proximity ligation assay (PLA)

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蛋白互作方法

蛋白互作方法

蛋白互作方法
蛋白互作是指蛋白质与其他蛋白质或分子之间的相互作用。

研究蛋白互作的方法有多种,其中一些常用的方法包括:
酵母双杂交(Yeast Two-Hybrid):酵母双杂交是一种常用的蛋白互作筛选技术。

该方法基于酵母细胞内的转录激活子域和DNA结合域的分离,将目标蛋白的编码序列与转录激活子域和DNA结合域分别构建为酵母表达载体,通过检测启动子激活来判断目标蛋白与其他蛋白的相互作用。

共免疫沉淀(Co-immunoprecipitation):共免疫沉淀是一种常用的直接检测蛋白互作的方法。

该方法基于特异性抗体对目标蛋白的识别,通过免疫沉淀将目标蛋白与其互作蛋白一起从细胞或组织中富集出来,然后通过免疫印迹等技术进行检测。

逆向沉淀(Pull-down Assay):逆向沉淀是一种常用的筛选蛋白互作的方法。

该方法基于将目标蛋白固定在固相载体上,然后使用该固相载体富集与目标蛋白相互作用的蛋白。

通过检测沉淀下来的蛋白,可以鉴定与目标蛋白发生互作的蛋白。

质谱分析(Mass Spectrometry):质谱分析是一种高通量的方法,用于识别和定量蛋白质及其相互作用伴侣。

该方法基于将蛋白样品分离、消化成肽段,并通过质谱仪进行质谱分析。

通过分析质谱数据,可以鉴定蛋白质的互作伙伴。

这些方法在蛋白质互作研究中发挥重要作用,可以帮助科学家理解蛋白质功能和相互作用网络的复杂性。

研究人员通常会根据具体的研究目的和样品特点选择合适的方法来研究蛋白互作。

emsa实验原理

emsa实验原理

EMSA实验原理EMSA(Electrophoretic Mobility Shift Assay)是一种常用的实验技术,用于研究蛋白质与核酸(一般是DNA)之间的相互作用。

该技术通过观察蛋白质-核酸复合物在凝胶电泳中的迁移率变化,可以揭示蛋白质与DNA结合的情况。

实验原理在EMSA实验中,首先需要准备一定浓度的DNA片段,通常是已知序列的DNA探针。

接着,将待检测的蛋白质与这些DNA探针一起混合,形成蛋白质-核酸复合物。

随后,将这些混合物加载到聚丙烯酰胺凝胶中进行电泳分离。

在凝胶电泳过程中,如果DNA片段没有与蛋白质结合,那么它们将会沿着电场方向运动到特定位置。

但是,如果DNA片段与蛋白质结合形成复合物,则复合物的迁移率会受到影响,迁移速度将会减慢。

结果就是在凝胶中观察到不同带电簇的出现,这些带电簇代表了不同的蛋白质-核酸复合物。

通过对凝胶电泳结果进行分析,可以确定哪些蛋白质与DNA结合,并且可以定量检测它们之间结合的强度和亲和力。

这样的信息对于理解蛋白质功能以及基因调控机制至关重要。

实验步骤1.制备实验样品:准备已知序列的DNA探针和待检测的蛋白质溶液。

2.形成蛋白质-核酸复合物:将DNA探针和蛋白质混合,在合适的条件下形成复合物。

3.加载到凝胶中:将混合物加载到琼脂糖凝胶上,进行电泳分离。

4.电泳分离:在合适的电场作用下,观察蛋白质-核酸复合物的迁移情况。

5.结果分析:分析凝胶电泳结果,确定蛋白质-核酸复合物的形成情况以及强度。

结论EMSA实验是一种简单有效的方法,用于研究蛋白质与DNA之间的相互作用。

通过该实验,可以揭示蛋白质在基因调控中的作用,帮助科研人员深入理解这些生物大分子之间的相互作用机制。

EMSA技术在基因编辑、药物研发等领域有着广泛的应用前景,对于推动生命科学的发展起着重要作用。

el谱和pl谱的测试方法

el谱和pl谱的测试方法

el谱和pl谱的测试方法EL谱(Enzyme-linked Immunosorbent Assay)和PL谱(Plasmon Resonance Spectrum)是两种常见的实验方法,用于检测生物分子相互作用或测定特定物质的存在与浓度。

