小鼠取血方法
1.割(剪）尾采血当所需血量很少时采用本法。固定动物并露出鼠尾。将尾部毛剪去后消毒，然后浸在45℃左右的温水中数分钟，使尾部血管充盈。再将尾擦干，用锐器（刀或剪刀)割去尾尖0。3-0.5cm，让血液自由滴入盛器或用血红蛋白吸管吸取，采血结束，伤口消毒并压迫止血。也可在尾部作一横切口,割破尾动脉或静脉，收集血液的方法同上。每鼠一般可采血10余次以上。小鼠每次可取血0。1ml,大鼠0。3～0.5ml.2。鼠尾刺血法大鼠用血量不多时（仅做白细胞计数或血红蛋白检查)，可采用本法.先将鼠尾用温水擦拭，再用酒精消毒和擦拭，使鼠尾充血.用7号或8号注射针头，刺入鼠尾静脉，拔出针头时即有血滴出，一次可采集10～50mm3。如果长期反复取血，应先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐渐向近心端穿刺。3.眼眶静脉丛采血采血者的左手拇食两指从背部较紧地握住小鼠或大鼠的颈部(大鼠采血需带上纱手套）,应防止动物窒息。当取血时左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧,使眶后静脉丛充血。右手持续接7号针头的1ml注射器或长颈(3～4cm)硬质玻璃滴管(毛细管内径0.5—1。0mm），使采血器与鼠面成45℃的夹角，由眼内角刺入，针头斜面先向眼球，刺入后再转180度使斜面对着眼眶后界。刺入浓度,小鼠约2～3mm，大鼠约4~5mm。当感到有阻力时即停止推进，同时,将针退出约0。1—0.5mm，边退边抽.若穿刺适当血液能自然流入毛细管中，当得到所需的血量后，即除去加于颈部的压力,同时，将采血器拔出,以防止术后穿刺孔出血。若技术熟练，用本法短期内可重复采血均无多大困难。左右两眼轮换更好。体重20-25g的小鼠每次可采血0。2—0。3ml;体重200—300g大鼠每次可采血0.5-1.0ml，可适用于某些生物化学项目的检验。4.断头取血采血者的左手拇指和食指以背部较紧地握住大(小)鼠的颈部皮肤，并作动物头朝下倾的姿势。右手用剪刀猛剪鼠颈，约1/2-4/5的颈部前剪断，让血自由滴入盛器。小鼠可采用约0.8~1.2ml；大鼠约5-10ml。5。心脏采血鼠类的心脏较小，且心率较快,心脏采血比较困难,故少用。活体采血方法与豚鼠相同。若做开胸一次死亡采血，先将动物作深麻醉，打开胸腔,暴露心脏,用针头刺入右心室,吸取血液。小鼠约0。5-0。6ml；大鼠约0。8—1。2ml。6.颈动静脉采血先将动物仰位固定，切开颈部皮肤,分离皮下结缔组织，使颈静脉充分暴露,可用注射器吸出血液。在气管两侧分离出颈动脉，离心端结扎，向心端剪口将血滴入试管内.7。腹主动脉采血最好先将动物麻醉,仰卧固定在手术架上，从腹正中线皮肤切开腹腔,使腹主动脉清楚暴露。用注射器吸出血液，防止溶血。或用无齿镊子剥离结缔组织，夹住动脉近心端，用尖头手术剪刀，剪断动脉,使血液喷入盛器。8.股动(静)脉采血先由助手握住动物,采血者左手拉直动物下肢，使静脉充盈.或者以搏动为指标,右手用注射器刺入血管.体重15—20g 小鼠采血约0.2-0。8ml，大鼠约0.4-0.6ml。
大小鼠各种采血方法与最大采血量
大小鼠各种采血方法与最大采血量 1剪尾采血小鼠每次采血量0.1ml ，大鼠每次采血量0.3-0.5ml 左手拇指和食指从背部抓住鼠颈部皮肤，将鼠头朝下，鼠保定后将其尾巴置 于50C热水中浸泡数分钟，使尾部血管充盈。擦干尾部，再用剪刀或刀片剪去尾尖1-2mm用试管接流出的血液，同时自尾根部向尾尖按摩。取血后用棉球压迫止血并用6%液体火棉胶涂在伤口处止血。 2摘除眼球采血小鼠采血量0.6-1ml 左手抓住小鼠颈部皮肤，轻压在实验台上，取侧卧位，左手食指尽量将小鼠眼周皮肤往颈后压，使眼球突出。用眼科弯镊迅速夹去眼球，将鼠倒立，用器皿接住流出的血液。采血完毕立即用纱布压迫止血。大鼠少用。 3心脏采血小鼠采血量0.5-0.6ml ，大鼠采血量1-1.5ml 鼠仰卧位固定，剪去胸前区被毛，皮肤消毒后，用左手食指在左侧第3-4 肋间触摸到心搏处，右手持带有4-5 号针头的注射器，选择心搏最强处穿刺，当刺中心脏时，血液会自动进入注射器。 4断头采血小鼠采血0.8-1.2ml ，大鼠采血量5-10ml 左手拇指和食指从背部抓住鼠颈部皮肤，将鼠头朝下，右手用剪刀剪断鼠 颈部约1/2-4/5 ，让血液流入试管。 5眼眶静脉丛采血小鼠采血量为0.2-0.3ml ，大鼠采血量为0.4-0.6ml 取内径为1.0-1.5mm的玻璃毛细管，临用前折断成1〜1.5cm长的毛细管段， 浸入1％肝素溶液中，干燥后用。取血时左手抓住鼠两耳之间的颈背部皮肤以固定头部，轻轻向下压迫颈部两侧，引起头部静脉血液回流困难使眼眶静脉丛充血，右手持毛细管由内眦部插入结膜，再轻轻向眼底部方向推进，轻轻旋转毛细管以划破静脉丛，让血液顺毛细管流出，接收入事先准备的容器中。采血后纱布轻压眼部止血。小鼠、大鼠、豚鼠及家兔均可采取此法取血。刺入深度小鼠为2-3mm，
