主要条件。
营养培养基一般由无机营养、碳源和能源、维生素、植物激素（生长调节剂）和包括有机氮、酸和复杂物质的添加剂组成。
三、实验器材高压灭菌锅、超净工作台、烘箱、培养室镊子、记号笔、橡皮筋、玻璃器皿、三角烧瓶、烧杯、量筒、剪刀、棉塞、绳子、牛皮纸、酒精灯、喷雾器等。
四、实验材料豌豆种子五、实验药品药品、70% 酒精、0.1% 升汞、MS培养基、蒸馏水、NaOH、 84消毒液、蔗糖、琼脂等。
六、实验步骤。
植物组织培养实验报告
植物组织培养实验报告植物组织培养是一种重要的生物技术手段，通过对植物细胞和组织进行离体培养，可以实现植物再生、遗传改良、病毒检测等多种目的。
本实验旨在探究植物组织培养的基本原理和操作方法，以及培养条件对植物再生的影响。
首先，我们选择了小麦离体子叶和茎段作为实验材料，进行了消毒处理和植物组织培养基的配制。
消毒处理是植物组织培养的关键步骤之一，它能有效杀灭外源微生物，保证培养组织的纯净性。
接着，我们将消毒后的植物材料转移到含有植物生长调节剂的培养基上，进行培养。
在培养的过程中，我们注意观察培养组织的生长情况，记录下不同处理条件下植物再生的效果。
实验结果表明，植物组织培养的成功与否受到多种因素的影响，包括植物材料的选择、培养基的成分、光照和温度等环境条件。
在本次实验中，我们发现小麦离体子叶的再生能力较强，而茎段的再生效果较差。
此外，培养基中生长调节剂的种类和浓度也对植物再生有显著影响，适当的生长调节剂可以促进再生过程，而过高或过低的浓度则会抑制再生。
综合实验结果，我们得出了一些结论和建议，首先，选择适宜的植物材料对于植物组织培养至关重要，不同植物材料的再生能力存在差异，需要根据具体情况进行选择；其次，培养基的配制需要根据具体植物材料和培养目的进行调整，合适的生长调节剂浓度可以提高再生效率；最后，培养条件的控制也是影响植物组织培养效果的重要因素，包括光照、温度、湿度等，都需要进行合理的调节。
总之，植物组织培养是一项复杂而有趣的实验技术，通过不断的实践和探索，我们可以更好地理解其中的原理和规律，为植物育种和生物工程领域的研究提供重要的技术支持。
希望本次实验结果能对相关领域的研究工作有所启发，也希望能为植物组织培养技术的进一步完善贡献一份力量。
植物组织培养实验报告
植物组织培养实验李永吉 12101705 12青年农场主班第一部分：培养基母液的配制通过配制母液过程了解植物外植体立体培养所需各种营养成分及激素种类，掌握培养基母液配制的方法。
之所以要配制培养基母液，是因为考虑到在配制培养基时使用更方便、操作更简化、用量更准确，减少每次配药称量各种化学成分所花费的时间和误差，所以我们在配制培养基之前将配制培养基所需无机大量元素、微量元素、铁盐、有机物、激素成分分别配制成比需要量大若干倍的浓缩母液，置于冰箱保存。
当配制培养基时，按预先计算好的量分别量取各种母液即可。
实验所需用具器材有：电子天平（检测灵敏度0.0001g）、pH计、托盘电子秤（检测灵敏度0.01g）、冰箱、烧杯（1000mL、500mL、250mL、50mL）、量筒（2000mL、1000mL、100mL、50mL）、试剂瓶（1000mL、250mL、150mL）、药匙、玻璃棒实验所需药品试剂有：蒸馏水、1N HCl、1N NaOH、95%酒精、各种所需化学药品（分析纯）实验内容：1、无机大量元素母液的配制（20倍）按培养基配方所需量，将各种化合物称量扩大20倍，用托盘电子秤称取，并用200mL蒸馏水溶解于250mL烧杯中，如溶解缓慢，可稍加热。
CaCl2单独用100mL纯水溶解。
溶解后将以上溶液倒入容量瓶中定容至1000mL。
倒入试剂瓶中并贴好标签，保存于冰箱冷藏。
MS无机大量元素母液配制2、无机微量元素母液配制按培养基配方所需量，将各种化合物称量扩大200倍，用托盘电子秤称取，并用200mL蒸馏水溶解于250mL烧杯中，。
