实验动物的处死方法
常用实验动物各种处死方法
常用实验动物各种处死方法常用实验动物的处死方法是一种引起争议的话题。
在科学研究中，使用动物模型进行实验是不可避免的，但是对动物的使用和处死方法必须符合伦理标准和法律规定。
本文将介绍一些常用的实验动物处死方法，强调保证动物福利和尽量减少痛苦的重要性。
1. 简易离心机方法（Centrifugation Method）这是一种常见的小鼠和大鼠处死方法。
动物被放置在特殊的容器中，在高速旋转的离心机中进行离心，使动物体内的重要器官和系统被破坏。
这种方法通常会导致极大的痛苦和压力，也可以造成很大的心理压力。
因此，在使用这种方法时应严格限制和监督，确保最小化动物的痛苦。
2. 窒息法（Asphyxiation）这是一种常见的处死方法，特别适用于小鼠和大鼠。
通过将动物置于低氧或无氧环境中，阻止动物的呼吸，引起动物失去意识并最终死亡。
常见的方法包括使用二氧化碳（CO2）或一氧化碳（CO）。
这种方法相对低成本且生物安全，但可能导致动物焦虑和痛苦。
因此，在使用这种方法时，应使用始终使用适当的麻醉或镇痛剂。
3. 麻醉和安乐死（Anesthesia and Euthanasia）在一些情况下，使用药物麻醉和安乐死是最常见的处死方法。
这种方法通常仅用于需要采集特定器官和组织或执行特定实验的情况下。
具体方法包括使用麻醉药物使动物进入无意识状态，然后再使用致死剂量的药物使动物死亡。
这种方法相对较安全且无痛苦，但需要遵循严格的操作规程和众多的道德和法律要求。
麻醉和镇痛剂的使用也需要注重药物的效力和剂量，以减少动物的痛苦。
需要强调的是，处死动物的目的是为了避免动物承受不必要的痛苦。
在进行实验动物处死时，应确保尊重动物的福利，遵循伦理规范和法律法规，使用最安全和无痛苦的方法。
此外，为了减少动物使用和处死，在科学研究中应不断推广和使用替代动物模型、技术和方法。
总之，正确使用实验动物处死方法是确保科学研究的必要步骤，但同时也是一个需要反思和努力完善的领域。
实验动物的处死方法
实验动物的处死方法摘要阐述了实验动物的几种常用的处死方法，包括物理方法致死、化学药物致死、特殊实验动物的处死等，并从动物福利角度讨论了这些方法的利弊，以为实验动物的使用提供参考。
关键词实验动物;处死方法;动物福利安乐死是英文单词Euthanasia的中译，Euthanasia一词来源于古希腊语，意思是美好的死亡、快乐的死亡、无痛苦的死亡。
日本学者将Euthanasia翻译为“安乐死”，这一译称为中国学者所接受[1]。
实施安乐死一般遵循以下原则:①尽量减少动物的痛苦，尽量避免动物产生惊恐、挣扎、喊叫。
②注意实验人员安全，特别是在使用挥发性麻醉剂(乙醚、安氟醚、三氟乙烷)时，一定要远离火源。
③方法容易操作。
④不能影响动物的实验结果。
⑤尽可能缩短致死时间，即安乐死从开始到动物意识消失的时间。
⑥判定动物是否被安乐死，不仅要看动物呼吸是否停止，而且要看神经反射、肌肉松弛等状况[2]。
1物理方法致死1.1急性失血法此法应用于大鼠和小鼠等小动物时，常是剪断动物的股动脉，放血致死。
可以采用摘眼球法，在鼠右侧或左侧眼球根部将眼球摘去，使其大量失血致死。
如果是犬、猫或兔等稍大型动物应先使动物麻醉、暴露股三角区或腹腔，再切断股动脉或腹主动脉，迅速放血。
动物在3~5 min内即可死亡[3]。
采用急性失血法动物十分安静，对动物的脏器无损害，但器官贫血比较明显，若采集组织标本制作病理切片时可用此法。
1.2断头法此法适用于鼠类等小动物，可用直剪刀，也可用断头器。
断头法处死动物时间短，并且脏器含血量少，若需采集新鲜脏器标本可采用此法。
