常见实验小鼠采血方法
小鼠采血及给药方法
小鼠采血及给药方法
小鼠采血方法:
1. 选择小鼠的尾部静脉为采血点。
2.事先将小鼠置于温暖的环境中，保持鼠体温度较高，有助于
血流畅通。
3.用70%乙醇消毒小鼠尾部，待干后将尾部静脉突出。
4.使用一段带有注射器的采血针，将针尖插入静脉内，逐渐将
血吸入注射器中。
5.采取适当的采血量，通常不超过小鼠总体重的1%。
6.采血完毕后，将小鼠放回舒适的环境，并检查是否有出血或
感染。
小鼠给药方法:
1. 可以考虑口服给药：将给药物质制成溶液或混悬液，使用小鼠专用的给药针或胃管轻轻将药物注入小鼠口中。
2. 可以考虑皮下注射给药：使用一次性注射器和细针，轻轻将药物注射到小鼠的颈部、背部或腹部皮下。
3. 可以考虑静脉注射给药：将小鼠固定在注射台上，通过尾静脉或静脉突出的其他部位进行注射，使用适当大小的注射器和针头。
4. 可以考虑腹腔注射给药：将小鼠固定在注射台上，轻轻将药物注射到小鼠的腹腔内，使用适当大小的注射器和针头。
5. 必要时，可以使用气管插管或静脉插管等专业仪器辅助给药。
值得注意的是，在进行任何操作之前，应该对小鼠的器官位置、给药剂量和频率等进行仔细研究和规划，并严格遵守动物实验
伦理的相关规定。
在操作过程中要注意对小鼠的痛苦程度进行评估，并在必要时使用麻醉药物减轻疼痛。
实验小鼠给药与采血方法
实验小鼠给药与采血方法1.实验小鼠给药方法：a.静脉注射：i.静脉注射是一种常用的给药方法，适用于需要迅速将药物输送到循环系统中的实验。
ii. 首先，选择小鼠尾静脉作为给药途径。
悬空小鼠尾部并握紧尾根，使用角度较小的针头（例如26G针头）直接注射药物。
iii. 注射前，可以先用温水或者温湿纱布预热小鼠的尾部，以增强血管的扩张和血流。
iv. 确认成功注射药物后，将小鼠放回饲养笼中，并观察其行为和健康状况。
b.口服给药：i.口服给药是一种常用的给药方法，适用于需要药物通过消化系统进行吸收的实验。
ii. 在给药前，可以在小鼠笼子的饮水中添加药物溶液，或将药物悬浮液灌注到小鼠胃部。
iii. 同时，在给药过程中，需要将小鼠固定住，可以使用实验动物颈环进行固定。
iv. 给药后，观察小鼠的饮食情况和健康状况，并适当调整药物剂量和给药方式。
2.实验小鼠采血方法：a.尾静脉采血：i.尾静脉采血是一种常用的、非常便捷的小鼠采血方法。
ii. 首先，选择小鼠尾部静脉作为采血部位。
悬空小鼠尾部并使用温湿纱布加热，以增加血管扩张和血流。
iii. 使用角度较小的针头，例如26G针头，刺入尾静脉，然后将血收集到适当的试管中。
iv. 在采血过程中，保持顺利的血流，可以使用温湿纱布加热尾部以保持血管扩张。
v.采集到所需血液样本后，用棉球或止血带对采血部位施加轻压，以避免出血和感染。
vi. 采血结束后，观察小鼠的健康状况，并给予适当的处理和护理。
b.眼窝静脉注射采血：i.眼窝静脉采血是一种比较特殊的小鼠采血方法，适用于需要大量血液样本的实验。
ii. 在采血前，可以使用温湿纱布加热小鼠眼部，以增加血管扩张和血流。
iii. 使用角度较小的针头，例如26G针头，插入眼窝静脉并拔回，将血液从针头收集到适当的试管中。
iv. 在采血过程中，保持稳定的手部和注射器位置，以避免对小鼠造成伤害。
v.采集到所需血液样本后，用棉球或止血带对采血部位施加轻压，并进行适当的处理和护理，以减少对小鼠的不适和伤害。
