沙门氏菌的临床分离与耐药性检测
伴侣动物沙门氏菌的分离鉴定及耐药性试验
２ ０ １ ３ 年
２ ９ 卷Biblioteka 第１ 期 基 础 研 究
伴侣 动物沙 门氏菌 的分离鉴定 及耐药性试验
李玉兰
（ 青海省海北州 刚察 县沙 柳河镇兽医站 ，海北 ８ １ ２ ３ ０ ０ ）
沙 门 氏菌 是 革 兰 氏阴 性 、细 胞 内 寄生 的人 畜 共 患 的肠 道 致病 旋式气浴恒温振荡器 （ 金坛市科析仪器有限公 司 ）；Ａ Ｂ ２ ０ ４ 一 Ｅ， 菌 。迄 今为 止 ，世 界 已发 现２ ５ ２ ３ 个 血 清 型 。其 中 ，我 国发现 的 有 ＭＥ Ｔ Ｔ Ｌ Ｅ Ｒ Ｔ ＯＬ Ｅ Ｄ Ｏ电子 天 平 （ 瑞 士 产 ）；琴 岛一 得 贝Ｆ Ｆ ４ ０ 冰 箱 （ 中 国青 岛冰 柜 厂 生产 ）；Ｙ Ｘ Ｑ — Ｓ Ｇ ４ ６ — ２ ８ ０ 手提 式 轧 电两 用 高 压 ２ １ ６ 种 。本菌一年四季均可引发疾病 ，一般呈现散发或地方流行。
陆 续 进 行 了利 用 Ｐ Ｃ Ｒ 技 术 检 测沙 门氏 菌 的研 究 ，并 研 制 成适 合 临 １ ＿ ２ ． ２ 样品增茵 分别用微量移液器吸取上述处理好的混悬液１ 床应用的检测试剂盒 ，通过对粪便 、水 、饲料 、畜产品等样品的 ｍｌ 各加入到相应 的灭菌营养 肉汤中，３ ７ ￣ Ｃ回旋式气浴恒温振荡器 沙 门 氏菌检 测 ，为 沙 门 氏菌 的检 测 又提 供 了一 种 快 速 、敏 感 、特 培 养 １ ６—１ ８ ｈ 。 异 的检 测方 法 。这些 方 法 虽 然敏 感性 高和 特异 性 好 ，但 检 测成 本 １ ． ２ ． ３ 目的 茵 的分 离 分 别无 菌勾 取上 述 肉汤 培养 物２ —３ 接 划线
１ ． １ ． １ 样 品来源 随机无菌采取西宁市部分宠物医院 （ 和谐 、加 １ ． ２ ． ５ 生化鉴定 将上述纯化好的疑似沙门氏菌菌株分别无菌接 旺、百斯特 ）各种犬猫鼻腔分泌物棉签及直肠深部棉签 ，分别剪 种到葡萄糖 、乳糖 、麦芽糖 、甘露醇 、蔗糖、鼠李糖 、棉子糖 、 山梨醇 、水杨苷 、ＭＲ、Ｖ — Ｐ 、明胶 、硫化氢、西蒙 氏枸橼酸盐 、 去 末端 投 入灭 菌小 试 管 中并 编号 ，置４ ￣ Ｃ 冰箱备 用 。 １ ． １ ． ２ 培 养基及试剂 ｓ ｓ 培养基 、麦康凯培养基 、营养 肉汤 、 硝酸盐、半 固体 、尿素酶 、靛基质等生化培养基 中，３ ７ ￣ Ｃ 温箱培 普 通 琼 脂 斜 面 、Ｏ ． ８ ５ ％生 理 盐水 、靛 基 质 培 养基 均 由青 海 大学 农 养 ２ ４ —４ ８ ｈ 。观 察结 果 。 牧学院传染病实验室制备。葡萄糖 、乳糖 、麦芽糖 、甘露醇 、蔗 １ ． ２ ． ６ 血清学分型 糖 、 鼠李 糖 、棉 子 糖 、山梨 醇 、水杨 苷 、Ｍ Ｒ、Ｖ — Ｐ 、明胶 、硫化 用 说 明书进 行 。 氢 、西蒙氏枸橼酸盐 、硝酸盐 、半固体和尿素酶等生化培养基均 １ ． ２ ． ７ 药敏 试 验
沙门氏菌的检验方法
沙门氏菌的检验方法沙门氏菌（Salmonella）是一类革兰氏阴性的杆状细菌，是引起沙门氏菌属感染的病原菌。
这种细菌可以引发食物中毒和伤寒症，其中食物中毒是最常见的感染途径。
因此，对沙门氏菌的快速、准确的检测非常重要。
目前，沙门氏菌的检测方法主要包括传统培养分离法、免疫学方法和分子生物学方法。
以下是关于沙门氏菌检验方法的相关参考内容。
1. 传统培养分离法传统的沙门氏菌检验方法是利用富含寡糖的培养基，如XLD、SS等，以及一些选择性供氧培养基，如亚硫酸和肉汤琼脂培养基等，将样品进行培养。
通过培养，沙门氏菌会形成典型的红色或蓝绿色菌落。
然后，从菌落中挑取纯培养物，并进行生理生化反应和田纳氏试验以确定是否为沙门氏菌。
2. 免疫学方法免疫学方法是通过检测沙门氏菌特异性抗原或抗体来诊断沙门氏菌感染。
常用的方法有：- 血清凝集试验：利用特异性沙门氏菌抗原和患者血清，在特定条件下观察血清与抗原的凝集反应，可确定是否感染沙门氏菌。
- 酶联免疫吸附试验（ELISA）：利用特异性沙门氏菌抗原或抗体和酶标记的二抗，通过检测光学密度来判断是否存在沙门氏菌。
3. 分子生物学方法分子生物学方法可以通过检测沙门氏菌的基因或DNA来快速、准确地诊断沙门氏菌感染。
常用的方法有：- PCR（聚合酶链式反应）：通过特异性引物扩增沙门氏菌的DNA片段，然后进行凝胶电泳分析。
PCR可以提供快速、高效的沙门氏菌检测结果。
- 实时荧光PCR：使用带有荧光探针的PCR引物，通过检测荧光信号的强度来定量沙门氏菌的存在量。
- 基因芯片技术：基因芯片上固定了沙门氏菌特异性的探针，可以同时检测多个基因或DNA序列，提高检测效率。
除了上述方法，还可以利用质谱仪等仪器进行快速鉴定，甚至利用抗生素敏感试验、细菌溶解酶试验等进行进一步的鉴定和鉴别。
总结起来，沙门氏菌的检验方法主要包括传统培养分离法、免疫学方法和分子生物学方法。
这些方法可以单独或联合使用，以提供准确、快速的沙门氏菌检测结果，对于预防和控制沙门氏菌感染具有重要意义。
华中地区鸡源沙门菌分离鉴定及耐药性分析
Isolation， Identification and Drug ResistanCentral China
W A N G D i x u a n ，G A O D o n g y a n g ， Z H A N G T i a n z i ， L I U W e i ，
料 中 共 分 离 鉴 定 出 " 2 4 株 沙 门 菌 ，其 中 7 9 株 为 ？ 群 肠 炎 沙 门 菌 （63. 7 1 ] ，79/124)，3 4 株 为 ？ 群 鸡 白 痢 沙 门 菌
(27.4 2 ] ，34/124)，8 株 为 8 群 鼠 伤 寒 沙 门 菌 （6. 4 5 ] ，8/124)，有 3 株 沙 门 菌 未 能 确 定 血 清 型 。0 抗 原 鉴 定 7 9 株 肠 炎 沙 门 菌 和 3 4 株 鸡 白 痢 沙 门 菌 为 0 9 , 株 鼠 伤 寒 沙 门 菌 为 04& H 抗 原 鉴 定 7 9 株 肠 炎 沙 门 菌 为 H g ，m ，8 株鼠 伤 寒 沙 门 菌 为 H i 。药 敏 试 验 结 果 显 示 ！2 4 株 分 离 菌 株 对 萘 啶 酸 、氨 苄 青 霉 素 、四 环 素 和 多 西 环 素 耐 药 率 分 别 为
Abstract ：In order
to
explore the
dominant
serovars
and
n e lla s p p . in Central C h i n a , a total of 3 724 issue s a m p l e s w e r e collected
antimicrobial r from diseased
摘 要 ：为 了 探 明 华 中 地 区 种 鸡 场 沙 门 菌 （S a l m o e l a ) 的 优 势 血 清 型 和 耐 药 情 况 ，本 研 究 从 湖 北 、河 南 、湖南等省 市 2 2 个 规 模 化 鸡 场 采 集 病 鸡 、死 胚 及 弱 雏 组 织 样 品 3 7 2 4 份 ，通 过 分 离 培 养 、生 化 试 验 、P C R 鉴 定 及 血 清 型 试 验 确 定 分 离 菌 种 属 及 其 血 清 型 ，并 采 用 K+by-Baue+ 法 对 分 离 菌 株 进 行 了 耐 药 性 分 析 。结 果 显 示 ，本 试 验 从 3 7 2 4 份病
