小鼠、大鼠采血法
实验动物学实验报告大鼠,小鼠,小鼠的基本实验操作,大鼠的基本实验操作
实验一小鼠的基本实验操作一、实验目的:通过实际操作,掌握小鼠的一般操作方法,包括小鼠的抓拿、标记、给药(灌胃、腹腔注射、皮下、肌肉、尾静脉注射)、取血(眶后静脉丛,摘眼球)、脊椎脱臼法处死、大体解剖。
二、实验动物:昆明小鼠2只(1雌1雄)三、实验步骤1、抓取与固定,标记2、去毛3、给药:消化道、腹腔注射、尾静脉注射4、取血:眼眶后静脉丛、尾静脉、眼球摘除法、断头法5、麻醉:氯胺酮腹腔麻醉6、处死:脊椎脱臼法7、解剖:雄性:睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺(在膀胱下方,胶质状,透明)雌性:双角子宫、卵巢肾上腺、胆囊、甲状腺、胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏、甲状腺四、实验结果1、抓取与固定标记:抓取:抓小鼠的尾根部固定:抓住小鼠的尾根部,让小鼠在粗糙平面上爬行,后拉尾跟部,右手的拇指与食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤,小指与无名指将尾巴固定在手掌面。
并标记: 2、灌胃法:左手抓取小鼠固定后,右手持特制灌胃针,沿一侧口角进针,紧贴咽后壁,头后仰以便伸直消化道,进针2/3后灌生理盐水0、5ml3、注射给药:腹腔注射:从下腹部的两侧进针 ,进针时针与腹部成45°。
进针后稍微晃动针,如无粘滞感则可注射药物尾静脉注射:一人固定小鼠,另一人用左手中指与拇指将尾拉直,食指托住尾部,在尾动脉位置进针注射0、5ml生理盐水。
注射完毕拔出针头,用无菌棉球压迫止血。
4、采血从眼角内侧0、5cm处进针眼球摘除法:左手抓取用固定小鼠,右手持弯头镊在眼球根部将眼球摘除,头朝下,眼眶内血迅速流出。
5、麻醉:0、5%氯胺酮腹腔麻醉:本小鼠重22g,按100mg/kg的药量给药,2分钟麻醉成功6、处死:脊椎脱臼法:按住头部,将尾根部向后上方以短促的力量拉即可致死7、解剖:雄性:寻找到睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺雌性:双角子宫、卵巢 3、7、2 肾上腺:米粒大小胰腺:位于胃下方,类似于脂肪组织,浑浊状 3、7、4 ,胆囊:芝麻大小,浅绿色,半透明,甲状腺:紧贴环状软骨 ,另可解剖出胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏。
8.第八章 动物实验基本操作方法
动物实验的基本操作方法，包括实验动
物的抓取、固定、编号、标记、麻醉、去
毛、给药、采血、采集体液、常见手术操 作、处死等操作方法。
第一节
实验动物的抓取、固定、编号、标记方法
一、小鼠的抓取与固定
二、大鼠的抓取与固定
抓取与固定方法同小鼠,但要防止被大鼠咬伤.