小鼠采血及给药方法
小鼠采血及给药方法一、小鼠采血方法1.静脉采血法：(1)静脉穿刺法：将小鼠固定在实验台上，清洁采血部位（常常是尾静脉），用适当的方法固定小鼠尾部，例如用取血夹固定。
用消毒棉球涂抹于采血部位，利用一只针筒或采集针对静脉进行穿刺。
(2) 尾静脉切割法：先用消毒棉球涂抹于小鼠尾部静脉附近，接着使用锋利的剪刀剪切尾部皮肤，直到出现静脉。
使用脱针管（micro-hematocrit tube）将血液抽吸出来。
采血结束后，可用消毒剂处理采血点，以防止感染。
2.额高度法：采用颅内针，固定小鼠在颅骨穿刺装置上，选用滑动固定针。
先用洗净针按住头部，再通过颅针插入到穿刺装置中。
同时使用抽吸器抽取出血液。
3.围尾车压法：将小鼠固定在一块平板上，用三个围绳将其尾部固定，留一个关节使小鼠尾部随意摆动。
在上方围绳旁边的固定处架设一只容器，用于收集滴下的尾血。
二、小鼠给药方法1.口服给药：该方法较简单，将药物以适当的剂量溶解于注射用水或生理盐水中，用灌胃针或注射器将药液直接灌入小鼠口腔中。
要确保给药的准确剂量和流量，避免嗓子喉咙堵塞。
2.腹腔注射法：将小鼠放在工作台上，用适当的方法固定小鼠身体，清洗注射部位。
用消毒棉球涂抹于腹部，使用22-25号注射针或微量注射器将药物缓慢注射入腹腔。
注射速度要控制得适当，避免损伤内脏器官。
3.尾静脉注射法：将小鼠固定在工作台上，清洁尾部毛发，用爪式血管夹固定尾部血管。
使用注射针插入尾静脉，并注意发现血斗标志。
缓慢将药物注射入尾静脉。
4.静脉注射法：将小鼠固定在工作台上，清洗注射部位。
用消毒棉球涂抹于注射部位（通常是尾静脉），固定小鼠尾部。
使用注射针或微量注射器将药物注射入静脉。
5.肌肉注射法：将小鼠放在工作台上，用适当的方法固定小鼠身体。
将药物以适当的剂量溶解后，使用注射针插入小鼠腹股沟或胫肌中缓慢注射。
以上是小鼠采血及给药的常用方法，注意采血和给药的操作应该规范、缓慢、准确，以避免对小鼠造成不必要的伤害。
小鼠采血方式实验报告
一、实验目的1. 掌握小鼠采血的基本操作方法。
2. 比较不同小鼠采血方式对小鼠的应激反应和血液质量的影响。
3. 为后续实验选择合适的采血方法提供依据。
二、实验材料1. 实验动物：昆明种小鼠，体重20-25g，雌雄各半。
2. 采血工具：眼眶后静脉丛采血器、剪尾采血器、注射器、酒精棉球、无菌手术刀、无菌棉球、消毒液等。
3. 实验试剂：抗凝剂、生理盐水、实验所需试剂等。
三、实验方法1. 将小鼠随机分为四组，每组5只，分别为A组（眼眶后静脉丛采血）、B组（剪尾采血）、C组（注射器采血）、D组（心脏采血）。
2. 对各组小鼠进行适应性饲养，观察其健康状况。
3. 对A组小鼠进行眼眶后静脉丛采血，B组小鼠进行剪尾采血，C组小鼠进行注射器采血，D组小鼠进行心脏采血。
4. 采集血液后，观察各组小鼠的应激反应，如呼吸、心率等。
5. 对采集的血液进行质量检测，包括血常规、凝血功能等。
6. 比较不同采血方式对小鼠的应激反应和血液质量的影响。
四、实验结果1. 各组小鼠的应激反应A组：眼眶后静脉丛采血过程中，小鼠出现轻微的挣扎，采血结束后迅速恢复。
B组：剪尾采血过程中，小鼠出现明显的挣扎，采血结束后出现短暂的不适。
C组：注射器采血过程中，小鼠出现轻微的挣扎，采血结束后迅速恢复。
D组：心脏采血过程中，小鼠出现剧烈的挣扎，采血结束后出现明显的不适。
