动物实验技术
动物实验技术
动物实验技术第六章动物实验基本操作技术第一节、实验动物的抓取与固定一、小鼠的抓取与固定•抓取方法：用右手拇指和食指捏住尾部中段提起，如果只想移动小鼠，就用两手把它捧起来。
•手固定法：将右手捏起的小鼠放在笼盖上，用右手捏其尾部中段，在小鼠向前爬的一瞬间，用左手的拇指和食指捏住颈背部皮肤，再翻转左手，将小鼠置于左手掌心中，右手拉住小鼠尾部，再用左手小指和无名指压住小鼠尾根部使小鼠整个呈一条直线。
固定时注意，过分用力会使小鼠颈椎脱臼，若用力过轻头部能反转过来咬伤实验者的手。
这种固定方法是灌胃给药和腹腔注射给药常用的方法。
•手术固定法：用乙醚等麻醉药品麻醉后，用长20~30cm的线绳分别系在四肢上，再把四肢的线绳分别系在固定板四角的钉子上，并且在头部上颚切齿的地方牵一根线绳达到完全固定。
•在静脉给药时，先根据小鼠的大小选择合适的固定器，打开鼠筒盖，把小鼠放在里面，只露出尾巴；或者用倒放的烧杯将鼠扣住，只露出尾巴并压住。
二、大鼠的抓取与固定•抓取方法：4~5周龄以内的大鼠同小鼠；周龄较大的大鼠其尾部皮肤容易被剥脱，所以用左手从背部中央到胸部捏起来抓住。
抓取时最好带防护手套，但手套不宜过厚。
•手固定法：同小鼠。
•手术固定法：同小鼠。
•静脉给药或采血时同小鼠。
三、豚鼠的抓取与固定•抓取方法：抓取幼小豚鼠时，用手捧起来；成熟的大豚鼠，用手大把抓起胸肋部即可。
注意不能粗野，更不能抓取腰腹部，这样容易造成肝破裂而死亡。
•手固定法：⑴将左手的食指和中指放在豚鼠颈背部两侧，拇指和无名指放在肋部，分别用手指夹住左右前肢抓起来。
⑵反转左手，用右手的拇指和食指夹住右后肢，用中指和无名指夹住左后肢是豚鼠整体伸直成一条直线。
⑶一个人固定操作时，坐在椅子上，用右手拿着豚鼠的后肢夹在两腿之间，用大腿代替右手夹住。
•手术固定法：同大、小鼠。
四、家兔的抓取与固定•抓取方法：用一只手大把抓住颈背部皮肤提起来，另一只手托住其臀部，让其重心落在托其臀部的手上，运送时，还要抓住颈肩部皮肤抱着兔子运送。
动物实验技术实验报告
动物实验技术实验报告动物实验技术实验报告动物实验技术在科学研究和医学领域中扮演着重要的角色。
通过对动物进行实验，科学家们可以获得大量的数据和信息，从而推动科学的发展和医学的进步。
然而，动物实验技术也引发了一系列的争议和道德困境。
本文将探讨动物实验技术的发展、应用以及相关的伦理问题。
一、动物实验技术的发展动物实验技术的历史可以追溯到古希腊时期，当时的科学家们通过对动物进行解剖和观察来了解生物的结构和功能。
随着科学的进步，动物实验技术也得到了不断的发展和完善。
现代的动物实验技术包括了各种各样的方法和设备，如基因编辑技术、脑电图仪器等。
这些技术的应用范围涉及生物学、医学、药物研发等多个领域。
二、动物实验技术的应用动物实验技术在科学研究和医学领域中有着广泛的应用。
在生物学研究中，科学家们通过对动物进行实验来了解生物的生理机制、遗传变异以及疾病的发生机制。
在医学领域，动物实验技术被用于研发新药物、评估药物的安全性和有效性。
此外，动物实验技术还被用于研究心脏病、癌症、神经系统疾病等人类疾病的治疗方法。
三、动物实验技术的伦理问题虽然动物实验技术在科学和医学领域中有着重要的作用，但也引发了一系列的伦理问题。
首先，动物实验涉及对动物的伤害和牺牲，这引发了对动物权益的关注。
许多人认为，动物也有生命权和福利权，应该受到保护。
其次，动物实验技术是否具有可替代性也是一个争议的焦点。
一些人认为，现代科技已经发展到可以替代动物实验的程度，因此应该减少对动物的实验。
最后，动物实验技术的伦理问题还涉及到实验过程中的痛苦和苦难。