沙门氏菌的临床分离与耐药性检测 Isolation and Identification of Salmonella pullorum
Isolation and Identification of SalmonellapullorumAbstract [Objective] The paper was to explore the cause of disease with symptomsof swelling joint, blanc-loose stool and few deaths, so as to provide suggestions andeffective measures for diagnosis and control of the disease in chicken farm. [Method]The diseased chick samples were collected for bacteriological examination. Throughbacterial isolation culture, PCR identification, biochemical test and animal test, 5strains of S. pullorum were identified. [Result] When the isolates wereinoculated intoSPF chicks, the same disease cases with natural infection could be reproduced.[Conclusion] S. pullorum is the major cause of the disease in chicken farm.Key words Pullorum disease; Salmonellpullorum; Laboratory diagnosisPullorum disease is the infectious disease of various ages of chicken,duck and turkey caused by Salmonella pullorum, which mainly damages 2-3 weeks old chicks,resulting in high morbidity and mortality.The chicks show acute septic course; adult chickens mostly are chronic or latent course without obvious symptoms, but can carry bacteria for long term, becoming the main infection source of the disease.In April 2011, 5000 20-day-old chicks of chicken breed farmer in suburb of Beijing were diseased, and the diseased chicks had the symptoms of unstable standing and claudication.Some chicks only had swelling in joint underlying skin; some only had blancloose stool, and the anus was seriously contaminated by feces. Necropsy showed thickening pericardium, with fibrous exudation attachment, yellow.The thoracic cavity had attachment of yellow caseous material. The liver had a large amount of small white spot, the heart tip had a few white spot, and spleen was enlarged. The authors isolated and identified these suspected Salmonella cases, and identified 5 strains of S. pullorum.Materials and MethodsMaterialsPCR Master Mix and plastic recycling purification kits were purchasedfrom Tiangen biochemical science and technology (Beijing) Co., Ltd.; PCR primers were synthesized by Beijing Saibaisheng Biotechnology Company. API 20E biochemical reagent kits were purchased from BioMerieux ChinaCo., Ltd. The standard strains of S. pullorum were preserved by Institute of animal husbandry and veterinary medicine lab, Beijing Academy of Agriculture and Forestry Science, the standard strains of S. enteritidis were sent by Yangzhou University. SPF chicks (1-day-old) were purchased from Beijing Experimental Animal Center.MethodsBacterial isolation The liver, heart，spleen, joint and pleural cheese of diseased chicks were taken under sterile condition, inoculated into SC and TTB culture medium, and placed in shakers under 37 and 42 ℃to increase bacteria. The bacteria were inoculated onto MacConkey agar plate, WS plate and chromogenic medium plate under sterile condition, and cultured at 37 ℃for 24-48 h. After increasing bacteria,colorless to pale, translucent, round smooth small