实验一 药理学实验地基本技能
药理学实验基本知识
四 实 验 报 告 的 书 写
药理学实验报告 姓名： 班级： 组别： 日期： 实验题目： 实验目的： 实验对象： 实验步骤： 实验结果： 分析与讨论： 结论：
五
殊情况下，需要请假。
实验室规则
1 遵守学习纪律，准时上下课。实验期间不得借故外出或早退，特 2 必须认真地进行实验操作、观察实验结果。实验期间要保持安 静，
五 动物的取血方法（限小鼠和家兔）
家兔耳缘静脉采血
拔去耳缘被毛，用灯泡照射加热耳朵或75%酒精涂擦局部，使静 脉扩张，再用石蜡油涂擦耳缘，防止血液凝固。耳受热之后用小血管 夹夹紧耳根部，用粗号针头逆静脉回流方向刺破静脉或用刀片切开静 脉，血液可自动流出，一般可采血2ml~3ml。取血后棉球压迫止血。 家兔耳中央动脉采血
不得进行任何与实验无关的活动。
3 实验数据及实验纪录，必须经过教师审核，否则不能结束实验。
4 各组的仪器、用品，由本组使用，不得与别组调换，以免5 爱护公共财物，注意节约各种实验用品。实验动物按组发给，如
需要补充使用，须经教师同意之后才能补领。
6 保持实验室清洁整齐，随时清除污物。实验完毕后，应将实验器
将家兔被部固定，剪去左侧胸部相当于心脏部位的被毛，用碘酒和 酒精消毒皮肤，选择心脏跳动最明显处穿刺。一般由胸骨左缘外3mm处 刺入兔的第三肋间隙。穿刺时，最好用左手触诊心脏，以作配合。当针 头接近心脏时，就会感到心脏的跳动。这是需将针头再向里穿刺，便可 进入心室。由于心脏的搏动，血液会自然进入注射器。如认为针头已经 进入心脏，但抽不出血液，可将针头稍微退出或进入一点。 一般来讲， 心脏采血经6~7天后，可以重复进行。采血量大约20ml~30ml。
表1 在离心场中沉降生物颗粒所需的重力和时间的比较
药理学实验的实验报告(3篇)
第1篇一、实验目的1. 验证药理学理论知识，加深对药物作用机制的理解。
2. 掌握药理学实验的基本操作方法和技能。
3. 培养理论联系实践的能力，提高分析问题和解决问题的能力。
二、实验名称传出神经系统药物对家兔离体肠管的影响三、实验时间20XX年X月X日四、实验地点药理学实验室五、实验人员姓名：XXX学号：XXX班级：XXX六、实验器材及药品1. 器材：解剖显微镜、手术器械、生理盐水、注射器、剪刀、镊子、试管、试管架、烧杯、温度计等。
2. 药品：肾上腺素、阿托品、新斯的明、酚妥拉明等。
七、实验原理1. 传出神经系统药物通过影响神经递质的释放、受体结合等途径，调节器官功能。
2. 家兔离体肠管实验可以观察药物对肠管平滑肌的收缩和舒张作用。
八、实验步骤1. 将家兔处死，取出离体肠管，清洗干净。
2. 将离体肠管置于生理盐水中，连接到记录仪。
3. 观察并记录肠管的收缩和舒张情况。
4. 分别给予肾上腺素、阿托品、新斯的明、酚妥拉明等药物，观察并记录肠管的反应。
5. 对实验数据进行整理和分析。
九、实验结果1. 肾上腺素：给予肾上腺素后，肠管收缩，收缩幅度较大，持续时间为5分钟。
2. 阿托品：给予阿托品后，肠管收缩减弱，收缩幅度减小，持续时间为10分钟。
3. 新斯的明：给予新斯的明后，肠管舒张，舒张幅度较大，持续时间为10分钟。
4. 酚妥拉明：给予酚妥拉明后，肠管舒张，舒张幅度减小，持续时间为5分钟。
十、实验分析1. 肾上腺素为肾上腺素能受体激动剂，能兴奋α和β受体，导致肠管收缩。
2. 阿托品为抗胆碱能药物，能阻断M受体，使肠管收缩减弱。