一些实验可能导致动物遭受疼痛、压力和不适，这引发了对实验的道德评价。
四、动物实验技术的改进和未来发展为了解决动物实验技术的伦理问题，科学家们一直在努力改进实验方法和保护动物的权益。
例如，一些实验室已经开始使用替代动物模型，如细胞培养、计算机模拟等，来减少对动物的实验。
此外，一些伦理标准和法规已经制定，要求在进行动物实验时遵循一定的伦理原则和操作规范。
动物实验中的基本技术和方法
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小香猪
第四节 实验动物血液和尿液的采集
一． 动物血液的采集方法 实验动物血液的采集方法有很多。
（一） 按采血部位不同可分为： 眼部采血、耳部采血、心脏采血、大血管采
血及尾部采血等。
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（二）按采血使用的手段不同可分为： 鼠尾刺血、剪尾采血、眼眶静脉丛采血、
心脏采血、断头采血、颈静（动）脉采血、腹主 动（静）脉采血、耳缘剪口采血、耳静脉采血、 后肢外侧小隐静脉、前肢内侧皮下头静脉采血、 翼下采血等。
二、 尿液采集 （一）、 代谢笼采集 代谢笼的特点是能
将动物排泄的大小便分开，达到采集尿液的 目的。此法常用于大鼠、小鼠、豚鼠、兔等 中小型动物的尿液采集。 （二）、导尿法采集 在动物的尿道或输尿 管内插一根塑料导管采集尿液。此法适用于 兔、犬、猫等。
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二、尿液的采集 实验动物的尿液常用代谢笼采集，也可通过其他装置来采集。 （一）用代谢笼采集尿液 代谢笼用于收集实验动物自然排出的尿液，是一种特别设计的为采集实验动物各种排 泄物的密封式饲养笼，有的代谢笼除可收集尿液外，又可收集粪便和动物呼出的CO2 。 一般简单的代谢笼主要用来收集尿液。防在代谢笼内饲养的实验动物，可通过其特殊 装置收集尿液。 （二）导尿法收集尿液 施行导尿术，较适宜于犬、猴等大动物。一般不需要麻醉，导尿时将实验动物仰卧固 定，用甘油润滑导尿管。对雄性动物，操作员用一只手握住阴茎，另一只手将阴茎包 皮向下，暴露龟头，使尿道口张开，将导尿管缓慢插入，导尿管推进到尿道膜部时有 抵抗感，此时注意动作轻柔，继续向膀胱推进导尿管，即有尿液流出。雌性动物尿道 外口在阴道前庭，导尿时于阴道前庭腹侧将导尿管插入阴道外口，其后操作同雄性动 物导尿术。 用导尿法导尿可采集到没有污染的尿液。如果严格执行无菌操作，可收集到无菌尿液。 （
动物实验技术实验报告
动物实验技术实验报告引言动物实验技术是现代生物科学研究中不可或缺的一项重要工具。
通过对动物进行实验，科学家能够深入研究生物体的结构、功能和行为，并为人类提供更好的医疗保健、药物开发和环境保护等方面提供有效的数据和信息。
本实验报告旨在介绍动物实验技术的步骤和操作流程。
实验设备和材料•实验动物：小鼠•实验设备：动物饲养箱、药物注射器、手套、洁净工作台、实验记录表等•实验材料：药物样品、注射液、麻醉剂、食物和水等步骤一：动物饲养与适应1.准备动物饲养箱，确保其干净和适宜的温度、湿度。
2.将实验动物（小鼠）放入饲养箱中，并提供充足的食物和水。
3.让动物适应新环境，通常需要数天至数周的时间。
步骤二：麻醉和镇痛1.在开始任何实验之前，必须先麻醉动物，以减少痛苦和不适。
2.根据实验的需要选择合适的麻醉剂，并按照剂量要求将其注射到动物体内。
3.注射后，观察动物是否完全麻醉，确保其不会感受到疼痛。
步骤三：实验操作1.在洁净的工作台上进行实验前的准备工作，如准备所需的药物样品、注射液等。
