细胞如何计数
1、细胞计数方法
细胞如何计数？(整理自网络)
方法一：血球计数盘
此物一般有二个chambers，分别刻有9 个1 mm²大正方形，4 个角落之正方形再细刻为16 个小格，深度均为0.1 mm。
当chamber 上方盖上盖玻片后，每个大正方形之体积为1 mm²×0.1 mm=0.1 mL。
计数每个大正方形内之细胞数目，乘以稀释倍数，再乘以10000，即为每mL 中之细胞数目。
操作步骤
1、取少许细胞悬液（约15 μL）自血球计数盘chamber 上方凹槽加入，盖上盖玻片，于100
倍倒立显微镜下观察；
2、计数四个大方格之细胞总数，再除4，乘以稀释倍数，最后乘以10000，即为每mL 中
细胞悬浮液之细胞数。
若细胞位于刻线上，只计上线与右线之细胞（下线与左线之细胞）。
计算公式为：4个大格细胞总数×稀释倍数×10000/4=细胞数/mL。
注：（1）计数板计数时，最适浓度为5～100000 细胞/mL，此范围外计数误差偏大。
高浓度细胞悬液，可取出部分作稀释或连续稀释后计数。
（2）吸管吸取细胞，让吸管在计数板一侧的凹槽处流出液体，至盖玻片被液体充满为止，不要溢出盖玻片，也不要过少或带气泡；（有人认为，10 uL 就可以被虹吸作用吸入且铺满计数板）。
（3）移液器（20 μL 的微量加样器）吸取20 μL 细胞悬液至计数板边缘，液体经虹吸作用进入凹槽。
（4）静置半分钟再于显微镜下观察。
方法二：粒子计数器自动计数。
细胞计数的方法
细胞计数的方法一、细胞计数简介细胞计数是生物学实验中常用的一种方法，用于确定生物样品中的细胞数量。
它对于研究细胞增殖、细胞死亡、药物毒性等具有重要意义。
目前常用的细胞计数方法包括显微镜计数法、流式细胞术和自动化计数仪。
二、显微镜计数法显微镜计数法是最传统的细胞计数方法之一，其步骤如下：1.准备工作：取出需要计数的样品，将其悬浮在生理盐水或PBS缓冲液中，并充分混合。
2.制备涂片：取出一块干净的载玻片，在玻片上滴上适量的悬浮液，用另一块载玻片将其涂匀。
3.显微镜观察：将制备好的涂片放入显微镜下，选择适当倍率观察，并记录每个视野中出现的细胞数量。
4.计算平均值：随机选择多个视野进行观察，并将每个视野中出现的细胞数量相加，最后除以观察视野总数，即可得到平均值。
5.计算细胞数量：根据平均值和涂片中的面积，可以计算出样品中的细胞数量。
三、流式细胞术流式细胞术是一种高通量的细胞计数方法，它通过将样品中的细胞单个分离并进行检测，可以快速、准确地得到大量数据。
其步骤如下：1.制备单细胞悬液：将需要计数的样品进行消化、分离或剪切等处理，使其成为单个细胞悬液。
2.标记荧光染料：通过荧光染料对单个细胞进行标记，在流式细胞仪中可以对其进行检测。
3.流式细胞仪检测：将标记好的单个细胞悬液注入流式细胞仪中，通过激光束照射和荧光检测器检测，得到每个样本中不同类型的单个细胞数量。
4.数据处理：通过软件对数据进行处理和分析，可以得到每种类型的单个细胞数量以及比例等信息。
四、自动化计数仪自动化计数仪是近年来发展起来的一种新型计数方法，它通过数字化技术和图像处理技术，能够自动识别和计数样品中的细胞。
其步骤如下：1.准备工作：将需要计数的样品制备成单细胞悬液，并将其放入自动化计数仪中。
2.图像采集：自动化计数仪通过高速摄像头拍摄样品中的细胞图像，并对其进行数字化处理。
3.图像分析：通过图像处理软件对数字化后的细胞图像进行分析和识别，得到每个视野中出现的细胞数量。
细胞计数方法
实验原理：当待测细胞悬液中细胞均匀分布时，通过测定一定