大鼠和小鼠的采血方法
大鼠和小鼠的采血方法（最全） 这里主要介绍几种大小鼠的采血方法，以帮助试验中需要用到相关技术的人员。 1）尾尖取血： 当所需血量很少时采用本法。固定动物并历出鼠尾，将鼠尾在 45 C温水中浸泡数分钟，也可用二甲苯等化学药物涂擦，使局新血管 扩张。将鼠尾擦干，剪去尾尖，血自尾尖流出，让血液滴入盛器或直接用移液器吸取。如需间隔一定时间，多次采取鼠尾尖部血液，每次采血时，将鼠尾剪去很小一段，取血后，先用棉球压迫止血并立即用6%液体火棉胶涂于尾巴伤口处，使伤口外结一层火棉胶薄膜，保护伤口。也可采用切割尾静脉的方法采血，三根尾势脉可交替切割，并自尾尖向尾根方向切割，每次可取0.2?0.3ml血，切割后用棉球压迫止血。这种采血方法在大鼠进行较好，可以较长的间隔时间连续取血，进行血常规检查。 （2）眼眶后静脉丛取血： 当需中等量的血液，而又需避免动物死亡时采用此法。用左手固定鼠，尽量捏紧头部皮肤，使头固定，并轻轻向下压迫颈部两侧，引起头部静脉血液回流困难，使眼球充分外突（示眼眶后静脉丛充血），右手持毛细玻璃管，沿内眦眼眶后壁向喉头方向旋转刺入。刺入深度小鼠2?3mm ,大鼠4?5mm。当感到有阻力时再稍后退，保持水平位，稍加吸引，由于血压的关系，血液即流人玻璃管中。得到所需的血量后，拨出毛细管。若手法恰当，小鼠约可采血0.2?0.3ml，大鼠约可采血0.4?
0.6ml。 (3)断头取血： 当需要较大量的血液，而又不需继续保存动物生命时采用此法。左手捉持动物，使其头略向下倾，右手持剪刀猛力剪掉鼠头，让血液滴入盛器。小鼠可采血0.8?1.0ml，大鼠可采用5?8ml。 (4)眶动脉和眶静脉取血： 此法既能采取较大量的血液，又可避免断头取血法中因组织液的混入导致溶血的现象，现常取代断头取血法。先使动物眼球突出充血后，以弯头眼科镊迅速钳取眼球，并将鼠倒置，头向下，眼眶内很快流出血液，让血液滴入盛器，直至不流为止。此法由于取血过程中动物未死，心脏不断在跳动，因此取血量比断头法多，一般可取鼠体重4?5 %的血液量，是一种较好的取血方法。 (5)心脏取血： 动物仰卧固定在固定板上，剪去心前区部位的被毛，用碘酒酒精消毒皮肤。在左侧第3?4肋间，用左手食指摸到心搏处，右手取连有4?5号针头的注射器，选择心搏最强处穿刺，当针刺入心脏时，血液由于心脏跳动的力量自动进人注射器。此法要求实验者掌握以下要点：要迅速而直接插入心脏，否则，心脏将从针尖处滑脱；如第一次没刺准，将针头抽出重刺，不要在心脏周围乱探，以免损伤心、肺; 要缓慢而稳定的抽吸，否则，太多的真空反而使心脏塌陷。若不需保留动物生命 时，也可麻*醉后切开动物胸部，将注射器直接刺人心脏抽吸血液。（6）大血管取血:
大小鼠血清采集
大小鼠血清采集 一、仪器耗材 （一）共用 低温恒温离心机、-20℃冰箱、4℃冰箱、鼠笼、无害化冰箱、50ml离心管、500ml血清瓶、一次性橡胶手套、移液器（0.1~1ml、1~5ml）及配套吸头、废弃吸头存储盒、75%酒精。 （二）小鼠 1.5ml EP管、无盖离心管盒、弯头镊、眼科剪。 （三）大鼠 麻醉剂（3%戊巴比妥钠）、5ml无菌注射器、大鼠解剖台、手术剪、利器盒、止血钳、弯头镊、10ml无抗凝剂真空采血管（含一次性采血针）、止血纱布、电子天平（精度0.1~1g即可）。 二、操作方法 （一）小鼠血清的采集 1、摘除眼球采血 （1）使小鼠爬伸在笼盒上，左手拇、食指抓取小鼠双耳及颈后皮肤，小指固定尾部，用眼科剪减去小鼠待摘眼球脸部胡须； （2）中指将小鼠左侧前肢轻压在胸骨心脏部位，无名指按在腹部，捻动拇指，轻压取血侧眼部皮肤，使眼球充血突出； （3）用弯头镊夹取眼球； （4）根据需要捻动拇指与食指的方向，使血液从眼眶内以不同速度垂直流入1.5ml EP管中； （5）同时用左手中指轻按小鼠心脏部位，以加快心脏泵血速度； （6）当血液流尽时，用脱臼法处死小鼠。 2、分离血清 （1）将EP管中的血室温静置2小时； （2）再置于4℃冰箱内3~4小时或过夜； （3）待血液凝固血块收缩后，4℃ 3500rpm离心10分钟；