2.根据实验设计和目的，选择合适的操作方法和技术。
3.小心地进行实验操作，确保准确和稳定。
4.记录实验过程中的数据和观察结果。
步骤四：实验结束和动物后续处理1.实验完成后，停止对动物的任何操作，并将其从饲养箱中取出。
2.给予动物足够的恢复时间，以确保其健康和幸福。
3.根据实验的需要，可能需要对动物进行进一步的后续处理，如取样、解剖等。
结论动物实验技术在现代生物科学研究中发挥着重要的作用。
通过正确和谨慎地进行动物实验，科学家们能够获取有关生物体的宝贵数据和信息，为人类的健康和环境保护做出贡献。
然而，在进行动物实验时，我们应该始终关注动物的福利和伦理问题，并尽可能采取措施减少动物的痛苦和不适。
动物实验基本操作技术
动物实验基本操作技术动物实验作为一种科学研究手段，常用于医学、生物学等领域的实验研究。
为了确保实验的可靠性和安全性，研究人员需要正确掌握基本的动物实验操作技术。
下面将介绍一些常用的动物实验基本操作技术。
首先，动物实验前，需要对动物进行适当的饲养管理，确保其健康状态。
这包括提供适宜的饲料和饮水，保持合适的环境温度和湿度，以及定期清洁和消毒动物饲养环境。
此外，研究人员还需对动物进行身体检查，以排除可能影响实验结果的健康问题。
其次，对于需要进行手术的实验，研究人员需要具备相关的手术技术。
例如，动物麻醉技术是必不可少的，可以采用静脉注射麻药、局部麻醉或气管插管麻醉等方法。
在动物手术过程中，需要准确切割皮肤或组织，处理血管、神经和器官，以及进行缝合和止血等操作。
因此，研究人员需要熟练掌握相关手术技术，确保手术过程的顺利进行。
此外，动物实验中还常使用动物注射技术。
注射技术包括口服给药、皮下注射、肌肉注射和静脉注射等。
研究人员需要准确计量给药剂量，选择合适的注射部位和注射器具，并注意注射速度和注射途径的选择。
在实验中，研究人员还需要掌握注射后的观察和记录技巧，及时发现和处理可能的不良反应。
另外，动物实验还涉及到采集和处理生物样本的技术。
例如，研究人员需要采集血液、组织或其他体液样本，以进行生化分析、细胞培养或组织学检查等。
采样时需要注意卫生与无菌操作，避免交叉污染。
采样后，研究人员需要合理保存和处理样本，以保证实验结果的可靠性。
此外，动物实验中的数据记录与分析也是十分重要的。
研究人员需要仔细记录实验过程的各种参数，包括实验开始时间、操作步骤、药物剂量、实验结果等。
此外，研究人员还需要进行数据分析，以得出科学合理的结论。
在数据分析过程中，研究人员可以使用统计学方法，如平均值、标准差、方差分析等。
最后，动物实验的伦理与法规也是非常重要的。
研究人员需要遵守相关的伦理规范和动物保护法律法规，保证动物实验的道德性和合法性。
动物实验常见操作技术
动物实验常见操作技术动物实验是科学研究中常用的一种手段，通过对动物进行操作和观察，来获取实验数据和研究结论。
以下是一些常见的动物实验操作技术：1.注射技术：注射是动物实验中最常用的操作技术之一、可以通过静脉注射、皮下注射、腹腔注射等方式给动物注射药物或其他试剂，观察其对动物的影响和反应。
2.毒性实验：毒性实验是对动物进行毒性评价的一种方法。
常见的操作包括给动物灌胃、皮肤涂抹、吸入等，观察其毒性反应和致死情况，推测对人类的毒性状况。
3.手术技术：手术技术在动物实验中广泛应用，常见的手术操作包括剖腹手术、心脏手术、脑部手术等。
通过手术操作，可以研究动物的生理机制、病理变化以及治疗方法。
4.组织培养技术：组织培养技术用于从动物体内提取组织样本，并在体外培养，观察和研究组织的生理特性和生长发育。
5.行为学测试技术：通过对动物进行不同的行为学实验，来研究动物的学习、记忆、行为模式等。