2. 各组小鼠的血液质量A组：血液质量良好，各项指标正常。
B组：血液质量较差，部分指标异常。
C组：血液质量良好，各项指标正常。
D组：血液质量良好，各项指标正常。
五、实验结论1. 眼眶后静脉丛采血和注射器采血对小鼠的应激反应较小，血液质量良好，适合进行实验研究。
2. 剪尾采血对小鼠的应激反应较大，血液质量较差，不适合进行实验研究。
3. 心脏采血对小鼠的应激反应和伤害较大，不适合进行实验研究。
六、实验建议1. 在进行小鼠采血实验时，应根据实验目的和动物福利原则，选择合适的采血方法。
2. 采血过程中，应注意减轻小鼠的应激反应，尽量减少对动物的伤害。
生理学实验常用的采血方式
生理学实验常用的采血方式生理学实验中，采血是一项非常重要的操作，它可以为实验提供必要的生物样本，以便研究生物体的生理功能和代谢过程。
采血的方式有很多种，下面将介绍几种常用的采血方式。
1. 尾静脉采血法尾静脉采血法是一种常用的小鼠采血方法。
在采血前，需要将小鼠放置在温暖的环境中，以促进血液循环。
然后，用消毒酒精清洁小鼠的尾部，用手指轻轻按压尾部，使尾静脉充血。
接着，用消毒的针头穿刺尾静脉，将血液收集到采血管中。
采血后，需要用消毒棉球压迫穿刺部位，以止血。
2. 静脉采血法静脉采血法是一种常用的大动物采血方法。
在采血前，需要将动物放置在安静的环境中，以减少动物的压力。
然后，用消毒酒精清洁采血部位，用一根消毒的针头穿刺静脉，将血液收集到采血管中。
采血后，需要用消毒棉球压迫穿刺部位，以止血。
3. 毛细血管采血法毛细血管采血法是一种常用的小动物采血方法。
在采血前，需要将动物放置在温暖的环境中，以促进血液循环。
然后，用消毒酒精清洁采血部位，用一根细针头穿刺毛细血管，将血液收集到采血管中。
采血后，需要用消毒棉球压迫穿刺部位，以止血。
4. 母乳采血法母乳采血法是一种常用的新生儿采血方法。
在采血前，需要让婴儿吸允母乳，以促进血液循环。
然后，用消毒酒精清洁采血部位，用一根细针头穿刺婴儿的脚趾或手指，将血液收集到采血管中。
采血后，需要用消毒棉球压迫穿刺部位，以止血。
采血是一项非常重要的生理学实验操作，需要严格遵守操作规程，以确保采血的安全和准确性。
在采血前，需要对采血部位进行消毒处理，采血时需要注意穿刺的深度和角度，采血后需要及时止血和处理采血废弃物。
小鼠常用采血方法
隐静脉采血
1
2
3
4
小量、反复小鼠采血的常用方法。特点是不用麻醉
尾部采血
心脏采血
12 34
心脏
小鼠采血量0.5-0.8ml，大鼠采血量1-1.5ml
下腔静脉采血
小鼠采血量0.5-0.8ml
1
2
3
4
非抗凝血
血清
血清：离体的血液凝固之后，经血凝块聚缩释出的液体，即血清
抗凝血
血浆
血浆：离开血管的全血经抗凝处理后，通过离心沉淀，所获得的不 含细胞成分的液体，即血浆。
实验室常用抗凝剂
乙二胺四乙酸（EDTA）盐 枸橼酸盐 草酸盐 肝素
常用：（采血后立即颠倒混匀8次） 1.黑色：枸橼酸钠； 血沉 2.浅蓝色：枸橼酸钠； 血凝试验（如PT、APTT） 3.深蓝色：肝素钠或EDTA-Na2；血液微量元素 4.紫色：EDTA-K2； 血常规（血液细胞分析） 5.绿色：肝素锂； 大部分生化、血氨 6.灰色：血糖降解抑制剂和EDTA-Na2； 血糖 7.棕色：肝素钠或EDTA-K2； 血铅 8.浅黄色ACD管： 葡萄糖、抗凝剂；血库试验 9.浅黄色SPS管： SPS液、氯化钠溶液；血液培养、微生物培养