（4）使用移液器吸取上清液置于干净的50ml离心管中4℃冰箱暂存，待所有动物血清收集完成后，再次离心转移到500nl血清瓶中，保存于-20℃冰箱。 3、注意事项 （1）采血场所有充足的光线，室温夏季保持在25~28℃，冬季保持在15~20℃为宜； （2）防止血液浸入眼部周围毛发，否则会造成污染和溶血； （3）按压心脏时，用力一定要适度，若用力过度，一是会造成动物采血中途死亡，使采血不完全，二是有可能引起溶血现象发生，影响血清质量； （4）采血用的器材和试管必须保持清洁干燥； （5）采血时要防止小鼠挣扎，否则会损失比较多的血液； （6）若一边眼球摘除后眼部发生凝血，无法继续采血时，可将另一侧眼球摘除，用相同的方法继续采血； （7）血液凝固后不宜在4℃放置过久，否则会溶血； （8）移液器吸取上清液时注意不要将血凝块吸取出来。 （二）大鼠血清的采集 1、麻醉剂的配制 3%戊巴比妥钠：称取3g戊巴比妥钠定容到100ml生理盐水中，混匀，5ml 无菌注射器吸取备用。 2、动物麻醉 （1）将待麻醉的大鼠称重，并根据体重计算需要使用的麻醉剂数量，大鼠按0.1~0.2 ml/100 g体重注射3%戊巴比妥钠； （2）用一手抓住大鼠的尾根部提起置于较粗糙的台面或笼具盒上，一手抓住大鼠的尾巴向后拉，用另一手拇指、食指抓住头颈部皮肤，手掌握住大鼠上半身背部皮肤，即可将大鼠完全固定，进行下步操作； （3）手持已抽好戊巴比妥钠溶液的注射器，食指固定注射器前端。针头在鼠的下腹部腹白线稍右/左位置，从下腹部朝头方向平行地刺入皮下； （4）进针3~5 mm后，再将针头与皮肤成45°角斜穿过腹肌，当感到有落空感时，停止进针，固定针头。回抽无回血、无肠液、尿液，便可缓缓推入药液； （5）将注射麻醉剂后的大鼠置于另外的笼盒中，3~5分钟后待大鼠不动弹处
小鼠取血方法
小鼠取血方法 主要有三类方法： 1、少量取血：鼠尾采血法一一固定动物并露出鼠尾，将尾部侵入45-50度温水中数分钟，使静脉充血，擦干，再用酒精棉球擦拭消毒。剪掉尾尖约0?2-0.3cm。拭去第一滴血。然后用毛细管定量吸取尾血。采血完毕用棉球压迫止血 2、中等量取血：眼眶静脉丛采血一一左手拇指及食指紧紧握住小鼠颈部，压迫颈部两侧使眶后静脉丛充血，但用力要恰当，防止动物窒息死亡。右手持玻璃毛细管从右眼或左眼内眦部以45度角刺入，刺入深度为2-3mm。若遇阻力稍后调整角度后再刺入，如穿刺恰当，血液能自然流入毛细管内。得到血厚，即除去颈部压力，拔出毛细管，用干棉球压迫止血 3、大量采血：断头采血一一用于动物实验结束后。左手握住小鼠，右手持剪刀，快速剪掉头颈部，倒立动物让血液滴入容器。注意防止断毛落入 ?卜鼠利大鼠 剪尾取IilL祛；将清嘔鼠袈入探顒色的布袁中，粽鼠身塩疾?用酒精涂擦或用锻水浸趟怏机管扩张，剪斷尾光已堆静肚血脚可就出，川丁轻轻地从厘根绷冋尾次挤崔，可取到一定量的血敲U UlIl 后，川柿球斥迫止血?也可采刖交誓切割壓静脉方法収血’用一糠利刀片在尾光部切破一段尾靜J?? ?J? 血即可流曲毎?∏Γ?0.3-0. S nl??-?lfr^??J?.三根毘清關町替换册害IL ?J≡?∣5J??C切?L 由丁鼠血易瓶屈要仝血时，应事先将抗旅刘直丁和IiL管中”如用ιliL?D∣J???HS??±j?i???i?. 恨琲同抄怵妝取血法：左于持孤脚忻与中捋抓仕现讯皮抓疲壻按托头都向下，阴瞬静膩冋流,便腹球后静肮丛范机，眼球外突.右于持俠肝素浒浸池过的FI制吸血器，从内毗部刺入，沿内卜谨咂?向眼球后折谜4~5血.旋转吸Mtt头，切开静脉M t IfiL液H初斑入吸Ill憎筒.轮轻拥吸M管〔防止负乐压1?^?A?抽血电圉恭人拔出吸Ifiith放松手床力.4?∣f∣ι?J∏??f?止-也可用转制的披璃取血管悄长7?10 Ui IJ前刑憧成毛MU管，内?0- 1 -L 5皿1 UIl l后站管悴为0?T “哮要吋可在屈S I剌？L重覆収血?it法也适用諱鼠和家兔。
动物的采血方法
动物的采血方法 动物的采血方法 一、小鼠、大鼠的采血 1.眼眶后静脉丛采血 左手拇指及食指抓住鼠两耳之间的皮肤使鼠固定，并轻轻压迫颈部两侧，阻碍静脉回流，使眼球充分外凸。右手持玻璃采血管，将其尖端插入内眼角与眼球之间，轻轻向眼底方向刺入，小鼠刺入2~3mm，大鼠刺入4~5mm，当感觉有阻力时即停止刺入，放置取血管以切开静脉丛，血流即流入取血管。采血结束后，拔出取血管，放松左手，出血即停止。本方法在短期内可重复采血。小鼠一次可采血0.2~0.3ml，大鼠一次可采血0.5~1.01ml。为防止血液在取血管中凝固，可将取血管进入1%肝素溶液，干燥后使用。 2.摘眼球采血 此方法用于鼠类大量采血。