溶解后将以上溶液倒入容量瓶中定容至500mL。
倒入试剂瓶贴好标签，保存于冰箱。
3、铁盐母液配制按培养基配方所需量，将各种化合物称量扩大200倍，用托盘电子秤称取，并分别用20mL蒸馏水溶解于50mL烧杯中，溶解后将以上溶液倒入容量瓶中定容至100mL。
倒入棕色试剂瓶贴上标签，保存于冰箱。
植物组培实验报告
植物组培实验报告植物组培技术是指利用植物体细胞分裂和分化的能力，通过体外培养的方法，使其成为整株植物的过程。
该技术已经广泛应用于植物育种、遗传工程、植物繁殖等领域。
实验目的：本实验旨在研究植物组培技术对不同植物品种的影响，探究其在植物育种中的应用价值。
实验材料：本次实验选用了四种不同的植物品种，分别为玉米、小麦、水稻和大豆。
实验所需的试剂包括MS培养基、植物生长素、植物生长素和细胞分裂素等。
实验步骤：1.植物材料的准备将四种植物的种子经过消毒处理后，将其在无菌条件下播种在MS 培养基上。
2.植物细胞的分离将培养基上生长的植物幼苗取出，进行细胞分离。
将其放入含有植物生长素和细胞分裂素的液体培养基中，进行震荡培养。
3.植物组织的培养将分离出来的细胞放入含有植物生长素的液体培养基中，进行组织培养。
待组织生长出来后，再将其移植到含有植物生长素和细胞分裂素的液体培养基中，进行细胞分裂和分化。
4.植物的生长与繁殖将培养好的植物幼苗移植到含有适量营养物质的液体培养基中，进行生长。
当植物幼苗长大后，可以进行繁殖试验，检测组培植物在遗传性状上的变化。
实验结果：经过实验，我们发现不同植物品种对组培技术的适应性不同。
在四种植物品种中，水稻和大豆的组培效果最好，生长速度较快，成活率较高；而小麦的组培效果较差，生长速度较慢，成活率较低。
在遗传性状上，我们也发现组培植物与自然生长的植物有一定的差异，但并不影响其在植物育种中的应用。
结论：植物组培技术是一种高效、快速的植物育种方法。
通过本实验，我们发现植物品种对组培技术的适应性不同，需要根据具体品种加以调整。
虽然组培植物与自然生长的植物在遗传性状上存在差异，但并不影响其在植物育种中的应用。
植物组培技术的不断发展和完善，将会对植物育种和植物繁殖领域带来更多的变革。
组培实验的实验报告
一、实验名称植物组织培养二、实验目的1. 了解植物组织培养的基本原理和操作流程。
2. 掌握植物组织培养技术在植物繁殖、遗传改良和资源保护等方面的应用。
3. 培养实验操作能力和团队协作精神。
三、实验原理植物组织培养技术是利用植物细胞的全能性，通过无菌操作将植物组织（如茎尖、叶片、愈伤组织等）在特定的培养基上诱导分化，从而实现植物繁殖、遗传改良和资源保护等目的。
四、实验材料1. 植物材料：柳树茎尖、紫玉兰叶片。
2. 培养基：MS培养基、1/2MS培养基、1/4MS培养基。
3. 试剂：琼脂、蔗糖、葡萄糖、活性炭、硝酸铵、硝酸钠、磷酸二氢钾、硫酸镁、硼酸、氯化钙、氯化钾、氢氧化钠、氢氧化钾、盐酸、氯化钠、硫酸铁、硫酸锌、硫酸铜、抗坏血酸、维生素B6、吲哚丁酸、生长素、细胞分裂素等。
4. 实验器具：超净工作台、高压蒸汽灭菌器、培养皿、移液器、剪刀、镊子、酒精灯、酒精棉、无菌水等。
五、实验步骤1. 材料准备：将柳树茎尖和紫玉兰叶片洗净，用75%酒精消毒30秒，再用无菌水冲洗3次。
2. 培养基配制：按照实验要求，将不同浓度的MS培养基、1/2MS培养基和1/4MS培养基分别配制。
3. 接种：将消毒后的柳树茎尖和紫玉兰叶片接种到培养基上，每个培养基接种3个材料。
4. 培养条件：将接种后的培养基放入培养箱中，温度设置为25℃，光照强度为2000勒克斯，光照时间为12小时/天。
5. 观察记录：每隔7天观察一次培养材料的生长状况，记录其生长速度、颜色、形态等变化。