THE END
感谢下 载
目前国际上一种最新的、最简.可反复采血，每次采血量可控于
0.2-0.5ml 3.操作方便，无需麻醉 4.采血后动物恢复快 5.符合3R原则
颌下静脉采血
2
3
1 1.无菌的、单包装的、一次性采血针 2. 4.0mm的针头适合小鼠（2到6周大小的BALB/C和C57Bl/6)。 3. 5.0mm的针头更适合2个月或者更大的成年鼠。
Blood samples collection
小鼠的采血
2.眼眶静脉丛采血
左手拇指及食指轻轻压迫动物 的颈部两侧，使眶后静脉丛充 血，右手持毛细玻璃管，与鼠 面成45度的夹角，由眼内角刺 入，斜面刺向眼球，刺入后再 转180度使斜面对着眼眶后界， 刺入深度，小鼠约2～3mm，当 感到有阻力时即停止推进，同 时，将针退出约0.1-0.5mm，边 退边抽，若穿刺适当血液能自 然流入毛细管中。
小鼠的采血
小 鼠
最大安全采血量(0.2 mL) 最小致死采血量(0.3 mL)
取少量血：尾静脉采血，断尾采血，眼底静脉丛采 血(做血样的检测) 取中量血：心脏取血，断头取血 取大量血：摘眼球取血
一、常用的小鼠采血方法
1.剪尾采血
当所需血量很少时采用本法。温水浸泡， 消毒，用锐器（刀或剪刀）割去尾尖0.30.5cm，也可在尾部作一横切口，割破尾动 脉或静脉，收集血液。每鼠一般可采血10 余次以上。小鼠每次可取血0.1mL。
三、实验内容
取免疫后的小鼠，用酒精棉球擦拭小鼠面部（确保小鼠的毛是湿的， 以避免其掉入容器引起溶血）；乙醚麻醉（注意：不要过度麻醉致小 鼠死亡） 用手术剪刀或者镊子迅速摘下小鼠的眼睛，同时用离心管接取血液， 约1mL左右；
将血室温放置30min，凝固;
2,000 rpm离心10min; 吸取血清,置1.5mL离心管，做好标记，-5 ℃冰箱保存。
呈淡黄色液体（因含有胆红素）。
离开血管的全血经抗凝处理后，通过离心沉淀，所获得的
不含细胞成分的液体，即血浆。 血浆的化学成分中，水分占90～92％，溶质以血浆蛋白为 主。血浆蛋白是多种蛋白质的总称，用盐析法可将其分为 白蛋白、球蛋白和纤维蛋白原三类。 血清是指不加抗凝剂的全血经过静置一段时间,血细胞沉降 后的上层液体,不含凝血酶原和纤维蛋白原, 但含有少量血 液凝固时由血管内皮细胞和血小板释放出来的化学物质，
小鼠取血方法范文
小鼠取血方法范文小鼠是常用的实验动物之一，常需要从小鼠身上进行取血以获取血液样本进行分析和研究。
小鼠取血方法有多种，包括尾静脉取血、眼眶窝静脉取血、颈静脉穿刺取血等。
下面将对这些方法逐一进行详细介绍。
1.尾静脉取血方法：尾静脉取血是最常用且最方便的小鼠取血方法之一、具体步骤如下：1)麻醉小鼠：使用合适的麻醉方法麻醉小鼠，常见的方法有气体麻醉和注射麻醉剂。
2)准备工具：准备好所需的器械，如注射器、针头、72%医用酒精等。
3)清洗尾部：将小鼠放置在无菌条件下，用温水和肥皂轻轻清洗尾部，并用酒精擦拭消毒。
4)取血操作：将小鼠的尾部放置于温暖的环境恢复血流，用酒精擦拭尾部的静脉，然后用一只手控制住小鼠的尾巴，用另一只手将注射器针头的一端插入小鼠尾部的静脉中，缓慢地抽取所需的血样。
5)处理伤口：取血完成后，用棉球轻轻地按压尾部，使创口停止出血，并用消毒棉球擦拭尾部的酒精，帮助伤口愈合。
2.眼眶窝静脉取血方法：眼眶窝静脉取血适用于需要大量血样的实验。