采血时，用左手固定动物，压迫眼球，尽量使眼球凸出，右手用弯头镊子摘除眼球，眼眶内很快流出血液。 二、兔的采血 1.耳中央动脉、耳沿静脉采血 左手固定兔，并用酒精棉球消毒采血部位，右手持注射器，在兔耳血管的末端，沿着与血管平行的向心方向刺入血管，即可见血液流入针管，注意固定好针头。采血结束后，拔出注射器，用棉球压迫止血2~3min。 2.颈静脉采血 将兔麻醉后，仰卧在固定台上固定，剪去一侧颈部被毛，用碘酒、酒精棉球消毒皮肤，手术刀轻轻划破皮肤，钝性分离静脉，颈静脉暴露后，用注射器针头沿血管平行的远心方向刺入，采血结束后，拔出注射器，缝合切口。 三、狗的采血 1.前、后肢皮下静脉血 此方法一次可取较多的血，操作可参照相应的静脉注射。如需采
少量血。则可用5.5号针头直接刺入静脉。如需采一定量的血，最好用静脉滴注针头与注射器连接，以防狗挣扎时针头刺破血管。 2.股动脉采血 将狗仰卧后固定，伸展后肢向外拉直，暴露腹股沟，在腹股沟三角区动脉搏动的部位剪去被毛，用碘酒、酒精消毒。左手中指、食指探摸股动脉搏动部位并固定好血管，右手区静脉滴注针，针头由动脉搏动处慢慢刺入，当血液流入针头后的朔料管时，固定好针头，连接好注射器可抽到大量血液。 3.心脏采血 将狗仰卧固定，前肢向背侧方向固定，暴露胸部，剪去左侧第3~5肋间的被毛，用碘酒、酒精消毒皮肤。左手触摸心脏部位，选择心跳最明显处穿刺。一般在胸骨左缘外1cm第四肋间处，用连有6.5号针头的注射器，从心跳最明显处垂直刺入心脏。当针头正确刺入心脏时，血液即进入注射器，便可抽取大量血液。如采不到血，可调整刺入方向和深度，调整方向时，要将针头上提后再刺入，不能让针头在胸腔内乱晃。
小白鼠采血三种方法的优缺点
小白鼠采血三种方法的优缺点 (1)眼眶后血管丛采血(2)摘除眼球采血(3)心脏采血 1.采血部位：眼眶采血 采血方法：将鼠固定在实验台边缘，左手抓紧鼠颈部皮肤固定头部，并轻轻向下压迫颈两侧，使眼球充血。用事先准备好的10号金属针头顶端(针尖斜面朝内)垂直插入内眦并向眼底方向转动以便切开静脉丛，血液便会连续不断地滴入采血管。用此法大约可取3~5mL 血液。取血完毕，立刻用脱脂棉压迫止血。 优点：眼眶后静脉丛采血法方法简单，便于掌握。血流较快，采血量多，能在较短时间内采到3~5mL血。伤口较小，愈合较快。成功率高，死亡率低。 缺点：不能避免组织液的混入，对于血样要求较高的研究应谨慎使用。另外，多次使用易引起大鼠的感染。对后续试验结果存在一定影响。 2.摘眼采血：鼠可以眼球取血，需要多多练习。一般来说，可以三人配合取血。取血前不需麻醉，用眼科剪剪掉大鼠的胡须（胡须过长，血液滴下的时候容易沾在胡须上，既浪费，又造成溶血，故应剪掉）。 所需器械：眼科小剪、眼科弯镊、止血钳。 一人抓大鼠并用眼科弯镊摘眼球，一人用止血钳夹住大鼠的嘴部以固定大鼠头部，另一个人拿试管接血。 大鼠在挣扎过程中，很容易导致血液丢失，因此固定头部很重要，否则只有眼看着血液乱飞，却不入试管。摘眼球也需要技巧，否则眼球摘下来了，而血液却不流出来，应多多练习 优缺点不太清楚啊，只知道我一个学长摘眼球的时候被咬了一口，挺残忍的 3.采血部位：心脏取血（其实这个一般用在家兔） 采血方法：将实验动物做仰卧有助手固定，术者在其左前肢腋下处剪毛及消毒。在胸部心脏跳动最明显处，用一寸长的12好针头直刺心脏，感到以针头跳动或有血液内流动时。即可抽血。一次可采血15-20ml 优点：抽血快，血液不易凝集，心区面积大, 进针准确性较高, 易一针见血, 且采血量能满足大量试验需要 缺点：心脏损伤较大，难以迅速愈合，不利于短期连续采血。 3‘.采血部位：心脏采血（剪开皮肤） 采血方法：从胸部正中剪开皮肤2.0~2.5cm。暴露肋骨和肌肉。左手拇指和食指从胸廓两则挤压，以确定心脏的位置，此时可触摸到心尖的搏动。然后拇指松开，右手持注射器（7号针头），在胸骨左侧（对操作者来说是右侧），离胸骨0.5cm的第三肋和第四肋之间进针，并使针头与肋骨侧成90°左右的夹角。进针的深度为2cm左右（根据动物大小而定）。进针时用左手拇指和食指夹住心脏博动的位置，使之固定，进针要快。若针头进入心室，由于压力的原因血液会自动进入针管，抽起来很容易。若进针过深，就一边回退一边抽。若进针过浅，可感觉到针头随心脏的博动而摇动，这时可再进深一些。 优点：采血量大，样本质量可靠。 缺点：不能保证完全是动脉血，因进针的方向或操作问题亦可采出静脉血。另外，应用本采血方法后，有部分鼠可造成死亡，因此不适合对动静脉血有严格要求的实验研究，亦不适用于试验中间过程的采样。 小鼠采血的几个问题： 1。最大安全采血量：小鼠循环血量占体重的6%，或50-70mi/kg
