动物实验操作基本方法PPT课件
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2021/3/7
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腹主动脉采血
方法：动物要麻醉后进行，用针管在腹主动脉分
叉处，与血管平行刺入。
对象：大、小鼠等。
特点：需要血量较大，且不需要继续保存动物生 命时用本法。
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心脏采血
方法：将动物背位固定，在左胸第2至第4肋间剪毛一块，用碘酒和
酒精消毒。然后用配有7号针头的10ml注射器，在心跳最明显处作穿 刺。针头刺入心脏后即见血液流入注射器；或边刺边抽，直至血液流 入注射器。取得所需血量后，迅速将针头拔出，这样心肌上的穿刺孔 较易闭合。
用右手拇指和 食指抓住大鼠 尾巴中部将大 鼠提起，放在 大鼠饲养盒的 面罩上。
左手顺势按、 卡在大鼠躯干
背部，稍加压 力向头颈部滑 行。
以左手拇指和 食指捏住大鼠 两耳后部的头 颈皮肤，其余 三指和手掌握 住大鼠背部皮 肤，完成抓取 固定。
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•豚鼠的捉持
先用左手轻轻 扣、按住豚鼠 背部。
对象：大、小鼠等。
特点：中等血量（0.2～0.3ml，小鼠；0.5～1.0ml，大白
鼠），避免动物死亡。
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断头采血
方法：左手以拇指和食指保持动物的头颈部，使
其头略下倾，右手持剪刀猛力剪断鼠颈，让血液
滴入盛器。
对象：大、小鼠等。
特点：需要血量较大（小白鼠可采血0.8～1.0ml， 大白鼠可采血5.0～8.0ml） ，且不需要继续保存 动物生命时用本法。
•皮下注射给药——大小鼠
颈背部、腋下、 腹侧和后肢的皮 下
注射针头取一 锐角角度刺入 皮下。
将针头轻轻向 左右 摆动，易 摆动则表示已
刺入皮下。
再轻轻抽吸， 如无回血，
可缓慢地将 药物注入皮下
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•静脉注射给药——大小鼠
将大小鼠放在金 属笼或小鼠固定 器 中，通过金属
笼或大小鼠固定 器的孔拉出鼠尾 巴
内，灌胃者用左 手拇指和中指挤 压兔两颊，将下 颌挤开使兔被动 张口。
右手将开口器 从一侧口角插 入口腔并固定。
胃管经开口器 的孔插入，向 前推进约15cm， 可达胃内。
在插管时应将 胃管另一端泡 在水中确认没 有冒气泡，即 可用注射器经
胃管注入药 液。
豚鼠灌胃同 家兔
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在静脉血管的 近心端，用乳 胶管扎紧肢体， 使血管充盈， 注射器针头向 静脉血管的近 心端方向穿刺 。
回抽注射器针 栓，如有回血， 则证明针尖在 血管内，即可 推注药液。
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•静脉注射给药——兔
兔放在固定架内， 酒精消毒并揉搓 血管，使兔的耳 缘静脉充盈。
用左手食指和中 指夹住兔的耳缘 静脉的近端，拇 指绷紧静脉的远 端，无名指和小 指放在耳郭下作 垫。
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尾尖采血
方法：固定动物并露出鼠尾，将尾部在45℃的温水中 浸泡数分钟（或以二甲苯棉球涂擦），使尾部血管扩 张。将鼠尾擦干，用锐器切去尾尖0.3～0.5cm，让血 液滴入盛器或直接以血红蛋白吸管吸取。 对象：大、小鼠 特点：小量采血，可以多次采血。
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2
眼眶静脉丛采血
用粗棉绳兜住 狗的下颌，并 在上颌打结 （勿太紧）。
•犬的捉持