具体步骤如下：1)麻醉小鼠：使用合适的麻醉方法麻醉小鼠，常见的方法有气体麻醉和注射麻醉剂。
2)准备工具：准备好所需的器械，如注射器、针头、72%医用酒精等。
3)定位小鼠：将小鼠的头部固定于工作台上，使眼眶窝静脉暴露。
4)消毒处理：用酒精擦拭眼眶窝上方的毛发，然后用酒精将取血点消毒。
5)取血操作：用一只手控制住小鼠的头部，用另一只手将注射器针头的一端插入眼眶窝静脉中，缓慢地抽取所需的血样。
6)处理伤口：取血完成后，用消毒棉球轻轻按压取血点，使创口停止出血，并用消毒棉球擦拭取血点的酒精，帮助伤口愈合。
3.颈静脉穿刺取血方法：颈静脉穿刺取血方法适用于表层静脉无法清晰可见或不方便取血的情况。
具体步骤如下：1)麻醉小鼠：使用合适的麻醉方法麻醉小鼠，常见的方法有气体麻醉和注射麻醉剂。
2)准备工具：准备好所需的器械，如注射器、针头、72%医用酒精等。
3)小鼠体位：将小鼠放置于工作台上，头部略微向后仰。
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常见实验小鼠采血方法
小鼠是科研实验中常用的实验动物，但由于其体积小，血管细，采血难度大，进而影响采血的质量，小编简要总结了常见的小鼠采血方法，仅供参考：
一只成年小鼠的循环血量大约是1.5~2.5ml，大约体重的6~8%。
在对营养状况良好的小鼠进行采血时，单次采血量最多可以到达循环血量的10%，（例：若20克小鼠，它的总血量约占1.2-1.4毫升，即每次取120ul-140ul血液不会对小鼠有太大的影响）。
采血之后应该给予温热的等渗溶液补充，可以在2~3个星期内恢复原有的水平。
两周采血量小于血液循环的10%，单周小于7.5%，小鼠血液循环72ml/kg
实验室常用抗凝剂：乙二胺四乙酸（EDTA）盐、枸橼酸盐、草酸盐、肝素
实验室常用采血管：（采血后立即颠倒混匀8次）
1.黑色：枸橼酸钠；血沉
2.浅蓝色：枸橼酸钠；血凝试验（如PT、APTT）
3.深蓝色：肝素钠或EDTA-Na2；血液微量元素
4.紫色：EDTA-K2；血常规（血液细胞分析）
5.绿色：肝素锂；大部分生化、血氨
6.灰色：血糖降解抑制剂和EDTA-Na2；血糖
7.棕色：肝素钠或EDTA-K2；血铅
8.浅黄色ACD管：葡萄糖、抗凝剂；血库试验
9.浅黄色SPS管：SPS液、氯化钠溶液；血液培养、微生物培养
尾尖采血
麻醉小鼠后，用温水（但水温不要过高）擦拭尾巴，引起轻微的血管扩张。
用无菌手术刀、刀片或锋利的剪刀，快速截断小鼠尾尖0.5-1cm。
如果需要多次采血，之后每次仅需截除2-3mm。
可以从尾部向尾尖方向按摩，以增加血流（但是，这会降低血样
的质量，增加溶血的风险）。
可以用毛细采血管收集血液，或直接滴入收集管中。
采血结束后，按压伤口或使用止血剂（如硝酸银，6%液体火棉胶）来止血。
每次采血量大约可达0.1ml。
眼眶静脉丛采血
优点：眼眶后静脉丛采血法方法简单，便于掌握。
血流较快，采血量多，能在较短时间内采约0.5mL血。
伤口较小，愈合较快。
成功率高，死亡率低。
缺点：不能避免组织液的混入，对于血样要求较高的研究应谨慎使用。
小鼠经气体麻醉后，左手拇指及食指压迫小鼠的颈部两侧，阻碍静脉回流，使眼球充分外突，提示眼眶后静脉丛充血。
也可以将小鼠放置在侧卧位，拇指与食指分别置于小鼠头顶和下颌，将皮肤向后及向下拉。
抓握时要避免对气管施压，否则可能会影响小鼠呼吸。