小鼠、大鼠采血法
小鼠、大鼠采血法 1．割(剪)尾采血 当所需血量很少时采用本法。固定动物并露出鼠尾。将尾部毛剪去后消毒，然后浸在45℃左右的温水中数分钟，使尾部血管充盈。再将尾擦干，用锐器(刀或剪刀)割去尾尖0.3～0.5cm，让血液自由滴入盛器或用血红蛋白吸管吸取，采血结束，伤口消毒并压迫止血。也可在尾部做一横切口，割破尾动脉或静脉，收集血液的方法同上。每鼠一般可采血10余次。小鼠每次可取血0.1ml，大鼠每次可取0.3～0.5ml。 2．鼠尾刺血法 大鼠用血量不多时(仅做白细胞计数或红白蛋白检查)，可采用本法。先将鼠尾用温水擦拭，再用酒精消毒和擦拭，使鼠尾充血，用7号或8号注射针头刺入鼠静脉，拔出针头时即有血滴出，一次可采集10～15mm3。如果长期反复取血，应先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐渐向近心端穿刺。 3．眼眶静脉丛采血 采血者的左手拇指、食指从背部较紧地握住小鼠或大鼠的颈部(大鼠采血需带上纱手套)，应防止动物窒息。当动物取血时左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧，使眼后静脉丛充血。右手持连接7号针头1ml注射器或长颈(3-4cm)硬质玻璃管(毛细管内径0.5～10mm)，使采血器与鼠面成450的夹角，由眼角刺入，针头斜面先向眼珠，刺入后再转1800，使斜面对着眼眶后界，刺入深度小鼠为2～3cm，大鼠4～5cm。当感到有阻力时即停止推进，同时，将针退出0.1～0.5mm边退边抽，若穿刺适当，血液能自然流入毛细管中。当得到所需的血量后，除去加于颈部的压力，出血即停止，同时，将采血器拔出，以防止穿刺孔出血。 若技术熟练，用本法短期内可重复采血均无多大困难。左右两眼轮换更好。体重20～25g的小鼠每次可采血0.2～0.3ml，体重200～300g鼠每次可采血0.5～1.0ml，适用于某些生物化学项目的检验。
常见实验小鼠采血方法
常见实验小鼠采血方法 小鼠是科研实验中常用的实验动物，但由于其体积小，血管细，采血难度大，进而影响采血的质量，小编简要总结了常见的小鼠采血方法，仅供参考： 一只成年小鼠的循环血量大约是1.5~2.5ml，大约体重的6~8%。在对营养状况良好的小鼠进行采血时，单次采血量最多可以到达循环血量的10%，（例：若20克小鼠，它的总血量约占1.2-1.4毫升，即每次取120ul-140ul血液不会对小鼠有太大的影响）。采血之后应该给予温热的等渗溶液补充，可以在2~3个星期内恢复原有的水平。两周采血量小于血液循环的10%，单周小于7.5%，小鼠血液循环72ml/kg 实验室常用抗凝剂：乙二胺四乙酸（EDTA）盐、枸橼酸盐、草酸盐、肝素 实验室常用采血管：（采血后立即颠倒混匀8次） 1.黑色：枸橼酸钠；血沉 2.浅蓝色：枸橼酸钠；血凝试验（如PT、APTT） 3.深蓝色：肝素钠或EDTA-Na2；血液微量元素 4.紫色：EDTA-K2；血常规（血液细胞分析） 5.绿色：肝素锂；大部分生化、血氨 6.灰色：血糖降解抑制剂和EDTA-Na2；血糖 7.棕色：肝素钠或EDTA-K2；血铅 8.浅黄色ACD管：葡萄糖、抗凝剂；血库试验 9.浅黄色SPS管：SPS液、氯化钠溶液；血液培养、微生物培养 尾尖采血 麻醉小鼠后，用温水（但水温不要过高）擦拭尾巴，引起轻微的血管扩张。 用无菌手术刀、刀片或锋利的剪刀，快速截断小鼠尾尖0.5-1cm。如果需要多次采血，之后每次仅需截除2-3mm。 可以从尾部向尾尖方向按摩，以增加血流（但是，这会降低血样
的质量，增加溶血的风险）。 可以用毛细采血管收集血液，或直接滴入收集管中。 采血结束后，按压伤口或使用止血剂（如硝酸银，6%液体火棉胶）来止血。 每次采血量大约可达0.1ml。 眼眶静脉丛采血 优点：眼眶后静脉丛采血法方法简单，便于掌握。血流较快，采血量多，能在较短时间内采约0.5mL血。伤口较小，愈合较快。成功率高，死亡率低。 缺点：不能避免组织液的混入，对于血样要求较高的研究应谨慎使用。 小鼠经气体麻醉后，左手拇指及食指压迫小鼠的颈部两侧，阻碍静脉回流，使眼球充分外突，提示眼眶后静脉丛充血。也可以将小鼠放置在侧卧位，拇指与食指分别置于小鼠头顶和下颌，将皮肤向后及向下拉。抓握时要避免对气管施压，否则可能会影响小鼠呼吸。 将毛细采血管（建议采用0.5*100mm规格的毛细管，在使用前折成小段，每段大约3-4cm）置于内侧眼角处，并且以与鼻翼平面成30-45度沿内眦插入内眼角，滑入眼球后方，轻轻向眼底方向刺入。 