colonies appeared in MacConkey agar plate and WS plate, while the purple small colony appeared on chromogenic medium plate could be judged as doubtful colony. The single colony was picked for pure culture and bacterial smear. After gram staining, the colony morphology was observed under microscope, and the other inspections were further carried out.PCR identification of Salmonella Two pairs of specific PCR primers of Salmonella were used in thetest. One pair was designed by ZHONG Wei-jun et al. (derived from Salmonella invasion gene invE) [1], the fragment size amplified by the primer was 463 bp, the primer sequences were as follows: the upstream primer was 5’-CGA TCC GAA GAC CCT CAA-3’, the downstream primer was 5’-CAG TAA CGC ATT CAA ACC T-3’. Another pair was the universal primer of Salmonella designed by author according to Salmonella fimY gene sequence (sequence number: M90677), the total length of amplified fragment was 741 bp, the upstream primer was 5’-ATGGATCCATGCGCAGCGTACCACGCAG-3’, and the downstream primer was 5’-GAGCGGCCGCTTAAAAAATGTCGTGGAAAG-3’.The single colony was picked under sterile condition, added into EP tube filled with 30 μl sterilized ddH2O, boiled for 10 min, then cooled on ice for 10 min, and centrifuged at 12 000r/min for 1 min, the supernatant was taken as template for PCR.PCR reaction system was 25 μl, containing 10 ×PCR buffer 2.5 μl, ddH2O 16.75 μl, rTaq (5 u/μl) 0. 25 μl, dNTP (2.5 mmol/L) 2 μl, upstream primer (10 μmol/L) 1 μl, downstream primer (10 μmol/L) 1 μl, template 2 μl. PCR procedures were as follows: 95 ℃predegeneration for 5 min, 94 ℃degeneration for 30 s, 55 ℃annealing for 45 s, 72 ℃extension for 1 min, 30 cycles, 72 ℃extension for 10 min. After the reaction, 1% agarose gel electrophoresis was used for detection, whether there was any objective band was observed in gel imaging system.Biochemical test The passage purification cultures of suspicious colonies were picked, and carried out biochemical test according to the instruction of API 20E biochemical reagent kit, so as to confirm the genus and species of suspicious bacteria.PCR identification of pullorum disease and S. typhi Three pairs of Salmonella rfbS gene designed by Shah et al. were used in the test[2]. The primer sequences were as follows: the upstream primer was SF 5’-GTA TGG TTA TTA GAC GTT GTT-3’, the downstream primer was Sg 5’-TAT TCA CGA ATT GAT ATA CTC-3’and Sp 5’-TAT TCA CGA ATT GAT ATA TCC-3’. The upstream primer SF and downstream primer Sg could specifically amplify S. typhi, the upstream primer SF and downstream primer Spamplified type-D Salmonella other than S. typhi. The amplified fragment size was 187 bp. PCR reaction system was 25 μl, containing 10×PCR buffer 2.5 μl,ddH2O 16.75 μl, rTaq (5 u/μl) 0. 