断头法会引起血液循环的突然中断和血压的迅速下降并伴随意识的消失，只能用于恒温动物。
对于变温脊椎动物不推荐用断头法，因为它们相对能更高的抵制缺氧[4]。
1.3空气栓塞法当空气注入静脉后，可阻塞其分支，进入心脏冠状动脉可造成冠状动脉阻塞，发生严重的血液循环障碍，动物很快死亡。
此法适用于较大动物的处死，家兔、猫用此法需注入20~40 mL空气，犬致死的空气剂量为80~150 mL。
医学实验手册：实验动物安死术
医学实验手册：实验动物安死术安死术（euthanasia）是指公众认可的、以人道主义的方法处死实验动物的过程，即达到没有惊恐及焦虑，安静地、无痛苦地死亡。
一、安死术标准1、死亡时没有惊恐、疼痛表现。
2、使动物在最短时间内失去意识迅速死亡。
3、方法可靠且可重复。
4、保证操作人员安全。
5、采取的方法要与研究要求和目的一致。
6、对观察者和操作者的情绪影响最小。
7、对环境污染的影响最小。
8、需要的机械设备简单、价廉、易操作。
9、处死动物的地点应远离动物房并隔开。
此外还需注意通过对呼吸、心跳、瞳孔、神经反射等指征的观察，对死亡作出综合判断，确认实验动物已经死亡，同时妥善处理好尸体。
二、安死术常用方法1、吸入麻醉法常用的麻醉剂为乙醚，主要用于大、小鼠等小型啮齿类动物。
方法是将浸润乙醚的棉花或纱布放入密闭的容器内，将动物放入，数分钟后动物因吸入过量麻醉剂导致中枢神经过度抑制而死亡。
优点：不需要静脉注射，操作简便。
缺点：易燃易爆，具有黏膜刺激性，应配置合适的排气系统；麻醉兴奋期有时会出现动物挣扎的现象；处死豚鼠时，肺和脑会出现小出血点，在病理解剖时应注意。
2、颈椎脱位法主要用于大、小鼠等小型啮齿类动物。
其方法是右手抓住鼠尾，将其放在实验台上，用左手拇指、食指用力向下按压鼠头及颈部，右手抓住鼠尾根部用力拉向后上方，造成颈椎脱臼，脊髓与脑干断离，动物立即死亡。
优点：脑干与脊髓分离时动物感觉不到痛的刺激，只破坏脊髓，体内脏器完整无损，适于采样时使用。
缺点：施力不当，特别是施力不够时，动物不能立即死亡，会造成动物疼痛以及肺、脾、肾等脏器充血和淤血。
3、击打头盖骨法主要用于豚鼠、兔等啮齿类动物。
方法是用木锤等硬物重击动物头部使大脑中枢遭到破坏，动物痉挛并死亡。
优点：简单易行，操作得当能使动物痛觉立即全部消失。
缺点：操作不当仅会造成动物部分痛觉丧失；会引起脑损伤痉挛、鼻出血、颈部气管或肺内出血、个别内脏破裂等。
4、断头法主要用于大、小鼠等小型啮齿类动物。
(完整word版)大鼠和小鼠的处死方法
大鼠和小鼠的处死方法1.脊椎脱臼法右手抓住鼠用力向后拉，同时左手拇指与食指用力向下按住鼠头，将脊髓与脑髓拉断，鼠便立即死亡。
2.断头法实验者戴上棉绿纱手套，用右手握住大鼠头部，左手握住背部，露出颈部，助手用剪刀在鼠颈部将鼠头剪掉。
小鼠处死法相同。
3.击打法右手抓住鼠尾，提起，用力摔击其头部，鼠痉挛后立即死亡。
用小木锤用力击打鼠头部也可致死。
4.急性大失血法可采用鼠眼眶动脉和静脉急性大量失血方法使鼠立即死亡。
5.化学致死法吸入一氧化碳，大、小鼠在一氧化碳浓度为0.2-0.5%环境中即可致死。
皮下注射士的年，吸入乙醚、氨仿，均可致死。
士的年注射量，小鼠为0.76～2.0mg/kg体重，大鼠3.0-3.5ml/kg体重。
氯化钾处死大鼠剂量：25%溶液0.6ml/只静脉注入。
快速处死小鼠的专业方法：这是在动物试验中最常用的也是最使用的处死小鼠的方法，要领是拉的时候必须要快速使劲，才可让小鼠瞬间死亡，如果拉时固定小鼠头部的手指松了有可能造成小鼠转身咬伤手指的事故发生。