当感到有阻力时即轻轻旋转采血管的同时施加压力以切开静脉丛，血液将通过毛细作用流入采血管。不能刺地过深，一般2-3mm即可。 采血结束后，立即松开手指对小鼠的压迫，使眼球复位，同时将采血器拔出。可用干棉球压住眼眶，确保止血。一般眼眶静脉丛采血量可以达到0.2-0.3ml。 颌下静脉采血 绑定小鼠，可将小鼠侧卧，使小鼠头部尽量固定。在小鼠嘴角沿线与外眼角线橡胶处找到颌下静脉的大致位置，会发现一个无毛的小点，有点像酒窝，基本位于嘴角远端稍低于下巴线。 针保持垂直于皮肤表面，刺入皮肤。深度不超过针头的斜面（约3mm）。拔出针头后，血液就会流出。为方便采血，可使小鼠头部低于心脏高度。采血结束后，按压以止血。一般采血量为0.2-0.5ml。
常见小鼠给药及采血方法
常见小鼠给药及采血方法 点击次数：2003 发表于：2008-06-19 06:29转载请注明来自丁香园 来源：互联网 小鼠灌胃 小鼠灌胃方法比较简单，需要关注的只有两点： 一是要保持小鼠的头部和颈部成一直线，方便灌胃针头进入； 二是动作要轻柔，从口角进入，防止损失食道。做的多了自然就熟练了。 具体操作过程如下： 1. 准备灌胃针头。一般可以从市场上面买到，实在没有的话，可以用12号的针头，剪去针尖，用砂纸将头端磨平，也可以用。但是买的灌胃针头的头端用锡或者适宜的方法处理了针头的锐口，自己用砂纸不可能将所有的锐口都磨掉，用这样的针头灌胃，损失小鼠食道的可能性比较大。 2.抓住小鼠，使其头、颈和身体呈一直线。抓小鼠的动作很简单，左手的小指和无名指抓住小鼠的尾巴，另外三个手指抓住小鼠的颈部即可。因为小鼠始终在活动中，若一次抓的感觉不是很顺手，要放开重新抓，不要逞强进行下一步操作。 3. 抓好小鼠就可以灌胃了，一般用1ml的注射器配灌胃针头。灌胃针头从小鼠的嘴角进入，压住舌头，抵住上颚，轻轻向内推进，进入食管后会有一个刺空感，进入食道后就可以推注药液了。（我认为，所谓的灌胃，不必要灌胃针头进入小鼠的胃部，进入食管后就可以推药了，这样对小鼠食道的损伤要小点，特别是要长期灌胃给药的情况下。）当然，灌胃针头也可以再往里面深入一点，防止药液从口中流出。 4. 灌胃容积一般是0.1～0.2ml/10g，最大0.35ml/10g，每只小鼠的灌胃最大容积不超过0.8ml。 小鼠腹腔注射 腹腔注射是常见的给药方式，尤其是在麻醉时。常见的麻醉方法均是麻醉药物腹腔注射。
1. 小鼠腹腔注射可以用1ml的注射器，配合4号针头。 2. 腹腔注射时右手持注射器，左手的小指和无名指抓住小鼠的尾巴，另外三个手指抓住小鼠的颈部，使小鼠的头部向下。这样腹腔中的器官就会自然倒向胸部，防止注射器刺入时损伤大肠、小肠等器官。进针的动作要轻柔，防止刺伤腹部器官。 3. 尤其是对于体重较小的小鼠，腹腔注射时针头可以在腹部皮下穿行一小段距离，最好是从腹部一侧进针，穿过腹中线后在腹部的另一侧进入腹腔，注射完药物后，缓缓拔出针头，并轻微旋转针头，防止漏液。 4. 小鼠腹腔注射的给药容积一般为5～10ml/kg。 小鼠静脉注射 这也是常见的操作，稍微有点难度，没有指导的话，一开始可能会感觉有点手足无措。但是可以肯定的说，只要掌握了方法，小鼠的尾静脉注射还是很容易的。 操作步骤： 1. 首先要固定小鼠，最简单的固定方法就是把小鼠放在盒子里面，让它的尾巴伸在盒盖的外面，用手抓住小鼠尾巴，轻轻往外拽，就可以固定好小鼠了。这种固定方法，小鼠可以在盒子里面活动，固定的也不是很牢固，但是只要你尾静脉注射的手法很熟练，就足以用来注射了。 还有的固定方法就是用一个小的圆筒，最好是金属做的，（可以在当地的铁匠铺，或者买白铁铺里面定做）首先是金属比较结实，而且可以用来固定在铁架台上，方便操作。圆筒的一段有个盖子可以拿下来，盖子中间有个小孔，可以让小鼠的尾巴伸出来（中间的小孔可以用胶布缠一下，防止锐利的边缘割伤小鼠尾巴）。另外一段可以用金属网的结构，网的形状可以做成子弹头的头端形状。网状结构可以让光线透近来，方便小鼠钻进圆筒里面。圆筒的长度约10cm，直径约3～4cm，可以做个系列长度和直径的圆筒，适合不同大小的小鼠。 2. 固定好小鼠后就是注射了，一般用一次性的1ml的注射器就可以了，玻璃的1ml 的注射器也可以用，针头用4号的就可以了。 3. 注射前首先要让小鼠的血管充盈。可以采用75%的酒精棉球擦拭的方法或者采用温水浸泡的方法。若小鼠的血管很不清楚，推荐采用温水浸泡的方法，水温以不烫手为宜。温水浸泡2～3分钟后，取出小鼠尾巴，用干棉球擦拭。等一会儿，待血管充盈后，酒精棉球