它们在生物医学研究领域具有重要的应用价值。

EL谱是一种免疫学方法,可用于检测抗原或抗体的存在及其浓度。

下面是EL谱的测试方法:1. 准备样品:收集需要检测的生物样品,如血清、细胞上清液等。

2. 涂覆固相:将待检测的抗原或抗体溶液加入固定在微孔板表面的特异性分子上,使其吸附。

3. 阻断非特异性结合:在固相上添加一种无关的蛋白质,如牛血清白蛋白(BSA),阻断非特异性结合位点,减少假阳性结果。

4. 加入待测样品:将待测样品加入微孔板中,使其中的抗原或抗体与固相上的特异性分子发生结合反应。

5. 清洗步骤:用洗涤缓冲液洗涤微孔板,去除未结合的物质。

6. 添加检测试剂:加入特定的酶标记抗体或底物,使其与待测物发生反应。

7. 反应终止:加入反应终止剂,停止酶反应。

8. 读取结果:使用ELISA阅读器测量吸光度,并根据标准曲线计算出待测样品中目标分子的浓度。

PL谱是一种基于等离子共振现象的光谱技术,可以实时监测生物分子相互作用的强度和动力学过程。

下面是PL谱的测试方法:1. 准备样品:制备含有待测生物分子的溶液,如蛋白质、DNA或药物。

2. 涂覆传感器芯片:将金属薄膜或纳米颗粒等材料涂覆在传感器芯片上,形成等离子共振表面。

3. 注射样品:将待测样品注射到传感器芯片上,并保持一定的流速。

4. 监测共振现象:使用激光或其他光源照射传感器芯片,通过检测共振角或共振波长的变化来监测生物分子的结合和解离过程。

5. 数据分析:根据共振角或共振波长的变化曲线,推导出生物分子的相互作用强度、亲和力等参数。

EL谱和PL谱都是常用的生物分析技术,具有各自的优势和适用范围。

选择合适的实验方法取决于具体的研究目的和材料特性。

MePEG_PLA聚合物胶束的制备表征及细胞摄取机理初步研究_

MePEG_PLA聚合物胶束的制备表征及细胞摄取机理初步研究_

2 MePEG-PLA 聚合物胶束的制备及表征2.1 引言聚合物胶束作为抗肿瘤药物载体是目前研究的热点。

聚乙二醇(PEG)是一种无毒、亲水、非免疫原性的聚合物,是FDA批准使用的非离子水溶性聚合物,常用于各种纳米粒的修饰,经PEG修饰的纳米粒能有效地避免与免疫球蛋白作用,阻碍载体与吞噬细胞粘合,延长载体的体内循环时间[87]。

疏水段聚乳酸(PLA)由于它的生物可降解性及代谢产物对人体没有毒害而被广泛使用,它与PEG一起构成的二嵌段两性聚合物能载一些难溶性的抗肿瘤药物。

载药聚合物胶束最简单的制备方法是将固体药物用与水混溶的有机溶剂溶解,取少量注入含有胶束的水溶液中。

通常为了提高载药量,因此先将药物和聚合物溶解在适当的有机溶剂中,然后缓慢加水,残留有机溶剂可通过透析或挥发法除去,也可将药物和聚合物溶于有机溶剂中,蒸除有机溶剂后,将形成的混合物薄膜重新分散在水相介质中,或将药物和聚合物通过共价键偶联,制备载药聚合物胶束。