脊柱脱臼法：用左手拇指和食指捏住小白鼠头的后部，并用力下压，右手抓住鼠尾，用力向后上方拉，即可使颈椎脱臼，瞬间死亡动物处死方法：主要依据动物的种类、动物的大小、取材的手段以及观察的组织结构特点，选用动物处死的方法。
1.麻醉的方法（1）吸入麻醉法：适用的动物：大鼠、豚鼠等。
麻醉药物：乙醚、三氯甲烷（氯仿）。
（2）注射麻醉法适宜的动物：大鼠、豚鼠、兔、猫、犬、猴等。
麻醉药物： 4％戊巴比妥、20％氨基甲酸乙酯、1％水合氯醛。
按照动物的每公斤体重给予药量。
注射途经：肌肉注射、静脉注射、腹腔注射。
2.空气栓塞方法通过向动物静脉内注射一定量的空气，使其心脏在暂短的时间内发生急性空气栓塞，从而造成机体血液循环障碍，导致动物痉挛而死亡。
适用的动物：家兔、犬等。
注射空气的量视动物大小而不同，家兔：约20～60ml；犬：约80～150ml。
注意：利用空气栓塞方式处死动物虽然迅速方便，但此方法可使动物机体内各脏器或多或少地出现淤血的现象，如心内膜下淤血。
实验动物的处死方法
实验动物的处死方法实验动物处死方法是指用来终止实验动物生命的方式。
科学研究和实验动物使用是为了推进医学、生物学、神经学等科学领域的发展，为人类的健康和福祉做出贡献。
而实验动物处死作为实验结束时必要的步骤，需要遵循伦理原则和对动物福利的尊重。
然而，人们对于以何种方式处死实验动物存在不同的看法。
以下会简要介绍几种常用的实验动物处死方法，以及这些方法在伦理和福利问题上的讨论。
1.缺氧或窒息：这种方法通常使用二氧化碳气体让动物处于缺氧状态，并最终导致窒息死亡。
这种方法被认为是比较快速和无痛苦的，但有研究表明动物在窒息过程中可能会感到不适和焦虑。
2.麻醉剂：通过给动物注射麻醉剂来处死动物，可以确保动物完全无痛苦地死亡。
常用的麻醉剂有巴比妥类药物和乙醇，但它们并不是所有动物的理想选择。
另外，注射麻醉剂需要专业的技能和经验，否则可能会引起动物痛苦或拖延时间。
3.其他方法：一些其他的处死方法包括使用钝器敲击、颈部脱臼等。
这些方法需要经过专业培训的人员执行，以确保快速和无痛苦的死亡。
在使用这些处死方法时，科学研究者和兽医需要严格遵守相关法律和伦理规范，确保对实验动物进行尽可能少的伤害。
此外，伦理和福利方面的问题也需要被考虑。
动物权益的支持者认为实验动物处死是对动物生命权的侵犯，而应该尽量使用“无害的”方法来终止实验动物的生命。
有些人还提出应该使用较为人性化的方法，比如使用安乐死药物来让动物在临终前感到安心和舒适。
在实验动物处死方法的选择中，应该权衡科学的需求和动物福利的原则。
科学研究者应当通过准确和精确的操作，尽可能地减少动物痛苦和伤害。
同时，也应该支持替代和减少使用动物的技术方法的发展，以推动更加可持续和伦理的实验动物实践。
总而言之，实验动物处死方法需要遵循伦理和福利的原则，以确保动物遭受尽可能少的痛苦。
在实验动物使用中，科学家和兽医应该积极努力，推动替代和减少使用动物的技术方法的发展，并不断提高实验动物的福利水平。
实验动物尸体处置方案
实验动物尸体处置方案在实验研究中，动物实验不可避免。
随着动物实验的进行，实验动物的死亡和尸体处理也是一个重要的问题。
不当的处置方法可能会产生负面影响，甚至损害实验人员的健康。
因此，建立一套合理的实验动物尸体处置方案是非常必要的。
确认动物死亡确定动物是否已经死亡是及时处置尸体的基础。
常见的判断方法包括：•心跳检测：借助听诊器或者手指检测动物的心跳，若心跳停止一分钟以上，则判断为死亡。
•瞳孔检查：检查动物的瞳孔是否放大缩小，若停止活动并且瞳孔已经放大，则判断为死亡。
•呼吸检查：检查动物的呼吸和胸腔的起伏情况，若停止活动超过一分钟，则判断为死亡。
