家兔气管插管实验
观察气管实验报告
1. 了解气管的结构和功能。
2. 掌握气管插管术的操作方法。
3. 学习气管插管实验中各项指标的观察和记录。
二、实验材料1. 实验动物：家兔2. 实验仪器：气管插管、气管插管支架、手术显微镜、手术器械、生理盐水、气管插管导管、呼吸机、心电监护仪等。
3. 实验试剂：1%利多卡因、生理盐水、肾上腺素等。
三、实验方法1. 家兔麻醉：采用吸入麻醉法，将家兔放入麻醉箱内，待家兔麻醉深度适宜后取出。
2. 家兔气管插管术：将家兔仰卧固定于手术台上，剪除颈部被毛，消毒皮肤。
用手术显微镜观察气管位置，找到气管后，用气管插管导管插入气管，插入深度约为气管长度的1/2。
插入导管后，用气管插管支架固定导管，确保导管位置正确。
3. 气管插管术中的观察指标：（1）家兔呼吸频率、深度及节律。
（2）导管插入气管时的阻力。
（3）导管插入气管后，家兔咳嗽反应。
（4）气管插管术后的呼吸困难、声音嘶哑等症状。
4. 呼吸机辅助通气：将家兔与呼吸机连接，设置呼吸频率、潮气量等参数，观察家兔呼吸情况。
5. 心电监护：监测家兔的心率、血压等生命体征。
6. 实验结束：观察家兔气管插管术后的恢复情况，如呼吸困难、声音嘶哑等症状的改善情况。
1. 家兔气管插管术操作顺利，导管插入气管后，阻力适中，家兔咳嗽反应明显。
2. 气管插管术后的观察指标如下：（1）呼吸频率：家兔呼吸频率为60-80次/分钟，呼吸深度适中。
（2）导管插入气管时的阻力：阻力适中，导管插入顺畅。
（3）咳嗽反应：导管插入气管后，家兔出现明显的咳嗽反应。
（4）呼吸困难、声音嘶哑等症状：气管插管术后，家兔出现轻度呼吸困难、声音嘶哑等症状。
3. 呼吸机辅助通气：呼吸机参数设置合理，家兔呼吸平稳，无呼吸困难。
4. 心电监护：家兔心率、血压等生命体征平稳。
5. 实验结束后，家兔气管插管术后的恢复情况良好，呼吸困难、声音嘶哑等症状明显改善。
五、实验分析1. 气管插管术是临床麻醉中常用的操作方法，通过观察气管插管术中的各项指标，可以评估气管插管术的成功与否。
家兔气管插管实验报告
家兔气管插管实验报告家兔气管插管实验报告引言：家兔是常见的实验动物之一，其生理结构与人类相似，因此被广泛应用于医学和生物学研究。
本实验旨在探究家兔气管插管的操作方法及其对家兔生理指标的影响，为临床医学提供参考。
实验材料与方法：1. 实验材料：健康成年雄性家兔、气管插管器、麻醉药物、生理盐水、监测仪器等。
2. 实验方法：a. 家兔准备：在实验前，将家兔进行禁食，以确保肠胃为空，减少术后恶心呕吐的风险。
b. 麻醉：使用合适剂量的麻醉药物对家兔进行全身麻醉，使其处于无痛觉状态。
c. 气管插管：在麻醉状态下，将家兔固定在手术台上，用消毒液清洁颈部皮肤，然后进行局部麻醉。
随后，将气管插管器插入家兔口腔，通过喉咙插入气管，确保插管的深度适当。
d. 监测：插管完成后，连接监测仪器，实时监测家兔的呼吸频率、心率、血压等生理指标。
e. 实验结束：实验完成后，将插管取出，给予家兔恢复麻醉，并进行观察和护理。
实验结果与讨论：1. 气管插管操作：通过实验操作，成功将气管插管器插入家兔气管，插管的深度适中，不影响家兔的正常呼吸。
2. 生理指标监测：实验过程中，对家兔的呼吸频率、心率和血压进行了监测。
结果显示，在插管后，家兔的呼吸频率略有增加，心率和血压变化不明显。