3. 新斯的明为胆碱酯酶抑制剂，能抑制胆碱酯酶，使乙酰胆碱在神经末梢积累，导致肠管舒张。
4. 酚妥拉明为α受体阻断剂，能阻断α受体，使肠管舒张。
十一、实验结论通过本次实验，我们验证了传出神经系统药物对家兔离体肠管的影响。
肾上腺素能兴奋α和β受体，导致肠管收缩；阿托品能阻断M受体，使肠管收缩减弱；新斯的明能抑制胆碱酯酶，使肠管舒张；酚妥拉明能阻断α受体，使肠管舒张。
药理实验课件1
②确定组数、计算各组剂量： 组数（G）：5-8 组 各组剂量：各组剂量要按等比级数排列，按 下列公式求出公比r:
按公比求各组剂量：D1，D2，D3，D4，D5，
……，Dm
其中D1=Dn=最小剂量，D2=D1·r，D3 =D2·r ，……Dm =D n-1· r ③配制等比稀释溶液：要求各小鼠给药容积 一样，0.1ml/10g∽0.2ml/10g，按下列公式计 算浓度：
⑶ 豚鼠：因其对组胺敏感，并易于致敏，故常被 选用于抗过敏药、平喘药和抗组胺药的实验。也常用 于离体心脏、心房、肠管实验。又因它对结核敏感， 常用于抗结核病药的实验。 ⑷ 家兔：常用于观察研究脑电生理作用，药物对 小肠的作用。由于家兔体温变化敏感，也常用于体温 实验，用于热原检查。 ⑸ 狗：狗是记录血压，呼吸最常用的大动物。还 可利用狗做成胃瘘、肠瘘，以观察药物对胃肠蠕动和 分泌的影响。在进行慢性毒性实验时，也常采用狗。
实验三 药物的协同作用和拮抗作用
［目的］ 观察激动剂与拮抗剂之间的相互作用 ［材料］ 兔子１只，0.05%硫酸阿托品注射液,0.1%盐 酸肾上腺素注液,0.2%硝酸毛果芸香碱注射液
［方法］ １、取兔放于兔固定箱内固定，避免阳光直射 眼睛，用毛剪剪去兔两眼睫毛，然后用瞳孔量 尺测量瞳孔大小，连续三次，取平均值。 ２、在兔左眼滴入０.2%毛果芸香碱3滴，滴药 时用姆指和食指将下眼睑提起,使成囊状,再用 中指压住鼻泪管开口处,防止药液流入鼻泪管而 不起作用，再用右手滴入药液。15分钟后再测 量瞳孔大小，连续三次，取平均值，并进行比 较。
6.动物的处死：大、小鼠通常用颈椎脱臼法 处死。
实验二 不同给药途径对药物作用的影响
一、实验目的 1.观察不同给药途径对同一药物的作用速度、 强度的影响； 2.观察同一药物从不同途径进入机体可产生 不同的作用。 二、实验材料 注射器、针头、小鼠灌胃针头、 烧杯、普通天平、硫酸镁溶液
药理学实验指导
药理学实验指导（供自学助考班用）实验一药理学实验基础知识与常用动物捉拿、给药【目的】1、学习药理学实验基础知识；2、掌握药理学实验常用动物捉拿、给药方法。
【器材】1ml、5ml、20ml注射器，大、小鼠灌胃针头，4号、6号注射针头，250ml烧杯、鼠笼(或铁丝笼)，天平秤、砝码。
【药品】0.9%生理盐水。
【动物】小白鼠、大鼠、家兔。
【内容】一、实验动物的捉拿方法1、蛙和蟾蜍左手握持蛙或蟾蜍，食指和中指夹住左前肢，拇指压住右前肢；右手将双下肢拉直，左手无名指及小指将其压住而固定。
此法用于淋巴囊注射。
毁脑和毁脊髓则用左手食指和中指夹持蛙或蟾蜍的头部，拇指和无名指小指握持双下肢，右手持刺针进行操作。
2、小白鼠可采取双手法和单手法两种形式。
双手法：右手提起鼠尾，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，向后方轻拉，小白鼠则将前肢固定于粗糙面上。
此时迅速用左手拇指和食指捏住小白鼠颈背部皮肤，并以小指与手掌尺侧夹持其尾根部，固定于手中。