25 μl,dNTP (2.5 mmol/L) 2 μl, upstream primer (10 μmol/L) 1 μl, downstream primer (10 μmol/L) 1 μl, template 2 μl.PCR procedures were as follows: 94℃pre-degeneration for 5 min, 94 ℃degeneration for 30 s, 60 ℃annealingfor 1 min, 72 ℃extension for 1 min, 30cycles, 72 ℃extension for 10 min. Afterthe reaction, 1% agarose gel electrophoresiswas used for detection,whether there was any objective bandwas observed in gel imaging system.Animal test Thirty 2-day-old SPF chicks were randomly divided into 6groups, including 5 challenging experimentalgroups of isolated strains andone normal saline control group. Afterseparation and identification, 5 strainsof S. pullorum were carried out streakculture on LB plate, the single colonywas picked into LB medium and vibratedovernight at 37 ℃, smallamount of culture was taken understerile condition to measure absorptionvalue at OD600 by spectrophotometricmethod. Referred to OD value of standardturbidimetric tube, the concentrationof bacterial liquid was adjusted to109 cfu/ml using LB. Each chick wasinjected with 0.4 ml bacterial liquid inabdominal cavity, and the chicks incontrol group were injected in abdominalcavity with 0.4 ml normal saline.The chicks were isolated to culture,and the clinical symptoms of the testedchicks were observed. The deadchicks were immediately necropsiedtoobserve the pathological changes, andthe pathogen was isolated and identifiedagain. Results and AnalysisColony morphologyThe liver, heart, spleen, joint andpleural cheese of diseased chickswere taken under sterile condition, inoculatedinto MacConkey agar plate,WS plate and chromogenic mediumplate, and cultured at 37 ℃for 24 h.Round, slightly raised, smooth, moist,translucent or grey small colony withneedle size (diameter less than 1 mm)dewdrop shape and regular edge wasvisible on MacConkey agar plate andWS plate; purple small colony appearedon chromogenic medium plate.After gram staining, the colonymorphology was observed under microscope,which was pink short, rodshapedbacterium, with single orpaired arrangement.PCR identification and sequenceanalysis of S. pullorumThe specific primers of Salmonellawere used for PCR amplificationto isolate samples, agarose gel electrophoresisshowed that there werespecific amplified bands at approximately741 and 463 bp, their sizedwere matched with the expected fragmentlength, indicating that the isolatedstrain was S. pullorum (Fig.1 andFig.2).PCR results of Salmonella rfbSgene was shown in Fig.3, the isolatedstrain showed specific amplificationband at 187 bp with type-D Salmonellaother than S. typhi, which had no amplificationband with specific primers ofS. typhi.Biochemical testThe pure cultures of suspiciousstrains were identified with API 20E kit,the other 21 biochemical findings wereconsistent with the index of Salmonellapullorum except H2S.Animal testThe 2-day-old chicks showedsymptoms after infection for 2 d, whichshowed depression, unstable standingand sensitive to cold, and had blancloosestool. The death appeared at 3d, which reached the peak at 5 d, andcontinuously appeared till 19 d. Meanwhile,the skin in joint of sick chickshad swelling condition. When the deadchicks were necropsied, the injectionsite had yellow caseous substance,the chick yolk had malabsorption; theliver was yellow, swollen; pericardiumhad fibrinous exudation; spleen wasenlarged. The bacteria were isolatedfrom liver, heart, spleen, joint andpleural cheese of dead chicks, and identifiedto