这可能是由于插管刺激了家兔的呼吸反射，导致呼吸频率的增加。
3. 家兔恢复与护理：实验结束后，及时将插管取出，给予家兔恢复麻醉。
同时，观察家兔的行为和食欲，确保其恢复正常。
实验结论：本实验成功地完成了家兔气管插管操作，并对其生理指标进行了监测。
结果表明，家兔的呼吸频率在插管后会略有增加，但心率和血压变化不明显。
在实际临床操作中，需要注意插管的深度和插管后的监测，以确保患者的安全和舒适。
实验意义：家兔气管插管实验为临床医学提供了重要的参考依据。
通过探究家兔气管插管的操作方法和对生理指标的影响，可以为医生提供实际操作中的指导，减少患者的痛苦和并发症的发生。
此外，家兔作为实验动物，其生理结构与人类相似，研究结果对于人类医学研究也具有一定的指导意义。
机能学实验家兔的捉拿麻醉气管插管
实验步骤
2 气管插管
1、切开倒“T”形切口：甲状软骨下第3~4软骨环处 2、插管及固定
头
4
5 心
注意事项
麻醉动物时,注射速度先快后慢, 边注射边观察动物麻醉指征。如麻醉过浅, 动物挣扎时可适量追加麻醉药, 切忌麻醉过深引起家兔死亡；
4麻醉成功标志：1、角膜反射消失
2、肌张力降低
5
3、呼吸减慢
4、疼痛反应消失
实验步骤
1 家兔捉拿、麻醉与固定
固定（台式）：
四肢用粗绳活结固定，拉直四肢，将绳打结
固定在兔台四周的固定木块上。 头用一根粗绳挑过兔门齿固定在兔台上。 4
5
实验步骤
2 气管插管
1、剪毛
2、做切口：沿颈中线从甲 状软骨下到胸骨上
实验内容
1 家兔捉拿、麻醉与固定 2 气管插管
实验步骤
1 家兔捉拿、麻醉与固定
捉拿： 右手抓兔颈部皮毛提起 左手托其臀部
使兔呈坐位，重量大部分 集中在左手
应避免的错误： 4 1、单提兔耳 25、捉拿四肢 3、提抓腰部、背部
பைடு நூலகம்
实验步骤
1 家兔捉拿、麻醉与固定
麻醉： 药量：1.5%戊巴比妥钠 2ml/kg 方法：注射耳缘静脉（由耳尖到耳根）
手术过程中操作应轻柔,尽量避免不必要的损伤和出血； 手术时, 切开颈部皮肤后, 尽量钝性分离, 以免损伤血管； 气管插管前，应注意止血，并将气管分泌物清理干净；
家兔气管狭窄实验报告(3篇)
第1篇一、实验目的1. 观察家兔气管狭窄模型的建立及病理变化；2. 探讨气管狭窄对家兔呼吸功能的影响；3. 分析气管狭窄模型的临床特征及治疗策略。
二、实验材料1. 实验动物：家兔6只，体重2.5-3.0kg，雌雄不限；2. 实验试剂：0.9%氯化钠溶液、2%利多卡因、0.5%戊巴比妥钠；3. 实验器材：气管插管、手术器械、电子秤、呼吸监测仪、麻醉机、显微镜等。
三、实验方法1. 实验动物分组：将6只家兔随机分为两组，每组3只，分别为实验组与对照组。
2. 模型建立：（1）实验组：采用气管插管，将气管插管插入家兔气管，向气管内注入0.9%氯化钠溶液0.5ml，使气管内壁形成狭窄；（2）对照组：仅进行气管插管操作，不注入氯化钠溶液。
3. 实验过程：（1）实验组：观察气管狭窄家兔的临床表现，包括呼吸频率、节律、呼吸幅度等；（2）对照组：观察正常家兔的临床表现，作为对照。
4. 数据采集与分析：（1）记录实验组与对照组家兔的呼吸频率、节律、呼吸幅度等数据；（2）对实验数据进行统计分析，比较两组家兔的呼吸功能差异。