三、豚鼠的抓取与固定
小鼠3cm大鼠或豚鼠5cm大鼠小鼠的灌胃法用左手固定鼠右手持灌胃器安好灌胃针并已吸好药物将灌胃针从鼠的嘴角插入口腔压迫鼠的头部使口腔和食管成一直线轻轻转动针头刺激鼠的吞咽将灌胃针沿咽后壁慢慢插入食管如动物挣扎厉害退出灌胃针待动物安静下来重新插入灌胃针前端达到膈肌水平即可慢慢推灌药液如很通畅则说明已进入胃内
常用实验动物全身麻醉药用法及剂量
药品 动物 给药 途径 剂量
（mg/kg）
浓度
(%) 3 3 2 2
用药量
(mL/kg) 1.0 1.4~1.7 2.0~2.5 2.3 3~4 7.0 7.0 1.3~25 5.0~10.0
麻醉时间
戊巴比妥钠
犬、猫、兔 iv ip ip 豚鼠 大鼠、小鼠 Ip
30 40~50 40~50 45
三、动物麻醉的注意事项 1．有些麻醉药物，如乙醚，是挥发性很强的液体，易燃易 爆，使用时应远离火源。平时应装在棕色玻璃瓶中，储存阴 凉处，不宜放在冰箱中，以免遇电火花而引起爆炸。
2．所有麻醉药使用过量均可引起中毒，应特别注意各种麻 醉药的剂量和给药途径，应准确按体重计算麻醉剂量。由于 动物存在个体差异，文献介绍的剂量仅能作参考使用。 3．注射时，一般要求缓慢，并随时观察动物的肌张力、 角膜反射、呼吸频率、夹痛反射射等指标。
（三）肌肉注射 肌肉注射比皮下和腹腔注射用得较少，但当给动物注射 不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，常采用肌肉注 射。动物肌肉注射时，应选用肌肉发达，无大血管经过的部 位，如兔、猫、犬、猴的两侧臀部或股部。 （四）腹腔注射 大鼠、小鼠腹腔注射时，左手抓取并固定好动物，将腹部 朝上。右手持注射器将针头在下腹部腹白线稍左或偏右的位置， 从下腹部朝头方向几乎平行地刺入皮下，进针3~5mm，再使 针头与皮肤呈45°角斜穿过腹肌，当针尖穿过腹肌进入腹腔时， 有落空感，然后固定针头，保持针尖不动，回抽，无回血，无 肠液、尿液，便可缓缓推入药液。小鼠的一次注射量为 0.1~0.2ml/10g体重。大鼠一次注射量为：1~2ml/100g体重。 兔的注射部位在腹部近腹白线lcm处，犬在脐后腹白线侧边 1~2cm处。
药物代谢动物实验基本操作注意事项
动物实验的基本操作
订实验动物 一般计划要做药理实验后，先订动物，饲养中心送动物 过来需要时间，如果动物供应紧张的时候，很可能等的
粪便温孵法 肠菌酶法
单一菌种温孵法
肝微粒体的制备
差速离心法
通过高速离心 使微粒体与其他成 分分离，操作简单， 无需其他试剂辅助， 但需要的时间长， 对设备的整体要求 高。
CaCl2沉淀法 制备肝微粒体， 即在离心前额外加入 CaCl2 ， 促 进 微 粒 体 的聚集和沉降。这种 方法对设备要求降低， 而且缩短了实验所需 的时间，是研究药物 体外代谢，制备微粒 体的常用方法。
药物代谢-生物转化
一相代谢
氧化，还原，水解反应； CYP450酶
二相代谢
内源性物质结合反应； UGTs，SULTs, NAT, GST, MT
药物代谢研究方法
体内代谢法 综合地考虑各种体内 因素对药物的影响,能 够真实全面地反映药 物代谢的体内整体特 征 药物在生物体内的分 布比较广，加上代谢 转化的器官和酶系的 多样性，使药物及其 代谢产物在体内的浓 度低，代谢产物的检 测具有一定的难度
要从尾部下四分之一处进针,血管表浅,好扎,而且如果 万一没打进,还可以向上找位置再打