be infection bacteria. Thecontrol group was normal during thetest.DiscussionFive strains of Salmonella PCRpositive bacteria were isolated fromchicken farms with clinical suspicion ofoccurrence of Salmonella infection.The culture characteristics and biochemicaltest results showed thatthey were S. pullorum. According toveterinary microbiology and disease ofpoultry, serotype identification can notdistinguish S. typhi from S. pullorum,but they have some differences in biochemicaland epidemiological characteristics[3-4]. In addition, the growth rateof artificially cultured S. pullorum isslower than S. typhi, because it cannot oxidize and utilize a variety ofamino acids[5]. There was no positivecontrol strain of S. typhi, while thepositive control strains of S. pullorumand S. enteritidis were used in the test,the culture morphology of the isolatedstrain was consistent with controlS. pullorum.In order to identify S. pullorumand S. typhi, PCR was carried outSalmonella rfbS gene for amplyfying,and S. typhi had not been amplified,while S. pullorum or other type –DSalmonella with 187 bp band waspossibly amplified. In addition to S. pullorum,the type-D Salmonella relatedto chick also include S. enteritidisand S. dublin. S. enteritidis cancause gastroenteritis ofchicken, S.Dublin mainly infect cattle and sheep.According to the incidence and deathcondition of chicken and culture biochemicaltest, it was believed that S.pullorum was detected in rfbS genePCR.Overall, after bacterial isolationculture, PCR identification, biochemicaltest and animal test, the chickenfarm had confirmed to infect S. pullorum.S. pullorum is most harmful tochick, which also can cause injury onreproductive system of adult chicken.In addition to horizontally transmitamong chicks, the bacteria can also infectchick from hens through verticaltransmission, resulting in enormousdirect and indirect economic losses[6-7].Currently, the control of clean up inChina implements clean up measures,namely strict quarantine toeliminate positive chicken, improvementof the rearing environment to establishchicken population without pullorum.Viewed from the current situationof husbandary, pullorosis clean upstill needs a long process.。
禽源大肠杆菌和沙门氏菌的分离鉴定与耐药性检测
李淑 芳 ，曹 慧 ，黄 燕霞 ，陈冬 杰 ，邹海鹏 ，迟 明 飞 ，陈伟垣 ，谢 文斌 （ 广东海洋大学动物 医学系，广东湛江 ５ ２ ４ ０ ８ ８ ）
摘 要 ：为 了解湛江 市禽源致病 菌大肠杆 菌和 沙门氏菌对 禽 肉产品 的污染程 度及其耐 药性 ，采集市售禽 肉中的肝脏样
３ ５ Ｅ． ｃ ｏ ｌ ｉ ｓ ｔ ｒ ａ ｉ ｎ ｓ ，７ ＥＨＥＣ Ｏ １ ５ ７ ：Ｈ７ ｓ ｔ ｒ ａ ｉ ｎ ｓ ａ ｎ ｄ ｌ １ Ｓ ａ ｌ ｍｏ ｎ ｅ ｌ ｌ ａ ｓ ｔ ｒ ａ ｉ ｎ ｓ ｗｅ ｒ ｅ ｉ ｄ ｅ ｎ ｔ ｉ ｉ ｆ ｅ ｄ ｂ ｙ ｂ ｉ ｏ ｃ ｈ ｅ ｍｉ ｃ ａ ｌ ｔ ｅ ｓ ｔ ． Ｔｈ ｅ ｉ ｓ ｏ ｌ ａ ｔ ｉ ｏ ｎ ｒ ａ ｔ ｅ ｏ ｆ Ｅ． ｃ ｏ ｌ ｉ ｗａ ｓ ４ ３ ． ２１ ％ ，ｔ ｈｅ ｉ ｓ ｏ ｌ ａ ｔ ｉ ｏ ｎ ｒ ａ ｔ ｅ ｏ ｆ Ｅ ＨＥ Ｃ ０ｌ ５ ７： Ｈ７ ｗａ ｓ ８ ． ６ ４ ％ ，ａ ｎ ｄ ｔ ｈ ｅ ｉ ｓ ｏ ｌ ａ ｔ ｉ ｏ ｎ ｒ ａ ｔ ｅ ｏ ｆ Ｓ ａ ｌ ｍｏ ｎ ｅ ｌ ｌ ａ ｗａ ｓ １ ３ ． ５ ８ ％． Ａ ｔ ｏ ａｌ ｔ ｏ ｆ ２ ｌ Ｅ． ｃ ｏ ｌ ｉ ｓ ｔ ｒ ａ ｉ ｎ ｓ ａ ｎ ｄ ｌ １ Ｓ ａ ｌ ｍｏ ｎ ｅ ｌ ｌ ａ ｓ ｔ ｒ ａ ｉ ｎ ｓ ｉ ｓ ｏ ｌ ａ ｔ ｅ ｄ ｉ ｎ
Ｉ ｓ ｏ ｌ ａ ｔ ｉ ｏｎ， Ｉ ｄｅ ｎｔ ｉｆ ｉｃ ａ ｉｏ ｔ ｎ ａ ｎｄ Ｄｒ ｕ ｇ — ｒ ｅ ｓ ｉ ｓ ｔ ａ ｎｃ ｅ Ｄｅ ｔ ｅ ｃ ｔ ｉ ｏｎ ｏ ｆ Ｅｓ ｃ ｈｅ ｒ ｉ ｃ ｈ ｉ ａ ｃ ｏ ｌ ｉ ａ ｎ ｄ Ｓａ ｌ ｍｏ ｎｅ ｌ ｌ ａ ｆ ｒ ｏ ｍ Ｐｏ ｕｌ ｔ ｒ ｙ
沙门氏菌的实验报告
沙门氏菌的实验报告沙门氏菌的实验报告引言：沙门氏菌是一种常见的细菌，广泛存在于自然环境中，尤其是在动物体内。
它是引起人类食物中毒的主要病原菌之一。