例如，迷宫学习实验、条件反射实验等。
6.电生理技术：电生理技术可以记录和分析动物的神经电信号。
常见的操作包括电极植入、电刺激、脑电图（EEG）记录等技术。
7. 遗传技术：通过遗传技术对动物进行基因改造，可以研究和验证特定基因的功能和效应。
CRISPR-Cas9、转基因技术等是常用的遗传技术。
9.统计和数据分析：动物实验中的数据分析是重要的一环，可以利用统计学方法对实验数据进行分析，得出结论并作出科学推断。
10.人道处理：在进行动物实验过程中，需要遵循伦理和动物保护的原则，确保动物的福利和权益。
对动物进行适当的麻醉、照护和安乐死是必要的人道处理技术。
总结来说，动物实验涉及到各种各样的操作技术，包括注射、手术、行为学测试、组织培养、遗传技术等。
这些技术旨在通过实验观察和数据分析，揭示生物学、医学等领域的科学问题，推进科学的发展和人类的福祉。
但同时，在进行动物实验时，还要充分考虑伦理和动物保护的原则，确保动物的福利和权益。
4实验动物学的基本技术操作
4实验动物学的基本技术操作实验动物学是一门研究动物行为、生理、遗传等方面的科学，同时也需要运用一系列的基本技术操作才能开展实验研究。
下面将介绍实验动物学的四个基本技术操作。
一、动物饲养与繁殖技术1.饲养技术：实验动物需要适应良好的饲养环境，包括合适的饲料、饮水、温度、湿度、通风等条件。
饲养员需要按照动物的特性，合理配给饲料，并保证饲养环境的清洁卫生。
2.繁殖技术：实验动物的繁殖对于科研工作至关重要。
繁殖技术包括选配合适的种配、控制营养、饲料等因素，合理管理饲养环境，以提高繁殖率和血缘纯度。
二、动物体内注射技术1.注射剂选择：根据实验需求和动物特性，选择合适的注射剂。
常用的注射剂有生理盐水、葡萄糖溶液、激素、抗生素等。
2.注射器选择：根据注射液体的性质和目的选择合适的注射器。
一般分为无菌注射器、玻璃注射器和胰岛素注射器等。
3.注射部位选择：注射部位的选择需根据实验目的和动物特性，例如，静脉注射一般选择尾静脉、后肢静脉等，肌肉注射一般选择胸肌、腹肌等。
4.操作技巧：进行体内注射前，需要提前准备好所需的注射器和注射液，并将动物固定位置，消毒注射部位。
然后按照注射动作快速、准确地操作。
注射结束后，要观察动物的反应状况。
三、动物行为观测技术1.设定观测指标：根据研究需求，在进行动物行为观测前，需要明确观测指标，例如行为频率、行为时长、社交行为等。
2.观测设备准备：根据观测目的，选择合适的观测设备，如摄像机、传感器、记录表等，并进行准确校准。
3.观测方法选择：根据动物的行为特征和观测目的，选择合适的观测方法，如直接观察法、电子监测法、定点观测法等。
同时也要注意避免过度打扰动物的行为。
4.数据处理与分析：观测结束后，需要对所得到的数据进行整理和分析，以得出科学结论。
通常可以利用计算机软件进行数据的统计和图表化处理。
四、动物解剖技术1.动物解剖准备：进行解剖前，需要准备好所需的解剖工具，如手术刀、镊子、剪刀、解剖针等，并确保工具的消毒和清洁。
动物实验常见操作技术
动物实验常见操作技术动物实验是科学研究中常用的一种手段，通过对动物进行各种操作和处理，获得与人类相关的科学数据和知识。
以下是动物实验中常见的操作技术。
一、麻醉和镇痛技术动物实验中会应用麻醉药物使动物失去感觉和意识，以减少动物在实验过程中的痛苦和压力。
常用的麻醉技术包括静脉麻醉、吸入麻醉和局部麻醉。
镇痛技术用于减轻术后疼痛，常采用各种药物如阿片类和非甾体抗炎药等。
二、手术技术手术技术是动物实验中常见的一项操作技术，用于在动物体内插入仪器、移除组织样本、修复组织或器官的损伤等。