将毛细采血管（建议采用0.5*100mm规格的毛细管，在使用前折成小段，每段大约3-4cm）置于内侧眼角处，并且以与鼻翼平面成30-45度沿内眦插入内眼角，滑入眼球后方，轻轻向眼底方向刺入。
当感到有阻力时即轻轻旋转采血管的同时施加压力以切开静脉丛，血液将通过毛细作用流入采血管。
不能刺地过深，一般2-3mm即可。
采血结束后，立即松开手指对小鼠的压迫，使眼球复位，同时将采血器拔出。
可用干棉球压住眼眶，确保止血。
一般眼眶静脉丛采血量可以达到0.2-0.3ml。
颌下静脉采血
绑定小鼠，可将小鼠侧卧，使小鼠头部尽量固定。
在小鼠嘴角沿线与外眼角线橡胶处找到颌下静脉的大致位置，会发现一个无毛的小点，有点像酒窝，基本位于嘴角远端稍低于下巴线。
针保持垂直于皮肤表面，刺入皮肤。
深度不超过针头的斜面（约3mm）。
拔出针头后，血液就会流出。
为方便采血，可使小鼠头部低于心脏高度。
采血结束后，按压以止血。
一般采血量为0.2-0.5ml。
隐静脉采血（总量5%）
将小鼠置于固定管或架中，但保持后腿可自由活动，剃除跗部的毛。
为使膝盖与踝关节之间的隐静脉更加明显，可以在后腿膝盖以上使用止血带。
在近尾侧的皮肤表面可以找到隐静脉。
针垂直于皮肤表面扎破血管。
不要进针过深，以免刺穿肌肉或碰到骨头。
血液会从入针处慢慢流出，用毛细采血管收集，并松开止血带。
采血结束后，按压伤口或使用止血剂（如硝酸银）以止血，并将小鼠放回笼内。
舌下静脉采血
将小鼠麻醉后仰卧于实验台面上并固定。
用眼科弯镊将小鼠舌头拉出，可明显看到小鼠舌下静脉。
持采血针与舌面呈10°夹角插入舌下静脉，见有回血缓慢抽取，直至采到所需血量。
颈静脉采血
该方法采血量( 0.2 ml至近全血量) 及采血次数( 1～8次/d) 可随分析目的而变动,适用于人手少、动物数量多、实验时间紧以及药代动力学等需连续少量取血的研究中。
但要求技术熟练, 方能得心应手。
在一定时间内, 如果采血量和采血次数增加, 会使动物引起一定的应激性反应或采血部位的伤害。
将动物胸前区采血部位皮肤消毒, 于胸前正中线约第四肋骨水平先用注射器针头沿水平方向刺入皮肤。
再向颈静脉所在位置沿皮下进针, 针头到达颈静脉所在位置时, 轻引注射器内筒使之呈负压, 再使注射器与胸部表面成30°～40°角向颈静脉刺入, 此时注射器应与颈静脉走行方向相一致。
在刺入过程中, 速度要缓慢, 刺入的深度约5 mm, 在试探性缓慢刺入或拔出时, 如有血液自动流入注射器内筒, 说明针尖已在颈静脉内, 此时固定好动物, 勿使注射器针头移动。
也可将采血针抵在动物胸骨上以便于操作, 小心抽引注射器内筒, 待血液足够时, 拔出采血针, 用干棉球按压止血。
尾静脉采血
一个人可以用微型手电筒或LED小夜灯等紧贴尾静脉，在灯光的照射下，尾静脉会被很清晰的显示，提高成功率。
固定器（自行设计）小鼠，将尾巴拉直，用酒精棉球擦拭尾巴或者用热水或者热毛巾焐热尾巴（热水浸泡鼠尾）, 使尾部静脉扩张。
用左手的食指，中指，无名指及大拇指将小鼠尾巴固定。
握住1ml 注射器（选用29G的针头为宜）前面0.1ml处，右手小指搭在拽着鼠尾的左手拇指处斜15°角缓慢进针（鼠尾远端约1/3的位置）。
适当增加内压看有无回血，若有回血则缓慢抽取所需血量，棉签按压止血。
颌下静脉采血
将小鼠麻醉后，平躺放置在实验台面上，中指、食指固定小鼠尾部。
用刀片轻划小鼠尾侧静脉或尾正中动脉.
