月季组织培养
月季花的组织培养知识讲解
月季的分类---地被月季
匍匐生长，枝条触地生 根，覆盖率极强（单株 年覆盖面1平方米左右 ，厚度30厘米左右）； 多花（单枝花朵50—— 100朵，单株次开花可 达千朵以上）；耐寒、 抗旱、抗病，是抵御风 沙、水土保持最理想花 卉品种。其中以恋情火 焰、巴西诺、哈德福俊 、梅郎珍珠为佳。
月季的分类---食用月季
（4） 壮苗培养
①对增殖倍率高的品种，所增殖的嫩茎很细弱，要求进行 一次壮苗培养，以取得适合生根和今后移栽的苗子。壮苗 培养的培养基为：MS+BA0.3-0.5+NAA0.01-0.1，如果并 不特别强调繁殖速度，也可以一直使用这种培养基，以壮 苗为主，增殖为辅，使增殖与壮苗合为一步。
（4）消毒与接种 在超净工作台上，用饱和
漂白粉上清液作表面灭菌25～30分钟，用无菌水涮洗数次 ，无菌纱布吸干茎段外表水分，按无菌操作要求接种，从 芽萌发到芽长到1厘米左右需要2～3周。
•（5）培养 培养温度21℃最
好，最高不超过25℃，有昼夜温差， 光照10～12小时/天，光强800～
1200LX。
（二）继代增殖
（1）将上述无菌芽从原茎段上切下，转接到MS+BA12mg/l+IAA0.1-0.3mg/l或MS+BA1-2mg/l+NAA0.010.1mg/l的培养基上，促使嫩茎长出更多的侧芽，原茎段 弃去。继代增殖培养基每升用蔗糖30克
（2）5周后 ，所培育的月季成倍的增加。
（3）每5～6周做一次继代增殖，继代前先制备好培养 基，然后在无菌操作条件下，将月季嫩茎切成1～2节一 段，投入新鲜的增殖培养基上，月季小苗就会按几何级 数增殖起来，也可以将大苗转入到生根培养基上。
1 ：初代培养 2 ：继代培养
月季新品种培育的方法和途径
月季新品种培育的方法和途径
答案：
月季新品种的培育主要通过杂交育种、芽变育种和组织培养三种途径实现。
杂交育种是通过选择具有特定性状的亲本进行杂交，以期获得具有优良性状的新品种。
在杂交初期，对亲本的选择具有一定的针对性，例如，若要培育超级微型月季，则选择小型月季作为亲本。
杂交后产生的种子经过播种、生长、筛选等过程，最终筛选出具有优良性状的新品种。
这一过程需要层层筛选，从初选到进一步测试抗性，再到试种，能够保留进入市场的品种非常稀少，可以说是“万里挑一”。
芽变育种则是利用物理或化学手段导致月季产生芽变，从而获得新品种。
芽变的方向是不确定的，可能会产生花型、花色等方面的变异，甚至叶子出现斑点等。
虽然芽变后很快就能发现开花的特性，但大部分芽变并没有意义或不稳定，因此需要大量的苗圃和筛选工作来发现和保留有价值的芽变。
组织培养是一种通过无菌操作，利用植物组织或细胞进行培养，以快速繁殖植物或产生新品种的技术。
在组织培养过程中，选择生长健壮的当年生枝条作为外植体，通过特定的培养基和条件，促使芽萌发和生长，最终形成新的植株。
这种方法在月季新品种的培育中起到了重要作用，能够加速新老品种的更新换代。
综上所述，月季新品种的培育是一个复杂而精细的过程，涉及多种技术和方法的应用，以确保最终培育出的新品种具有优良的性状和观赏价值。
月季的植物组织培养
月季的植物组织培养一．实验目的1．掌握蔷薇科月季的组织培养技术2．熟悉、巩固无菌操作技术二．实验器皿及试剂1.仪器及用品：超净工作台、高压蒸汽灭菌锅、电子天平、电热炉酒精灯、镊子、解剖刀、解剖剪、烧杯、三角瓶、培养皿、滤纸、封口膜2.试剂：MS+6BA1+NAA1（诱导）培养基、MS+6BA2+NAA2（继代）培养基、70%酒精、3%次氯酸钠、无菌水3.材料：月季茎段、幼嫩叶片、花萼片、花瓣及花药。