单手法：小白鼠置于笼盖上，先用左手食指与拇指抓住鼠尾，手掌尺侧及小指夹住尾根部，然后用左手拇指与食指捏住颈部皮肤。
3、大白鼠大白鼠容易激怒咬人，捉持时左手应戴防护手套或用厚布盖住大鼠，先用右手抓住鼠尾，再用左手拇指和食指握住头部，其余手指与手掌握住背部和腹部。
不要用力过大，切勿捏其颈部，以免窒息致死。
4、家兔用左手抓住颈背部皮肤(抓的面积越大，其吃重点越分散)。
将兔提起，以左手托住其臀部，使兔呈坐位。
二、实验动物的给药途径与方法1、小白鼠给药途径与方法灌胃(ig)：左手固定小鼠，右手持灌胃器，灌胃针头自口角进入口腔，紧贴上腭插入食道。
如遇阻力，将灌胃针头抽回重插，以防损伤。
常用灌胃量为0.1～0.2ml/10g。
皮下注射(ih)：可用腹部、背部、腹股沟的皮下，此处皮肤比较松弛，也可由助手协助。
注药量一般为0.1～0.2ml/10g。
肌肉注射(im)：一人抓住小鼠头部皮肤和尾巴，另一人持连4号针头的注射器，将针头刺入后腿外侧肌肉。
药理学专业技能
药理学专业技能药理学是研究药物在生物体内的作用机理的学科。
药理学专业要求掌握一系列的技能，以便理解和应用药物治疗方面的知识。
下面将介绍药理学专业所需掌握的技能。
1.基础科学知识：药理学专业需要掌握生物学、化学、解剖学等相关的基础科学知识，以便理解药物在生物体内的作用机制。
了解生物体的结构和功能对于理解药物在生物体内的作用方式和影响具有重要意义。
2.药物分类和作用机制：药理学专业需要熟悉常用药物的分类和作用机制。
不同药物有不同的靶点和作用方式，了解这些信息可以帮助药物的选择和应用。
掌握药物分类和作用机制还可帮助解释不同药物之间的相互作用和副作用。
3.药物代谢和动力学：药理学专业需要了解药物在生物体内的代谢和排泄过程，以及药物在体内的吸收、分布和消除的动力学特征。
这些知识能够帮助判断药物的用药剂量和给药方式，并解释药物在特定个体中的疗效和毒性。
4.临床实践技能：药理学专业需要掌握一定的临床实践技能，以便为医生和患者提供药物治疗的建议和支持。
这些技能包括对不同疾病的药物治疗方案的制定和评估、药物剂量的计算和调整、药物不良反应的监测和管理等。
5.科学研究能力：药理学专业需要具备一定的科学研究能力，包括实验设计、数据分析和结果解读等。
这些能力可以帮助药理学专业人员开展药物研究，如新药的开发和评价、药物代谢和药物相互作用等领域的研究。
6.信息搜索和综合能力：药理学专业需要掌握信息搜索和综合能力，以便获取最新的药物研究和临床应用的信息。
药理学领域的知识在不断更新和发展，掌握信息搜索和综合能力可以帮助药理学专业人员及时了解最新的研究成果和规范。
7.沟通和团队合作能力：药理学专业需要具备良好的沟通和团队合作能力，与其他专业人员进行有效的交流和合作。
药理学不仅仅是一门理论学科，它与临床和药物研发等实践密切相关，需要与其他专业人员密切合作，共同完成相关工作。
总结起来，药理学专业需要掌握的技能包括基础科学知识、药物分类和作用机制、药物代谢和动力学、临床实践技能、科学研究能力、信息搜索和综合能力、沟通和团队合作能力等。
药理学实验基本操作实验报告
药理学实验基本操作实验报告
药理学实验基本操作实验报告一般包括以下内容：1.实验目的：明确本次实验的目的，指导实验过程，并为实验结果的解释提供依据。
2.实验原理：简要介绍所使用的药物、试剂、设备的原理及其作用方式，说明实验的基本原理和理论依据，有助于理解实验结果。