小鼠眼眶静脉丛采血方法经验总结
小鼠眼眶静脉丛采血 1、器材 碘伏、1ml注射器或长颈(3～4cm)硬质玻璃管(毛细管内径0.5-1.0mm×100mm，对半折断)、5%葡萄糖注射液或生理盐水。 2、步骤 先麻醉小鼠。 （可在采血前给予相应量5%葡萄糖注射液或生理盐水腹腔注射，这样可提高穿刺失血后小鼠的存活率） 碘伏消毒眼周皮毛。（必须等碘伏干后才可穿刺，否则会溶血） 采血者的左手拇食两指从背部较紧地握住小鼠或大鼠的颈部(大鼠采血需带上纱手套)，应防止动物窒息。当取血时左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧，使眶后静脉丛充血。 右手持注射器或玻璃管。玻璃管平端先沿着鼻侧眼角慢慢滑动至眼球正下方的眼皮内，此时左手微微顺时针旋转，使小鼠头部相对位置微向右下偏转，即相当于玻璃管刺入时是对着口腔方向的（这样做可避免小鼠失明）。从眼眶下端中间垂直于鼠面略斜向内眦方刺入，针头斜面先向眼球，当感到有阻力时即停止推进，刺入后再转180度使斜面对着眼眶后界。（刺入深度，小鼠约2～3mm，大鼠约4～5mm，不能插过深！）这个动作应稳且迅速。一般情况下，即会有血液流出，若不行，则将针退出约0.1-0.5mm，若还不行，可快速拧搓毛细管，进一步破坏内眦静脉丛，加快出血速度。（若血量还是不足或要不惜处死小鼠以尽可能多取血，可使臀部高于头部） 如出血速度满意，最好计数出血小滴数目，一般25g左右的小鼠28小滴血（0.4毫升）的出血量不会危及小鼠生命。 当得到所需的血量后，即除去加于颈部的压力，同时，将采血器拔出，清洁棉球压迫眼部片刻，碘伏消毒眼部。 若要重复采血，可左右两眼轮换，同一动物可反复交替穿刺双眼多次。（每次采血后需要3到4周才可采下一次）
大小鼠各种采血方法与最大采血量
大小鼠各种采血方法与最大采血量 1 剪尾采血小鼠每次采血量0.1ml，大鼠每次采血量0.3-0.5ml 左手拇指和食指从背部抓住鼠颈部皮肤，将鼠头朝下，鼠保定后将其尾巴置于50℃热水中浸泡数分钟，使尾部血管充盈。擦干尾部，再用剪刀或刀片剪去尾尖1-2mm，用试管接流出的血液，同时自尾根部向尾尖按摩。取血后用棉球压迫止血并用6%液体火棉胶涂在伤口处止血。 2 摘除眼球采血小鼠采血量0.6-1ml 左手抓住小鼠颈部皮肤，轻压在实验台上，取侧卧位，左手食指尽量将小鼠眼周皮肤往颈后压，使眼球突出。用眼科弯镊迅速夹去眼球，将鼠倒立，用器皿接住流出的血液。采血完毕立即用纱布压迫止血。大鼠少用。 3 心脏采血小鼠采血量0.5-0.6ml，大鼠采血量1-1.5ml 鼠仰卧位固定，剪去胸前区被毛，皮肤消毒后，用左手食指在左侧第3-4 肋间触摸到心搏处，右手持带有4-5号针头的注射器，选择心搏最强处穿刺，当刺中心脏时，血液会自动进入注射器。 4 断头采血小鼠采血0.8-1.2ml，大鼠采血量5-10ml 左手拇指和食指从背部抓住鼠颈部皮肤，将鼠头朝下，右手用剪刀剪断鼠颈部约1/2-4/5，让血液流入试管。 5 眼眶静脉丛采血小鼠采血量为0.2-0.3ml，大鼠采血量为0.4-0.6ml 取内径为1.0-1.5mm的玻璃毛细管，临用前折断成1～1.5cm长的毛细管段，浸入1％肝素溶液中，干燥后用。取血时左手抓住鼠两耳之间的颈背部皮肤以固定头部，轻轻向下压迫颈部两侧，引起头部静脉血液回流困难使眼眶静脉丛充血，右手持毛细管由内眦部插入结膜，再轻轻向眼底部方向推进，轻轻旋转毛细管以划破静脉丛，让血液顺毛细管流出，接收入事先准备的容器中。采血后纱布轻压
常用实验动物的采血方法
常用实验动物的采血方法 一小鼠和大鼠的采血方法 1、剪尾采血:需血量较少时常用此法。先将动物固定，将鼠尾浸在50℃左右温水中浸泡几分钟或用酒精棉球或二甲苯涂擦鼠尾，使尾部血管充盈，剪去尾尖1～2mm(小鼠)或3～5mm(大鼠)，便血液顺血管壁自由流入试管或用血红蛋白吸管吸取。采血结束时，伤口消毒并用棉球压迫止血。此法每只鼠一般可采血10次以上，小鼠每次可取血0.1mL左右，大鼠可取血0.3～0.5ml。 2、眶后静脉丛采血:操作者一手固定小鼠或大鼠，拇指和食指尽量将鼠头部皮肤捏 紧，或轻轻压迫颈部两侧，使鼠眼球突出，眶后静脉丛充血，另一只手持毛细采血管，以45°从内眼角刺入，并向下旋转，感觉刺入静脉丛后，再向外边退边吸，当得到所需血量后，放松加于颈部的压力，并拔出采血器，以防穿刺孔出血。假设技术熟练，此方法在短斯内可重复采血，小鼠一次可采血0.2～0.3ml，大鼠可采血约0.5ml。如只进行一次取血，可采用摘眼球法，右手取一眼科弯镊，在鼠右或左侧眼球根部将眼球摘去，并将鼠倒置；头向下，抽取血液。 3、鼠装进固定器，漏出尾巴，同1，使尾部血管充盈，作好尾部消毒，用1 ml针筒接好4号针头，穿刺尾静脉，抽取血液。 4、腋下采血：将麻醉后的小鼠仰卧固定，剪开腋下皮肤，钝性别离腋下的胸肌等组织，暴露腋下血管，剪断腋下静脉，用注射器或吸管吸血。 5、断头采血：用剪刀迅速剪掉动物头部，立即将动物头朝下，提起动物，血液可流入试管中。 6、心脏采血：切开动物胸膛，直接从见到的心脏内采血，也可剪破心脏直接用注射器或吸管吸血。