进针后, 有没有回血很重要,回血肯定扎进了,如果没 有自动回血的话,轻轻回抽下,有回血的话就注射,扎进 血管,注射通畅,没有阻力。如果很难推进，一般是没 扎进，就不要再推了，打到组织里面会水肿，然后整 个血管就看不清了，无法注射。自己觉得没回血最好 别注射，换位置，一般是没进。 注射完毕一定要止血，不然药物可能随血流出来，给 药量不准了。
动物实验基本技术及实验动物管理法规
动物实验基本技术(一)耳缘切口采血：先将豚鼠耳消毒,用刀片沿血管方向割破耳缘,切口约长0.5cm,在切口边缘涂上20％的柠檬酸钠溶液，防治血凝，则血可自切口处流出。
此法采血每次可采0.5ml。
(二)背中足静脉采血：固定豚鼠，将其右或左后肢膝关节伸直，脚背消毒，找出足静脉，左手拇指和食指拉住豚鼠的趾端，右手将注射针刺入静脉，拔针后立即出血。
(三)心脏采血：用手二、豚鼠采血方法指触摸，选择心跳最明显的部位，把注射针刺入心脏，血液即流入针管。
心脏采血时所用的针头应细长些，以免发生采血后穿刺孔出血。
三、兔的采血方法(一)耳缘静脉采血：将兔固定,拔去耳缘静脉局部的被毛，消毒，用手指轻弹兔耳,使静脉扩张，用针头刺耳缘静脉末端,或用刀片沿血管方向割破一小切口,血液即流出。
本法为兔最常用的采血方法，可多次重复使用。
(二)耳中央动脉采血：在兔耳中央有一条较粗的、颜色较鲜红的中央动脉。
用左手固定兔耳，右手持注射器，在中央动脉的末端，沿着与动脉平行的向心方向刺入动脉，即可见血液进入针管。
由于兔耳中央动脉容易痉挛，故抽血前必须让兔耳充分充血，采血时动作要迅速。
采血所用针头不要太细，一般用6号针头，针刺部位从中央动脉末端开始，不要在近耳根部采血。
(三)颈静脉采血：方法同小鼠、大鼠的颈静脉采血。
(四)心脏采血：使家兔仰卧，穿刺部位在第三肋间胸骨左缘3mm处，针头刺入心脏后，持针手可感觉到兔心脏有节律的跳动。
此时如还抽不到血，可以前后进退调节针头的位置，注意切不可使针头在胸腔内左右摆动，以防弄伤兔的心、肺。
四、狗的采血方法(一)后肢外侧小隐静脉采血：后肢外侧小隐静脉位于后肢胫部下三分之一的外侧浅表皮下，由前侧方向后行走。
采血时，将动物固定，局部剪毛、消毒，采血者左手紧握剪毛区上部或扎紧止血带，使下部静脉充血，右手用连有6号或7号针头的注射器刺入静脉，左手放松，已适当速度抽血即可。
(二)前肢背侧皮下头静脉采血：前肢背侧皮下头静脉位于前脚爪的上方背侧的正前位。
动物实验的基本技术操作060308
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常用的脱毛剂配方： ① 硫化钠3g、肥皂粉1g，淀粉7g，加 水适量调成糊状； ② 硫化钠8g、淀粉7g、糖4g、甘油5g、 硼砂1g，加水75ml，调成稀糊状； ③ 硫化钠8g、溶于100ml水中； 以上脱毛剂配方适用于家兔、大、小 白鼠等小动物的脱毛。 ④ 硫化钠l0g、生石灰15g，溶于100ml 水内，此配方适用于犬等大动物的脱毛。
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图1-12 猪的固定带悬吊固定
图1-11 猪的三角架固定
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图1-13 猪固定带
二、实验动物的编号、标记、 分组和去毛方法
（一）编号和标记方法
在动物实验中，为了使实验动物个体 间或组间区别开来，便于对每个实验动 物的反应情况进行观察，必须对实验动 物进行编号、标记。标记的方法很多， 但基本原则是： 号码清楚、耐久、简便、易认和适用。 下面介绍几种常见标记方法：
