Western Blot内参选择
gapdh分子量 内参 wb
gapdh分子量内参 wb
GAPDH（糖酵解酶磷酸化酶-巯基磷酸化酶）是一种常用的内参蛋白，用于Western Blot（免疫印迹）实验中。
GAPDH分子量约为36 kDa。
在进行Western Blot实验时，GAPDH常被用作内参蛋白的选择，用来校正样品之间的蛋白负荷差异。
通过对GAPDH的检测，可以确定蛋白表达的相对水平，并将其与其他目标蛋白的表达进行比较。
要探究特定蛋白在不同条件下的表达变化，首先需要提取细胞或组织中的总蛋白，并经过电泳分离。
然后，将蛋白转移到膜上，并使用特定的抗体进行免疫反应。
最后，使用二抗结合的荧光标记或酶标记的二级抗体来识别并可视化蛋白。
在Western Blot实验中，将样品中的蛋白质进行电泳分离后，通过转移至膜上进行免疫检测。
GAPDH作为内参蛋白的存在，可以作为加载和转移效果的标准。
其分子量为约36 kDa，因此可以作为控制带的选择，帮助确定蛋白负荷的相对水平。
Western blot内参问题
Western blot内参要检测一个基因的表达产物是否正确，或者比较表达产物量的相对变化，首选方法是Western Blot。
因为Western Blot操作相对简单方便，既可以定性分析表达产物，同时还可以指示目的蛋白量的相对变化。
虽然，顺利的时候Western Blot做起来很简单，可不顺的时候也很令人心烦――做不出结果啦、假阳性啦、结果出现多条带啦、到底是一抗有问题还是二抗有问题啦……毕竟，作为一种有活性的生物大分子，抗体和抗原的反应毕竟不象1+1那么明确，而用这种不确定的试剂来测定同样知之甚少的表达产物，确实是有一定的不确定性的。
所以，严谨的Western Blot实验设计中要求有良好的参照体系，对实验结果分析是非常有用。
特别是当实验出现问题时，借助参照体系很容易就可以查出问题所在，而不必抓耳挠腮怨天尤人。
良好的参照体系通常包括分子量Marker（用来确定蛋白条带对应的分子量大小）、空白载体对照（如果是诱导表达体系还应该有诱导前的对照）、已知量标准产物的正对照，另外还有内参。
可是由于经费限制或者偷懒的原因，国内的不少人做Western Blot 往往省略参照，导致结果出现问题时无法分析结果，即便有结果也可能影响结果的分析。
内参即是内部参照（Internal Control），对于哺乳动物细胞表达来说一般是指由管家基因编码表达的蛋白(Housekeeping Proteins)，它们在各组织和细胞中的表达相对恒定，在检测蛋白的表达水平变化时常用它来做参照物。
在Western Blotting 实验中，除了需要进行蛋白抽提、蛋白定量、等量蛋白上样电泳、转膜、靶蛋白抗体孵育、显色等步骤以外，还需要进行内参的检测，以校正蛋白质定量、上样过程中存在的实验误差，保证实验结果的准确性。
实际上内参是最容易被忽略的一项。
我们知道，要用Western Blot比较不同条件下或者不同组织中，目的蛋白表达量的相对多少，前提条件是等量的细胞上样，才有比较的基础，特别表达量不高时，上样量的差别就很可能影响结果的分析，所以需要内参。
western blot检测蛋白质的表达实验的结论和注意事项
Western blot检测蛋白质的表达实验的结论通常包括以下几个方面：
1. 蛋白质的表达水平：通过比较目标蛋白质与内参蛋白质的信号强度，可以得出目标蛋白质在样本中的表达水平。
2. 蛋白质的分子量：通过比较标准蛋白的分子量和目标蛋白质的分子量，可以确定目标蛋白质的分子量。
3. 蛋白质的特异性：通过比较阳性对照和阴性对照的信号强度，可以确定目标蛋白质的特异性。
在Western blot检测蛋白质的表达实验中，需要注意以下事项：
1. 样本制备：确保样本的质量和数量，避免样本降解或污染。
2. 抗体选择：选择特异性好、灵敏度高的抗体，避免出现非特异性反应。
3. 实验条件：保持实验条件的稳定和一致性，避免影响实验结果的可重复性。
4. 数据分析：对实验数据进行准确的分析和解释，避免误导实验结果。
总之，Western blot检测蛋白质的表达实验是一种常用的生物化学技术，可以用于研究蛋白质的表达、功能和相互作用等方面。
在实
验中需要注意细节和规范操作，以确保实验结果的准确性和可靠性。
western 内参选择 大讨论
在western blot 实验中，内参的使用是个很重要的部分，看到很多站友对内参的选择经常有些疑问，鉴于此，希望能在一个帖子里面综合所有相关问题，展开讨论，共同学习。
我先提几个，抛砖引玉，希望大家继续。
1。
为什么一定需要内参？内参的重要性。
2。
常用的几种内参。
3。
不同的情况如何选择不同的内参。
支持一下！1：用内参照是为了评价你的各个上样孔内蛋白的总量是否基本一致，通常使用一些看家蛋白，比如β-actin、GAPDH等等。
这些蛋白在所有细胞中的表达量基本一致，所以用他们来作为你加样量的对照。
这样western结果中你的目的蛋白经过处理后发生变化，而内参的条带基本均匀一致。
这样才有说服力，表明的确是处理因素造成目的蛋白的变化而不是加样误差或是人为造成目的条带浓度的变化。