如犬不合作， 则先用一根特 制长柄狗头夹， 从后面夹住犬 颈，限制犬头 部活动，再按 上述方法捆住 犬嘴。
实验动物的捉 拿.MPG
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•灌胃给药——大小鼠
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剂量：小鼠约0.1-0.5ml／10g体重。最大体积为1.0ml/只 大鼠约1-2 ml／100g体重，最大体积为1.0ml/只
右手拿注射器， 针尖的斜面朝 上，将针 头从远心端插 入血管
回抽有血即可
注射，拔针后 用棉球止血
豚鼠可用足 背静脉注射
实验动物的 给药.MPG
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二、实验动物的采血
1 尾尖采血
眼眶静脉丛采血
2
断头采血 腹主动腹脉主动采脉血采血 心脏采血 静脉采血
3 4 5 6
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动物实验操作基本方法
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Contents
1 实验动物的捉持与给药 2 实验动物的采血 3 实验动物的编号和分组 4 实验动物的麻醉
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பைடு நூலகம்
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一、捉持与给药
小鼠 大鼠 豚鼠 家兔 犬
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•小鼠的捉持
1、用右手拇指 和食指捏住小鼠 尾巴中部将小鼠 提起，放在饲养 合的面罩上。
用左手捏住鼠 尾巴中下部， 用75％
酒精棉球反 复擦拭尾部
大鼠亦可用
舌下静脉注
射
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注射时，以左 手拇指和中指 捏住鼠尾两侧， 用食指从下面 托起尾，
右手持4号针 头的注射器， 使针头与
静脉平行 （小于30度角）
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•静脉注射给药——犬
前肢皮下头静脉 或后肢小隐静脉 注射 。
先将注射部位毛 剪去 。
用左手拇指和 食指迅速、准 确地捏住小鼠 的两耳后及颈 背部的皮肤， 将小鼠提起。
翻转左手掌， 以左手掌心和 中指夹小鼠背 部的皮肤，使 小鼠整个呈一 条直线。
用左手拇指和 食指迅速、准 确地捏住小鼠 的两耳后及颈 背部的皮肤， 将小鼠提起。
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•大鼠的捉持
首先戴好防护 手套
方法：用左手捉鼠，拇指及中指抓住头颈部皮肤，食指按 于眼后，使眼球轻度突出，眼底球后静脉丛淤血。右手持
取内径为1.0-1.5mm的玻璃毛细管（临用前折断成1-1.5cm长的毛细管
段，浸入1％肝素溶液中，干燥后用）刺入深度小鼠2～3mm，大 鼠4～5mm。当感到有阻力时再稍后退，得到所需要的血量 后，拔出。
1、将灌胃针连 接在注射器上， 吸入一定量的 药液。
左手捉持动物， 使头部向上。
右手持针，把 灌胃针头的前 端放进动物的 口腔，顺着上 腭部插入咽部， 顺咽后壁轻轻 往下推。
用右手食指将 针栓慢慢往下 压，将注射器 中的药液灌入 动物的胃中。
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•灌胃给药——兔
将兔放进固 定架
顺势抓紧其肩 胛上方皮肤，
拇指和食指环 箍其颈部。
用右手轻轻托 住其臀部，
即可将豚鼠抓 取固定。
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•兔的捉持
用右手抓住兔 颈部的被毛和 皮肤，轻轻把 兔提起。