本章通过FT-IR、1H-NMR、GPC等手段对聚合物进行了表征。

然后分别利用成膜法和自乳化溶剂蒸发法制备载紫杉醇的聚合物,并采用自乳化溶剂蒸发法制备了荧光标记的聚合物胶束,通过透析、超滤等手段除去游离的荧光小分子。

利用透射电镜、激光散射粒度仪对所制备了聚合物胶束进行了形态表征,为聚合物胶束在给药系统的应用提供了基本的依据。

2.2 实验部分2.2.1 实验仪器及试剂2.2.1.1 主要仪器分析天平BS110S 北京Satrorius仪器系统有限公司旋转蒸发仪RE-52 上海亚荣生化仪器厂超滤离心管35 kDa 美国Millipore公司FT-IR 光谱仪VERTEX70 德国Bruker 公司透射电子显微镜TECNAI G2-20 荷兰FEI公司核磁共振仪A V400 瑞士Bruker公司荧光分光光度计F4500 日本分光(JASCO)公司激光衍射粒度分析仪Nano-ZS90 英国Malvern仪器公司高效液相色谱仪Agilent美国Agilent公司2.2.1.2 主要试剂MePEG5000-PLA(50:50)山东岱罡公司紫杉醇(99.45%) 泰华天然生物制药有限公司芘(>97%) 瑞士Sigma-Aldrich 公司尼罗红荧光染料(>99%) 美国Sigma公司2.2.2 实验方法2.2.2.1 MePEG-PLA聚合物的表征(1)傅利叶红外(FT-IR)光谱分析取适量MePEG-PLA,用KBr压片,在4000~400 cm-1范围内其红外吸收光谱。

转录因子研究方法

转录因子研究方法

转录因子研究方法转录因子(transcription factor)是一类能够结合到特定DNA序列上,调控基因转录的蛋白质。

研究转录因子可以帮助我们理解基因表达调控的机制以及其在生物学中的重要作用。

下面将介绍一些研究转录因子的常用方法。

1. DNA 亲和层析法(DNA affinity chromatography)DNA亲和层析法是一种常用的转录因子鉴定方法。

首先,需要合成一段包含感兴趣DNA序列的亲和标签。

然后将这些亲和标签与细胞核提取物混合,在水合胶柱中进行层析分离。

之后,通过洗脱和免疫印迹等方法可以鉴定特定转录因子与该DNA序列的结合。

2. 电泳迁移移位分析(Electrophoretic Mobility Shift Assay, EMSA)EMSA是一种在体外研究转录因子结合DNA的常用方法。

该方法可以检测转录因子与DNA结合形成复合物后形成的新的电泳迁移带。

首先,需要纯化转录因子或使用细胞核提取物。

然后,将DNA序列与荧光标记等进行标记,并将其与转录因子混合。

之后,通过电泳迁移实验,观察复合物的电泳迁移带的变化,以判断转录因子是否与DNA结合。

3. 转录激活试验(Luciferase reporter assay)转录激活试验常用于研究转录因子对基因转录的调控作用。

该方法利用目标基因启动子区域的增强子或顺式作用元件(cis-acting elements),将其与荧光素酶(luciferase)等标记基因连在一起构建报告基因检测系统。

然后将转录因子与转染载体一起转染到细胞中,并测量荧光素酶的活性。

通过荧光素酶活性的变化,可以判断转录因子对基因转录的调控作用。

4. 冷凝点及位点测序(ChIP-seq)冷凝点及位点测序(chromatin immunoprecipitation followed by sequencing,ChIP-seq)是一种高通量测序方法,用于研究转录因子结合DNA 上的特定位点。

亲和测定的英语

亲和测定的英语

亲和测定的英语
1. Affinity measurement:这是“亲和测定”最直接的翻译方式,强调了对分子之间亲和力的度量。

2. Affinity assay:“Assay”有“试验”“分析”的意思,这个表述常用于描述基于亲和力的分析或检测方法。

3. Bioaffinity measurement:“Bioaffinity”强调了生物分子之间的亲和力,适用于生物大分子(如蛋白质、抗体等)的亲和测定。

4. Affinity determination:这种表达方式突出了“测定”这一动作,强调通过实验或计算来确定分子间的亲和力。

5. Binding assay:“Binding”表示结合,这个表述常用于描述分子间结合亲和力的测定。

6. Kinetic assay:当亲和测定涉及到动力学参数(如结合速率、解离速率等)的测量时,可以使用这个表述。

7. Immunoassay:免疫测定,这个表述常用于抗体-抗原相互作用的亲和测定。

在具体的科研文献或实验中,选择哪种表达方式取决于上下文和具体的实验内容。

这些表达方式在不同的领域和语境中可能有一些微小的差别,但它们的基本含义是相同的,都指代对分子间亲和力的测定。

EMSA技术的原理

EMSA技术的原理EMSA(Electrophoretic Mobility Shift Assay)技术是一种常用的生物学实验方法,用于研究蛋白质与核酸相互作用的原理。