六、实验结果与分析1. 柳树茎尖培养：在MS培养基和1/2MS培养基上，柳树茎尖生长速度较快，颜色为绿色，叶片形状正常；在1/4MS培养基上，柳树茎尖生长速度较慢，颜色为淡绿色，叶片形状较小。
2. 紫玉兰叶片培养：在MS培养基和1/2MS培养基上，紫玉兰叶片生长速度较快，颜色为绿色，叶片形状正常；在1/4MS培养基上，紫玉兰叶片生长速度较慢，颜色为淡绿色，叶片形状较小。
植物的组织_实验报告
一、实验目的1. 熟悉植物组织培养的基本原理和操作技术。
2. 掌握无菌操作技术，学会配制培养基。
3. 学习诱导愈伤组织形成的方法，并观察其生长情况。
4. 了解植物细胞的全能性及其在组织培养中的应用。
二、实验原理植物组织培养是利用植物细胞的全能性，将植物的器官、组织或细胞在人工控制的条件下，诱导分化再生为完整植株的过程。
该实验主要包括以下几个步骤：外植体消毒、接种、愈伤组织诱导、再分化、生根、移栽等。
三、实验材料与仪器1. 实验材料：小麦幼苗、MS培养基、愈伤诱导培养基、生根培养基、消毒剂（如70%酒精、无菌水等）、消毒工具（如解剖刀、镊子等）。
2. 实验仪器：超净工作台、高压灭菌锅、培养箱、显微镜、天平、烧杯、三角烧瓶、培养皿等。
四、实验步骤1. 外植体消毒：将小麦幼苗洗净，用70%酒精浸泡30秒，再用无菌水冲洗3次。
用解剖刀将幼苗切成1-2mm的段，用无菌滤纸吸干水分。
2. 配制培养基：按照实验要求，配制MS培养基、愈伤诱导培养基和生根培养基。
将培养基分装到培养皿中，高压灭菌30分钟。
3. 接种：将消毒好的外植体接种到愈伤诱导培养基中，每皿接种3-5段，每个处理重复3次。
4. 愈伤组织诱导：将接种好的培养皿放入培养箱中，在适宜的温度（25-28℃）和光照条件下培养。
观察愈伤组织形成情况。
5. 再分化：当愈伤组织形成后，将愈伤组织转移到再分化培养基中。
在适宜的条件下培养，观察愈伤组织再分化为芽和根。
6. 生根：当芽和根形成后，将植株转移到生根培养基中。
在适宜的条件下培养，观察植株生根情况。
7. 移栽：当植株生根良好后，将其从培养皿中取出，用无菌水冲洗根部，然后移栽到土壤中。
五、实验结果与分析1. 愈伤组织形成情况：实验结果表明，小麦幼苗在愈伤诱导培养基中能形成愈伤组织，愈伤组织生长旺盛。
2. 再分化情况：愈伤组织在再分化培养基中能分化出芽和根，再分化效果良好。
3. 生根情况：植株在生根培养基中生根良好，根长且粗壮。
实验报告组培
一、实验目的1. 掌握植物组织培养的基本原理和方法。
2. 学习植物细胞全能性的概念及其在植物繁殖中的应用。
3. 培养学生的实验操作技能和科学思维。
二、实验原理植物组织培养是利用植物细胞的全能性，通过离体培养技术，将植物细胞、组织或器官培养成完整植株的过程。
植物细胞的全能性是指具有再分化形成完整植株的潜能。
在适宜的培养基和条件下，植物细胞可以分化成各种器官，进而形成完整的植株。
三、实验材料与仪器1. 实验材料：拟南芥种子、MS培养基、琼脂糖、无菌水、消毒液等。
2. 实验仪器：超净工作台、显微镜、恒温培养箱、高压蒸汽灭菌器、移液器、剪刀、镊子等。
四、实验步骤1. 种子消毒：将拟南芥种子用70%的酒精消毒30秒，再用无菌水冲洗3次。
2. 种子萌发：将消毒后的种子接种于含有1/2MS培养基的培养皿中，置于恒温培养箱中培养。
3. 营养组织分离：待种子萌发后，选择生长良好的幼苗，用无菌剪刀将幼苗的茎尖和叶片剪下。
4. 培养基制备：将MS培养基加入琼脂糖，溶解后高压蒸汽灭菌，制成固体培养基。
5. 培养基接种：将分离得到的营养组织接种于固体培养基上，置于恒温培养箱中培养。
6. 观察与记录：定期观察培养皿中植物组织的生长状况，记录生长情况。
五、实验结果与分析1. 种子萌发：经过消毒和萌发处理后，拟南芥种子成功萌发，长出幼苗。