常见的手术技术包括卵巢切除术、肝脏切片术、心脏手术等。
三、体内采样技术体内采样技术是从动物体内获取生物样本的一种方法，用于分析动物的生理和生化指标。
常见的体内采样技术包括血液采样、尿液采样、肠道内容物采样等。
四、药物给药技术药物给药技术是将药物通过各种途径输入动物体内，以研究药物的药代动力学和药效学等。
常见的给药途径包括静脉注射、腹腔注射、皮下注射等。
五、环境控制技术环境控制技术用于控制实验动物的环境条件，以确保实验结果的准确性和可靠性。
常见的环境控制技术包括温度控制、湿度控制、光照控制等。
六、行为测定技术行为测定技术用于评估动物的行为特征和认知功能，常用于研究动物的学习记忆、情绪行为等。
常见的行为测定技术包括开放田间测试、旋转杆测定、挖洞测试等。
七、分子生物学技术分子生物学技术用于研究动物的基因表达、DNA/RNA的分离和测定等。
常用的分子生物学技术包括PCR技术、凝胶电泳技术、蛋白质电泳技术等。
八、影像学技术影像学技术用于研究动物的器官结构、功能和病理变化等。
常见的影像学技术包括X线摄影技术、CT扫描、MRI等。
九、细胞培养技术细胞培养技术用于研究动物的细胞生长、增殖和代谢等。
常用的细胞培养技术包括离心培养、悬浮培养、共培养等。
以上列举了动物实验中常见的操作技术，不同实验目的和研究领域需要选用不同的操作技术，以获得准确和可靠的实验结果。
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二、大鼠的抓取与固定
• 抓取方法：4~5周龄以内的大鼠同小鼠；周龄 较大的大鼠其尾部皮肤容易被剥脱，所以用左 手从背部中央到胸部捏起来抓住。抓取时最好 带防护手套，但手套不宜过厚。
小白鼠
大白鼠 豚鼠 兔 猫 蛙
最大给药量 使用针头 最大给药量 使用针头 最大给药量 使用针头 最大给药量 使用针头 最大给药量 使用针头
1ml 9(钝头) 1ml 静脉切开针 3ml 静脉切开针 20ml 10号导尿管 20ml 10号导尿管 淋巴囊注射
最大注射量
猴子的投药
助手抓住和固定猴子。用手夹住猴子的两侧颊部，使嘴张开。
三、实验动物编号与标记方法
（一）染色法： 1、单色涂染法：在每组动物不超过l0只 或一个实验不超过40只的情况下适用。 实验动物：大鼠、小鼠。 常用染色剂：3-5％苦味酸溶液， 可染成黄色。
方法步骤： (1)涂染原则：从左到右、从上到下。 (2)左前肢为l号、左侧腹部2号、 左后肢3号。 (3)两耳后部4号、背中部5号、 后肢背部6号。 (4)右前肢7号、 右侧腹部8号、 右后肢9号。 (5)尾巴根为10号。 （6）额部为20号
一、动物实验室的选择
1.根据实验目的选择合适的实验室及饲养 室。 2.动物实验室要与实验动物同等级别。 3.饲养室应符合实验动物的生活习性及国 家实验动物设施各项标准。
二、实验动物的购买
1.应购买有实验动物生产供应许可证的单 位所生产繁殖的实验动物，并应索取相 应实验动物的质量合格证明。 2.如果从外地购买的动物，应考虑运输中 的各种因素对实验动物的影响，并应查 阅运输检疫证明。 3.购买的动物需要经过3-7天的隔离检疫、 观察。
2-5
5-15 3-10
常用实验动物的最大给药量和使用针头规格
动物名称 项 目 灌 胃 皮下注射 0.4ml 5(1/2) 1ml 6 1ml 6(1/2) 2ml 6(1/2) 20ml 7 肌肉注射 0.4ml 5(1/2) 0.4ml 6 0.5ml 6(1/2) 2ml 6(1/2) 2ml 7 1ml/只 腹腔注射 1ml 5(1/2) 2ml 6 4ml 7 5ml 7 5ml 7 静脉注射 0.8ml 4 4ml 5 5ml 5 10ml 6 10ml 6