用左手托住兔 的臀部
家兔的固定方 式有腹卧式和 仰卧式两种
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实验者先抚摩， 逐步接近，勿 使其惊恐或将 其激怒。
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《如何做好动物实验》课件
在进行动物实验前，需要根 据研究目的确定实验方案和 样本大小，并进行实验前的 评估和风险分析。
动物实验伦理审核与审 批
动物实验需要进行道德和合 规性审核，确保实验合法和 正确。这通常涉及机构、委 员会和法规等多个层面。
实验器材、试剂和动物 供应
实验器材、试剂和动物供应 是实验前必须准备的。这需 要考虑数量、质量和可靠性 等因素。
如何合理使用动物实验？
动物实验是研究新药物、新治疗 方案、疫苗等治疗和预防人类和 动物疾病的安全性和有效性的关 键步骤。动物实验也用于研究生 物学机制，为临床应用提供指导。
动物实验必须遵循伦理和法律， 科学合理，实验过程中要尽可能 减少动物痛苦和不适，保证研究 的可靠性和有效性。
实验前准备
实验前评估与计划
实验中的注意事项
1
实验操作规范和技巧
2
实验操作需要严格遵守操作规范和技巧，
保证实验的科学性和可靠性，同时减少
动物痛苦和不适。
3
动物饲养和管理
动物饲养和管理是动物实验的基础，保 证动物健康和实验可靠。这包括饲养环 境、质量和数量等方面。
动物实验中的常见问题和应对方 法
动物实验中可能出现的问题包括生物种 群的不同、实验设计的问题和数据分析 的挑战等。这需要科学家和实验人员具 备一定的专业技能和解决问题的能力。
实验后处理
动物安乐死和尸检
实验结束后，必须进行动物安乐 死和尸检，防止动物痛苦和快速 清除实验的遗留物。
科学数据的分析和报告撰写 实验结束后的动物处置
实验数据需要科学分析和报告撰 写，确保实验结果正确、可靠和 有参考价值。
实验结束后，必须对动物进行合 理处置，包括动物残体处理和实 验设备、器材的清洗消毒。
动物实验伦理审核与审 批
动物实验需要进行道德和合 规性审核，确保实验合法和 正确。这通常涉及机构、委 员会和法规等多个层面。
实验器材、试剂和动物 供应
实验器材、试剂和动物供应 是实验前必须准备的。这需 要考虑数量、质量和可靠性 等因素。
如何合理使用动物实验？
动物实验是研究新药物、新治疗 方案、疫苗等治疗和预防人类和 动物疾病的安全性和有效性的关 键步骤。动物实验也用于研究生 物学机制，为临床应用提供指导。
动物实验必须遵循伦理和法律， 科学合理，实验过程中要尽可能 减少动物痛苦和不适，保证研究 的可靠性和有效性。
实验前准备
实验前评估与计划
实验中的注意事项
1
实验操作规范和技巧
2
实验操作需要严格遵守操作规范和技巧，
保证实验的科学性和可靠性，同时减少
动物痛苦和不适。
3
动物饲养和管理
动物饲养和管理是动物实验的基础，保 证动物健康和实验可靠。这包括饲养环 境、质量和数量等方面。
动物实验中的常见问题和应对方 法
动物实验中可能出现的问题包括生物种 群的不同、实验设计的问题和数据分析 的挑战等。这需要科学家和实验人员具 备一定的专业技能和解决问题的能力。
实验后处理
动物安乐死和尸检
实验结束后，必须进行动物安乐 死和尸检，防止动物痛苦和快速 清除实验的遗留物。
科学数据的分析和报告撰写 实验结束后的动物处置
实验数据需要科学分析和报告撰 写，确保实验结果正确、可靠和 有参考价值。
实验结束后，必须对动物进行合 理处置，包括动物残体处理和实 验设备、器材的清洗消毒。
小鼠实验的基本技术和方法ppt课件
重。
小鼠皮下注射
小鼠尾静脉注射
• （4）腹腔注射给药法：小鼠的注射量为 0.1-0.2毫升/10克 。
• （5）肌肉注射给药法： • （6）脑内注射给药法：
小鼠腹腔注射
• （四）麻醉法 • 1、吸入麻醉法：常用麻醉剂为乙醚。 • 2、腹腔麻醉法：常用麻醉剂是戊巴比妥钠，
用生理盐水配成浓度为2%的溶液，用量为 0.023毫升/10克体重。
• （五）采血法 • 1、剪尾尖法： • 2、切割尾静脉采血法：