5. 组织学观察：（1）实验组：处死实验组家兔，取出气管组织，进行石蜡包埋、切片、染色；（2）对照组：处死对照组家兔，取出气管组织，进行石蜡包埋、切片、染色；（3）观察气管组织病理变化，包括气管壁厚度、黏膜层、平滑肌层等。
四、实验结果1. 实验组家兔气管狭窄后，呼吸频率明显增加，呼吸幅度减小，呼吸节律紊乱，表现为呼吸困难；2. 对照组家兔呼吸功能正常，呼吸频率、节律、呼吸幅度等指标无显著差异；3. 组织学观察结果显示，实验组家兔气管壁厚度明显增加，黏膜层及平滑肌层出现增生、肥大等病理变化。
五、讨论1. 气管狭窄是临床常见的呼吸系统疾病，本实验通过建立家兔气管狭窄模型，观察了气管狭窄对家兔呼吸功能的影响；2. 实验结果显示，气管狭窄会导致家兔呼吸频率增加、呼吸幅度减小、呼吸节律紊乱，表现为呼吸困难；3. 组织学观察结果显示，气管狭窄会导致气管壁厚度增加、黏膜层及平滑肌层增生、肥大等病理变化；4. 本实验为气管狭窄的临床诊断及治疗提供了实验依据。
兔子气管插管实验报告
一、实验目的1. 熟悉并掌握兔子气管插管的技术操作。
2. 观察气管插管对兔子呼吸系统的影响。
3. 学习实验动物手术的基本操作步骤和注意事项。
二、实验对象与材料实验对象：家兔（体重1.9kg）实验材料：1. 哺乳动物手术器械（手术刀、组织剪、止血钳、玻璃分针等）2. 兔手术台3. 生物信号采集处理系统4. 呼吸换能器5. 气管插管6. 20%氨基甲酸乙酯溶液7. 生理盐水8. 橡皮管9. N2气囊10. CO2气囊三、实验方法与步骤1. 麻醉与固定：将家兔称重后，腹腔缓慢注入20%氨基甲酸乙酯溶液10ml进行麻醉。
待家兔麻醉后，仰卧用绳子固定于手术台上。
2. 手术操作：- 剪去颈前部兔毛，颈前正中用手术刀切开皮肤5-7cm，少量出血，用纱布蘸取生理盐水擦拭。
- 分离气管并穿线备用。
- 分离颈部双侧迷走神经，穿线备用。
- 以倒T型剪开气管，有少量出血，止血后用镊子清理其中异物，做气管插管。
3. 实验装置：- 将呼吸换能器与生物信号采集处理系统的相应通道相连接，橡皮管连接气管插管和呼吸换能器。
- 打开计算机，启动生物信号采集处理系统，设置好参数，开始采样。
4. 观察与记录：- 观察家兔气管插管后的呼吸情况，包括呼吸频率、深度和节律。
- 记录实验过程中出现的异常情况，如咳嗽、喘息等。
5. 实验结束：- 实验结束后，拔除气管插管，观察家兔的恢复情况。
- 对实验过程中出现的异常情况进行分析，并提出改进措施。
四、实验结果与分析1. 呼吸情况：气管插管后，家兔的呼吸频率、深度和节律基本保持正常。
2. 异常情况：在实验过程中，部分家兔出现轻微的咳嗽和喘息，但未影响实验结果。
3. 分析与讨论：- 气管插管对家兔的呼吸系统有一定影响，但通过合理操作和观察，可以确保实验的顺利进行。
- 实验过程中出现的轻微咳嗽和喘息可能与气管插管刺激有关，但并未对实验结果造成严重影响。
五、结论1. 本实验成功掌握了兔子气管插管的技术操作，为后续实验奠定了基础。
家兔气管插管实验
兔的固定方法背位固定用棉绳拉住兔的上门牙齿固定于手术台柱上。
也可用兔头架，先将兔颈嵌入半圆形铁圈，再将兔嘴套入可调节铁环内。
拧紧固定螺丝，再将长柄固定于手术台的定柱上（四）常用手术的基本操作1.备皮（1）剪毛法：常用于急性实验。
用一般弯剪刀贴皮肤依次将手术范围内的皮毛剪去。
勿用手提起毛剪之，以免剪破皮肤。