为了更好地了解沙门氏菌的特性和对人类健康的影响，我们进行了一系列的实验。
实验一：沙门氏菌的分离与培养我们从市场购买了一份新鲜鸡蛋，并在实验室中进行了分离与培养的操作。
首先，我们将鸡蛋表面进行消毒处理，然后用无菌的工具将鸡蛋壳上的细菌刮取到培养基上。
接着，我们将培养基置于恒温箱中，控制温度和湿度，以促进沙门氏菌的生长。
经过一段时间的培养，我们成功地分离出了纯净的沙门氏菌菌落。
实验二：沙门氏菌的形态观察为了观察沙门氏菌的形态特征，我们使用了光学显微镜对其进行了观察。
在显微镜下，我们发现沙门氏菌呈杆状或球状，大小约为0.5至1.5微米。
沙门氏菌具有鞭毛，使其能够在液体中快速移动。
此外，我们还观察到沙门氏菌菌落呈灰白色或淡黄色，有时会形成粘液。
实验三：沙门氏菌的生长条件为了确定沙门氏菌的适宜生长条件，我们进行了一系列的实验。
首先，我们将沙门氏菌接种于不同温度的培养基上，发现其最适宜生长的温度为37摄氏度。
此外，我们还研究了沙门氏菌在不同pH值下的生长情况，结果显示其最适宜生长的pH值为6.5至7.5。
这些实验结果为控制沙门氏菌的生长提供了重要的参考。
实验四：沙门氏菌的致病机制为了研究沙门氏菌对人类健康的影响，我们进行了一系列的实验来探索其致病机制。
首先，我们将沙门氏菌接种于小鼠体内，并观察其对小鼠的影响。
结果显示，被感染的小鼠出现了食欲不振、腹泻和发热等症状。
进一步的实验表明，沙门氏菌通过侵入人体细胞并释放毒素来引起病症。
这些实验结果为预防和治疗沙门氏菌感染提供了重要的依据。
实验五：沙门氏菌的控制方法为了控制沙门氏菌的传播和感染，我们进行了一些实验来研究其控制方法。
首先，我们发现煮沸可以有效地杀死沙门氏菌，因此在食物加工过程中要确保充分的加热。
此外，我们还研究了一些抗生素对沙门氏菌的抑制作用，结果显示某些抗生素可以有效地抑制其生长。
沙门氏菌检验国标检验步骤及接种方式
沙门氏菌检验国标检验步骤及接种方式沙门氏菌是一种常见的细菌引起的食源性疾病，可能会导致严重的胃肠道感染。
为了保障食品安全，确保公众的健康，我们需要进行沙门氏菌的国标检验。
下面是一份生动、全面且有指导意义的文章，详细介绍了沙门氏菌检验的国标检验步骤和接种方式。
第一步：样品准备在进行沙门氏菌检验之前，我们首先需要准备样品。
常见的样品包括食品、水、动物排泄物等，可能携带沙门氏菌。
样品应该收集自具有代表性的地点，并采取无菌采样容器进行收集。
收集样品时要注意避免污染，并确保样品的数量足够进行检验。
第二步：样品处理样品处理的目的是将潜在的沙门氏菌分离出来，并进行后续的检测。
可以采用不同的方法进行样品处理，常见的方法包括富集培养和选择性培养。
富集培养是将样品放入富集培养基中，利用培养基中的营养物质以及特定条件促使沙门氏菌生长。
选择性培养则是利用培养基中的特殊抑制剂抑制其他细菌的生长，从而使沙门氏菌生长出来。
第三步：菌落鉴定在样品处理后，我们需要对培养基上的菌落进行鉴定，确认是否为沙门氏菌。
常见的鉴定方法包括形态学鉴定、生理生化鉴定和分子生物学鉴定。
形态学鉴定主要通过观察菌落的形状、颜色和大小等特征来判断细菌的种类。
生理生化鉴定则是通过检测菌落对特定物质的代谢情况来确定细菌的种类。
分子生物学鉴定是利用特定的DNA序列来识别沙门氏菌的基因，通常使用PCR技术进行检测。
第四步：抗菌药敏试验沙门氏菌的抗菌药敏性检测是为了确定对何种抗生素具有敏感性。
通过抗菌药敏试验，我们可以选择合适的药物来治疗感染。
可以使用各种常见的抗生素盘进行试验，然后观察沙门氏菌对不同抗生素的反应。
根据抗生素的抑菌效果，可确定沙门氏菌的耐药性情况。
第五步：结果分析与报告最后一步是对检验结果进行分析，并撰写检验报告。
检验结果要结合国家标准进行评估，确定样品是否合格。
如果样品中检测到沙门氏菌，还需要评估其数量以及对公众健康可能造成的风险。
在撰写报告时，需要详细记录样品的来源、处理方法、检验步骤和结果，以及相应的建议和措施。
鸡源沙门氏菌的分离鉴定、耐药性检测及耐药基因定位的开题报告
鸡源沙门氏菌的分离鉴定、耐药性检测及耐药基因定位的开题报告一、研究背景沙门氏菌是一种常见的细菌，常常引起人畜流行病及食物中毒。
其中，鸡源沙门氏菌是引起家禽沙门氏菌病的主要病原体。
随着家禽养殖业的发展，鸡源沙门氏菌的感染数量也逐渐增加，给养殖业和食品安全带来了隐患。
在临床上，沙门氏菌也是一种令人头疼的致病菌，特别是在免疫力低下的人群中，其致病力更强。
因此，对鸡源沙门氏菌的分离鉴定、耐药性检测及耐药基因定位等方面的研究有着十分重要的意义。
二、研究目的本研究旨在对鸡源沙门氏菌进行分离鉴定、耐药性检测及耐药基因定位，为鸡源沙门氏菌的防治和控制提供科学依据。
三、研究内容1.鸡源沙门氏菌的分离鉴定从鸡源样品中分离出鸡源沙门氏菌，并通过生化和分子生物学技术对其进行鉴定；2.沙门氏菌的耐药性检测对分离出的鸡源沙门氏菌进行耐药性检测，包括常见抗生素的敏感性测试及耐药性谱分析；3.耐药基因定位对耐药鸡源沙门氏菌进行PCR扩增并测序，分析其携带的耐药基因类型、多样性和分布情况。
四、研究意义1.丰富鸡源沙门氏菌的分类鉴定；2.深入了解鸡源沙门氏菌的耐药性分布和多样性；3.为鸡源沙门氏菌防治和控制提供可靠的科学数据支持；4.对类似细菌的耐药性研究提供参考。
五、研究方法1.样品采集：从鸡样、禽粪及其它环境样品中采集样品；2.细菌培养：通过对样品的处理及细菌培养，分离出鸡源沙门氏菌；3.分子鉴定：通过16S rRNA及其他基因序列分析，鉴定鸡源沙门氏菌；4.耐药性检测：采用药敏试验、MIC测定等方法，对鸡源沙门氏菌的耐药性进行检测，建立耐药性谱；5.耐药基因测序：通过PCR扩增、测序等方法，测序和分析鸡源沙门氏菌耐药基因。
六、研究难点1.收集鸡源沙门氏菌及相关实验样品；2.对鸡源沙门氏菌的分离鉴定方法进行优化；3.耐药基因及多样性分析方法的确定；4.耐药性谱的分析和解读。
七、预期结果1.通过分子技术对鸡源沙门氏菌进行准确的分子检测；2.得到一份鸡源沙门氏菌的耐药性谱，即耐药类型、扩散率等；3.鸡源沙门氏菌的耐药性基因分布及多样性分析；4.选用并优化鸡源沙门氏菌的分离及耐药性检测方法，为研究和诊断奠定基础。
沙门氏菌的临床分离与耐药性检测的封皮摘要
天津农学院毕业论文中文题目:沙门氏菌的临床分离与耐药性检测英文题目: Isolation of Salmonella and theDetection of Resistance for Salmonella学生姓名系别专业班级指导教师成绩评定2012年６月目录1 前言 (1)1.1 病原与流行病学 (1)1.1.1 病原 (1)1.1.2 流行病学 (2)1.2 研究的目的和意义 (2)2 试验材料与方法 (3)2.1 实验仪器 (3)2.2 实验材料 (3)2.3 实验方法 (4)2.3.1 临床分离 (4)2.3.1.1 样本的采集 (4)2.3.1.2 病原菌的分离纯化 (4)2.3.1.2 生化鉴定 (4)2.3.2 耐药性检测 (5)2.3.2.1 培养基的制备 (5)2.3.2.2 药敏试验 (5)3 结果与分析 (5)3.1 菌落特征 (5)3.2 生化鉴定 (6)3.3 药敏试验 (7)4 讨论 (9)4.1 沙门氏菌的分离鉴定 (9)4.2 耐药性检测的影响因素 (9)5 结论 (10)参考文献 (11)致谢 (12)附录1外文文献原文 (13)附录2外文文献中文译文 (17)摘要沙门氏菌(Salmonella)为肠杆菌科沙门氏菌属成员，是一类条件性细胞内寄生的革兰氏阴性肠杆菌，绝大多数对人和动物有致病性，主要引起发热、胃肠炎、腹泻和败血症等，是世界上引起食物中毒最多的病原菌。