小鼠剪尾采血
• 3、眼部采血： • （1）眼眶后静脉窦采血 • （2）摘除眼球采血法：
小鼠内眦采血
• 4、心脏采血法 • （1）穿刺法：每次采血量为0.5-0.6ml。 • （2）开胸法 ： • 5、断头采血法 ：可采血0.8-1ml。
• 三、实验材料及标本 18-22克小鼠（每人一只）。
• 四、实验内容及方法 • （一）小鼠抓取固定方法
பைடு நூலகம்
小鼠保定技术
• （二）标记法 • 1、永久标记法： • 2、短期标记法：也称染色标记法 。
• （三）给药法 • （1）口服法： • （2）强制灌胃法：
小鼠灌胃
• 2、注射给药法 • （1）皮下注射给药法： • （2）皮内注射给药法： • （3）静脉注射给药法：剂量为0.05-0.1mg/10g体
• 一、实验目的 • （一）掌握小鼠抓、取、固定的基本方法。 • （二）熟悉鼠类的染色、标记的基本方法。 • （三）掌握鼠类的给药、麻醉的基本操作技术和
方法。 • （四）熟练掌握小鼠基本采血技术和方法。
• 二、实验用品 • 1ml注射器、5毫升注射器、针头、500毫升
烧杯、手术剪、镊子、止血钳、灌胃针头、 棉球、生理盐水、75%酒精等。
小鼠皮下注射
小鼠尾静脉注射
• （4）腹腔注射给药法：小鼠的注射量为 0.1-0.2毫升/10克 。
• （5）肌肉注射给药法： • （6）脑内注射给药法：
小鼠腹腔注射
• （四）麻醉法 • 1、吸入麻醉法：常用麻醉剂为乙醚。 • 2、腹腔麻醉法：常用麻醉剂是戊巴比妥钠，
用生理盐水配成浓度为2%的溶液，用量为 0.023毫升/10克体重。
• （五）采血法 • 1、剪尾尖法： • 2、切割尾静脉采血法：
小鼠剪尾采血
• 3、眼部采血： • （1）眼眶后静脉窦采血 • （2）摘除眼球采血法：
小鼠内眦采血
• 4、心脏采血法 • （1）穿刺法：每次采血量为0.5-0.6ml。 • （2）开胸法 ： • 5、断头采血法 ：可采血0.8-1ml。
• 三、实验材料及标本 18-22克小鼠（每人一只）。
• 四、实验内容及方法 • （一）小鼠抓取固定方法
பைடு நூலகம்
小鼠保定技术
• （二）标记法 • 1、永久标记法： • 2、短期标记法：也称染色标记法 。
• （三）给药法 • （1）口服法： • （2）强制灌胃法：
小鼠灌胃
• 2、注射给药法 • （1）皮下注射给药法： • （2）皮内注射给药法： • （3）静脉注射给药法：剂量为0.05-0.1mg/10g体
• 一、实验目的 • （一）掌握小鼠抓、取、固定的基本方法。 • （二）熟悉鼠类的染色、标记的基本方法。 • （三）掌握鼠类的给药、麻醉的基本操作技术和
方法。 • （四）熟练掌握小鼠基本采血技术和方法。
• 二、实验用品 • 1ml注射器、5毫升注射器、针头、500毫升
烧杯、手术剪、镊子、止血钳、灌胃针头、 棉球、生理盐水、75%酒精等。
动物实验技术PPT课件
不同种系的实验动物对相同因素的刺激反 应既有共同性的一面，也存在一些特殊反应， 同样的刺激对一些动物敏感，但对另外一些动 物可能不敏感。因此在实验研究中选用那些有 特殊反应、对实验研究敏感的动物作为实验对 象，也是保证实验成功的重要因素。
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（三）标准化原则
标准化原则是指动物实验中选择与课题 研究的目的、内容、水平相匹配的标准化 的实验动物。只有选用经微生物、寄生虫 学、遗传学、环境及营养控制的标准化实 验动物，才能排除生物因素、遗传因素、 环境及营养因素对实验结果的干扰。
50
2、购入动物时，应向供应单位及时索取 动物的遗传背景、微生物背景、质量合格 证、动物的年龄、体重等资料。
51
3、购入动物时，无论运输距离的远近，都 应考虑运输环境的温度、湿度、饮食以及 途中污染和窒息死亡等问题。
52
4、购入清洁级以上的动物，应采用带有空 气过滤膜的无菌运输罐或带过滤帽的笼盒 运输，严格检查其密封状况。
7
动物实验技术：
研究动物实验所需的各种条件、方法、 技术，以保证取得科学的、完整的、先进的实 验结果。
8
动物实验的要求..