三．实验步骤配制诱导培养基：MS+6BA1+NAA1，1升，灭菌后分装到35个培养1.皿中。
2.取材：将采集的月季茎段、幼嫩叶片、花萼片、花瓣及花药冲洗干净，按不同部位分装到3个500烧杯中，放入超净工作台；先用70%酒精浸没并轻摇10秒进行预消毒；倒出酒精，加入3%次氯酸钠浸没，轻摇11分钟；倒净次氯酸钠，用无菌水冲洗5遍以上，倒出无菌水。
3.将消毒后的外植体放入带有滤纸的无菌平皿中，用解剖剪和解剖刀将嫩叶剪成5mm2大小、茎段长2—3cm每段至少有1 个侧芽、将花苞打开取花药，分别接种到带有培养基的平皿中并封口（每皿3—5个）。
4.标记好后，放入培养室中培养（2周左右）。
5.配制分化培养基：MS+6BA2+NAA2培养基，配制1升，灭菌后分装到35个100ml的三角瓶中。
6.挑选长有愈伤组织的外植体，将其转移到分化培养基中。
在超净工作台中，将培养皿封口膜在酒精灯旁打开，将长有愈伤组织的外植体用灭菌的镊子从平皿中取出，转移到带有分化培养基三角瓶中（每瓶最多）并封口。
7.标记好后，放入培养室培养。
继续观察愈伤组织的生长情况。
四．实验结果茎段出愈率=25根出愈/总接种40根*100%=63%叶片出愈率=5片出愈／总接种30片*100%=17%花药及萼片出愈率=1片出愈/总接种20片*100%=5%通过实验得出月季茎段的出愈率最高，其次是叶片及花药。
接种过程中有三个平皿出现污染现象。
五．问题分析及解决1.三个污染的外植体，两个是叶片内延至周围。
月季组织培养
有机物：甘氨酸、烟酸、肌醇、维生素、蔗糖等
植物激素：生长素、细胞分裂素、赤霉素等
不同植物激素使用顺序和使用量
使用顺序 实验结果
先生长素， 有利于分裂但 后细胞分裂素 不分化 先细胞分裂素， 细胞既分裂也 分化 后生长素 同时使用 分化频率提高
生长素细胞 结果 分裂素比值 比值高时 促根分化， 抑芽形成 比值低时 促芽分化， 抑根形成 比值适中 促进愈伤组 织生长
3 .培养基
• 用于月季的基本培养基种类很多，如 B5、N6、WPM和 MS 培养基等。众多培养基中以 MS 培养 基的效果为最好，广泛用于月季的离体快速繁殖中。培养基的培养成分（主要是各类无机盐浓度） 及物理性能（pH 值、糖分以及固化支持物）会影响月季的组培。对 MS 培养基的成分及物理性能 进行合理的选择会提高月季组织培养的成功率。 MS 培养基中无机盐离子浓度因月季培养阶段的不同而有不同： 1）茎段培养阶段，将带有腋芽的嫩茎接种到不添加任何激素类物质的 MS 和 1/2MS 培养基上，两 周后，MS 培养基上的腋芽生长，而在 1/2MS 培养基上的腋芽几乎不萌发或发育不良。通过提高 MS 培养基中氯化钴的浓度，并用硫酸铵代替硝酸铵培养“Bulgarian rose”，可使其茎的生长状况 得到改善。同时有报道认为在 MS 培养基中添加硝酸银可以缓解叶片衰败并提高茎段侧芽的生长。 2）诱导生根阶段，一般要求较低的 MS 培养基无机盐离子浓度。Skirvin 等在用（Forever Yours ）月季做生根试验时发现，采用1/4MS 培养基，不加生长素即可以促进生根。
外植体消毒
接种
冲洗—酒精—无菌水冲洗—氯化汞—无菌 水冲洗至少三次之上
培
养
栽
培
移
栽
月季组培方案