3.实验设计：描述实验的设计，包括所用实验动物、实验药物、实验时间、实验方法等，以及为验证实验假设而需要采取的对照组等措施。
4.实验过程：详细描述实验过程，包括操作步骤、所用药物试剂的浓度、使用时间和方法、测量数据等记录。
5.数据分析：对实验数据进行分析和处理，包括对每组实验数据的统计分析、图表制作和结果解释，分析实验结果是否支持实验假设。
6.结论：总结和描述实验结果，包括对实验假设的支持或否定，实验结果的影响，并讨论实验结果可能涉及的问题和未来研究方向。
7.实验结论的评价：对实验结果的可靠性、实验方法的合理性和操作难度等方面进行评价。
药理学实验
6 动物的捉拿及固定方法：
• 大鼠
捉持和固定方法基本同小鼠，无经验者可戴上 防护手套，并应动作轻柔。用右手捉住鼠尾，放在 鼠笼盖上，向后轻拉鼠尾；左手掌面向鼠背，食指 和中指压住鼠的头顶，拇指和无名指分别从鼠的两 腋下插入，将鼠的两前肢卡住；或拽紧鼠后颈及后 背皮肤即可。
4号 --- 头 部
5号 --- 正 中
6号 --- 尾根部
7号 --- 右前腿
8号 --- 右腰部
9号 --- 右后腿
10号 --- 不标记
6 动物的捉拿及固定方法：
•小白鼠
右手提起鼠尾, 左手拇指和食指捏住双耳及头部皮 肤，无名指、小指和掌心夹其背部皮肤及尾部,便可将 小鼠完全固定（见图2）。
• 狗：狗是记录血压，呼吸最常用的大动物。还可利
用狗做成胃瘘、肠瘘，以观察药物对胃肠蠕动和分泌 的影响。在进行慢性毒性实验时，也常采用狗。
6 实验动物的标记：
大、小鼠和白色家兔的标记常用3～5％黄
色苦味酸溶液涂于皮毛上标号。常用的方法
（见图1）：
1号 --- 左前腿
2号 --- 左腰部
3号 --- 左后腿
（4）断头法 此法适用于蛙、蟾蜍、小鼠 和大鼠。用剪刀将动物头部剪断，由于脊髓 娄离且大量出血，动物很快死亡。
6 动物给药的方法：
•小白鼠
•静脉注射(i.v.)：将小鼠置于特制的固定筒内或倒
置的大漏斗下，让其尾部露出。用酒精或二甲苯涂擦 尾部，或将鼠尾在50℃热水中浸泡半分钟或用白炽灯 烘烤使血管扩张。左手拉尾端，选择两侧尾静脉中扩 张最明显的，右手持注射器将针头刺入尾静脉。当针 头进入静脉时有突破感，随后的推进阻力减小，同时 可能有回血。如针头未进入静脉，则无突破感，进针 的阻力无改变。推入药液（见图10）。
药理学实验讲解
鼠号
给药方法
麻醉开始时间
麻醉维持时间 麻醉深度
[讨论] 为什么会有不同的结果？
肝、肾功能对药物作用的影响
[实验目的] 观察肝功能、肾功能损伤后对药物作用的影响。 [实验材料] 小鼠、四氯化碳、氯化汞、戊巴比妥钠、硫酸链
霉素 [实验方法] 1、肝功能对药物作用的影响
取体重近似正常的小鼠及损坏肝脏的小鼠（实验前24 小时皮下注射四氯化碳0.1ml/10g），分别腹腔注0.2%戊 巴比妥钠0.1ml/10g，记录并比较两组小鼠麻醉持续时间有 何差别？
翻正反射情况，然后用0.3%戊巴比妥钠溶液0.1ml/10g的量以不同途径给药,甲鼠灌 胃，乙鼠皮下注射，丙鼠腹腔注射。观察小白鼠用药后的反应及活动情况，以翻正 反射消失时作为麻醉开始指标。记录麻醉开始时间（从给药至翻正反射消失的时 间），麻醉维持时间（即从翻正反射消失至翻正反射恢复的时间），麻醉深度有何 不同（用镊子夹其后肢看其反应）。 ［记录］
(自幽门至回盲部)的全长,计算每只小鼠炭末的移动距离占小肠全长百分率，比较3组