2. 营养组织分离：成功分离出拟南芥的茎尖和叶片。
3. 培养基接种：接种后的植物组织在适宜的培养基和条件下生长良好。
4. 生长情况：接种后的植物组织逐渐分化出根、茎、叶等器官，形成完整植株。
六、实验结论1. 本实验成功实现了拟南芥的组织培养，证明了植物细胞的全能性。
2. 通过植物组织培养技术，可以快速繁殖植物，提高植物繁殖效率。
3. 本实验为植物学研究提供了有益的参考，有助于推动植物育种和繁殖技术的发展。
七、实验讨论1. 实验过程中，种子消毒和培养基制备是关键环节，需要严格控制无菌操作。
2. 在培养过程中，注意观察植物组织的生长状况，及时调整培养基和培养条件。
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植物组织培养实验报告摘要：以大豆子叶为外植体，在MS培养基上附加不同浓度、不同种类的植物激素，以研究不同激素组合和不同浓度对大豆子叶愈伤诱导率的影响，并练习无菌操作。
实验结果显示第2组即MS+6-BA（2.0mg/L)+NAA(1.0mg/L)和第 3 组即MS+KT（0.5mg/L)+2,4-D(1.0mg/L) 培养基中愈伤组织诱导率较高，为较佳的愈伤组织诱导组合。
关键词：大豆；植物组织培养；无菌操作；愈伤组织1.材料与方法1.1实验材料：大豆子叶1.2实验试剂与仪器（1）试剂：75%酒精、MS干粉、蔗糖、琼脂、植物生长调节剂（NAA、2，4-D、KT、6-BA）、无菌水、升汞、NaOH溶液（2）仪器：超菌净工作台、圆纸片、培养皿、封口膜、称量纸、千分之一天平、不锈钢杯子、移液枪、试管、高压灭菌锅、注射器、酒精灯、镊子、手术刀、搁置架、烧杯、电炉。
1.3实验方法1.3.1培养基的配制与灭菌1.3.1.1 配制培养基的准备阶段（1）准备80个培养试管及封口膜，2个小培养皿、1个大培养皿，用洗衣粉、自来水洗净，再用蒸馏水把每个培养试管、润洗一下。
带晾干后将试管编号1-80；（2）在称量纸上用百分之一天平分别称取1.5g 琼脂4份，7.5g 蔗糖4份，在烧杯里用千分之一天平上称取1.185g MS干粉4份（烧杯不要清洗）；（3）剪小圆纸片40，均分在两个小培养皿小能从中自由取出为宜；剪大圆纸片10，均分在两个大培养皿中。
然后分别用报纸包好。
（4）把接种工具手术刀、镊子、剪刀等用报纸包好。
1.3.1.2 配制培养基（1）在装有MS干粉的烧杯中按下表加入植物生长调节剂实验所用的所有激素浓度均为0.5mg/mL激素的加样量(ml)编号培养基配置6-BA NAA KT 2,4-D1 MS+6-BA（1.0mg/L)+NAA(0.5mg/L) 0.5 0.252 MS+6-BA（2.0mg/L)+NAA(1.0mg/L) 1.0 0.53 MS+KT（0.5mg/L)+2,4-D(1.0mg/L) 0.25 0.54 MS+KT（1.0mg/L)+2,4-D(2.0mg/L) 0.5 1.0（2）用量筒量取250ml（稍多）蒸馏水，取一个不锈钢杯子加入150ml蒸馏水和称量好的琼脂，在电炉子加热沸腾2min，再加入混合好的MS培养基1号和蔗糖，混合沸腾2min，用剩余的蒸馏水定容至250ml；（3）当温度降到60℃左右时，将溶液pH 调至5.8，一般加4滴NaOH溶液即可；（4）取编号1-20的培养试管，用大量注射器以每瓶12.5ml 左右培养基分装在培养试管中，用封口膜封口，4支一捆捆扎好。
（5）用相同的方法配置2-4号培养基，并分装、捆扎。
1.3.1.3高压湿热灭菌（1）将包好的接种工具，包好的培养皿，以及分装好的试管一起放到高温灭菌锅中用二次排气法在121℃灭菌20min。
（2）高压灭菌锅操作先关闭高压灭菌锅放气阀, 待锅压强升到0.05MPa时, 打开放气阀排出空气, 当压力表指针为0MPa时关闭放气阀。