该技术可以测定核酸结合蛋白的结合亲和性和特异性。

下面将详细介绍EMSA技术的原理。

EMSA技术的原理基于核酸与蛋白质相互作用的电泳迁移差异。

在该实验中,核酸分子(DNA或RNA)与特定的蛋白质结合形成复合物,从而改变了核酸分子的电泳迁移性。

这种差异可以通过电泳分离和检测来观察和分析。

EMSA技术的主要步骤包括以下几个方面:第一步是制备探针。

通常使用核酸探针来进行EMSA实验。

探针可以是标记有荧光染料或放射性同位素的DNA或RNA分子。

这些探针通常具有与目标蛋白质结合的特定序列。

第二步是制备样品。

样品通常包括目标蛋白质和核酸探针。

目标蛋白质可以是从细胞提取的总蛋白质,也可以是经过纯化的特定蛋白质。

核酸探针和目标蛋白质在适当的缓冲液中混合,形成复合物。

第三步是电泳分离。

样品中的复合物和未结合的核酸探针通过电泳在聚丙烯酰胺凝胶中分离。

由于复合物的存在,复合物的电泳迁移速度较慢,而未结合的核酸探针的电泳迁移速度较快。

第四步是转移和固定。

在电泳分离之后,核酸分子被转移到固定在膜上的凝胶上。

这一步可以通过将凝胶与膜进行转移来完成。

第五步是探针的探测。

转移后的凝胶上的核酸探针可以使用适当的方法进行探测。

常用的方法包括荧光染色、放射性探测和化学发光等。

EMSA技术的原理基于核酸与蛋白质相互作用的电泳迁移差异,通过核酸探针与目标蛋白质结合形成复合物,从而改变了核酸分子的电泳迁移性。

这种差异可以通过电泳分离和探测来观察和分析。

EMSA技术在研究蛋白质-DNA或蛋白质-RNA相互作用、转录调控、信号传导等方面具有广泛的应用。

它可以帮助科学家们更好地理解生物学过程以及相关疾病的发生机制,为新药的开发和治疗提供有力的依据。

亚细胞定位实验protocol

亚细胞定位Confocus一、实验材料玻片,镊子,75%酒精,细胞转染用物品,PBS,4%多聚甲醛,Trixon-X-100,铝箔,摇床,DAPI染色液,荧光封片液,指甲油,载玻片,激光扫描共聚焦显微镜(型号:ZEISS LSM 510 META),光盘二、实验原理亚细胞定位是指某种蛋白或表达产物在细胞内的具体存在部位,如胞核,胞浆内,细胞膜或某一特定细胞器上存在。

通常是将目的蛋白与报告基因(如绿色荧光蛋白基因EGFP、红色荧光蛋白基因Dsred等)融合表达,在激光共聚焦显微镜下观察荧光的表达部位从而致使目的蛋白在细胞内的定位。

DAPI,4,6-联脒-2-苯基吲哚,是一种标记细胞核的荧光染料,因其与dsDNA有高度的亲和力,与DNA结合后会发出强烈的荧光。

激光共聚焦扫描显微技术(Confocal laser scanning microscopy)是一种高分辨率的显微成像技术。

普通的荧光光学显微镜在对较厚的标本(例如细胞)进行观察时,来自观察点邻近区域的荧光会对结构的分辨率形成较大的干扰。

共聚焦显微技术的关键点在于,每次只对空间上的一个点(焦点)进行成像,再通过计算机控制的一点一点的扫描形成标本的二维或者三维图象。

在此过程中,来自焦点以外的光信号不会对图像形成干扰,从而大大提高了显微图象的清晰度和细节分辨能力。

三、操作程序与结果判定(结合自己的经验将可能遇到的问题及解决办法也列出)1、细胞爬片的处理(24孔板)细胞爬片可以买专门的爬片(一般直径1cm的正方形玻片正好适合24孔板的大小)用镊子夹取后在酒精灯上过火后轻轻放入细胞板内。

此后再接入适量消化好的细胞。

爬片处理:将玻片放入小烧杯,再加浓硫酸处理。

处理完后,用ddH20洗。

再泡到75%酒精里。

注意: 1、不建议将爬片泡酸后高压灭菌,首先玻片太薄高压容易使玻片变形,其次湿灭很容易使玻片上留下水渍影响细胞贴壁;2、接细胞时控制合适的细胞量,避免收样时细胞量过度拥挤甚至打堆影响结果的观察。