1、科学性 2、经济性 3、伦理性
9
科学性要求
标准化的动物 标准化的实验条件 标准化的操作规程
10
经济性要求
动物的选择 实验方法的选择
11
伦理性要求
动物福利 3R原则
12
22
(二) 常用动物外科手术器械
（三）手术器械的消毒 1、煮沸灭菌法、 2、 高压蒸气灭菌法 3、化学药品灭菌法。
23
（四）敷料、手术巾、手术衣、帽、口 罩的消毒
24
五. 手术人员的准备 为了保证无菌手术的进行,手术人
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（三）标准化原则
标准化原则是指动物实验中选择与课题 研究的目的、内容、水平相匹配的标准化 的实验动物。只有选用经微生物、寄生虫 学、遗传学、环境及营养控制的标准化实 验动物，才能排除生物因素、遗传因素、 环境及营养因素对实验结果的干扰。
50
2、购入动物时，应向供应单位及时索取 动物的遗传背景、微生物背景、质量合格 证、动物的年龄、体重等资料。
51
3、购入动物时，无论运输距离的远近，都 应考虑运输环境的温度、湿度、饮食以及 途中污染和窒息死亡等问题。
52
4、购入清洁级以上的动物，应采用带有空 气过滤膜的无菌运输罐或带过滤帽的笼盒 运输，严格检查其密封状况。
7
动物实验技术：
研究动物实验所需的各种条件、方法、 技术，以保证取得科学的、完整的、先进的实 验结果。
8
动物实验的要求..
1、科学性 2、经济性 3、伦理性
9
科学性要求
标准化的动物 标准化的实验条件 标准化的操作规程
10
经济性要求
动物的选择 实验方法的选择
11
伦理性要求
动物福利 3R原则
12
22
(二) 常用动物外科手术器械
（三）手术器械的消毒 1、煮沸灭菌法、 2、 高压蒸气灭菌法 3、化学药品灭菌法。
23
（四）敷料、手术巾、手术衣、帽、口 罩的消毒
24
五. 手术人员的准备 为了保证无菌手术的进行,手术人
动物实验基本技术和方法PPT课件全文编辑修改
动物，即2号动物调整到B组。 ⑦最终分组
A：3，9，10，12
B；1， 2 ，4，6 C：5，7，8，11
第49页，共115页。
七、去毛
1、剪毛：弯头剪毛剪。 2、拔毛：大小鼠尾静脉、家兔耳缘静脉
注射。 3、剃毛：将剃毛部位先用剪刀粗剪一遍，
蘸温肥皂水润湿，用剃刀顺着被毛方 向剃毛，用电动剃毛推剪，则逆被毛 向剃毛。
组别： B， C， A， B， C， B， C， C， A， A，C， A
第48页，共115页。
⑤ A：3，9，10，12 Bห้องสมุดไป่ตู้1，4，6
C：2，5，7，8，11
⑥调整分组：接刚才随机数字10继续抄表得随机 数字61，用61除以5（因为需要把C组的5个数 字调整掉一个），得余数1，所以把C组的第1个
第39页，共115页。
五、编号和标记
1、染色法：浅色动物 3.5-5％苦味酸溶液（黄色） 0.5%中性红或碱性品红溶液（红色） 煤焦油酒精溶液（黑色） 龙胆紫溶液（紫色）
第40页，共115页。
第41页，共115页。
2、打耳孔法：小型动物
第42页，共115页。
3、剪趾法：小型动物
第43页，共115页。
第52页，共115页。
（三）灌胃（i.g)
1、小鼠、大鼠、豚鼠
灌胃时将灌胃针按在注射器上，吸入药液。左手抓住 鼠背部及颈部皮肤将动物固定，右手持注射器， 将灌胃针插入动物口中，沿咽后壁徐徐插入食道。 动物应固定成垂直体位，针插入时应无阻力。若 感到阻力或动物挣扎时，应立即停止进针或将针 拔出，以兔损伤或穿破食道以及误入气管。
随机数字78，用78除以8（因为需要把A组的 8个数字调整掉一个），得余数6，所以把A组 的第6个动物，即12号动物调整到B组
A：3，9，10，12
B；1， 2 ，4，6 C：5，7，8，11
第49页，共115页。
七、去毛
1、剪毛：弯头剪毛剪。 2、拔毛：大小鼠尾静脉、家兔耳缘静脉
注射。 3、剃毛：将剃毛部位先用剪刀粗剪一遍，
蘸温肥皂水润湿，用剃刀顺着被毛方 向剃毛，用电动剃毛推剪，则逆被毛 向剃毛。
组别： B， C， A， B， C， B， C， C， A， A，C， A
第48页，共115页。