继续加热, 当压力表再次升到0.05MPa 时, 再一次排除灭菌锅的空气, 使压力表指针再次降为0MPa，关闭放气阀。
继续加热,让锅的压力上升到一个大气压（0.103MPa），此时锅温度为121.6℃时，控制热源，维持压力。
20min后，灭菌结束，待高压锅压力表指针恢复到零后，开启压力锅。
1.3.2接种1.3.2.1实验前准备工作（1）取50粒左右大豆子叶，分成单瓣，在洗衣粉水中仔细清洗，再用流水冲洗，备用；（2）接种前，用甲醛+高锰酸钾熏蒸接种室和培养室（或用臭氧发生器处理），将培养基及接种工具放入超净工作台台面，打开鼓风机，打开紫外灯；（3）洗净双手，用75%酒精擦拭双手，并用75%的酒精擦拭超净工作台台面和有关工具，同时喷洒接种室。
1.3.2.2外植体的灭菌在超净工作台上进行后续工作。
将洗好的大豆子叶在75%的酒精中浸泡8s，把酒精倒出，迅速加入无菌水漂洗两次，再放入升汞中浸泡2min，并用镊子不断搅拌，倒掉氯化汞，用无菌水漂洗7次，漂洗时，后几次无菌水要在大豆子叶中稍许停留。
最后转移到大培养皿中备用。
大培养皿放入少许无菌水，浸湿大豆子叶。
1.3.2.3外植体的切割（1）在火焰旁打开包接种工具的报纸，将接种工具在95%酒精中浸泡，然后用酒精灯灼烧，手不能接触接种器械的前半部分，用火灼烧镊子或手术刀要冷却后方可用于外植体的接种，防止烫伤材料，两把镊子可轮换使用；（2）待接种工具冷却后，用手术刀对大豆子叶进行切割，切割时，一次取4粒大豆子叶放入小培养皿中，同方向切割完毕后选装方向，将四个方向都切下后，再在中间补一刀，不要切穿。
1.3.2.4 外植体的接种在火焰旁打开试管封口膜，使试管口在火焰上过一下，然后把切好的子叶放入培养基上，操作管呈倾斜状态，防止菌从口掉入，将管口再次在火焰上过一下，扎上封口膜。
待所有培养试管接种完后，4个一组捆扎，放置在培养架上。
1.3.3观察（1）在25℃，黑暗下培养一周并观察。
（2）一周后，设置为25℃，光照，继续培养一周，并观察。
2.实验结果（1）一周后，观察培养试管豆子叶生情况，发现部分试管培养基呈绿色，说明该部分试管被污染；有些试管的外植体并未生长，有可能是被烫伤，也可能是生长较缓慢；少部分试管有愈伤组织出现。
大概统计了一下培养试管总污染个数未12个，污染率15%。
（2）两周后，进行分组观察，结果统计如下表：3.分析与讨论3.1结果分析从实验结果来看，第2组即MS+6-BA（2.0mg/L)+NAA(1.0mg/L)和第3 组即MS+KT（0.5mg/L)+2,4-D(1.0mg/L) 培养基中愈伤组织诱导率较高，为较佳的愈伤组织诱导组合。
其余两组的诱导率较低。
得出结论，当细胞分裂素6-BA和生长素NAA组合时，6-BA浓度高于NAA浓度对于愈伤组织的诱导率较好；当细胞分裂素KT和生长素2,4-D组合时，KT浓度低于2,4-D浓度对于愈伤组织的诱导率较好。
3.2讨论3.2.1结果重现性讨论理论上第1组和第2组中细胞分裂素浓度高于生长素浓度有愈伤和生芽双重作用。
第3组和第4组细胞分裂素浓度低于生长素浓度有愈伤和生根双重作用。
第1组为前任推荐的对照的培养基，但由于死亡率较高，所以对照性较差。
因此本次实验所得结论有建立重现性的必要。
3.2.2死亡率较高的原因（1）在操作中，部分外植体被烫伤造成其不生长表面有烫伤后形成的黑色物质。
（2）用氯化汞溶液浸泡后，清洗过程中可能有少许大豆子叶未清洗干净，造成其不生长。
（2）对于那些培养2周后都还没有反应的外植体，我们将其列在了死亡组，出现这种现象的原因可能为：基本培养基不适应，生长素用量不足或温度不适宜。
3.2.3污染原因在本次试验中由于操作人员太多每次交换时都可能引入污染物带超净工作台中，增大了污染率。