送往实验室或手术室。
第三节、实验动物的给药与去毛
• 一、摄入法给药 • 二、注射法给药 • 三、去毛
一、摄入法给药
• 1.自动口服法：将药物放入饲料或饮水中，让 动物自动摄入，方法简单不费工夫，也不会给 动物造成损伤。但很难掌握给药量，有时药物 在常温下还会分解。这种方法一般适用于动物 疾病的防治、药物的毒性观察、某些与食物有 关的人类疾病动物模型的复制等。 • 2.强制灌胃给药：就是用灌胃器将药品直接强 制灌入胃内。这种方法能准确掌握给药量、给 药时间，并能发现和记录症状出现的时间及经 过。缺点是费时、同时给动物带来一定的损伤 和心理影响。因此，如果操作技术熟练对动物 的不良影响就可以减少一些。
2、双色涂染法： 在每组动物不超过100只的情况下 适用。 实验动物：大鼠、小鼠。 常用染色剂： (1)3-5％苦味酸溶液，可染成黄色。 ——作为“个”位数。 (2) 0.5%中性红或品红溶液，可染 成红色。——作为“十”位数。
方法步骤： (1) 用两种颜色同时进行染色标记。 (2) 用苦味酸(黄色)染色标记作为个 位数，个位数的染色标记方法同单 色涂染法。 (3) 用品红(红色)染色标记作为十位 数，
三、豚鼠的抓取与固定
• 抓取方法：抓取幼小豚鼠时，用手捧起来；成 熟的大豚鼠，用手大把抓起胸肋部即可。注意 不能粗野，更不能抓取腰腹部，这样容易造成 肝破裂而死亡。 • 手固定法：⑴将左手的食指和中指放在豚鼠颈 背部两侧，拇指和无名指放在肋部，分别用手 指夹住左右前肢抓起来。⑵反转左手，用右手 的拇指和食指夹住右后肢，用中指和无名指夹 住左后肢是豚鼠整体伸直成一条直线。⑶一个 人固定操作时，坐在椅子上，用右手拿着豚鼠 的后肢夹在两腿之间，用大腿代替右手夹住。 • 手术固定法：同大、小鼠。
• ⑴大、小鼠、豚鼠的灌胃法：左手抓住鼠背颈部 皮毛将动物固定，右手持灌胃器，将灌胃针从口 腔插入，沿上颚壁插入食道，使其前端达到膈肌 水平，为防止插入气管，应回抽注射器针栓，如 无空气被抽回，即可将药液注入。小鼠进针约 3~4cm、大鼠、豚鼠为4~6cm，常用灌胃量小鼠 为0.2~1.0ml、大鼠为1~4ml、豚鼠为1~5ml。 • ⑵兔、犬、猫的灌胃法：先固定动物，然后将开 口器固定在动物口中，压住舌头，然后将灌胃管 从开口器小孔插入食道，将另一端浸入水中，如 有气泡逸出，说明误入气管需拔出重插。插好后 将药液推入。为避免药液残留需注入5ml生理盐 水。兔、猫进针为15cm左右，犬为20cm左右。一 次耐受量兔为80~150ml，犬为200~500ml。
豚 鼠
大 鼠
家 兔
猫
犬
• 3.直肠给药：多用于家兔，将药物通过肛门直 接注入动物直肠内，经直肠壁吸收，注意不要 误入阴道。
二、注射法给药
• 1.皮内注射：将药液注入皮肤的表皮与真皮之 间。用于接种、过敏实验、观察皮内反应及皮 肤血管的通透性等。方法为脱毛消毒→刺入皮 内→向上挑起稍退一些针后再稍刺入→注入药 液。 • 2.皮下注射：用左手拇指与食指轻轻捏起动物 皮肤，右手持针将其刺入皮下，如果针头易摆 动证明已在皮下，可推进药液，拔针后轻按针 孔片刻防止药液逸出。小鼠一般在背部、大鼠 在背颈部或侧下腹部、豚鼠在大腿内侧或背部、 兔在背部或耳根部、猫犬在大腿外侧。
先用手掌迅速扣住鼠背。
抓住其肩胛上方，以拇指和食指环握颈部， 中指和无名指轻轻扣住胸廓。
抓住其肩胛上方，以拇指和食指环握颈部， 中指和无名指轻轻扣住胸廓。
或像抓取大鼠一样抓住双耳和颈背部皮肤。
或像抓取大鼠一样抓住双耳和颈背部皮肤。
另一只手托住臀部。
另一只手托住臀部。