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2.非挥发性麻醉剂 这类麻醉剂种类较多，分为全身麻醉 剂和局部麻醉剂。全身麻醉剂包括苯巴 比妥钠、戊巴比妥钠、硫喷妥钠等巴比 妥类的衍生物，氨基甲酸乙酯和水合氯 醛。这些麻醉剂使用方便，一次给药可 维持较长的麻醉时间，麻醉过程较平稳， 动物无明显挣扎现象。但缺点是苏醒较 慢。
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(3) 氯胺酮： 为中效巴比妥类药物，常用其盐酸盐。静脉或 肌肉给 药后起 效快， 但维持 时间较 短，一 般仅 10～20min。为了延长时间，可重复给药。其副作 用是心率加快，血压升高，有时还可引起动物呕 吐等。 (4) 水合氯醛： 此药为无色透明棱柱状结晶，有穿透性的臭气 及腐蚀性苦味。其溶解度较小，常配浓度为5％-10 ％。配制后的溶液易沉淀，用时先在水浴锅中适 量加热，促其溶解。 作用特点与巴比妥类药物相似，是一种安全有 效的镇静催眠药，能起到全身麻醉作用，其麻醉 量与中毒量很接近，故安全范围小，使用时应注 意。其副作用为对皮肤和粘膜有较强的刺激作用。 2014-3-24 36
动物实验报告
实验一大、小鼠的基本实验操作一、实验目的:通过实际操作，掌握大、小鼠的一般操作方法，包括大、小鼠的抓取和固定、性别鉴定、给药、采血.二、实验动物：昆明小鼠4只（2雌2雄)、大鼠4只（2雌2雄）、灌胃器2个、注射器4个、酒精、棉球、生理盐水、小鼠固定器1个、大鼠固定器1个。
三、实验步骤1、抓取和固定1.1抓取：左手抓小鼠的尾根部1.2固定：左手抓住小鼠的尾根部，让小鼠在粗糙平面上爬行，后拉尾跟部,右手的拇指和食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤，小指和无名指将尾巴固定在手掌面。
1.3同样操作将大鼠抓取和固定2、性别鉴定：2.1抓取和固定小鼠3.2观察肛门与生殖器间的距离和二者之间的毛发。
雄性：距离长,毛发密（和其他部位一样）;雌性：距离短，毛发稀疏.4.3同样鉴别方法，重复鉴别大鼠。
5.给药5.1.灌胃法3.1.1按正确方法用左手抓取和固定小鼠，使腹部朝上,颈部拉直。
3.1.2固定后，右手持持接灌胃针的注射器吸取药液（或事先将药液吸好），将针头从口角插入口腔内，然后用灌胃针头压其头部，使口腔与食管成一直线，再将灌胃针头沿上腭壁轻轻进入，转动针头刺激动物吞咽，然后沿咽后壁慢慢插入食道。
3.1.3当感觉有落空感时表明灌胃针可能进入胃内，向外抽动注射器活塞，感觉有负压,此时可将药液灌入。
3.1。
3用大鼠重复同样操作5.2.注射给药5.3.1皮下注射5.3.1.1用左手拇指和食指轻轻提起动物颈后肩胛间皮肤，3.2.1。
2右手持注射器，使针头水平刺入皮下，针头能自由拨动无牵阻，推送药液时注射部位隆起。
拨针时，以手指捏住针刺部位3。
2。
1.3用大鼠重复同样操作5.4.2腹腔注射5.4.1.1以左手固定小鼠，使腹部向上，5.4.2.2右手持注射器从下腹两侧向头方刺入皮下，针头稍向前，再将注射器沿 45角斜向穿过腹肌进入腹腔，此时有落空感,回抽无回血或尿液，即可注入药液。
5.4.3.3用大鼠重复同样操作5.5.3尾静脉注射5.5.1.1先将动物固定在暴露尾部的固定器内，5.5.2.2用 75％酒精棉球反复擦拭尾部使血管扩张，5.5.3.3以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，用中指从下面托起鼠,右手持注射器，使针头尽量采取与尾部平行的角度进针，从尾末端处刺入.5.5.4.4注入药液，无阻力，表示针头已进入静脉,注射后把尾部向注射侧弯曲,或拔针后随即以干棉球按住注射部位以止血。