由于疾病治疗及抗菌素类饲料添加剂的不断使用，各个国家的沙门氏菌耐药性传播迅速，成为全球关注的公共卫生问题。
中国是养猪大国，因此猪沙门氏菌病应受到特别的关注。
本研究取患病猪结肠内容物进行细菌的分离鉴定。
通过鉴别培养、染色及细菌的生化鉴定，确定为一株沙门氏菌，并对分离到的沙门氏菌进行耐药性检测，鉴定其对21种临床用抗菌药物的敏感性试验。
其中分离株对氟喹诺酮类和氨基糖苷类药物高度敏感，对临床指导用药提供了依据。
动物源沙门氏菌耐药性分析及耐药基因检测的开题报告
动物源沙门氏菌耐药性分析及耐药基因检测的开题报告题目：动物源沙门氏菌耐药性分析及耐药基因检测一、研究背景及意义沙门氏菌是一种常见的肠道病原菌，其中一些菌株会引起人和动物的沙门氏菌病。
过去几年中，关于沙门氏菌耐药性增加的报道越来越多，这不仅对公共卫生造成了威胁，也对兽医和畜牧业产生了影响。
因此，对动物源沙门氏菌的耐药性进行研究意义重大，能够为预防和控制沙门氏菌病提供依据。
二、研究目的1. 分析不同来源的动物沙门氏菌的耐药性情况。
2. 检测沙门氏菌中的耐药基因，确定其耐药机制。
三、研究内容1. 采集不同来源的动物肠道样本。
2. 分离沙门氏菌。
3. 确定沙门氏菌对目前临床使用的抗生素的敏感性和耐药性。
4. 检测沙门氏菌中的耐药基因，如blaCTX-M、blaTEM、aac(6')-Ib等。
五、研究方法1. 样本采集：采集不同来源的动物肠道样本，如猪、鸡、牛等。
2. 菌种分离：利用常规方法分离沙门氏菌，并鉴定其种类。
3. 抗菌药物敏感性测试：采用盘扩散法或微量稀释法对沙门氏菌进行抗菌药敏感性测试。
4. 耐药基因检测：采用PCR技术检测沙门氏菌中的耐药基因。
5. 数据分析：统计分析实验结果，探讨沙门氏菌的耐药性和耐药机制。
六、研究预期结果1. 得出不同来源的动物沙门氏菌的抗菌药物敏感性和耐药性情况。
2. 确定沙门氏菌中的耐药基因，了解其耐药机制。
3. 对于不同来源的动物沙门氏菌的耐药性变化趋势进行初步探究。
七、研究进度安排1. 第一周：制定实验方案，采集样本。
2. 第二周：分离沙门氏菌，鉴定其种类。
3. 第三周：进行抗菌药物敏感性测试，记录实验数据。
4. 第四周：进行耐药基因检测，分析实验结果。
5. 第五周：进行数据统计和分析，撰写研究报告。
八、参考文献1. 王卫华, 王中晔, 阤涛等. 沙门氏菌的耐药性及相关因素分析. 中华微生物学和免疫学杂志, 2013, 33(3): 221-224.2. Li Y, Li P, Liu B, et al. Prevalence and antibiotic sensitivity of Salmonella isolated from chicken and duck farms in Shandong province, China. Letters in Applied Microbiology, 2014, 59(1): 25-30.3. Crump JA, Sjölund-Karlsson M, Gordon MA, et al. Epidemiology, clinical presentation, laboratory diagnosis, antimicrobial resistance, and antimicrobial management of invasive salmonella infections. Clinical Microbiology Reviews, 2015, 28(4): 901-937.。
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沙门氏菌临床分离与耐药性检测X X（天津农学院动物科学系）1 引言沙门氏菌（Salmonella）这一名称是为了纪念美国兽医师丹尼尔．E．沙门（Daniel E Salmon）而命名的，他于1885年首次分离到猪霍乱沙门氏菌。
沙门氏菌属有的专对人类致病，有的只对动物致病，也有对人和动物都致病。
沙门氏菌病是指由各种类型沙门氏菌所引起的对人类、家畜以及野生动物不同形式的总称。
感染沙门氏菌的人或带菌者的粪便污染食品，可使人发生食物中毒。
据统计在世界各国的种类细菌性食物中毒中，沙门氏菌引起的食物中毒常列榜首。
我国内陆地区也以沙门氏菌为首位。
沙门氏菌病是公共卫生学上具有重要意义的人畜共患病之一，其病原沙门氏菌属肠道细菌科，包括那些引起食物中毒，导致胃肠炎、伤寒和副伤寒的细菌。
它们除可感染人外，还可感染很多动物包括哺乳类、鸟、爬行类、鱼、两栖类及昆虫。
人畜感染后可呈无症状带菌状态，也可表现为有临床症状的致死疾病，它可能加重病态或死亡率，或者降低动物的繁殖生产力[1]。
1.1 病原与流行病学1.1.1 病原沙门氏菌属是肠杆菌科中的一个重要成员，是一大属血清学相关的革兰氏阴性杆菌，不产生芽孢，亦无荚膜。
大小为0.7～1.5μm×2.0～5.0μm，间有形成短丝状体。
除鸡白痢沙门氏菌（S. pullorum）（又称雏沙门氏菌）和鸡伤寒沙门氏菌（S．gallinarum）（又称鸡沙门氏菌）无鞭毛不运动外，其余各菌均以周生鞭毛运动，且绝大多数具有Ⅰ型菌毛。
沙门氏菌的培养特性与埃希氏菌属相似。
在普通培养基上生长良好，需氧及兼性厌氧，培养适宜温度为37 ℃，pH7. 4～7.6。
只有鸡白痢沙门氏菌、鸡伤寒沙门氏菌、羊流产沙门氏菌和甲型副伤寒沙门氏菌等在肉汤琼脂上生长贫瘠，形成较小的菌落。
在肠道杆菌鉴别或选择性培养基上，大多数菌株因不发酵乳糖而形成无色菌落，本菌属在培养基上有S-R变异[2]。
1.1.2 流行病学沙门氏菌属中的许多类型细菌对人、畜以及其他动物均有致病性。
各种年龄的动物均可感染，但幼年者较成生者易感。
3周龄以内的雏鸡、6月龄以下的仔猪（尤其以1～4月龄者）、出生30～40d以后的犊牛、断乳龄或断乳不久的羊、6月龄以内的幼驹最易感。
感染的孕畜多数发生流产，特别多见于怀孕中后期的头胎母马以及怀孕后期的母羊。
在人，本病可发生于任何年龄，但以1岁以下婴儿及老人最多。
患病动物和带菌动物是本病的主要传染源。
病原随粪便、尿、乳汁以及流产的胎儿、胎衣和羊水排出，污染水源和饲料等，经消化道感染健畜。
患病动物与健康动物交配或用患病动物的精液人工授精可发生感染。
此外，子宫内感染也有可能。
鼠类可传播本病。
人类感染一般是由于直接或间接接触而引起，特别是通过污染的食物。
健康动物的带菌现象（特别是鼠伤寒沙门氏菌）相当普遍。
病菌可潜藏于消化道、淋巴组织和胆囊内。
当外界不良因素使动物抵抗力降低时，病菌可活化而发生内源感染，连续通过若干易感动物，毒力增强而扩大传染。
本病二年四季均可发生。
但猪在多雨潮湿季节发病较多；成年牛多于夏季放牧时发生；马多发生于春(2～3月)、秋（9～11月）两季；育成期羔羊常于夏季和早秋发病；孕羊则主要在晚冬、早春季节发生流产；家禽多见于育雏季节。
本病一般呈散发性或地方流行性，有些动物还可表现为流行性。