EMSA原理和方法

EMSA原理和方法EMSA(Electrophoretic Mobility Shift Assay,电泳迁移位移分析)是一种常用的分析DNA结合蛋白与DNA结合的技术。

它可以通过观察DNA是否与蛋白结合来研究蛋白与DNA的相互作用。

EMSA方法具有操作简便、成本低廉、结果可靠等优点,因此被广泛应用于生物医学、遗传学以及分子生物学等领域。

EMSA基于DNA与蛋白质所生成的复合物的电泳迁移速度与DNA的游离状态不同的原理。

DNA与蛋白质结合后形成的复合物较大,迁移速度较慢,而游离状态的DNA则迁移速度较快。

通过将待测的DNA与蛋白反应,将形成的DNA-蛋白复合物与游离状态的DNA物理上分离,然后经过聚丙烯酰胺凝胶电泳,进一步观察蛋白与DNA结合的结果。

EMSA方法步骤:1.准备工作:制备DNA探针和蛋白样品。

DNA探针可以是标记有放射性核素或融合具有染色剂/荧光信号的探针。

蛋白样品可以是纯化的蛋白或细胞提取物等。

2.反应:将DNA探针与蛋白样品一起孵育,使其发生结合反应。

孵育条件可以根据实验需要进行调节,如温度、时间和缓冲液组分等。

3.分离:将反应体系进行电泳分离。

一般来说,使用聚丙烯酰胺凝胶作为电泳介质,并在缓冲液中加入电解质以产生电场。

根据DNA与蛋白复合物的大小不同,可以调整电泳条件以实现适当的分辨率。

4.可视化:根据标记方式的不同,可以采用相应的方法进行检测。

对于放射性标记的DNA探针,可以使用放射自显影或闪烁计数方法来观察。

而对于使用染料或荧光标记的DNA探针,则可以使用紫外线照射或荧光成像等方式进行可视化。

EMSA应用:1.鉴定和验证DNA-蛋白相互作用:通过EMSA可以迅速判断DNA与特定蛋白是否发生结合,从而推断该蛋白是否与一些基因或DNA序列相关联。

2.研究DNA结合蛋白的特性:EMSA可以帮助研究DNA结合蛋白的亲和性、特异性以及结合位点等特性。

3.研究信号转导通路:EMSA可以用于检测信号转导通路中的激活因子与DNA的结合情况,从而了解这些激活因子在信号转导过程中的作用。

邻近蛋白标记技术

邻近蛋白标记技术
邻近蛋白标记技术是一种基于功能联系的蛋白质筛选技术,其原理是通过筛选特定配
体所结合的邻近蛋白质。

该技术具有许多优点,例如可用于筛选新的药物靶点、产生蛋白
质互作网络图以及为蛋白质结构和功能研究提供有用信息等。

邻近蛋白标记技术的操作流程如下:首先将目标蛋白质与其邻近蛋白质进行交联(cross-linking),然后将目标蛋白质标记(tagging)以便于后续的富集(enrichment)和分析。

在富集过程中,可以利用特定的配体来纯化与邻近蛋白质结合的标记蛋白质,因
为这些配体具有选択性,只结合与配体靠近的蛋白质。

最后,将富集的蛋白质进行分析,
可以鉴定邻近蛋白质并建立其互作网络。

邻近蛋白标记技术适用于蛋白质互作网络的建立,它可以发现邻近蛋白质的互作关系,从而为研究蛋白质复合物的组装、信号传导通路的调控以及细胞凋亡等生命过程提供线索。

此外,邻近蛋白标记技术也可以用于筛选新的药物靶点,当药物结合到目标蛋白质附近时,邻近蛋白质也会被标记和富集,从而可以鉴定出新的潜在靶点。

相比较于传统的蛋白质互作筛选方法,邻近蛋白标记技术有许多优点。

其一,该技术
对于低表达、难以克隆、难以纯化的蛋白质也能够应用,从而提高了筛选的效率;其二,
邻近蛋白标记技术可以在细胞内直接进行,避免了人工组装的问题;其三,该技术可以利
用多个配体进行并行筛选,从而提高了筛选的准确性和灵敏度。