体积悬液中的细胞的数目，即可换算出每毫升细胞悬液中细胞的细胞数目。
细胞计数
（1）先用巴氏管将细胞悬液混匀
（2）将细胞悬液吸出少许，滴加在盖片边缘，使悬液充满盖片和计数板之间，静置3min，注意盖片下不要有气泡，也不能让悬液
流入旁边槽中。
用枪吸取54ul细胞悬液放在一片塑料纸上。
（3）再吸取6ul 台盼蓝染色液混入吸出的细胞悬液中。
（4）用枪头混匀混合液
（5）准备好细胞计数板，酒精棉球擦拭一遍。
吸10ul 细胞悬液沿盖玻片吹入，冲入池中，注意不要冲到两边的沟里。
（6）用20倍的显微镜计数，计数原则数上不数下，数左不数右。
（7）稀释倍数计算60/54=1.1
（8）计数公式=（4个大方格细胞总数/4）×104 ×稀释倍数（1.1）=个/ml
（9）说明：公式中除以4，因为计数了4个大格的细胞数。
公式中乘以104因为计数板中每一个大格的体积为：1.0mm（长）
×1.0mm（宽）×0.1mm（高）=0.1mm3而1ml=1000mm3
（10）注意：镜下偶见有两个以上细胞组成的细胞团，应按单个细胞计算，若细胞团10%以上，说明分散不好，需重新制备细胞悬液）。
细胞计数原理
细胞计数原理
细胞计数是生物学和医学领域中常用的实验技术之一，用于确定给定样本中细胞的数量。
细胞计数原理基于显微镜下观察细胞形态、结构和数量的方法。
以下是细胞计数的原理及其步骤。
1. 样本制备：首先，从待测样本中取得一定数量的细胞。
样本可以是细胞培养物、血液样本、组织样本等。
确保样本取得的方式不会破坏细胞的完整性。
2. 稀释样本：根据细胞的浓度，将样本适当稀释。
这样有助于将细胞分散开来，使其更容易被计数和观察。
3. 准备计数室：可以使用计数室或者用带有方格的显微镜载片。
计数室有预定的区域，用来放置需要计数的细胞。
4. 抹片制作：在计数室或者显微镜载片上制作细胞抹片。
将少量稀释的细胞放在载玻片上，然后用另一块载玻片将其涂抹开来，形成一个薄层的细胞悬液。
5. 显微镜观察：在显微镜下使用适当的放大倍率观察制作好的细胞抹片。
细胞通常可见为圆形或不规则形状。
6. 细胞计数：通过目视细胞数量和位置进行计数。
通常是在计数室或方格中选择一个特定的区域计数，然后根据所选择的区域的大小和形状进行计算。
7. 计算细胞浓度：使用计数的结果可以计算出细胞的浓度。
假
设样本已经稀释了，可以将计数的细胞数乘以稀释倍数来计算初始样本中的细胞数量。
细胞计数是许多实验和研究中必不可少的步骤。
通过了解细胞计数的原理和步骤，可以对细胞样本的数量和浓度进行准确的评估。
细胞计数方法有哪些
细胞计数方法有哪些细胞计数对于细胞生物学的研究至关重要。
它可以用于许多不同的应用，例如研究细胞生长、分裂、死亡以及受到不同条件或处理的影响。
在本篇回答中，我将介绍一些常见的细胞计数方法，以及它们的优缺点和适用范围。
1. 显微镜计数法：显微镜计数法是最基本、最直观的细胞计数方法之一。
通过显微镜观察细胞的数量和形态，然后进行统计分析。
这种方法适用于讲究精确度的研究，特别是对于较大和集群生长的细胞，如哺乳动物细胞。
优点是分析过程直观，能够同时观察细胞的形态和数量。
缺点是操作耗时耗力，且可能存在人为误差。
2. 直接计数法：直接计数法是一种快速、简单的方法，适用于细胞密度较低的情况。
它基于将细胞悬浮液均匀分布在已知面积的计数板上，并计算每个小方格内的细胞数量，然后乘以补偿系数得到总细胞数。
这种方法适用于细胞密度在10^2至10^4个/ml之间的情况。