月季的组培一、工作目标通过此项工作掌握植物组织培养的基本知识，并掌握月季的组培技术二、材料用具超净工作台、高压灭菌锅、电磁炉、无菌培养皿、酒精灯、接种工具、无菌瓶、烧杯三、工作过程1.培养基的配置初代培养基：MS+6-BA0.5~3.0mg/L+NAA0.01~1.0mg/L继代培养基：MS+BA0.5~2.0mg/L+NAA0.01~0.05mg/L生根培养基：1/2MS+IBA 0.2mg/L+活性炭2.培养过程（1）外植体的选择一般选取生长健壮的带腋芽的枝条是较适宜的外植体，选芽以茎段中芽为最好，采样成活率较高，枝条须保留一部分包裹住腋芽的叶柄，避免在消毒时芽受到太大损伤（2）外植体的消菌灭毒接种材料为当年抽生侧芽饱满的幼嫩茎段，自来水冲洗10-20min；75%或70%乙醇浸泡30s,0.1%升汞表面消毒3min,无菌水冲洗4-5次，将侧芽切下接种到MS培养基上，获得无菌苗备用。
取回枝条用自来水冲洗干净，无菌条件下用70%酒精表面消毒30-40s，再用0.1%Hgcl2溶液灭菌5-10min，最后用无菌水冲洗3-5次（3）初代培养将消毒后的外植体放入带有滤纸的无菌平皿中，用解剖剪和解剖刀将嫩叶剪成5mm大小、茎段长2~3cm，每段至少有一个侧芽、将花苞打开取花药，分别接种到带有培养基的培养皿中并封口（每皿3~5个），标记好后，放入培养室中培养2周左右（4）继代培养挑选长有愈伤组织的外植体，将其转移到分化培养基中。
在超净工作台中，将培养皿封口膜在酒精灯旁打开，将长有愈伤组织的外植体用灭菌的镊子从平皿中取出，转移到带有分化培养基三角瓶中（每瓶最多）并封口。
（5）生根培养苗高2~3cm,茎粗0.1cm左右，苗开始木质化，此时进行生根培养，把苗转移到生根培养基上。
观察它生长情况。
（6）驯化小苗接到生根培养基上后，14d可见基部分化出根点，20d则长出许多白根。
此时组培阶段结束，进入试管苗移栽成活阶段。
月季组培实验报告(3篇)
第1篇一、实验简介实验名称：月季组培实验实验目的：通过组培技术，了解月季组织培养的原理和方法，掌握无菌操作技术，提高植物繁殖效率，为月季的快速繁殖和遗传改良提供技术支持。
实验时间：2023年X月X日至X月X日实验地点：XX大学园艺实验室实验材料：月季植株（品种：XX）实验设备：超净工作台、无菌操作箱、高温高压灭菌器、移液枪、解剖刀、培养皿、试管、滤纸、镊子、剪刀、酒精灯、高压蒸汽灭菌锅等。
二、实验方法1. 外植体选取与消毒：- 选择生长健壮的月季植株，取其茎尖作为外植体。
- 使用无菌水清洗外植体，然后用75%酒精浸泡30秒，再用无菌水冲洗3次。
- 将外植体置于0.1%的氯化汞溶液中消毒5分钟，再用无菌水冲洗5次。
2. 诱导生根：- 将消毒后的外植体切成1-2厘米的小段，接种到含有不同激素比例的MS培养基中。
- 将接种后的培养皿放入培养箱中，培养温度为25℃，光照时间为12小时/天。
3. 生根培养：- 当外植体开始生根时，将培养基更换为含有较低激素浓度的MS培养基。
- 继续培养至生根率达到80%以上。
4. 炼苗与移栽：- 将生根的植株从培养皿中取出，置于温室中炼苗。
- 炼苗成功后，将植株移栽到花盆中，进行正常的养护管理。
三、实验结果与分析1. 外植体消毒效果：- 通过显微镜观察，发现消毒后的外植体表面无细菌污染，说明消毒效果良好。
2. 诱导生根效果：- 在不同激素比例的培养基中，生根效果最好的培养基为1/2MS+0.5mg/LNAA+0.5mg/L IBA。
- 在此培养基中，生根率达到90%，平均根长为3.5厘米。
3. 炼苗与移栽效果：- 炼苗过程中，植株生长良好，无病虫害发生。
- 移栽后的植株成活率达到了95%。
四、实验讨论1. 外植体选取：- 本实验选择茎尖作为外植体，主要是因为茎尖细胞分裂旺盛，易于诱导生根。
2. 消毒方法：- 消毒是组培实验的关键步骤，本实验采用氯化汞溶液消毒，效果良好。