（2）拔毛法：适用于大、小白鼠和家兔耳缘静脉，以及后肢皮下静脉的注射、取血等。
（3）剃毛法：用于大动物的慢性实验，用电剃刀顺着毛方向剃毛。
（4）脱毛法：用于无菌手术野备皮。
小动物脱毛，脱毛剂配方：硫化钠8g，淀粉7g，糖4g，甘油5g，硼酸1g，水75g，调成糊状。
用法：先将手术野的毛剪短，后用棉球涂一薄层脱毛剂，2～3分钟后用温水洗净，擦干，涂一薄层油脂。
鼠类亦可不用剪毛，直接涂脱毛剂。
狗等大动物脱毛，配方：硫化碱10g，生石灰15g，加水至100ml 拌匀。
用法：术者戴耐酸手套，用纱布涂之，使狗毛浸透，等2～3分钟后洗净擦干，涂一薄层油脂。
注意切不可在脱毛前用水弄湿脱毛部位，以免脱毛剂渗入毛根造成炎症。
2.消毒常用于慢性实验，一般用3%碘酊和75%乙醇常规法消毒。
（五）常用动物的给药方法及采血方法1.常用动物的给药方法（1）淋巴囊内注射法常用于蟾蜍。
注入药物易于吸收。
方法为左手取动物，右手持注射器以150角斜挑刺入尾骨两侧皮下淋巴囊，缓慢推入，量宜小于0.5ml，因动物皮薄，弹性差，拔针后应用棉球按压针孔片刻。
（2）皮下注射法常用于鼠类、兔、猫、狗等。
鼠类注射法为左手提起其头部皮肤，右手握注射器，以约15º角刺入皮下，缓缓注入药液，拔针后轻压针孔。
小白鼠注入量应小于0.4ml药液。
大白鼠、豚鼠要用大号针头。
鼠类亦可从背部皮下注射，但需两个人合作完成。
兔、狗、猫常在背部或大腿内侧等皮下脂肪少的部位进行皮下注射，禽类常选翼下注射。
（3）肌肉注射法鼠类常选后肢外侧肌肉。
兔、猫、狗多选臀部肌肉，鸟类选胸肌和腓肠肌。
家兔气管插管实验原理
家兔气管插管实验原理家兔气管插管实验是一种常用的实验方法，用于研究气管插管技术的有效性和安全性。
本文将从实验原理、操作步骤和实验结果等方面介绍家兔气管插管实验的相关内容。
一、实验原理家兔气管插管实验的原理在于通过插入气管插管来模拟人体气管插管手术，进而观察和评估插管技术的效果和安全性。
实验中常采用家兔作为实验对象，因为家兔的气管结构与人类相似，且家兔体型较小，易于操作和观察。
二、操作步骤1. 准备工作a. 麻醉家兔：使用合适的麻醉剂对家兔进行麻醉，确保家兔处于无痛觉状态。
b. 消毒准备：对实验所需的仪器、器械和操作台等进行彻底消毒，以确保实验的无菌性。
c. 准备插管器材：包括气管插管、导丝、喉镜等。
2. 插管操作a. 定位：将家兔固定在操作台上，保持颈部伸直，以便插管的顺利进行。
b. 喉镜引导：使用喉镜引导导丝进入气管，确保插管的准确性。
c. 插管：将气管插管顺利地通过口腔或鼻腔插入气管，并固定好插管位置。
3. 实验观察a. 呼吸观察：插管后观察家兔的呼吸情况，包括呼吸频率、深度等。
b. 血氧饱和度监测：使用血氧仪等设备监测家兔的血氧饱和度，评估插管对呼吸功能的影响。
c. 心率监测：监测家兔的心率变化，评估插管对心血管系统的影响。
三、实验结果家兔气管插管实验的结果主要包括插管的成功率、呼吸功能的变化以及家兔的生理指标等。
插管成功率是评估插管技术的重要指标，插管成功率越高，说明插管技术越优秀。
呼吸功能的变化可通过观察家兔的呼吸频率、深度以及血氧饱和度等指标进行评估。
此外，还可以通过监测家兔的心率变化来评估插管对心血管系统的影响。
四、实验应用家兔气管插管实验在临床医学中具有重要意义，可以用于评估气管插管技术的安全性和有效性。