实验动物尸体处理方法实验动物尸体处理有许多种方法，其中下面收集了一些较为适用的处置方法：1. 焚烧处理法将动物的尸体放入焚烧炉内进行焚烧处理。
该方法适用于对安全与环境影响有要求的实验动物尸体处置。
适用于小型实验室。
2. 冷冻处理法将实验动物的尸体用塑料袋包好，放入特制的冷冻机中冷冻后进行处置。
该方法适合于需要保留尸体以供后续实验分析的情况。
3. 化学处理法使用特定的化学品将实验动物的尸体溶解掉，这种方式是非常迅速，安全，高效的，适用于大型实验室，研究机构和生物科技公司等。
但需注意所使用的化学品，以及处理过程中对环境和人员的安全。
4. 埋葬处理法将实验动物的尸体放入塑料袋内，埋入5-6尺的地下，地面覆盖3尺左右的土壤，使其能够自然分解。
实验动物尸体处理注意事项实验动物尸体处理需要注意以下几点：1.避免把实验动物尸体暴露在公共场合，以避免影响其他实验室人员或公众的情绵。
2.严格遵守所在地区的环境法规，并且在实验室内保持清洁，以避免污染周围环境。
3.在处理尸体过程中，戴好手套和口罩，以避免接触尸体化学物质和有害病原体。
4.建议在实验室内建立尸体处置记录，并对尸体处理过程进行分析，以便于改进实验动物死亡后的处置方案。
结论针对实验动物尸体的处理，需要选择最佳的处置方案。
常用实验动物各种处死方法
常用实验动物各种处死方法（一）大鼠和小鼠１脊椎脱臼法：右手抓住尾巴将动物放在鼠笼盖或粗糙的表面上向后拉，用左手拇指和食指用力向下按住鼠头，使颈椎脱臼（脊髓与脑髓拉断），动物立即死亡。
２断头法：此法适用于鼠类小动物。
用剪刀在颈部将鼠头剪断，并使颈部对准容器，以免血液四溅。
由于脑脊髓离断且大量出血，动物立即死亡。
３击打法：此法适用于大鼠、家兔等。
抓住动物尾部，提起，用力摔击头部，或用木捶用力捶其后脑部，动物痉挛后即处死。
４急性失血法：常剪断动物的股动脉，放血致死。
如果正在做手术性或解剖性实验，可剪断颈动脉，腹主动脉或剪破心脏放血。
可采用摘眼球法，右手取一眼科弯镊，在鼠右或左侧眼球根部将眼球摘去，并将鼠倒置；头向下，大量失血而致死。
５化学药物致死法：在一密闭容器内，预先放有浸有全身麻醉作用的乙醚或氯仿的棉花，将动物投入容器内，使动物吸入麻醉药而致死。
也可皮下注射士的宁（马钱子碱），注射量为小鼠０.７６～２.０ｍｇ／ｋｇ，大鼠为３.０～３.５ｍｇ／ｋｇ。
（二）狗、猫、兔、豚鼠１空气栓塞法此法适用于较大动物的处死。
向动物静脉内注射注入一定量的空气使之发生空气栓塞，形成严重的血液循环障碍而死。
兔、猫用此法处死需注入20～40ml空气，犬致死的空气剂量为80～150ml。
一般注如入后动物能很快死亡。
本法的优点是处死方法简单、迅速。
缺点是由于动物死于急性循环衰竭，各脏器淤血十分明显。
２急性失血法先使动物麻醉、暴露股三角区或腹腔，再切断股动脉或腹主动脉，迅速放血。
放血时可用湿纱布擦，或用少量自来水冲洗切口，以保持其畅通，动物在３～５分钟内即可死亡。
采用此法动物十分安静，对脏器无损害，但器官贫血比较明显。
小鼠等小动物可采用颈总动脉大量失血而致死的方法。
犬等大型动物要先麻醉后放血，要使放血的切口保持通畅，一般在股三角区横切约lOcm的切口，切断股动、静脉，便大量失血而死。
３破坏延脑法对家兔可用木捶用力捶其后脑部，损坏延脑，动物痉挛后死亡。
符合伦理的大鼠处死方法
符合伦理的大鼠处死方法引言在大鼠的实验研究中，由于某些原因，我们常常需要对大鼠进行处死。
然而，在科学研究中，伦理问题一直备受关注。
本文将介绍一些符合伦理的大鼠处死方法，以确保对实验动物的尊重和避免不必要的痛苦。
1.麻醉和无痛处死方法为了尽可能减少大鼠的痛苦，我们可以首先使用麻醉剂将其处于无痛状态，然后再进行处死。