3. 激素配比：- 激素配比对生根效果有显著影响，本实验通过优化激素配比，提高了生根率。
月季组织培养
目录摘要 (4)前言 (4)综述 (5)1．外植体 (5)1.1取材部位1.2取材时间1.3取材大小2. 消毒 (8)3. 接种方式 (8)4.培养基 (9)4.1基本培养基4.2激素4.2.1不同激素对诱导愈伤组织的影响4.2.2不同激素对继代培养的影响4.2.3不同激素对生根培养的影响4.3糖浓度的影响4.4无机盐4.5琼脂5.培养基的配置 (13)6.培养条件 (14)7．防褐化 (14)技术路线与实验设计 (15)参考文献 (17)摘要：为了进行月季组织培养实验，我们查阅了相关文献，从多个方面了解影响月季组织培养的因素，如外植体的取材部位、时间、大小、消毒、接种方式、不同阶段激素的配比、培养基成分、培养条件等，以期在实验中调控月季组培的环境，确保实验顺利进行。
基于我们想探究激素对组织培养中细胞的脱分化和再分化的作用这一想法，我们的设计了以ＮＡＡ浓度、６ＢＡ浓度、外植体部位为影响因素的正交实验（L9（3４）），并考察NAA与6BA的交互作用。
同时，我们还以接种方式作为单因素考察其对愈伤组织诱导的影响。
关键词：组织培养、影响因素、正交前言在阅读了植物组织培养的相关文献资料后，我们设计了此次组织培养实验方案，考察细胞分裂素浓度、生长素浓度、接种方式、取材部位因素对愈伤组织的形成有何影响，期望寻找出诱导月季愈伤组织的最佳条件；同时探究由愈伤组织诱导出芽及生根所需的最佳浓度配比。
并在月季组织培养过程中，掌握外植体消毒方面要注意的事项，整个培养过程中培养条件的选取与控制，实验过程中出现的现象的观察记录以及分析，在这个过程中不断加强理论与实践的联系，深化对理论知识的理解。
对于外植体选择，我们采用了以往研究者的做法，即选用带腋芽的枝条。
但是，我们的不同之处在于，我们还保留了一部分刚好能包裹住腋芽的叶柄。
这样做的目的是为了在消毒时避免芽受到太大损伤。
参考论文中防褐化多用抗氧化剂和其他抑制剂，减轻外植体在组培中的酶促褐变，我们根据生理生化原理，考虑到酶活性与温度有关、以及外植体内的酚类物质含量有关，因此需对外植体做如下处理：接种前先将外植体用低温水流冲洗24小时；选择晴朗天气采摘外植体。
月季分生组织培养技术要点
外植体清洗干净后"放在消毒过的超净工作 台上"用无菌的脱脂棉擦拭 & 遍外植体表面&
+*酒精消毒 & 分钟" 用无菌水冲洗 & 次* 有效氯 !,的 -./01 溶液消毒 !" 分钟"用无菌水 冲洗 # 次% 最后加入 "$& )234 5( 浸泡 !" 分钟% 接种及培养条件
刀用酒精灯灼烧灭菌"解剖刀)镊子的先端 在 %*,的酒精中蘸一下"再用酒精灯灼烧灭菌" 置于刀架上冷却"待用% 用镊子夹住蘸有酒精的 脱脂棉点着"对接种盘里外进行灼烧灭菌"灭菌 好的接种盘放上滤纸%
关键词 紫斑牡丹繁育嫁接砧木
紫 斑 牡 丹 又 名 甘 肃 牡 丹 西 北 牡 丹 紫 斑 牡 丹品种群是中国第二大牡丹品种群 仅次于中 原牡丹品种群 紫斑牡丹是我国特有的一级保
!基 金 资 助 "#甘 肃 省 农 业 科 学 院 重 点 研 发 计 划 项 目 $甘肃紫斑牡丹品种资源收集% 评价及种质创新& '!"!0=883!%()
从培养室移到温室的瓶苗在移栽前必须进 行驯化需 0)!" 天 先用遮阴网把瓶苗全部盖 住白天温度 !#!9 晚上 !"!# 湿度 9"* 左右使瓶苗逐渐适应温室环境 经过一段时间 的锻炼幼苗叶片由嫩绿色变深绿色萌发新叶 茎变粗壮幼苗整体长高并生出新根表明幼苗 已经适应外界环境 选择阴天或晴天早上移栽