待血液流出后，用移液枪吸取血液。
取血完毕后，棉签按压止血。
腹主动脉采血
优点：采血法取血量大、不易溶血，血液质量较好，适用于多项目检测，且不损伤器官，有利于病理组织学检查。
缺点：操作比较复杂，应注意掌握适宜的麻醉深度，防止心跳骤停，同时防止大鼠躁动。
本方法造成的出血速度快，易造成出血性的心脏停跳，故要防止采血过程中出血。
且本方法采血过程中如多次采血不宜拔出针头。
将大鼠腹腔注射麻醉剂后，直到身体全身变软，把大鼠仰卧固定在手术台上，背部可以放置—粗试管以充分暴露腹主动脉。
常规消毒后用手术剪刀沿腹正中线剪开腹腔，用小镊子轻轻扒开血管周围脂肪，再用棉球把覆盖在血管的多余脂肪擦干净，直到清晰看清血管为止（用棉球可以尽量减少小血管破裂出血，影响接下来进针时的视线）。
找腹主动脉（粉）在脊柱上面，腹腔静脉血管（比腹主动脉粗，黑）旁，找到后，术者先固定血管，尽可避免血管移位，左手拇指和食指固定住血管两旁的脂肪及其它脏器，无名指按住血管进针点的上
端，降低血压，可以避免血液溅出。
右手持穿刺针，针尖斜面朝下，人针角度约（小于）30度左右，朝向心端方向刺人，深度以5m左右为宜，进针后可以用止血夹夹住针头，可以避免麻醉不够挣扎导致血管被针头戳破。
取完血后，用棉球轻压针眼处，快速拔出针头，可以反复采集多管的血样进行不同项目的测试（一般体重200~300g大鼠可采血液8~10mL）。
心脏采血（非必需勿用）
优点：取血快，血液不易凝集，心区面积大,进针准确性较高,可一针见血,且采血量能满足大量试验需要。
缺点：采血成功率较小，死亡率高，心脏损伤较大，难以迅速愈合，不利于短期连续采血，亦无法确定是静脉血还是动脉血。
一般有3种心脏采血的姿势：1、托起小鼠躯干使身体垂直与地面。
身体直立以防止心脏的偏转或胸部的扭曲。
使用1毫升注射器和22g 针头。
将针头从胸部中央向下5mm处插入，深度5-10mm，将注射器与胸部保持25-30度；2、使小鼠仰卧固定，剪去胸前区被毛，皮肤消毒后，用左手食指在左侧第3～4肋间触摸到心搏处，右手持带有4~5号针头的注射器，选择心搏最强处穿刺；3、使小鼠侧卧，垂直于胸壁插入针头。
如果血液没有立刻进入注射器，可以轻轻抽空针管，产生一个真空区。
当注射器中出现血液时，将针管保持静止并轻轻地抽拉活塞芯杆，以获得更多地血液。
一般可以采到0.8-1.0ml血液。
摘除眼球采血
用左手拇指、食指和中指抓取小鼠的颈部头皮，小指和无名指固定尾巴，轻压需要摘取的眼部皮肤，使眼球充血突出。
用眼科剪剪去小鼠的胡须，防止血从胡须处留下引起溶血。
用眼科弯镊夹取眼球并快速摘取，并使血液从眼眶内流入0.5mlEP管中。
待小鼠取血完毕后，断颈处死。
断头采血
用左手拇指和食指以背部较紧的捏住小鼠颈部皮肤，并作小鼠头部朝下的姿势。
右手用剪刀猛剪鼠颈，约1/2-4/5的颈部剪断，让血滴入容器中。