动物的活动状况和胃肠炭末推进率有何不同。
炭末推进率计算公式：
炭末的移动距离（cm）
小肠推进率 =
×100%
小肠全长（cm）
[记录]
鼠号 体重(g) 药物及剂量 给药途径 动物反应 炭末推进率（%）
A
B
C
二、灌胃、皮下注射、腹腔注射戊巴比妥钠的效应比较 取体重相近的小白鼠３只，称其体重分别放入钟罩内，观察它们的正常活动及
实验方法
• 2、肾功能对药物作用的影响 取正常小白鼠和肾功能已被破坏的小白鼠（实验前
24小时腹腔注射０.1%氯化高氯化汞 )各2只，称其体重， 分别腹腔注射3%的硫酸链霉素 0.15ml/10g，观察小鼠的 活动情况，比较两只小鼠有何不同？
药学专业药理学实验设计与操作指南
药学专业药理学实验设计与操作指南药理学是药学专业的一门重要课程，通过实验来研究药物在生物体内的作用机制和药效学特性。
本文将为药学专业的学生提供一份药理学实验设计与操作指南，帮助他们更好地理解和掌握实验技巧。
一、实验前准备1. 实验目的：明确实验的目标和预期结果。
2. 实验原理：了解实验所涉及的药物、试剂和动物模型的基本原理和作用机制。
3. 实验材料准备：准备所需的药物、试剂、仪器设备和实验动物等。
4. 实验安全措施：了解实验中可能存在的危险因素，并采取相应的安全措施。
5. 实验步骤设计：根据实验目的和原理，设计合理的实验步骤和操作流程。
二、实验操作技巧1. 药物制备：按照实验要求准备药物溶液，注意溶解度和浓度的调配。
2. 动物模型制备：根据实验需要选择适当的动物模型，并进行相应的处理和麻醉。
3. 药物给药：选择合适的给药途径和剂量，注意给药的时间和频率。
4. 采样和分析：根据实验设计，按时采集样本并进行相应的分析和测定。
5. 数据处理和统计：对实验结果进行数据处理和统计分析，得出科学合理的结论。
三、常见实验技术1. 动物行为观察：观察动物在给药后的行为变化，如活动性、食欲、睡眠等。
2. 组织切片制备：将动物组织标本进行切片处理，用于形态学和组织学观察。
3. 酶活性测定：通过测定酶的活性来评估药物对生物体内酶的影响。
4. 细胞培养技术：利用细胞培养技术研究药物对细胞的作用机制和毒性效应。
5. 分子生物学技术：应用PCR、Western blot等技术研究药物对基因表达和蛋白质水平的影响。
四、实验注意事项1. 实验记录：详细记录实验步骤、操作细节和实验结果，保证实验数据的准确性和可靠性。
2. 实验质量控制：严格按照实验要求进行实验操作，避免实验误差和干扰因素的影响。
3. 实验伦理：遵守实验伦理规范，保护实验动物的权益和福利。
4. 废弃物处理：正确处理实验废弃物，避免对环境和人体造成污染和危害。
5. 实验结果分析：对实验结果进行科学合理的分析和解释，得出结论并提出进一步研究的建议。
{推荐}实验一药理实验基础知识
实验一药理实验基础知识药理学实验的基础知识第一节药理学实验的目的和要求药理学实验的目的在于通过循序渐进的常规实验，使学生验证和巩固所学的基本理论；通过综合实验了解较为先进的科研方法和技能，同时培养学生联想及综合分析问题的能力；通过设计性实验，培养学生独立思考、科学思维及创新的能力，建立实事求是、严谨的科学态度，提高解决实际问题的能力，为后续知识的学习和毕业后的科研工作奠定良好的基础。
为了达到上述目的，要求学生做到以下几点。
【实验前】1.仔细阅读实验指导，了解实验目的、原理、要求、方法和操作步骤。