7、股动脉采血:大量取血时常用此法。需手术别离股动脉，用注射器套上针头刺入血管取血或剪断股动脉用吸管吸取血样，小鼠的一次采血量可达0.5ml，大鼠可达2.0ml，操作时防止喷血。 二豚鼠、家兔的采血方法 1、家兔耳缘静脉采血 穿刺采血法：是家兔最常用的采血方法。具体方法同耳缘静脉注射给药。此法一次可采血5～lOml，可屡次重复使用。针头不可连接注射器，直接让血液滴在有抗凝剂的试管内。 切割采血法：当兔耳部血管被充分扩张后，可用刀片割破耳缘静脉，或用注射针刺破耳缘静脉，让血液自然流出。采血穿刺和注射穿刺方向不同。采血穿刺逆血流方向行针，采血量越大，越要靠近根部行针。 2、兔耳中央动脉采血：经兔耳中央的一条较粗、颜色鲜红的动脉采血，可采到约15 ml/次血。操作方法根本与静脉采血同。由动脉末端，朝向心方向进针，取血完毕后注意止血。 3、豚鼠耳缘切割采血法:方法同兔相同。 4、心脏采血法:对豚鼠、兔、猫、狗都适用。 采血前，将动物麻醉并仰卧固定置实验台上。心前区皮肤脱毛，常规消毒。于左侧第3、4肋间心尖博动最强处将针头垂直刺入心脏，由于心脏的搏动，血液可自动迸入注射器。如无血液流出，拔出针头后重新穿刺，不能左右来回斜穿，以免造成气胸而导致动物很快死亡。经6～7天后可重复穿刺采血。 5、体表静脉采血 〔1〕兔后肢胫部皮下静脉采血 将兔仰卧固定，拔去胫部被毛，在胫部上端股部扎以橡皮管，可在胫部外侧皮下，见到皮下静脉。用左手拇指、食指固定好血管，右手持，与皮下静脉平行进针，抽血有回血即可采血。采血完毕后用棉球压迫止血，因为此处不易止血，止血时间应稍长。
小鼠取血方法范文
小鼠取血方法范文 小鼠是常用的实验动物之一，常需要从小鼠身上进行取血以获取血液 样本进行分析和研究。小鼠取血方法有多种，包括尾静脉取血、眼眶窝静 脉取血、颈静脉穿刺取血等。下面将对这些方法逐一进行详细介绍。 1.尾静脉取血方法： 尾静脉取血是最常用且最方便的小鼠取血方法之一、具体步骤如下： 1)麻醉小鼠：使用合适的麻醉方法麻醉小鼠，常见的方法有气体麻醉 和注射麻醉剂。 2)准备工具：准备好所需的器械，如注射器、针头、72%医用酒精等。 3)清洗尾部：将小鼠放置在无菌条件下，用温水和肥皂轻轻清洗尾部，并用酒精擦拭消毒。 4)取血操作：将小鼠的尾部放置于温暖的环境恢复血流，用酒精擦拭 尾部的静脉，然后用一只手控制住小鼠的尾巴，用另一只手将注射器针头 的一端插入小鼠尾部的静脉中，缓慢地抽取所需的血样。 5)处理伤口：取血完成后，用棉球轻轻地按压尾部，使创口停止出血，并用消毒棉球擦拭尾部的酒精，帮助伤口愈合。 2.眼眶窝静脉取血方法： 眼眶窝静脉取血适用于需要大量血样的实验。具体步骤如下： 1)麻醉小鼠：使用合适的麻醉方法麻醉小鼠，常见的方法有气体麻醉 和注射麻醉剂。 2)准备工具：准备好所需的器械，如注射器、针头、72%医用酒精等。
3)定位小鼠：将小鼠的头部固定于工作台上，使眼眶窝静脉暴露。 4)消毒处理：用酒精擦拭眼眶窝上方的毛发，然后用酒精将取血点消毒。 5)取血操作：用一只手控制住小鼠的头部，用另一只手将注射器针头 的一端插入眼眶窝静脉中，缓慢地抽取所需的血样。 6)处理伤口：取血完成后，用消毒棉球轻轻按压取血点，使创口停止 出血，并用消毒棉球擦拭取血点的酒精，帮助伤口愈合。 3.颈静脉穿刺取血方法： 颈静脉穿刺取血方法适用于表层静脉无法清晰可见或不方便取血的情况。具体步骤如下： 1)麻醉小鼠：使用合适的麻醉方法麻醉小鼠，常见的方法有气体麻醉 和注射麻醉剂。 2)准备工具：准备好所需的器械，如注射器、针头、72%医用酒精等。 3)小鼠体位：将小鼠放置于工作台上，头部略微向后仰。 4)消毒处理：用酒精擦拭颈部的毛发，然后用酒精将取血点消毒。 5)穿刺操作：用一只手控制住小鼠的头部，用另一只手将注射器针头 的一端插入颈静脉中，缓慢地抽取所需的血样。 6)处理伤口：取血完成后，用消毒棉球轻轻按压取血点，使创口停止 出血，并用消毒棉球擦拭取血点的酒精，帮助伤口愈合。