优点是操作简单，且不需要特殊设备，缺点是结果的准确性受到细胞的聚集性和悬浮液的均匀性的影响。
3. 懒汉计数法：懒汉计数法基于细胞在给定时间间隔内通过视图的个数来估计细胞的数量。
对于细胞移动速度较快的情况，这种方法特别适用。
它通过视图的帧数和平均细胞速度来计算细胞的数量。
这种方法适用于类似高速运动的单细胞生物或进化学研究。
优点是操作简单，结果快速。
缺点是对细胞移动速度的变化比较敏感，需要校正因素以提高准确性。
4. 溶解度计数法：溶解度计数法是一种通过测定细胞的光学密度来估计细胞数量的方法。
它基于细胞与显微镜下的颜色反射率之间的关系，通过读取吸光度来计算细胞数量。
这种方法适用于大批量细胞的快速计数，尤其是在医学和工业应用中。
优点是操作简单，结果快速，缺点是结果的准确性受到光条件和细胞的固定性的影响。
5. 流式细胞计数法：流式细胞计数法是一种利用流式细胞仪进行细胞计数的方法。
它基于细胞通过光束射流系统时，通过检测细胞在流式细胞仪的指定光学路径中所散射和/或发射的光信号来计数细胞。
细胞计数方法------细胞计数板法..
细胞计数方法------细胞计数板法实验原理：当待测细胞悬液中细胞均匀分布时，通过测定一定体积悬液中的细胞的数目，即可换算出每毫升细胞悬液中细胞的细胞数目。
具体操作：1. 将计数板与盖片擦拭干净，并将盖片盖在计数板。
2. 将细胞悬液吸出少许，滴加在盖片边缘，使悬液充满盖片和计数板之间，静置3min，注意盖片下不要有气泡，也不能让悬液流入旁边槽中。
3. 计算板四大格细胞总数，压线细胞只计左侧和上方的。
然后按公式计算：细胞数/mL=四大格细胞总数/4×104个/ml(注：当细胞很多时，可在四个格中选一定数目较平均的小格，由于每大格中有16个小格，然后计左侧和上方的细胞数，求出每小格的细胞数，取平均值m，m ×16即每个格的平均值。
所以，细胞密度=m×16×104个/ml)说明：公式中除以4，因为计数了4个大格的细胞数。
公式中乘以104因为计数板中每一个大格的体积为：1.0mm〔长〕×1.0mm〔宽〕×3而 1ml=1000ul=1000mm3〔注意：镜下偶见有两个以上细胞组成的细胞团，应按单个细胞计算，假如细胞团10%以上，说明分散不好，需重新制备细胞悬液。
〕================================================细胞计数板的使用一、血球计数板-根本构造血球计数板是一块特制的厚型载玻片，载玻片上有四个槽构成三个平台。
中间的平台较宽，其中间又被一短横槽分隔成两半，每个半边上面各刻有一小方格网，每个方格网共分九个大格，中央的一大格作为计数用，称为计数区。
计数区的刻度有两种：一种是计数区分为16个大方格〔大方格用三线隔开〕，而每个大方格又分成25个小方格；另一种是一个计数区分成25个大方格〔大方格之间用双线分开〕，而每个大方格又分成16个小方格。
但是不管计数区是哪一种构造，它们都有一个共同特点，即计数区都由400个小方格组成。
细胞计数方法-细胞计数板法
细胞计数方法--—--—细胞计数板法实验原理：当待测细胞悬液中细胞均匀分布时，通过测定一定体积悬液中得细胞得数目,即可换算出每毫升细胞悬液中细胞得细胞数目。
具体操作:1、将计数板及盖片擦拭干净,并将盖片盖在计数板．2、将细胞悬液吸出少许,滴加在盖片边缘,使悬液充满盖片与计数板之间,静置3min,注意盖片下不要有气泡，也不能让悬液流入旁边槽中。
3、计算板四大格细胞总数,压线细胞只计左侧与上方得。