饲养管理较好的猪群，即使发病一亦多呈散发性；反之，则常为地方流行性。
成年牛呈散发性，但犊牛往往呈流行性。
马一般呈散发性，有时呈地方流行性。
雏鸡往往呈地方流行性[2]。
下列因素可促进本病的发生：环境污秽、潮湿，棚舍舍拥挤，粪便堆集；饲料和饮水供应不良；长途运输中气候恶劣、疲劳和饥饿、内寄生虫和病毒的感染；分娩、手术；母畜缺奶；新引进的家畜未实行隔离检疫等，在进行流行病学调查时应全面考虑[3]。
1.2 研究的目的和意义沙门氏菌为肠杆菌科沙门氏菌属成员，是一类条件性细胞内寄生的革兰氏阴性肠杆菌。
血清型众多，在猪副伤寒的病例中，主要致病菌为猪霍乱沙门氏菌(S.Cholerae suis）、猪伤寒沙门氏菌(S.tynhi-suis)。
另外，鼠伤寒沙门氏菌（S.typhimurium）、都伯林沙门氏菌(S.dublin )和肠炎沙门氏菌(S.enteritidis )等也常引起本病[4]。
能致多种动物的沙门氏菌病，该菌是自然界分布极为广泛的病原菌，几乎可以从所有脊椎动物乃至昆虫体内分离得到。
家畜、禽沙门氏菌病多表现为肠炎及败血症，同时，动物沙门氏菌可通过食物感染人类，是致人类食物中毒的主要细菌，人类非伤寒性沙门氏菌病是世界范围内最普通的食源性疾病。
沙门氏菌在中国被列在人类食源性病原菌之首。
因此，了解目前沙门氏菌在临床上的流行情况意义重大。
近年来由于疾病治疗及抗菌素类动物饲料添加剂的不断使用，各个国家的沙门氏菌耐药性传播迅速，动物沙门氏菌耐药性已成为十分重要的全球性公共卫生问题。
耐药性使得大多数原本对感染治疗十分有效的抗菌素失去效疗，了解临床流行株的耐药情况及其敏感药物将对指导临床治疗用药起到积极作用[5]。
本研究通过临床取患病猪结肠内容物对细菌进行分离纯化，并通过鉴别培养、染色镜检以及生化鉴定确定该菌为沙门氏菌，并通过药物敏感性试验测定其耐药特征，为猪沙门氏菌病的临床用药提供理论依据。
2 试验材料与方法2.1 实验仪器量筒（1000mL）、锥形瓶（500mL）、试管、针管（5mL、1mL）、纱布、脱脂棉、包装纸、扎绳、滤纸、药匙、玻璃棒、涂布器、酒精灯、培养皿、镊子、打火机、离心管；显微镜（中国制造，Nikon，型号：YS100）高压灭菌锅（手提式，上海三申制造）上皿电子天平（上海精科天平2002年3月出厂，型号：JA2003 Max 200g）恒温振荡培养箱（上海跃进医疗器械有限公司，型号：SPX-150B-2）移液器（DRAGONLAB LLC(US office) 型号：TopPette Pipettor（0.5~10μL）电磁炉（天津市泰斯特仪器有限公司，220V，1000W）冰箱（Haier BCD-241WE ，上层5℃，下层-18℃）2.2 实验材料MH（B）培养基、琼脂粉、蒸馏水、生理盐水SS琼脂培养基(Salmonella- Shigella Agar)：取SS琼脂46g，加蒸馏水1000 mL，加热溶解后倾注灭菌平皿，凝固后置4℃冰箱保存备用。
麦康凯琼脂培养基(Mac-Conkey Agar, MC )：称取MC 51 g，加入蒸馏水1000 mL，充分混匀，经121℃15min灭菌，冷至50℃左右，倾注灭菌平皿，凝固后备用。
三糖铁(Triple Sugar Iron Agar, TSI)斜面：将TSI琼脂灭菌后倒入己灭好菌的试管中约5 mL，试管倾斜放置形成倾斜的斜面，TSI凝固后放4℃冰箱保存备用。
药敏纸片：青霉素（PEN）、链霉素（STM）、头孢西丁（CZ）、卡那霉素（KAN）、四环素（TET）、庆大霉素（GEN）、复方新诺明（SCO）、氯霉素（CLM）、环丙沙星（CIP）、左氧氟沙星（LVF）、氨苄西林（AM）、阿奇霉素（AZM）、克拉霉素（CLA）、哌拉西林（PIP）、红霉素（E）、杆菌肽（BAT）、阿米卡星（AMK）、头孢哌酮（CPZ）、氯林可霉素（CLN）2.3 实验方法2.3.1 临床分离2.3.1.1样本的采集在患病猪进行剖检的同时，直接剪取一段10cm左右的结肠，将其装入无菌的塑料袋中带回实验室，2h内用无菌手术刀片刮取肠黏膜置于高压灭菌的PBS缓冲液中混匀，用无菌吸头吸取混合液10μL接种于4mL TTB增菌液，37℃条件下200 r/min 培养12~16h后，用接种环钓取1环培养液划线接种于一个麦康凯琼脂培养基，将可疑单个菌落接种另一麦康凯琼脂培养基进行纯化，再将纯化的菌落接种于三糖铁琼脂培养基做进一步鉴定。
2.3.1.2病原菌的分离纯化细菌分离采用国标规定的标准方法（GB4789.4-94）。
粪拭子接种于选择性富集肉汤（SS增菌培养基）中，37℃于摇床过夜。
取一接种环细菌富集样本接种于麦康凯琼脂培养基上，37℃培养12h。
将无色透明或中间有黑色圆点的单菌落接种SS琼脂培养基，取典型菌落接种于三糖铁（TSI）试管，37℃培养12h，并进一步做生化鉴定。
2.3.1.3生化鉴定将经革兰氏染色的可疑菌落参照国标《食品微生物学检验沙门氏菌检验》GB4789.4-2010接种硫化氢、靛基质、pH7.2尿素、氰化钾、赖氨酸脱羧酶、甘露醇、山梨醇、ONPG 进行沙门氏菌属的生化鉴定，见表1 [6]。
表1 沙门氏菌属生化反应初步鉴别注：“＋”阳性反应，发酵糖类；“－”阴性反应，不发酵糖类。
2.3.2 耐药性检测2.3.2.1 培养基的准备(1) 以下剂量称取各种试剂：a. 固体培养基：MH(B)培养基（1.5%），琼脂粉（2.4%）b. 液体培养基：MH(B)培养基（1.5%）(2) 将上述成分混合加热溶解后，塞上棉塞，用包装扎好待灭菌。
(3) 将过滤好的肉汤分装试管，每管约5mL，塞上棉塞，用包装扎好待灭菌。
(4) 将培养基及试管置于高压蒸汽锅内，121℃灭菌15-30min。
(5) 培养基的分装：a. 固体培养基：（紫外线操作台上进行）：若将琼脂瓶紧握手中觉得烫手，但仍能持握时，即为倾倒平皿的合适温度（50~60 ℃）。
每只培养皿倒入10~15mL，将皿盖盖上，并将培养皿置于桌面上轻轻回转，培养基平铺于皿底，即成固体培养基[7]。
b. 液体培养基：（紫外线操作台上进行）：将液体培养基分装，每试管5mL。
2.3.2.2 药敏试验将分离到的沙门氏菌37℃过夜增菌培养，用1mL的注射器取0.18mL的生理盐水，注入离心管中，再用移液器从增菌培养的试管中取20μL注入移液器中，混合均匀待用。
左手持皿，用左手的拇指、食指及中指将皿盖揭开呈20o左右的角度，用移液器取100μL细菌稀释液于离心管中。
右手持涂布器在火焰中灼烧，待涂布器冷却后，将菌液涂布均匀。
用无菌镊子将各种药敏纸片分别贴于培养基表面，一个培养皿贴6个，呈梅花形，各药敏纸片之间距离要相等。
完毕后，在皿底上作好菌名、日期和接种者等标记，置37℃恒温箱下培养18-24h[7]。
3结果与分析3.1 菌落特征该菌在麦康凯培养基上形成无色透明或中间有黑色圆点的圆形菌落（如图1），经革兰氏染色进一步鉴定，菌落为革兰氏阴性杆菌，两端钝圆，中等大小，疑似为沙门氏菌（如图2）。
图1 麦康凯培养基上生长表现图2 革兰氏染色结果3.2 生化鉴定根据接种硫化氢、靛基质、pH7.2尿素、氰化钾、赖氨酸脱羧酶、甘露醇、山梨醇、ONPG确定沙门氏菌，在再接种葡萄糖、麦芽糖、甘露糖、MR、乳糖、蔗糖、尿素、VP、H2S、枸橼酸盐、卫茅醇、鼠李糖、木糖、阿拉伯糖、赖氨酸脱羧酶、鸟氨酸脱羧酶做进一步生化鉴定[6]。