通过此实验可以评估插管对呼吸和心血管功能的影响，为临床医生提供参考，以确保手术操作的安全性和患者的生命安全。
此外，家兔气管插管实验还可以用于研究新型插管材料和技术的应用前景，推动气管插管技术的发展和改进。
简述家兔支气管插管的实验过程
简述家兔支气管插管的实验过程家兔支气管插管是一种用于研究呼吸系统疾病和进行治疗的实验方法。
本文将对家兔支气管插管的实验过程进行简要描述。
进行家兔支气管插管实验需要准备实验材料和设备。
实验材料包括麻醉药物、家兔、氧气和气管插管。
实验设备包括麻醉器、呼吸机、监测仪器等。
在开始实验之前，首先需要将家兔置于麻醉器中，并使用适量的麻醉药物使其进入麻醉状态。
麻醉药物的种类和剂量应根据实验需要和家兔的体重来确定。
当家兔完全进入麻醉状态后，需要将其固定在实验台上，以确保操作的稳定性和安全性。
同时，需要将家兔的毛发剃除，以便于后续操作和观察。
接下来，需要使用手术刀在家兔的颈部做一个小切口，以暴露出气管。
然后，用手术镊子夹住气管，并用适量的生理盐水清洗气管口，以保持通畅。
在气管清洗完毕后，将插管器插入家兔的气管中。
插管器应该是干净的，并且尺寸适合家兔的气管。
插入插管的过程需要细心和耐心，以避免对家兔造成伤害。
当插管器插入气管后，需要通过连接插管器和呼吸机来维持家兔的呼吸。
呼吸机可以提供正常的呼吸气体和氧气，以确保家兔的呼吸功能正常。
在插管过程完成后，需要对家兔的呼吸进行监测和记录。
可以使用监测仪器来测量和记录家兔的呼吸频率、潮气量、呼气末二氧化碳浓度等指标，以评估家兔的呼吸功能。
实验结束后，需要将插管器从家兔的气管中取出，并对家兔进行恢复护理。
这包括清洁切口、止血、缝合伤口等步骤，以确保家兔的伤口愈合和健康恢复。
总结起来，家兔支气管插管的实验过程包括麻醉家兔、固定家兔、清洗气管、插入插管器、连接呼吸机、监测呼吸指标、取出插管器和恢复护理等步骤。
通过这个实验方法，可以研究家兔呼吸系统相关疾病，并为呼吸系统疾病的治疗提供参考。
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兔的固定方法
背位固定用棉绳拉住兔的上门牙齿固定于手术台柱上。
也可用兔头架，先将兔颈嵌入半圆形铁圈，再将兔嘴套入可调节铁环内。
拧紧固定螺丝，再将长柄固定于手术台的定柱上
（四）常用手术的基本操作
1.备皮
（1）剪毛法：常用于急性实验。
用一般弯剪刀贴皮肤依次将手术范围内的皮毛剪去。
勿用手提起毛剪之，以免剪破皮肤。
（2）拔毛法：适用于大、小白鼠和家兔耳缘静脉，以及后肢皮下静脉的注射、取血等。
（3）剃毛法：用于大动物的慢性实验，用电剃刀顺着毛方向剃毛。
（4）脱毛法：用于无菌手术野备皮。
小动物脱毛，脱毛剂配方：硫化钠8g，淀粉7g，糖4g，甘油5g，硼酸1g，水75g，调成糊状。
用法：先将手术野的毛剪短，后用棉球涂一薄层脱毛剂，2～3分钟后用温水洗净，擦干，涂一薄层油脂。
鼠类亦可不用剪毛，直接涂脱毛剂。
狗等大动物脱毛，配方：硫化碱10g，生石灰15g，加水至100ml 拌匀。
用法：术者戴耐酸手套，用纱布涂之，使狗毛浸透，等2～3分钟后洗净擦干，涂一薄层油脂。
注意切不可在脱毛前用水弄湿脱毛部位，以免脱毛剂渗入毛根造成炎症。
2.消毒
常用于慢性实验，一般用3%碘酊和75%乙醇常规法消毒。