然后按公式计算:细胞数/mL=四大格细胞总数/4×１0个/ml（注：当细胞很多时,可在四个格中选一定数目较平均得小格,由于每大格中有16个小格,然后计左侧与上方得细胞数,求出每小格得细胞数，取平均值m,ｍ×16即每个格得平均值。
所以,细胞密度=m×１6×10个/mｌ)说明:公式中除以4,因为计数了4个大格得细胞数。
公式中乘以10因为计数板中每一个大格得体积为：1、0mm(长）×1、0mｍ(宽）×0、1mｍ(高)=0、1mm 而1ml＝1000ｕl=1０００ｍm(注意:镜下偶见有两个以上细胞组成得细胞团,应按单个细胞计算,若细胞团10%以上,说明分散不好,需重新制备细胞悬液。
)========＝==＝＝=====＝===＝=＝＝＝=====＝======＝====＝===细胞计数板得使用一、血球计数板-基本构造血球计数板就是一块特制得厚型载玻片,载玻片上有四个槽构成三个平台。
中间得平台较宽,其中间又被一短横槽分隔成两半,每个半边上面各刻有一小方格网,每个方格网共分九个大格,中央得一大格作为计数用,称为计数区.计数区得刻度有两种：一种就是计数区分为16个大方格（大方格用三线隔开）,而每个大方格又分成2５个小方格;另一种就是一个计数区分成25个大方格(大方格之间用双线分开),而每个大方格又分成16个小方格。
但就是不管计数区就是哪一种构造,它们都有一个共同特点，即计数区都由400个小方格组成。
细胞计数步骤
细胞计数步骤
细胞计数是一种常见的实验技术，用于确定特定样品中的细胞数目。
以下是细胞计数的一般步骤：
1. 准备样品：准备需要计数的细胞悬液样品。
样品可以是来自培养皿中的细胞，体液样品或者其他含有细胞的溶液。
2. 稀释样本：如果细胞密度太高，需要将样本稀释到适当的浓度，以便在计数室域中能够分开个体细胞。
3. 准备计数室：使用计数室，如海因克计数室或Neubauer计数室，这些计数室提供了一个已知的深度和特定面积的格子，用来计数细胞。
在计数室的计数区域之外也需要一个混合室。
4. 加载计数室：将稀释好的细胞悬液在计数室中进行装填。
这通常通过使用玻璃毛细管或现代的自动装填器进行。
5. 观察和计数：使用显微镜在计数室中观察细胞。
细胞通常在显微镜下呈现为固定模式，例如在方形或菱形格子中。
根据细胞类型和图案，可以通过显微镜逐个计数细胞，或者使用图像分析软件进行自动计数。
6. 记录结果：将观察到的细胞数目记录下来。
细胞计数可以根据计数室中的格子大小和深度，然后通过一个简单的公式来计算出最终的细胞密度。
最好进行多次计数和重复实验以提高准确性，并在获得结果后进行进一步的数据分析。
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细胞计数，看起来简单，其实暗藏玄机。
今天就一起来学习下如何计数。
1原理
计算细胞数目可用血球计数盘或是Coultercounter粒子计数器自动计数。
血球计数盘一般有二个 chambers，每个 chamber 中细刻 9 个 1 mm² 大正方形，其中 4 个角落之正方形再细刻 16 个小格，深度均为 0.1 mm。
当 chamber 上方盖上盖玻片后，每个大正方形之体积为 1 mm²×0.1 mm=0.0001 mL。
使用时，计数每个大正方形内之细胞数目，乘以稀释倍数，再乘以 10000，即为每 mL 中之细胞数目。
存活测试之步骤为 dyeexclusion，利用染料会渗入死细胞中而呈色，而活细胞因细胞膜完整，染料无法渗入而不会呈色。
一般使用蓝色之 trypan blue 染料，如果细胞不易吸收 trypan blue，则用红色之 Erythrosin bluish。