⑤ A：3，9，10，12 Bห้องสมุดไป่ตู้1，4，6
C：2，5，7，8，11
⑥调整分组：接刚才随机数字10继续抄表得随机 数字61，用61除以5（因为需要把C组的5个数 字调整掉一个），得余数1，所以把C组的第1个
第39页，共115页。
五、编号和标记
1、染色法：浅色动物 3.5-5％苦味酸溶液（黄色） 0.5%中性红或碱性品红溶液（红色） 煤焦油酒精溶液（黑色） 龙胆紫溶液（紫色）
第40页，共115页。
第41页，共115页。
2、打耳孔法：小型动物
第42页，共115页。
3、剪趾法：小型动物
第43页，共115页。
第52页，共115页。
（三）灌胃（i.g)
1、小鼠、大鼠、豚鼠
灌胃时将灌胃针按在注射器上，吸入药液。左手抓住 鼠背部及颈部皮肤将动物固定，右手持注射器， 将灌胃针插入动物口中，沿咽后壁徐徐插入食道。 动物应固定成垂直体位，针插入时应无阻力。若 感到阻力或动物挣扎时，应立即停止进针或将针 拔出，以兔损伤或穿破食道以及误入气管。
随机数字78，用78除以8（因为需要把A组的 8个数字调整掉一个），得余数6，所以把A组 的第6个动物，即12号动物调整到B组
药理学动物实验基本方法ppt课件
用右手食指将 针栓慢慢往下 压，将注射器 中的药液灌入 动物的胃中。
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•灌胃给药——兔
将兔放进固 定架
内，灌胃者用左 手拇指和中指挤 压兔两颊，将下 颌挤开使兔被动 张口。
右手将开口器 从一侧口角插 入口腔并固定。
胃管经开口器 的孔插入，向 前推进约15cm， 可达胃内。
在插管时应将 胃管另一端泡 在水中确认没 有冒气泡，即 可用注射器经
对象：兔、豚鼠等。
特点：采血量较大，继续保存动物生命。
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静脉采血
方法：将家兔放在固定箱内，剪去拟采血耳壳上的毛，用电灯照射
加热或用二甲苯棉球涂擦耳壳，使耳部血管扩张。用粗针头刺破耳缘 静脉或以刀片在血管上切一小口，让血液自然流出，滴入已放有抗凝 剂的盛器中。采血完毕，用干棉球压住出血口，以待止血。如一时不 易止血，可用木夹夹住耳壳10～20分钟。
2.在C2单元格键入“=RAND()”后回车产生一个随机数字，然后同样利用其自动填充功能在C2～C33 生成一列随机数。需注意的是这里产生的随机数是会随着单元格的操作而变化的。故需选中“C2” 至“C33”单元格区域,复制所选中的区域,并以数据格式进行选择性粘贴。
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3.选中A、B、C 列,单击菜单栏“数据”→“排序”,在弹出的“排序”对话框中,选择以“区组” 为“主要关键字”排序“, 随机数”为“次要关键字”排序,然后,单击“确定”按钮,即完成以区 组单位的随机数字排序
先将注射部位毛 剪去 。
在静脉血管的 近心端，用乳 胶管扎紧肢体， 使血管充盈， 注射器针头向 静脉血管的近 心端方向穿刺 。
回抽注射器针 栓，如有回血， 则证明针尖在 血管内，即可 推注药液。
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•静脉注射给药——兔
动物实验PPT课件
9
注意点： 抓取小鼠时动作要 迅速，要轻 防止被小鼠转过头 咬，抓其颈后皮肤要 多 如果被பைடு நூலகம்，应立即 挤出血液，清水冲洗
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2、性别的判定
未成熟鼠：生殖器发 育不明显，肛门与生 殖器之间的距离来区 分。远——♂、近— —♀。
成年鼠：雄性卧位可 见睾丸，雌性可见腹 部有5对乳头。
11
1
12
3、小鼠的给药操作
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1、抓取和固定： 抓取：习惯用右手者，