2.结合实验内容，复习有关药理学、生理学、生物化学及免疫学等方面的理论知识，做到充分理解。
3.预测实验中可能出现的情况和发生的问题。
【实验时】1．实验器材的放置力求稳当、整齐、有条不紊。
2．严格按照实验指导上的步骤进行操作，准确计算给药量，节省器材和药品。
要注意保护实验动物和标本，避免与实验内容无关的刺激。
3．仔细、耐心地观察实验过程中出现的各种现象，实事求是地记录药物出现反应的时间、表现以及最后的转归，联系课堂讲授的内容进行思考。
4．在实验过程中遇到疑难之处，先要自己设法解决，如一时解决不了，应向指导教师说明情况，请求教师协助解决。
对于贵重仪器，在未熟悉其性能之前，不可轻易调试。
5．实验室内保持安静、整洁。
用药后须用原瓶塞塞好，公用药品和器材不可随意挪动。
【实验后】1．将实验用器材清洗擦干，清点整理后放到指定位置。
如有损坏、缺少，应及时报告老师。
将存活和死亡动物分别送至指定处所。
2．认真整理实验记录，经过分析思考，撰写实验报告，按时交给指导老师。
3．做好实验室的清洁卫生工作。
第二节药理学实验设计的基本原则在进行药理学实验时，为保证实验结果的客观性和可信性必须遵循以下基本原则：一．对照原则：进行实验时必须设对照组。
设置对照组是为了使观察指标通过对比而发现其在处理因素（如药物等）的作用下而表现出的某种特异性变化，消除各种无关因素的影响。
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实用文档
实验一 药理学实验的基本技能
一、实验动物的基本技能和实验技术基础
1.实验动物的标记
大、小鼠和白色家兔的标记常用3～5％黄色苦味酸溶液涂于皮毛上标号。常用的方法：
1号 ---左前腿
2号 ---左腰部
3号 ---左后腿
4号 ---头部
5号 ---正中
6号 ---尾根部
7号 ---右前腿
8号 ---右腰部
9号 ---右后腿
10号 ---不标记
2.实验动物的捉持（大、小鼠）
(1)小鼠的捉持 用右手提起鼠尾，放在粗糙物（如鼠笼盖）上面，向后轻拉鼠尾；用左手
拇指和食指捏住其两耳颈背部皮肤，将小鼠固定在掌中，使其腹部朝上，然后以无名指和小
指夹住鼠尾或小鼠的左后肢。
（2）大鼠的捉持 捉持和固定方法基本同小鼠，无经验者可戴上防护手套，并应动作轻柔。
用右手捉住鼠尾，放在鼠笼盖上，向后轻拉鼠尾；左手掌面向鼠背，食指和中指压住鼠的头
顶，拇指和无名指分别从鼠的两腋下插入，将鼠的两前肢卡住；或拽紧鼠后颈及后背皮肤即
可。
图 1 小白鼠捉持法
3、实验动物的给药方法（大、小鼠）
（1）小鼠的给药方法
灌胃（ig）：将小鼠固定后，使颈部拉直，右手持装有灌胃针头的注射器，自口角插入
口腔，压其头部，使口腔与食道成一直线，沿上腭壁向鼠口腔的后下方轻轻插入食道。如遇
阻力，可将针头抽出再插，以免刺破食管或误入气管。一般给药量为0.1～0.3ml/10g（体重）。
实用文档
图 2 小白鼠灌胃法实验 图 3 小白鼠腹腔注射法
皮下注射（H或sc）：常在背部皮下。轻轻捏起背部皮肤，将注射针头刺入皮下，稍稍
摆动针头，若容易摆动则表明针尖位于皮下。然后注入药液。一般给药量为0.1～0.20ml/10g
（体重）。
图 4 小白鼠皮下注射法
腹腔注射（ip）：左手固定动物，右手持注射器，从下腹部外侧，呈45度角刺入腹腔，
进针约3～5mm，一般给药量为0.1～0.3ml/10g（体重）。
肌内注射(im)：多注射于后肢股部肌肉，一般每侧不超过0.1ml。