实验动物采血完全指南
实验动物采血完全指南凡用血量较少的检验如红、白细胞计数、血红蛋白的测定，血液涂片以及酶活性微量分析法等，可刺破组织取毛细血管的血。
当需血量较多时可作静脉采血。
静脉采血时，若需反复多次，应自远离心脏端开始，以免发生栓塞而影响整条静脉。
例如，研究毒物对肺功能的影响、血液酸碱平衡、水盐代谢紊乱，需要比较动、动脉血氧分压、二氧化碳分压和血液pH值以及K+、Na+、CI-离子浓度，必须采取动脉血液。
采血时要注意：⑴采血场所有充足的光线；室温夏季最好保持在25-28℃，冬季，15-20℃为宜；⑵采血用具有采用部位一般需要进行消毒；⑶采血用的注射器和试管必须保持清洁干燥；⑷若需抗凝全血，在注射器或试管内需预先加入抗凝剂.１．取少量血ａ．尾静脉大鼠、小鼠ｂ．耳静脉兔、狗、猫、猪、山羊、绵羊ｃ．眼底静脉丛兔、大鼠、小鼠ｃ．舌下静脉兔ｄ．腹壁静脉青蛙、蟾蜍ｅ．冠、脚蹼皮下静脉鸡、鸭、鹅２．取中量血ａ．后肢外侧皮下小隐静脉狗、猴、猫ｂ．前肢内侧皮下头静脉狗、猴、猫ｃ．耳中央动脉兔ｄ．颈静脉狗、猫、兔ｅ．心脏豚鼠、大鼠、小鼠ｆ．断头大鼠、小鼠ｇ．翼下静脉鸡、鸭、鸽、鹅ｈ．颈动脉鸡、鸭、鸽、鹅３．取大量血ａ．股动脉、颈动脉狗、猴、猫、兔ｂ．心脏狗、猴、猫、兔ｃ．颈静脉马、牛、山羊、绵羊ｄ．摘眼球大鼠、小鼠采动物品种最大安全采血量(ml) 最小致死采血量(ml)小鼠0.2 0.3大鼠 1 2豚鼠 5 10兔10 40狼狗100 500猎狗50 200猴15 601.割(剪)尾采血当所需血量很少时采用本法。
固定动物并露出鼠尾。
将尾部毛剪去后消毒，然后浸在45℃左右的温水中数分钟，使尾部血管充盈。
再将尾擦干，用锐器(刀或剪刀)割去尾尖0.3-0.5cm，让血液自由滴入盛器或用血红蛋白吸管吸取，采血结束，伤口消毒并压迫止血。
也可在尾部作一横切口，割破尾动脉或静脉，收集血液的方法同上。
每鼠一般可采血10余次以上。
小鼠每次可取血0.1ml，大鼠0.3～0.5ml。
动物实验技术与方法
（1）鼠类：鼠类的灌胃器由注射器和特殊的灌胃 针构成。左手固定鼠，右手持灌胃器，将灌胃针从 鼠的右口角插入口中，沿咽后壁慢慢插入食道，使 其前端到达膈肌位置。灌胃针插入时应无阻力，如 有阻力或动物挣扎则应退针或将针拔出，以免损伤、 穿破食道或误入气管。
小白鼠灌胃方法
大白鼠灌胃方法
（2）兔、犬等：灌胃一般要借助于开口器、灌胃管进行。先将动物固定，再将开口 器固定于上下门齿之间，然后将灌胃管（常用导尿管代潜）从开口器的小孔插入动 物口中，沿咽后壁而进入食道。插入后应检查灌胃管是否确实插入食道。可将灌胃 管外开口放入盛水的烧杯中，若无气泡产生，表明灌胃管被正确插入胃中，未误入 气管。
兔灌胃方法
狗灌胃方法
动物种类 小白鼠
插入深度， 3cm
大白鼠、豚鼠 5cm
兔
15cm
每次灌胃量： 1ml 1-4ml 80-100ml
犬
约20cm
200-250ml
（二）注射给药法 注射给药剂量准确、作用快，是动物实验中常用的给药方法，给药时应注
意针头的选择（鼠类用4#针头，兔、猫、犬、猪、猴用6—8#针头）。
狗颈静脉取血方法
（6）心脏采血：将动物麻醉并仰卧固定置实验台上。心前区皮肤脱毛，常规消毒。
于左侧第3、4肋间心尖博动最强处将针头垂直刺入心脏，由于心脏的搏动，血液 可自动进入注射器。如无血液流出，拔出针头后重新穿刺，不能左右来回斜穿，以 免造成气胸而导致动物很快死亡。经6—7天后可重复穿刺采血。