首先用右手从笼盒内将 小鼠尾中部或基部抓住 (不可抓尾尖)，并提起或 放在左手上。
6
固定
先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉。 7
在鼠向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳 和颈部皮肤。
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将小鼠置于左手掌心，无名指和小指夹其背部皮
肤和尾部，即可将小鼠完全固定。
（1）灌胃
左手固定小鼠使其头部向上，右 手持灌胃器。头后仰使口腔与食 道成一直线，将灌胃针沿一侧口 角进针，紧贴咽后壁慢慢插入食 道滑入动物的胃内，进针2/3后灌 生理盐水0.5ml。
注意事项：
抓取老鼠时应是鼠成竖直线
灌胃成功时，所遇阻力较小。若感到阻 力或动物挣扎时，应立即停止进针或将 针拔出，以免损伤或穿破食道以及误入 气管。
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穿刺前，碘伏消毒眼周皮毛，左手固定小鼠，右手穿刺。固 定小鼠的方式如照片所示：应让眼球凸出，这样才能保证在 穿刺时不会使小鼠致盲，同时达到压迫阻止静脉回流的目的。
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事先准备好毛细玻璃管（用手折断，我个人习惯用4厘米长左右的），玻璃管 平端先沿着鼻侧眼角慢慢滑动至眼球正下方的眼皮内，此时左手微微顺时针旋 转，使小鼠头部相对位置微向右下偏转，即相当于玻璃管刺入时是对着口腔方 向的，这样做可进一步避免小鼠失明。如上操作时，右手及毛细管保持不动。 当小鼠头部位置调整妥当时，毛细玻璃管刺入，这个动作应稳且迅速。一般情 况下，即会有血液流出，此时可快速拧搓毛细管，进一步破坏内眦静脉丛，加 26
动物实验基本操作精品PPT课件
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7．生物电、活性观察法 对动物体各种生物电用电生理记录仪进行观察记录，如心
电、肌电、脑电等； 对动物组织中各种活动物质用生物化学法测定，如各种酶，
激素等。
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实验动物中心 13
8．病理解剖学、组织学观察法
采用肉眼观察、光镜和电镜检查，来观察、分析动物各 种疾病时病理组织学改变。可从组织学的角度来探讨疾 病防治机理，近年来由于电子显微技术的进展，不仅可 以观察到病变时细胞内细胞器等亚细胞结构的变化，而 且也可以运用电子扫描方法对动物器官的微小结构进行 完整的表层观察。
实验如需长时间观察，可破坏其脑脊髓（观察神经系统反 应时不应破坏脑脊髓）或麻醉后用大头针固定在蛙板上。 依实验需要采取俯卧位或仰卧位固定。
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实验动物中心 20
（四）豚鼠的抓取固定方法
豚鼠较为胆小易惊，不宜强烈刺激和受惊，所以在抓取时， 必须稳、准和迅速。一般抓取方法是：先用手掌迅速扣住 鼠背，抓住其肩胛上方，以拇指和食指环握颈部，另一只 手托住臀部。固定的方式基本同大鼠。
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五、实验动物被毛的去除方法
动物的被毛常能影响实验操作和结果的观察，因此实验中 常需去除或剪短动物的被毛。除毛的方法有剪毛、拔毛和 脱毛三种。
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剪毛：固定动物后，用粗剪刀剪去所需部位的被毛。剪毛 时需注意以下几点：
⑴把剪刀贴紧皮肤剪，不可用手提起被毛，以免剪破皮肤； ⑵依次剪毛，不要乱剪； ⑶剪下的毛集中放在一个容器内，勿遗留在手术桌和操作
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动物实验基本操作方法课件