常见的麻醉和无痛处死方法包括：1.1.麻醉剂注射通过静脉或腹腔注射麻醉剂，如异氟醚或类似的麻醉剂，可以迅速使大鼠处于麻醉状态。
确保给予适量的麻醉剂，以充分麻醉大鼠并避免意识恢复。
1.2.快速颈部脱臼这是一种常用的无痛处死方法。
将大鼠的颈部抓紧，迅速向上用力扭转，使颈椎脱臼。
这一方法能够快速有效地使大鼠处于死亡状态，同时使大鼠避免痛苦。
1.3.高浓度二氧化碳（C O2）处死将大鼠置于密闭的容器中，逐渐充入高浓度的二氧化碳（C O2）。
CO2会引起缺氧和窒息，将大鼠迅速处死，避免痛苦。
2.合理的处死流程除了选择符合伦理的处死方法外，合理的处死流程也是非常重要的。
下面是一些建议的处死流程：2.1.事前准备在处死大鼠之前，必须做好充分的准备工作。
例如，清洁处死设备，准备好所需的处死工具和药物。
2.2.安全操作在进行处死操作时，一定要确保操作场所的安全。
避免操作过程中产生的意外事故，确保自身和他人的安全。
2.3.专业操作处死大鼠应由经验丰富的操作人员进行，以确保操作的准确性和高效性。
操作人员应具备相应的专业技能和知识。
2.4.注意观察在处死过程中，要时刻观察大鼠的反应变化。
确保它们在处死过程中没有出现异常反应，以免造成额外的痛苦。
结论为了确保伦理原则的尊重和科学研究的可靠性，在大鼠实验中，选择符合伦理的处死方法至关重要。
麻醉和无痛处死方法可以减少大鼠的痛苦，合理的处死流程则确保操作的安全和准确性。
通过遵循这些指导原则，我们可以更好地进行实验研究，同时保护实验动物的福利和利益。
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实验动物的处死方法
摘要阐述了实验动物的几种常用的处死方法,包括物理方法致死、化学药物致死、特殊实验动物的处死等,并从动物福利角度讨论了这些方法的利弊,以为实验动物的使用提供参考。
关键词实验动物;处死方法;动物福利
安乐死是英文单词Euthanasia的中译,Euthanasia一词来源于古希腊语,意思是美好的死亡、快乐的死亡、无痛苦的死亡。
日本学者将Euthanasia翻译为“安乐死”,这一译称为中国学者所接受[1]。
实施安乐死一般遵循以下原则:①尽量减少动物的痛苦,尽量避免动物产生惊恐、挣扎、喊叫。
②注意实验人员安全,特别是在使用挥发性麻醉剂(乙醚、安氟醚、三氟乙烷)时,一定要远离火源。
③方法容易操作。
④不能影响动物的实验结果。
⑤尽可能缩短致死时间,即安乐死从开始到动物意识消失的时间。
⑥判定动物是否被安乐死,不仅要看动物呼吸是否停止,而且要看神经反射、肌肉松弛等状况[2]。
1物理方法致死
1.1急性失血法
此法应用于大鼠和小鼠等小动物时,常是剪断动物的股动脉,放血致死。
可以采用摘眼球法,在鼠右侧或左侧眼球根部将眼球摘去,使其大量失血致死。
如果是犬、猫或兔等稍大型动物应先使动物麻醉、暴露股三角区或腹腔,再切断股动脉或腹主动脉,迅速放血。
动物在3~5 min内即可死亡[3]。
采用急性失血法动物十分安静,对动物的脏器无损害,但器官贫血比较明显,若采集组织标本制作病理切片时可用此法。
1.2断头法
此法适用于鼠类等小动物,可用直剪刀,也可用断头器。
断头法处死动物时间短,并且脏器含血量少,若需采集新鲜脏器标本可采用此法。
断头法会引起血液循环的突然中断和血压的迅速下降并伴随意识的消失,只能用于恒温动物。
对于变温脊椎动物不推荐用断头法,因为它们相对能更高的抵制缺氧[4]。
1.3空气栓塞法
当空气注入静脉后,可阻塞其分支,进入心脏冠状动脉可造成冠状动脉阻塞,发生严重的血液循环障碍,动物很快死亡。