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目录摘要 (4)前言 (4)综述 (5)1．外植体 (5)1.1取材部位1.2取材时间1.3取材大小2. 消毒 (8)3. 接种方式 (8)4.培养基 (9)4.1基本培养基4.2激素4.2.1不同激素对诱导愈伤组织的影响4.2.2不同激素对继代培养的影响4.2.3不同激素对生根培养的影响4.3糖浓度的影响4.4无机盐4.5琼脂5.培养基的配置 (13)6.培养条件 (14)7．防褐化 (14)技术路线与实验设计 (15)参考文献 (17)摘要：为了进行月季组织培养实验，我们查阅了相关文献，从多个方面了解影响月季组织培养的因素，如外植体的取材部位、时间、大小、消毒、接种方式、不同阶段激素的配比、培养基成分、培养条件等，以期在实验中调控月季组培的环境，确保实验顺利进行。
基于我们想探究激素对组织培养中细胞的脱分化和再分化的作用这一想法，我们的设计了以ＮＡＡ浓度、６ＢＡ浓度、外植体部位为影响因素的正交实验（L9（3４）），并考察NAA与6BA的交互作用。
同时，我们还以接种方式作为单因素考察其对愈伤组织诱导的影响。
关键词：组织培养、影响因素、正交前言在阅读了植物组织培养的相关文献资料后，我们设计了此次组织培养实验方案，考察细胞分裂素浓度、生长素浓度、接种方式、取材部位因素对愈伤组织的形成有何影响，期望寻找出诱导月季愈伤组织的最佳条件；同时探究由愈伤组织诱导出芽及生根所需的最佳浓度配比。
并在月季组织培养过程中，掌握外植体消毒方面要注意的事项，整个培养过程中培养条件的选取与控制，实验过程中出现的现象的观察记录以及分析，在这个过程中不断加强理论与实践的联系，深化对理论知识的理解。
对于外植体选择，我们采用了以往研究者的做法，即选用带腋芽的枝条。
但是，我们的不同之处在于，我们还保留了一部分刚好能包裹住腋芽的叶柄。
这样做的目的是为了在消毒时避免芽受到太大损伤。
参考论文中防褐化多用抗氧化剂和其他抑制剂，减轻外植体在组培中的酶促褐变，我们根据生理生化原理，考虑到酶活性与温度有关、以及外植体内的酚类物质含量有关，因此需对外植体做如下处理：接种前先将外植体用低温水流冲洗24小时；选择晴朗天气采摘外植体。
激素浓度的选择：由于不同种的月季对浓度的需求有差异，我们是以前人得到的最适浓度为中间值，设置了不同浓度，试图探究我们所培养的月季品种所需的最适宜浓度。
培养条件：我们决定采用一般植物组织培养的条件，如温度控制在24℃左右，光照时间为12h/天。
考虑到光对褐化的影响，我们计划接种后暗培养一周后，再光照下培养。
培养基的配制方面，我们着重考虑pH对培养基的影响。
通过查阅文献，激素加入MS培养基后将pH调为6，配置铁盐过程中同样注意pH的调节。
组织培养的每个步骤均有可考察因素，很多细节需要把握，在实验过程中不断吸取经验和教训，学以致用。
因此我们希望通过实验深入学习植物组织培养的基本过程和基本方法，了解组培的经济意义和实用价值，能够广泛应用于生产，进一步实现理论与实际应用的相互转化。
综述1.外植体1.1取材部位外植体一般选取生长健壮的当年枝条的饱满而外萌发的侧芽[1]。
李青等分别选取一年生枝条的冬牙当年生枝条腋芽作为外植体，相同条件下培养发现越冬牙的成活率较高，且从接种到萌芽时间短，生长快，在后代繁殖中植株健壮[1]。
本实验材料取自盆栽的丰花月季，剪取腋芽尚未萌发的枝条，去除茎段两端各2毫米选芽以茎段中芽为最好，因为接种后，中段芽第5 天左右就能萌发，而基部和稍部的芽往往迟至15 天才萌发[2]。