尾静脉注射（iv）：将小鼠置于固定筒内，使尾部露在外面，用70％～75％的乙醇棉球
擦尾部，或将鼠尾浸入45～59ºC温水中，待尾部左右侧静脉扩张后，左手拉尾，右手进针。
一般给药量为0.1～0.2ml/10g
（2）大鼠的给药方法
均同小鼠。一般情况下，灌胃剂量为1～2ml/100g，皮下注射、尾静脉注射<1ml /只，
腹腔注射为1.5ml /只，肌内注射为0.1～0.2ml/只。此外大鼠尚有舌下静脉给药的方法。
图 5 家兔耳部血管分布 图 6 家兔耳静脉注射法
4、实验动物给药量的计算
实用文档
（1）药物浓度的表示方法
溶液的质量（g）
百分浓度（％）=————————— ×100%
溶液的体积（ml）
（2）实验动物给药剂量一般按mg/kg(或g/kg)计算。为了方便，大鼠和豚鼠可按每100g
计算，小鼠可按每10g计算。
给药剂量=药物浓度×给药体积
（3）给药容量的计算：从已知药的浓度和已知给药剂量算出相当于每1kg体重应给药的毫
升数（ml）。
例：小鼠体重22g，腹腔注射盐酸吗啡10mg/kg,药物浓度为0.1%,应注射多少毫升?
药物浓度：0.1%=0.1g/100ml=100mg/100ml=1mg/ml
给药剂量：10mg/kg=10ml/kg
小鼠体重：22g=0.022kg
10ml/kg×0.022kg=0.22ml
或换算成ml/10g来计算较为方便：10ml/kg=0.1ml/10g。这样再计算其他小鼠的给药量就
很方便。
5、实验动物的处死方法
（1）颈椎脱臼法 此法常用于小鼠。用左手拇指、食指或镊子用力压住小鼠的后头部，同时
用右手抓住鼠尾用力向后上方牵拉，使之颈椎脱臼，鼠立即死亡。
（2）空气栓塞法 此法常用于家兔的处死。用注射器将空气快速注入静脉，可使动物立即死
亡。
（3）击打法 适用于较小的动物，如家兔、大鼠和小鼠等。提起动物的尾部，用力敲击动物
头部，或用要木锤打击头部，致使动物死亡。
（4）断头法 此法适用于蛙、蟾蜍、小鼠和大鼠。用剪刀将动物头部剪断，由于脊髓娄离且
大量出血，动物很快死亡。
二、实验记录的内容和实验报告的写作
1、 实验记录
实验记录是将实验内容如实地记录下来，长期保存备用。其基本原则是真实、及时、准
确、完整，实验过程中应认真做好实验记录。内容一般应包括：
（1）时间、天气、温度；
（2）实验标本：动物的种类、体重、标记和标号及如何分组等。
（3）实验药物：药物的来源、批号、剂型、浓度、剂量及给药途径。
（4）实验进程、步骤和方法的详细记录。
（5）观测指标的变化和原始的描记图纸。
2、实验报告的写作
实用文档
实验报告要实事求事地反映实验的基本过程，并要对实际所得结果进行整理、计算、统计
学处理，然后进行科学地分析讨论，进一步阐明实验的目的和意义。一般包括以下内容：
[实验目的]
[实验材料] 包括仪器、药品和动物。要尽可能详细、具体、明确。
[实验方法] 可简明扼要地叙述，但关键环节或步骤必须写清楚。
[实验结果] 应根据实验获得的数据进行整理，并可对一个教学实验小组或全实验室的数
据进行整理、归纳、分析和对比，尽量总结出图表。尤其有观察时效关系的，描出时效曲线，
一目了然。数据须进行统计学处理，选择的统计学方法要恰如，检验效率要高。
[讨论]和[结论] 讨论与结论是报告的核心，应包括对实验结果的分析、思考题的探讨、
实验、实验方法及实验中出现异常现象的分析、认识、体会和建议等。