总之,邻近蛋白标记技术是一种非常有前景的蛋白质筛选技术,可以为蛋白质结构和
功能研究提供有用信息,为药物发现和生命科学研究带来新的突破。

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proximity ligation assay (PLA)(2012-09-07 12:23:18)转载▼分类:science标签:杂谈Proximity Ligation Assay is a technology that extends the capabilities of traditional immunofluorescence and immunohistochemistry to include direct detection of proteins-protein interactions and modifications with unparalleled specificity and sensitivity. Target proteins are detected with single molecule resolution, allowing digital quantification and information about the exact localization of the target.A Revolution in the Detection of ProteinsDuolink™ enables researchers to study signalling pathways in native cells and tissue in revolutionizing ways. Based on Olink Bioscience’s proprietary in situ Proximity Ligation Assay (in situ PLA), Duolink™ makes it poss ible to visualize, localize, and quantify individual protein interactions and modifications using standard fluorescence microscopy. This is the first technology that can readily detect and localize protein interactions without the need of tedious genetic engineering to tag and over-express proteins. Thereby, endogenous protein interactions in cells and tissue can be visualized using your regular immuno-staining antibodies combined with the generic Duolink™ kit.Each spot makes the differenceThe unique abi ltity of in situ PLA™ to detect protein modifications, interactions, and their location in tissue samples offers exciting new opportunities in biomarker research. By providing the element of dual recognition to in situ analyses, pathology can expand into a new arena of analytes, beyond measuring the abundance of just a single protein.PLA™, a proximity ligation assay technology, is capable of detecting single protein events such as protein interactions (e.g. protein dimerization) and modifications (e.g. protein phosphorylation). The Duolink® reagent series, based on PLA, offers an unprecedented level of sensitivity and specificity for protein detection in fixed cells and tissues. The principle of the technology is based on two unique bi-functional probes called PLA probes. Each PLA probe consists of an antibody attached to a unique synthetic oligonucleotide, which acts as a reporter. The assay provides exact spatial information on the location of the events and an objective means of quantifying the events. In principle, with appropriate antibodies, in situ PLA can detect any antigen with proximate epitopes at the single molecule level.Unique features of in situ PLAUnmodified cellsIn situ PLA can be used on unmodified cells and tissues. The PLA technology works on fresh,frozen and FFPE tissue. Other methods such as BRET, FRET and BiFC act on genetically modified cells with usually overexpressed fusion protein complexes.Dual recognitionIn situ PLA technology requires positive identification of two different epitopes on the same protein or complex, resulting in profoundly enhanced specificity over assays that depend on single binding recognition.DNA amplificationIn situ PLA technology couples recognition to the possibility to amplify the signal by generating a DNA surrogate of the protein.Localization of the signalIn situ PLA technology generates a localized, discrete signal which is anchored to one of the proximity probes, thereby revealing the exact position of the event.Digital countingIn situ PLA technology provides an objective means of quantifying and comparing events among different cells, tissues and treatments, which can be automated for screening purposes.Representative image of Proximity LigationAnalysis (PLA) of protein-protein interactionsbetween Caspase 6 (CASP6) and Caspase 3(CASP3). HeLa cells were stained withanti-CASP6 rabbit purified polyclonal antibody1:1200 and anti-CASP3 mouse monoclonalantibody 1:50. Signals were detected byDuolink® 100 Detection Kit 613 (red), andnuclei were counterstained with DAPI (blue).Each red dot represents the detection ofprotein-protein interaction complex. Theimages were analyzed using an optimizedfreeware (BlobFinder) download from TheCentre for Image Analysis at UppsalaUniversity.Single Recognition Single recognition is used to detect one protein in a highly sensitive way. It can also be used to verify the quality of the primary antibodies before performing a Duolink® Dual recognition assay to detect a protein interaction or a protein phosphorylation.Detection and quantification of protein expressionImproving upon conventional in situ immunofluorescence, Duolink® gives 1000-fold better signal using your existing primary antibody, and much simpler quantification of protein expression per cell, adding objectivity, resolution, and statistical certainty to studies of protein expression. This is achieved by fluorescent labeling of an amplification product, which is generated whenever an antibody binds to a protein molecule. When you want to detect one single protein target in a highly sensitive way, Duolink single recognition is used.。

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