用“和平”品种月季的枝条，均等分为6 段，取每段的一个侧芽培养在无激素的MS 基本培养基上，2-3 天即可见接近枝条最顶端和紧挨着枝条基部的芽发育最慢，而枝条中的芽发育比较快[2]。
不同外植体的脱分化能力不同，诱导出愈伤组织的频率和愈伤组织的状态也存在较大差异。
以叶片和茎段为外植体诱导得到的形态上差异不明显，愈伤组织多数呈乳黄色部分呈绿色，白色，松散，程度不一，叶片诱导率稍高于茎段能达到90%以上，选取好的经2-3代的继代培养可获得较疏松的，适宜于细胞悬浮培养的愈伤组织；叶柄为外植体主要是在基部及切口处形成愈伤组织，接种后生长极其缓慢，接10D时可见边缘切口处发生褐化，得到愈伤组织少；因此认为叶片和茎段是诱导愈伤组织和进行细胞悬浮培养的理想材料[3]。
1.2取材时间外植体的取材部位对芽的萌发也有影响。
外植体的取材时间及培养所需时间对月季嫩茎的发育和增殖也有影响。
对于“Bulgarian rose”而言，选取外植体的最佳时间是冬季[4]。
外植体的取材时间及培养所需时间对月季嫩茎的发育和增殖也有影响。
对于“Bulgarianrose”而言．选取外植体的最佳时间是冬季(1-3月)(321；而“Improvedfire”月季的培养时问以28d继代一次较好，超过28天，茎的数目就不再增加了[5]。
1.3取材大小取无菌苗叶片切成0.5cm×0.5cm的小块，叶柄，茎段切成小段[3]。
外植体很小时，有利于培养脱毒的植株．对月季的杉树坏疽环斑病毒(Prtmus necrotic ringspot virus，PNRSV)可通过茎尖培养的方式达到脱毒的目的，如果单纯为了快速繁殖，可用大的茎尖或茎段进行离体培养，这时外植体的大小决定了茎尖的成活比例。
一般说外植体愈大，成活率愈高，成苗时间愈短。
茎尖在1-10mm长短时，对形成多芽苗最有效，不但多芽苗所占百分率高，而且每个茎段的侧枝数也比较多。
外植体的大小同时影响外植体自身的发育和月季组培苗茎的增殖，外植体的长度在9.0-10.0mm，直径在3.0-3.5mm范围时．茎的增殖和发育是最好的。
但Horn对某几种月季进行微繁实验时发现外植体的大小对茎的增殖、叶片数目没有影响，其他一些研究者对只有—个茎节的“Sweet Promise”进行组织培养中得到了类似的结论[5]。
接种材料为当年抽生侧芽饱满的幼嫩茎段，自来水冲洗10-20min；75%或70%乙醇浸泡30s,0.1%升汞表面消毒3min,无菌水冲洗4-5次，将侧芽切下接种到MS培养基上，获得无菌苗备用[3]。
取回枝条用自来水冲洗干净，无菌条件下用70%酒精表面消毒30-40s，再用0.1%Hgcl2溶液灭菌5-10min，最后用无菌水冲洗3-5次[1]。
组织培养中的污染源大致可分为三类：外界环境污染，植株内生菌和外植体处理不当。
因此，可在试验过程中每隔一段时间用巴斯德消毒液喷洒培养室；对培养基，工具的高压灭菌要彻底；试验员要在进入超净太之前用1.0%巴斯德消毒液擦手；接种时工具和手不要在培养基上方搅动，以防止细菌落入其中；探索适宜的消毒处理时间。
此外，防止细菌特别是内生菌污染，很重要的措施是在培养基中加入抗生素[6]3.接种方式在外植体的接种中采用了垂直接种，斜向上45度接种，水平接种和反转接种4种方式，发现垂直接种和斜向上45接种，水平接种和反转接种4种方式，发现垂直接种和斜向上45度接种是最佳的接种方式，腋芽再生芽数多，且生长健壮，这可能与植物的生长极性有关[1]。
4.1基本培养基众多培养基中以MS 培养基的效果为最好，广泛用于月季的离体快速繁殖中。