此法适用于较大动物的处死,家兔、猫用此法需注入20~40 mL空气,犬致死的空气剂量为80~150 mL。
由于应用此法后,动物死于急性循环衰竭,所以各脏器淤血十分明显。
1.4断髓法
此法适用于小鼠、大鼠等小动物。
用于家兔时可敲击延髓致死,用木锤用力锤动物的后脑部,破坏延脑,动物痉挛后死亡,简单迅速。
用于蟾蜍、蛙类可直接捣毁脊髓,将金属探针插入枕骨大孔,破坏脑脊髓使动物死亡,操作过程中要防止毒腺分泌物射入实验者眼内。
2化学药物致死
常用安乐死药物有:吸入式麻醉剂(包括CO2、CO、乙醚、三氯甲烷等)、氯化钾、巴比妥类麻醉剂、二氯二苯三氯乙(DDT)等。
2.1药物吸入
药物吸入致动物死亡适用于啮齿类,如小鼠、大鼠、豚鼠等小动物,操作简单,是实验中安乐死的常用方法。
因CO2无毒,制备方便,效果确切,是最常用的致死药物。
对1日龄的雏鸡研究表明,CO2是有效的安乐死试剂,它几乎不引起痛苦,抑制神经紧张活动,在5 min之内引起动物的死亡。
CO2浓度越高,动物失去意识的时间就越短。
当CO2浓度增长缓慢时,也会延长动物失去意识的时间[5]。
可以采用特制的安乐死箱,能使CO2气体充满整个箱室,确保麻醉致死效果和人员安全[6]。
2.2药物注射
药物注射是通过将药物注射到动物体内,使动物致死。
这种方法适用于较大的动物,如兔、猫、犬等。
氯化钾适用于家兔和犬,可采用静脉注射的方式。
高浓度的钾可使心肌失去收缩能力,心脏急性扩张,致心脏迟缓性停跳而死亡[7]。
实验证明注射氯化钾后细胞损伤严重,线粒体肿胀很明显,嵴模糊不清,细胞核明显异常[8]。
家兔和犬的致死量分别为10%氯化钾5~10、20~30 mL。
巴比妥类麻醉剂适用于兔、豚鼠,用药量为深麻醉剂量的25倍左右。
一般用量为90 mg/kg,约15 min内死亡。
该类药物能抑制丙酸氧化酶系统,从而抑制中枢神经系统(特别对大脑皮质及下丘脑),使反射机能逐渐消失[9]。
也有人称用麻醉方法处死实验动物不应称为安乐死,这是按照设定程序“必须将其适时处死”,选用了无痛方法[10],在应用上还存在争议。
DDT适用于豚鼠、兔、犬。
豚鼠致死量为3.0~4.4 mg/kg,家兔为0.5~1.0 mg/kg,犬为0.3~0.42 mg/kg[11]。
豚鼠皮下注射,家兔和犬静脉注射。
其机理可能与DDT 损伤细胞修复和免疫抑制有关,并能诱导肝微粒体酶系统,使某些酶发生抑制,而且本身经肝代谢而表现肝毒性作用[12]。
3特殊实验动物的处死
处死昆虫一般用烫死法,快速,可避免昆虫挣扎或人的抓捏而造成虫体的损伤。
很多直翅目昆虫的腿可能会因剧烈的抽搐而脱落,可在制作昆虫标本时用万能胶粘上去,不会影响虫体的完整和美观[13]。
处死青蛙时可用酒精麻醉,用镊子夹取一浸透95%酒精的棉球,塞入青蛙口腔中,三四分钟后,青蛙便瘫倒不动,效果极佳。
也可用香烟麻醉,向装有青蛙的瓶里吹几口烟,盖紧瓶盖,几分钟后,青蛙瘫倒不动[14]。
狐的处死方法为将人用氯化琥珀酞胆碱针剂1支(2 L,内含100 mg)稀释100倍,注入其心脏中,狐在10~60 s内昏迷,4~7 min内死亡,昏迷后即可取皮[15]。
随着时代的进步与发展,科学工作者在从事生命科学研究时,对待实验动物,越来越考虑到动物福利的问题。
动物福利是社会进步和经济发展到一定阶段的必然产物,体现了人与动物协调发展的趋势。
应爱护和善待实验动物,树立人性化的实验精神。
这样不仅能保证实验动物的质量,确保实验结果的可靠性和准确性,还能培养良好的临床心理,实现人性化的实验与教学。
4参考文献
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