实验二不同给药途径对药物作用的影响
【目的和原理】
观察给药途径不同，动物对药物反应有何不同。
【实验动物】
小白鼠，体重18-24g，雌雄兼用
【实验器材和药品】
小鼠笼、天平、注射器（1ml）、大烧杯、小鼠灌胃器、10%硫酸镁、0.5%戊巴比妥钠
【实验步骤和观察项目】
1．硫酸镁不同给药途径对药物作用的影响
取体重相近的小白鼠2只，编号并称重。1号小白鼠腹腔注射10%硫酸镁溶液0.3ml，2号
小白鼠经口灌胃10%硫酸镁0.6ml。观察并比较两鼠有何不同现象发生，为什么？
鼠号 给药途径 剂量（ml/只） 呼吸 肌张力 大便
1号
2号
2．戊巴比妥钠不同给药途径对药物作用的影响
取体重相近的小白鼠3只，编号并称重。观察小鼠正常活动情况及翻正反射，然后用0.5%
戊巴比妥钠，分别从不同途径（灌胃、皮下注射、腹腔注射）给药0.1ml/10g，观察小鼠反
应，记录小白鼠腹腔注射0.5%戊巴比妥钠的时间、翻正反射消失及恢复时间，计算睡眠潜伏
期和睡眠持续时间。
鼠号 给药途径 剂量（ml/10g） 睡眠潜伏期（min） 睡眠时间（min）
1号
实用文档
2号
3号
【思考题】
同一药物、同等剂量以不同途径给药将会出现哪些不同反应？
实验三急性毒性（LD50）的测定
【目的】通过实验学习测定药物LD50的方法、步骤及计算过程，观察受试药品一次给予动
物后所产生的急性毒性反应和死亡情况。
【原理】药物给药剂量与动物死亡率间呈正态分布，以对数剂量为横坐标、死亡率为纵坐标
作图，可得到一对称S型曲线，其两端较平坦，中间较陡，说明两端处剂量稍有变化时死亡
率的改变不易表现出来，在50%死亡率处斜率最大，该处剂量稍有变动时，其死亡率变动最
明显，即最灵敏，在技术上也最容易测得准确，所以人们常选用LD50值作为反映药物的指
标。若将死亡率换算成机率单位，则对数剂量与机率单位呈直线关系，用数学方法可拟合其
回归方程式，可精确地计算LD50及引起任何死亡率的剂量及相关数据。
【器材和药品】注射器（1ml）、天平、小鼠笼、苦味酸；盐酸普鲁卡因。
【动物】18～22g健康小鼠50只(正式试验)，雌雄各半（雌鼠应无孕），实验前禁食12h，不
禁水。
【方法】
1.预试验 目的是寻找引起0%和100%动物死亡的剂量范围，以便正式实验时确定各组剂
量。一般是取小鼠9～12只，分3～4组，选择组距较大的一系列剂量腹腔注射给药，观察出
现的症状并记录死亡数，找出引起0%及100%死亡率，至少应找出引起20%～80%死亡率的剂量
范围，以保证量-效曲线跨越足够的范围。普鲁卡因小鼠腹腔注射（ip）引起0%和100%动物
死亡的剂量范围的参考值为：最小剂量（Dmin）121.3mg/kg，最大剂量（Dmax） 290mg/kg。
2.剂量计算及药液配制
(1)剂量计算
根据预试结果找出Dmax及Dmin，设正式实验的剂量组数为n，剂量公比为r，则
各组剂量为Dmax·rk-1，k为第几组，一般选用4～5组动物，r为0.6～0.85为宜。
例 已知普鲁卡因Dmin=121.3mg/kg， Dmax=290mg/kg
当n=6时，r=0.84, 各组剂量为：
1. 290 mg/kg
2. 290 mg/kg×0.84 = 243.6mg/kg
3. 290 mg/kg×0.842= 204.6mg/kg
4. 290 mg/kg×0.843= 171.9mg/kg
5. 290 mg/kg×0.844= 144.4mg/kg