尿液采集
(一)代谢笼 动物排便时，可通过笼子底部的大小便分离 漏斗，将尿液与粪便分开，达到采集尿液的 目的。 (二)压迫膀胱(强制排尿) 将动物固定，按压骶骨两侧的腰背部或轻 轻压迫膀胱的体表部位，使其排尿。
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小鼠、大鼠采血法
1．割(剪)尾采血
当所需血量很少时采用本法。
固定动物并露出鼠尾。
将尾部毛剪去后消毒，然后浸在45℃左右的温水中数分钟，使尾部血管充盈。
再将尾擦干，用锐器(刀或剪刀)割去尾尖0.3～0.5cm，让血液自由滴入盛器或用血红蛋白吸管吸取，采血结束，伤口消毒并压迫止血。
也可在尾部做一横切口，割破尾动脉或静脉，收集血液的方法同上。
每鼠一般可采血10余次。
小鼠每次可取血0.1ml，大鼠每次可取0.3～0.5ml。
2．鼠尾刺血法
大鼠用血量不多时(仅做白细胞计数或红白蛋白检查)，可采用本法。
先将鼠尾用温水擦拭，再用酒精消毒和擦拭，使鼠尾充血，用7号或8号注射针头刺入鼠静脉，拔出针头时即有血滴出，一次可采集10～15mm3。
如果长期反复取血，应先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐渐向近心端穿刺。
3．眼眶静脉丛采血
采血者的左手拇指、食指从背部较紧地握住小鼠或大鼠的颈部(大鼠采血需带上纱手套)，应防止动物窒息。
当动物取血时左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧，使眼后静脉丛充血。
右手持连接7号针头1ml注射器或长颈(3-4cm)硬质玻璃管(毛细管内径0.5～10mm)，使采血器与鼠面成450的夹角，由眼角刺入，针头斜面先向眼珠，刺入后再转1800，使斜面对着眼眶后界，刺入深度小鼠为2～3cm，大鼠4～5cm。
当感到有阻力时即停止推进，同时，将针退出0.1～0.5mm边退边抽，若穿刺适当，血液能自然流入毛细管中。
当得到所需的血量后，除去加于颈部的压力，出血即停止，同时，将采血器拔出，以防止穿刺孔出血。
若技术熟练，用本法短期内可重复采血均无多大困难。
左右两眼轮换更好。
体重20～25g的小鼠每次可采血0.2～0.3ml，体重200～300g鼠每次可采血0.5～1.0ml，适用于某些生物化学项目的检验。
4．断头取血
采血者的左手拇指和食指以背部较紧地握住大小鼠的颈部皮肤，并做动物头朝下倾的姿势，右手用剪刀猛剪鼠颈，1／2～4／5的颈部剪断，让血自由滴入盛器。
小鼠可采0.8～1.2ml，大鼠5～10ml。
5．心脏采血
鼠类心脏较小，且心率较快，心脏采血比较困难，故少用。
活体采血方法与豚鼠相同。
若做开胸一次死亡采血，先将动物做深麻醉，打开胸腔，暴露心脏，用针头刺入右心室，吸取血液。
小鼠0.5～0.6ml，大鼠0.8～1.2ml。
6．颈静脉采血
先将动物仰位固定，切开锁骨部皮肤，分离皮下结缔组织，使颈静脉充分暴露，可用注射器吸出血液。
7．腹主动脉采血
最好先将动物麻醉，仰卧固定在手术架上，从腹正中线皮肤切开腹腔，使腹主动脉清楚暴露。
用注射器吸出血液，防止溶血。
或用无齿镊子剥离结缔组织，夹住动脉近心端，用尖头手术剪刀剪断静脉，使血液喷入盛器。
8．股动(静)脉采血
先由助手握住动物，采血者左手拉直动物下肢，使静脉充盈，或者以搏动为指标，右手用注射器刺入血管。
体重15～20g小鼠采血0.2～0.3ml，大鼠0.4～0.6ml。