且由于是初次接触，很多操作做的可能不是很标准，这也将对实验污染率结果产生影响。
3.2.4常见问题和解决措施（1）培养物水浸状、变色、坏死：可能原因：表面杀菌剂过量，消毒时间过长，外植体选用不当（部位和时期）；改进措施：调换其他杀菌剂会降低浓度，缩短消毒时间，使用其他部位材料，生长初期取材。
（2）培养物长期培养几乎无反应：可能原因：基本培养基不适宜，生长素不当或用量不足，温度不适宜；改进措施：更换基本培养基或调整培养基成分，尤其是调整盐离子浓度，增加生长素用量，使用2,4-D，调整培养温度。
（3）愈伤组织过旺，疏松，后期水浸状：可能原因：激素过量，温度偏高，无机盐含量不当；改进措施：减少激素用量，适当降低培养温度，调整无机盐（尤其是铵盐）含量，适当提高琼脂用量增加培养基硬度。
（4）愈伤组织太紧密。
平滑或突起、粗厚，生长缓慢：可能原因：细胞分裂素用量过量，糖浓度过高，生长素过量；改进措施：减少细胞分裂素用量，调整细胞分裂素与生长素的比例，降低糖浓度。
思考题1、为什么要配制母液，各种母液的扩大倍数如何确定。
因为配制母液有三点好处：一是减少称量极微量药品的误差，保证各物质成分的准确性；二是可减少每次配制称量药品的麻烦，便于配制时的快速移取；三是配制成母液后体积缩小，便于低温保藏。
配制母液时，母液的浓缩倍数，一方面要根据配方中各种化合物的用量和在水中的溶解度来确定。
浓缩倍数不能太高，否则可能使化合物过饱和而析出，而且浓缩倍数太高时溶解也较慢。
另一方面为方便操作，以整数倍为宜，倍数与用量成反比，也就是说凡在配制母液时称量化学试剂量少的，配制的倍数应该大些。
用量大的配制的倍数应该小些。
然后按一般化学混合的要求，错开阳离子（如钙离子）与阴离子（如硫酸根离子），方法是按次序单独配置，以免混合后产生沉淀。
2、高压蒸汽灭菌前为什么要讲锅的冷空气排尽，灭菌完毕后为什么不能过早过急地排气，要待压力缓慢将至锅压力很低时最好降至0MPa时，才能打开放气阀把蒸汽放尽，打开锅盖取物？灭菌开始时要完全排除锅空气，使锅全部是水蒸气。
因为空气的膨胀压力大于水蒸气的膨胀压力，所以当水蒸气中含有空气时，在同一压力下，含空气蒸气的温度低于饱和蒸气的温度。
此时压力达到0.1MPa了，但温度达不到121℃，使灭菌不彻底。
灭菌结束后，只有待高压锅压力表指针恢复到零后，才能开启压力锅。
因为过早过急地排气，会使培养瓶压力下降的速度比锅慢，从而造成瓶压力大于瓶外压力，使瓶液体冲出容器外,另外压力降低太快，以致引起激烈的减压沸腾，使容器中的液体四溢,培养瓶变形。
3、以表格的形式列出配置MS培养基母液200mL（大量元素×50、微量元素×150、铁元素×40、有机元素×80）时,各种母液成分中各化学试剂应称取的量。
如果要配置 200ml 矮牵牛分化培养基(生芽和生根)所取母液和激素的量(激素的浓度均 0.5mg/ml)。
矮牵牛生芽培养基为 MS+6-BA 0.5mg/L+NAA 0.1mg/L+蔗糖30g/L+ 琼脂7.5g/L,矮牵牛生根培养基为1/2MS+NAA0.1mg/L+蔗糖30g/L+琼脂7.5g/L(生根培养基中1/2 代表MS 培养基中的大量元素减半，其余成分不变)。
200mL矮牵牛分化培养基母液及激素所取量其中蔗糖含量都为30g/L，琼脂含量都为7.5 g/L。
4、植物组织技术主要包括哪些环节？各环节的主要工作容是什么？（1）培养基配制及灭菌：包括培养基的选择、母液配制、培养基配制、培养基灭菌。
（2）外植体的选择及灭菌：供体植物材料选择、外植体的选择和灭菌。
外植体灭菌过程包括流水冲洗，洗衣粉处理，酒精浸泡，升汞浸泡，无菌水清洗等工作。
（3）外植体的接种及培养：接种前接种室、工作人员所用工作服、口罩等都需要消毒、操作工具需要灭菌，以保证接种在无菌条件下进行。