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(五)静脉注射 ⒈大、小鼠静脉注射 常用尾静脉注射。
大、小鼠尾静脉共有3根(左、中、右)，一般常选用两侧的静脉。注射前， 先把动物固定在暴露尾部的鼠尾固定器内(可用烧杯、铁丝罩或粗试管等 物代替)，拔去尾部静脉走向的毛，置鼠尾于45~50℃的温水中浸泡几分 钟或用75％酒精棉球反复擦拭，以达到消毒、血管扩张及软化表皮角质 的目的。开始注药时宜少量且缓慢，仔细观察，如无阻力，表示针头已 进入静脉，同时可见静脉血液被注射进去的药液向前推进。如出现白色 皮丘说明未刺人血管，应拔出针头重新穿刺。注射完，取一棉球或纱布 用力按住注射部位并轻轻揉动。如需反复注射，应尽量从尾的末端开始， 另外，左右两根血管可交换选择使用。
4．局部浸润麻醉：沿手术切口逐层注射局部麻醉药，阻滞组 织中的神经末梢。常用药为普鲁卡因。
5．椎管内麻醉：在椎管内注射麻醉药，阻滞脊神经的传导， 使其支配的区域无疼痛。常适用于大型动物(如猪、马、牛、羊 等)，常用药为普鲁卡因、可卡因等。
动物实验基本操作方法课件
三、动物麻醉的注意事项
1．有些麻醉药物，如乙醚，是挥发性很强的液体，易燃易 爆，使用时应远离火源。平时应装在棕色玻璃瓶中，储存阴 凉处，不宜放在冰箱中，以免遇电火花而引起爆炸。
动物实验基本操作方法课件
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五、犬、猫等的抓取与固定
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六、实验动物的编号与标记方法
在动物实验中，必须对实验动物进行编号、标记以示区别。 标记方法应满足标号清晰、耐久、简便、易认和适用的要 求，现介绍几种常用的标记方法。 1.染色法：染色法是用毛笔或棉签蘸取有色化学染料， 在实验动物体表不同部位涂上斑点，以示不同编号。 编号的一般原则是：“先左后右，先上后下。”
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(五)静脉注射 ⒈大、小鼠静脉注射 常用尾静脉注射。
大、小鼠尾静脉共有3根(左、中、右)，一般常选用两侧的静脉。注射前， 先把动物固定在暴露尾部的鼠尾固定器内(可用烧杯、铁丝罩或粗试管等 物代替)，拔去尾部静脉走向的毛，置鼠尾于45~50℃的温水中浸泡几分 钟或用75％酒精棉球反复擦拭，以达到消毒、血管扩张及软化表皮角质 的目的。开始注药时宜少量且缓慢，仔细观察，如无阻力，表示针头已 进入静脉，同时可见静脉血液被注射进去的药液向前推进。如出现白色 皮丘说明未刺人血管，应拔出针头重新穿刺。注射完，取一棉球或纱布 用力按住注射部位并轻轻揉动。如需反复注射，应尽量从尾的末端开始， 另外，左右两根血管可交换选择使用。
4．局部浸润麻醉：沿手术切口逐层注射局部麻醉药，阻滞组 织中的神经末梢。常用药为普鲁卡因。
5．椎管内麻醉：在椎管内注射麻醉药，阻滞脊神经的传导， 使其支配的区域无疼痛。常适用于大型动物(如猪、马、牛、羊 等)，常用药为普鲁卡因、可卡因等。
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三、动物麻醉的注意事项
1．有些麻醉药物，如乙醚，是挥发性很强的液体，易燃易 爆，使用时应远离火源。平时应装在棕色玻璃瓶中，储存阴 凉处，不宜放在冰箱中，以免遇电火花而引起爆炸。
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五、犬、猫等的抓取与固定
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六、实验动物的编号与标记方法
在动物实验中，必须对实验动物进行编号、标记以示区别。 标记方法应满足标号清晰、耐久、简便、易认和适用的要 求，现介绍几种常用的标记方法。 1.染色法：染色法是用毛笔或棉签蘸取有色化学染料， 在实验动物体表不同部位涂上斑点，以示不同编号。 编号的一般原则是：“先左后右，先上后下。”