对MS 培养基的成分及物理性能进行合理的选择会提高月季组织培养的成功率[4]茎段培养阶段，将带有腋芽的嫩茎接种到不添加任何激素类物质的MS 和1/2MS 培养基上，两周后，MS 培养基上的腋芽生长，而在1/2MS 培养基上的腋芽几乎不萌发或发育不良[4]。
MS培养基上愈伤个数最多达到32个，诱导率为35.5%；培养基上愈伤个数达到27个，诱导率为30%，培养4d后外植体叶的一端开始膨大，叶片切口处可见少数绿色愈伤组织；大小如沙粒，柔软，结构密实。
而WPM，White在培养第二天外植体即有部分开始脱色变白，第三天有部分变黄，大部分褐变，最后枯死。
可见MS，B5两种培养基对愈伤组织的诱导效果明显，结果表明，不同培养基对叶片诱导程度可排列为MS>B5>WPM>White.[9]4.2激素4.2.1不同激素对诱导愈伤组织的影响诱导培养基以ＭＳ为基本培养基，附加适量的细胞分裂素6-BA 和NAA。
NAA增加至0.1mg/L时，6-BA浓度的高与低已对增殖系数不产生明显影响。
最适的侧芽诱导培养基为MS+6-BA0.5-3.0mg/L 和NAA0.01-1.00mg/L，且培养基中添加蔗糖有增加丛生芽数量的作用[1]。
激素及激素浓度直接影响着愈伤组织的状态，质地和分散性。
单独使用细胞分裂素没有愈伤组织形成，对正交研究进行极差分析，各因素对愈伤组织诱导率的影响作用：2,4-D浓度＞KT浓度＞BA浓度＞NAA浓度。
最佳愈伤组织诱导组合是：KT2mg/L NAA2mg /L+2,4-D 1 mg /L[3]。
BA用量及侧芽在茎段上的位置对侧芽发育的影响。
在不同浓度BA的MS培养基上，BA含量为0.03-0.3毫克/升的培养基促进侧芽的发育，若超过0.3mg/L则延迟芽的发育，但对于茎段中部的芽影响较小[7]。
不同生长素种类和浓度对月季生根和移栽成活率的影响。
以“彩云”为材料，用NAA 诱导生根和提高移栽成活率效果最好，浓度为100ppm 为宜，现在IAA 诱导生根和提高移栽成活率效果并不理想，其浓度只能在1mg/L 以下,超过时对生根的促进作用已不显著,反而大幅度降低移栽成活率。
NAA和IBA对月季的诱导生根都有较好的效果,在1/2MS培养基附加NAA或IBA0.1-1.5mg/kg均可诱导不定根的产生,生根63.3%-93.3%[8]。
4.2.2不同激素对继代培养的影响低浓度的6-BA有利于不定芽的增殖，浓度过高则抑制不定芽的增值，适量NAA有利于芽和叶生长。
在NAA浓度相同而BA浓度不同的培养基中，随BA浓度的升高，芽苗的增殖系数也相应提高。
此外，增殖系数还与品种有关。
从增值倍数、叶片数。
再生芽长势等综合因子来看，MS+BA0.5-02.0mg/L+NAA0.01-0.05mg/L是最适的不定芽增殖培养基[1]。
NAA浓度为0.5mg/kg时对生根是较为适宜的浓度,而不必向在诱导植物芽分化时必须按一定比例配比细胞分裂素与生长素混合使用[8]。
将上述无菌芽从原茎段上切下转接到MS+BA1-2+IAA0.1-0.3或MS+BA1-2+NAA0.01-0,1的培养基上促使嫩茎长出更多的侧芽，原茎段弃去。
继代增殖培养基每升用蔗糖30克[7]。
4.2.3不同激素对生根培养的影响多数实验采用的培养基为1/2MS(大量元素减半）。
Skivrin等在用“Forever yours ”月季做生根试验时发现，采用1/4MS培养基，不加生长素可以促进生根。
利用1/2MS+IBA0.2mg/L+活性炭诱导生根，生根率最高90%，且随着随着活性炭百分比的加大，生根率逐渐下降。