（五）常用动物的给药方法及采血方法
1.常用动物的给药方法
（1）淋巴囊内注射法常用于蟾蜍。
注入药物易于吸收。
方法为左手取动物，右手持注射器以150角斜挑刺入尾骨两侧皮下淋巴囊，缓慢推入，量宜小于，因动物皮薄，弹性差，拔针后应用棉球按压针孔片刻。
（2）皮下注射法常用于鼠类、兔、猫、狗等。
鼠类注射法为左手提起其头部皮肤，右手握注射器，以约15o角刺入皮下，缓缓注入药液，拔针后轻压针孔。
小白鼠注入量应小于药液。
大白鼠、豚鼠要用大号针头。
鼠类亦可从背部皮下注射，但需两个人合作完成。
兔、狗、猫常在背部或大腿内侧等皮下脂肪少的部位进行皮下注射，禽类常选翼下注射。
（3）肌肉注射法鼠类常选后肢外侧肌肉。
兔、猫、狗多选臀部肌肉，鸟类选胸肌和腓肠肌。
方法为左手固定动物，右手持注射器，垂直刺入肌肉，缓慢注射，注射完毕用手轻轻按摩注射部位，以利药物吸收。
（4）腹腔注射法除蛙类外，几乎所有动物都可使用此法给药。
（5）静脉注射法
1）鼠类：常选用尾静脉。
先将鼠固定于特制的鼠筒内或倒置的玻璃罩下，使鼠尾外露，用75%乙醇擦之使血管扩张。
左手拉住尾端，右手持注射器（4～号针头），以约15o角刺入扩张最明显的血管内，轻推药液，阻力不大，血管变色，说明已注入静脉内，如果阻力大，局部变白，应重新刺入注射部位先从远端开始，以便失败后逐步上移注射部位。
2）狗：常选用前肢内侧的皮下头静脉和后肢外侧的小隐静脉。
剪毛消毒，在血管近心端先扎一条绷带，使血管充盈，左手握肢体，拇指向远端轻轻绷紧皮肤，右手持注射器，顺血管方向向心性刺入皮下，沿血管外平行走约0.5cm后，再刺入血管，有回血后即表明进入血管，放松近心端绷带，缓慢注入药液。
3）兔：常选用耳缘静脉。
先拔毛，左手食指和中指夹住耳缘静脉近心端，使血管充盈；拇
指和无名指固定耳朵，并与食、中指绷紧注射部位，右手持注射器，顺血管方向刺入静～1cm，左手固定针头，右手缓慢注射。
如阻力大或局部肿胀苍白，说明针头在血管外，
应重新注射。
应从血管远心端开始，以便逐次向近心端重复注射。
2.常用的采血方法
（1）剪尾采血常用于小白鼠和大白鼠。
小量
采血时用本法。
固定动物并露出鼠尾，将尾部浸于45o的温水中数分钟（也可用二甲苯棉球擦拭或用灯光照射片刻），使尾部血管扩张，擦干后，用手术剪剪去尾尖～0.6cm，，让血液滴入盛器或直接用吸管吸取。
（2）耳缘静脉取血常用于家兔。
将家兔放在固定箱内，拔毛或用二甲苯棉球擦拭耳廓，使耳部血管扩张，用粗针头刺破耳缘静脉，或用刀片在血管上切口（方向可与血管平行或垂直）。
血液自然流出。
采血完毕，用干棉球压迫止血。
（3）心脏取血常需两人合作。
一人将动物背位固定，一人持配7号
针头的10ml注射器，于胸壁心跳最明显处，将针头刺入心脏，直至取够血量，迅速拔出针头。
实验 ABO血型的鉴定
实验目的
1.学会ABO血型的鉴定方法
2.掌握ABO血型的分型依据
实验原理
根据抗原抗体反应来进行的。
红细胞表面存在的特异性抗原决定了血型，而血清中存在着与红细胞本身相对应的抗体，如A 型血的人其红细胞膜表面存在A 抗原，而血清中则存在B抗体，因此不会发生血液凝集现象。
血型是由先天遗传决定的，因此血型的鉴定在鉴定血源关系中有着重要作用。
如果同种抗原和抗体同时存在，就会发生抗原抗体的凝集反应，使血细胞凝集，进而出现溶血反应，危机生命。