计算细胞活率：活细胞数/（活细胞数+死细胞数）×100%。
计数应在台盼兰染色后数分钟内完成，随时间延长，部分活细胞也开始摄取染料；因为台盼兰对蛋白质有很强的亲和力，用不含血清的稀释液，可以使染色计数更为准确。
2材料
∙0.4% w/v trypan blue
∙Erythosin bluish stain
∙取 0.1 gram Erythrosin bluish 及 0.05 gram preservative methyl paraben 溶于 100 mL Ca++/Mg++ freesaline
∙血球计数盘及盖玻片
∙计数器
∙低倍倒立显微镜
∙粒子计数器
∙白细胞稀释液（4% 乙酸溶液）。
3步骤
（1）取 50 μL 细胞悬浮液与 50 μL trypan blue（or Erythrosinbluish）等体积混合均匀于 1.5 mL 小离心管中。
（2）取少许混合液（约 15 μL）自血球计数盘 chamber 上方凹槽加入，盖上盖玻片，于 100 倍倒立显微镜下观察，活细胞不染色，死细胞则为蓝色 (或红色 Erythrosin bluish)。
（3）计数四个大方格之细胞总数，再除 4，乘以稀释倍数 (至少乘以 2，因与trypanblue 等体积混合)，最后乘以 10000，即为每 mL 中细胞悬浮液之细胞数。
若细胞位于线上，只计上线与右线之细胞 (或计下线与左线之细胞)。
注：4 大格细胞总数×稀释倍数×10000/4=细胞数/mL；每一大格的体积=0.1 cm×0.1 cm×0.01 cm=0.0001 mL 。
计数板计数时，最适浓度为 5～100000 细胞/mL，此范围外计数误差偏大。
高浓度细胞悬液，可取出部分作稀释或连续稀释后计数。
5范例
T75 monolayer culture 制成 10 mL 细胞悬浮液，取 0.1 mL 溶液与 0.1 mL trypan blue 混合均匀于试管中，取少许混合液加入血球计数盘，计数四大方格内之细胞数目。
活细胞数/方格：55，62，49，59；死细胞数/方格：5，3，4，6；细胞总数=243 。
平均细胞数/方格=60.75；稀释倍数=2
细胞数/mL：60.75×10000×2（稀释倍数）=1.22×10000000
细胞数/flask（10 ml）：1.22×1000000×10 ml=12.2×10000000
存活率：225/243﹦92.6%
6要点
（1）计数板和盖玻片擦拭好，绸布拭干。
（2）充分混匀细胞悬液（细胞活力高时，不必用胎盘兰染）。
（3）吸管取 1 滴至计数板：
∙吸管吸取细胞，让吸管在计数板一侧的凹槽处流出液体，至盖玻片被液体充满为止，不要溢出盖玻片，也不要过少或带气泡；（有人认为，10 uL 就可以被虹吸作用吸入且铺满计数板）。
∙移液器（20 μL 的微量加样器）吸取 20 μL 细胞悬液至计数板边缘，液体经虹吸作用进入凹槽。
（4）静置半分钟。
（5）在显微镜下观察（10 × 物镜），2 个以上细胞组成的细胞团按一个细胞计算，压线的细胞只计上线和左线者（防止细胞被重复计数）。
4 大格* 细胞总数* 2 * 10000/4 = 细胞数/mL * 每一大格的体积= 0.1 cm x
0.1 cm x 0.01 cm = 0.0001 mL
作者：zjlijing
配图来源：网络
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