• 注意：豚鼠较为胆小易惊，不宜强 烈刺激和受惊，所以在抓取时，必 须稳、准和迅速；也不能单纯抓取 背腹部。
用镊子将药片送到猴子的舌跟部。
投药完毕，准备闭合猴子嘴巴。
用手将猴子的下巴向上轻轻一拍。猴子自然会将药片吞咽下去。
各种动物一次灌胃能耐受的最大容积
动物种类 小 鼠 体重（g） ＞30 25~30 20~24 ＞300 250~300 ＞300 250~300 200~249 100~199 ＞3500 2500~3500 2000~2400 ＞3000 2500 ~3000 10000~ 15000 最大容积（ml） 1.0 0.8 0.5 6.0 4.0~5.0 8.0 6.0 4.0~5.0 3.0 200 150 100 100~150 50~80 200~500
几种动物不同给药途径的常用注射量（毫升）
注射途径 腹 腔 小鼠 0.2-1.0 大鼠 1-3 豚鼠 2-5 兔 5-10 狗 5-15
肌
静 皮
肉
脉 下
0.1-0.2
0.2-0.5 0.1-0.5
0.2-0.5
1-2 0.5-1.0
0.2-0.5
1-5 0.5-2
0.5-1.0
3-10 1-3
大、小鼠和豚鼠的灌胃
用输血针头 或小号腰穿 针头，将其 尖端斜面磨 平，用焊锡 在针尖周围 焊一圆头， 即成灌胃针 。或购买现 成的灌胃针 。
• 灌胃时将针接在注射器上，吸 入药液。 • 左手抓住鼠背部及颈部皮肤将 动物固定。体位为头高尾低。
右手持注 射器，将 灌胃针插 入动物口 中，沿口 腔顶壁和 咽后壁徐 徐插入食 道。
（4）左前肢为10号、 左侧腹部20号、 左后肢30号， 两耳后部40号、 背部50号、 后肢背部60号， 右前肢70号、 右侧腹部 80号、 右后肢90号 第100号不作染色标记。
（二）穿耳孔法
用专用耳空器在动物耳朵不同部位打一小孔 或缺口表示一定号码的方法，原则是：左耳代表 十位，右耳代表个位。实验动物：兔、犬、猪 （三）标牌法 一般挂在动物的颈部、耳朵、脚上或 实验动物：犬、猴 （四）烙印法 （五）剪毛法
按住兔子的双耳和颈背部。
一只手抓住兔子双耳和颈背部的毛皮提起。
然后另 一只手 托其臀 部，让 其体重 的大部 分集中 在这一 只手上 。
注意：
不能单纯抓双耳或抓提背腹部的毛皮。
• 固定器固定法：耳静脉给药或采血时用盒式固 定法；从颈动脉采血或手术实验时用台式固定 法。 • 盒式固定法：把兔子放在盒子里，只露出头部， 用转扭拧固定器固定家兔。 • 台式固定法：将麻醉的兔子仰卧，用纱布条依 次将四肢捆绑固定于固定台的两侧，然后把头 部放在金属制的首伽和咀环上固定。
第二节、实验动物的抓取与固定
• • • • • 一、小鼠的抓取与固定 二、大鼠的抓取与固定 三、豚鼠的抓取与固定 四、家兔的抓取与固定 五、猴子的抓取与固定
一、小鼠的抓取与固定
• 抓取方法：用右手拇指和食指捏住尾部中段提 起，如果只想移动小鼠，就用两手把它捧起来。 • 手固定法：将右手捏起的小鼠放在笼盖上，用 右手捏其尾部中段，在小鼠向前爬的一瞬间， 用左手的拇指和食指捏住颈背部皮肤，再翻转 左手，将小鼠置于左手掌心中，右手拉住小鼠 尾部，再用左手小指和无名指压住小鼠尾根部 使小鼠整个呈一条直线。固定时注意，过分用 力会使小鼠颈椎脱臼，若用力过轻头部能反转 过来咬伤实验者的手。这种固定方法是灌胃给 药和腹腔注射给药常用的方法。
动物实验技术
Laboratory Animals
实验动物基本操作技术
• • • • • • 第一节、动物实验前的准备 第二节、实验动物的抓取与固定 第三节、实验动物的给药与去毛 第四节、实验动物的麻醉 第五节、实验动物血液、体液的采集 第六节、实验动物的安乐死