因此，在临床上，输血前必须进行血型鉴定和交叉配血试验，以确保输血安全。
应用标准血清鉴定未知者的血型。
实验对象：人
实验器材及药品：ABO标准血清、玻璃片、采血针、75%酒精等。
实验方法：
1.将抗A与抗B标准血清各一滴滴于玻璃片两侧，分别标明“抗A”与“抗B”字样。
2.用75%酒精消毒左手无名指端，用一次性采血针刺破皮肤，用平玻璃片两对角分别取血分别放置“抗A”与“抗B”侧血清中并混合均匀。
3.室温静止5～10分钟后观察结构。
实验结果
实验讨论与分析
八、注意事项：抗A与抗B血清绝对不能混合；务必辨别清楚是否有凝集现象
影响血液凝固的因素
目的和原理
通过测定不同条件下的血液凝固时间，了解血液凝固的一些影响因素。
血液凝固是一种发生在血浆中有许多因子参与的复杂的生物化学连锁反应过程。
其最终结果是血浆中的纤维蛋白原变成纤维蛋白，即血浆由流体状态变成胶冻状态。
根据激发凝血反应的原因和凝血酶原复合物形成途径的不同，可将血液凝固分为内源性凝血系统和外源性凝血系统。
内源性凝
血系统是指参与凝血过程的全部因子存在于血浆中，而外源性凝血系统是指在组织因子的参与下的血凝过程，凝血时间较前者短。
本实验采用颈动脉放血取血，血液几乎未与组织因子接触，其发生的凝血过程基本上可以看作是由血浆中凝血因子启动的内源性凝血。
肺组织浸液含有丰富的组织因子，在血液中加入肺组织浸液时，可以观察外源性凝血系统的作用。
血液凝固过程受许多因素的影响，除凝血因子可直接参与血凝过程外，还受温度、接触面光滑度等得影响。
器材与药品
兔手术台，哺乳动物手术器械1套，动脉夹，动脉插管，20毫升注射器，试管8支，50毫升小烧杯2个，滴管，竹签1支，冰块，棉花。
石蜡油，肝素，草酸钾，生理盐水，L CaCL2，20%氨基甲酸乙酯，肺组织浸液。
实验对象
家兔
步骤与方法
1.麻醉和固定：用20%氨基甲酸乙酯按每公斤体重1克耳缘静脉麻醉，待动物麻醉后，仰卧固定在兔台上。
2.手术：减去颈前部兔毛，颈部正中切口，分离出一侧颈总动脉，头端用线结扎阻断血流，近心端勇动脉夹夹闭动脉，在结扎线下方剪一斜行切口，向心方向插入动脉插管，予以结扎固定，准备取血之用。
3.观察纤维蛋白原在凝血过程中的作用：取动脉血10毫升分别注入两小烧杯内，一杯放置，另一杯用竹签或小试管刷不断搅拌，2-3分钟后，用谁洗净竹签上的血，观察有无纤维蛋白产生，经过这样处理的血液是否再会发生凝固
4.将8支试管按下表准备好后，每管加入血液2毫升，即刻开始计时。
每个15秒，将试管倾斜一次，观察血液是否凝固，至血液成为凝胶状，试管倒立时血液不流出为止。
记下所经历的全程时间，即为凝血时间（见下表）
内源性凝血与外源性凝血观察以及理化因素对血凝的影响
比较2管和3管，4管和5管，1管和8管得凝血时间，分析产生差别的原因。
如果加入肝素及草酸钾管不出现血凝，两管各加 mol/L CaCL2溶液2～3滴，观察血液是否发生凝固
本实验注意事项
1.记录凝血时间应力求准确。
2.判断凝血的标准要力求一致。
一般以倾斜试管达450时，试管内血液不见流动为准。
3.合理分工，对比试验的采血时间要紧接着进行。
4.每支试管口径大小及采血量要相对一致，不可相差太大。
附：肺组织浸液制备
取新鲜兔肺，剪成小块，洗净血液，磨成糊状。
加入3-～4倍量的生理盐水，摇匀，放冰箱中过夜，过滤后即可得到肺组织浸液。
保存冰箱备用。