严格意义上说，内参事必须做的。
2：常用的内参有：b-actin，GAPDH，近2-3 年，更详细的研究发现，β-Tubulin (球管蛋白)，被广泛应用于Western Blotting，β－Tubolin分子量为55KD左右。
3：一般我们选择内参与要检测的目的蛋白的分子量最好相差5KD以上。
因此你要知道你检测的蛋白的分子量来选择合适的内参！个人一些见解，供参考！内参的重要性，必要性：要检测一个基因的表达产物是否正确，或者比较表达产物量的相对变化，首选方法是Western Blot。
因为Western Blot操作相对简单方便，既可以定性分析表达产物，同时还可以指示目的蛋白量的相对变化。
虽然，顺利的时候Western Blot做起来很简单，可不顺的时候也很令人心烦――做不出结果啦、假阳性啦、结果出现多条带啦、到底是一抗有问题还是二抗有问题啦……毕竟，作为一种有活性的生物大分子，抗体和抗原的反应毕竟不象1+1那么明确，而用这种不确定的试剂来测定同样知之甚少的表达产物，确实是有一定的不确定性的。
所以，严谨的Western Blot实验设计中要求有良好的参照体系，对实验结果分析是非常有用。
Western Blot protocol
Western Blot protocol一、试剂准备1.蛋白裂解液配方：2. 1.5 mol/L Tris.HCL(PH 8.8)O 800 mlTris base (MW 121.1) 181.7g dd H2溶解之后用浓盐酸调PH至8.8（一般加几滴即可，可以在调之前先测溶解液的PH，然后再估计浓盐酸的使用量），然后定容至1L。
高压灭菌后保存。
3. 1 mol/L Tris.HCL(PH 6.8)Tris base (MW 121.1) 30.9 g dd HO 200 ml2溶解之后用浓盐酸调PH至6.8（，可以在调之前先测溶解液的PH，然后再估计浓盐酸的使用量。
一般）然后定容至250 ml，经高压灭菌后使用。
4.10% AP （过硫酸铵）:O 溶解后分装，-20℃保存。
0.1 g过硫酸铵 + 1.0 ml Dd H2O加100 g SDS加热至68℃助溶，然后用浓盐酸调节PH 5.10% SDS：用900 ml的H2至7.2，最后定容至1L。
6.分离胶( 12% )[常用]：7.浓缩胶( 5% )：8. 5 × Running Buffer（储存液）:9. 1 × Running Buffer （工作液）：200 ml的5 × Running Buffer + 800 ml的ddO。
H210.转膜缓冲液：3.03 g Tris base + 14.4g甘氨酸溶解在少量的蒸馏水中，完全溶解后加100ml的甲醇，再用蒸馏水定容至1L。
11.10 × TBS ( 储存液) ：24.2 g Tris base + 80 g NaCl 溶解，用Hcl调PH至7.6，最后定容至1L。
O。
12.1 × TBS （工作液）：100 ml的10 × TBS + 900 ml的dd H213.TBST：含0.1% 吐温—20的1 × TBS。
Bioss讲堂｜Westernblot内参抗体选择攻略大全
Bioss讲堂｜Westernblot内参抗体选择攻略大全Western Blot除了能证明某样品中含有某种蛋白之外，其最为重要的作用是比较不同条件下或者不同组织中，目的蛋白表达量的相对多少——即为蛋白表达水平最直接的证据。
要衡量蛋白的表达水平，前提条件就是等量的上样量。
内参的意义就是保证上样量的一致。
内参即是内部参照（Internal Control），对于哺乳动物细胞来说一般是指由管家基因编码表达的蛋白(Housekeeping Proteins)，它们在各组织和细胞中的表达相对恒定，在检测蛋白的表达水平变化时常用它来做参照物。
选择内参抗体应遵循的原则1、样本来源♠哺乳动物的组织或细胞：β-Actin、β-Tubulin、GAPDH、Lamin B1、PCNA 等；♠植物样本：plant actin、Rubisco 等；♠其他来源样本，应参照已发表文献,选择合适蛋白作为内参。
2、目的蛋白定位▶全细胞蛋白和细胞质：β-Actin、beta Tubulin、GAPDH 等；▶细胞核蛋白：PCNA、LaminA、LaminB、HistoneH3，K70、K80、Erk2、TATAbindingprotein(TBP)以及c-Jun、c-Fos等；▶胞膜蛋白：Na( )/K( ) ATPase 等；▶线粒体蛋白：VDAC1、COXIV等；▶血清：Transferrin等。
3、目的蛋白分子量目的蛋白分子量最好能与内参蛋白分子量相差5kd 以上，各内参蛋白分子量详见下方汇总表。
Tips: 内参的选择还需要考虑实际的试验环境：★在做多组织多细胞样本对比表达量时，最好选用 GAPDH作为内参，因为GAPDH是代谢类蛋白，在活组织中表达比较恒定。
而β-Actin和β-Tubulin是结构蛋白，不同组织的细胞结构会有差异性；★而在某些细胞中，由于组织缺氧、糖尿病等因素会导致GAPDH 的表达增高，不适合做内参；★涉及细胞增殖的相关试验中，c-Jun由于自身表达变化不适合做内参；★凋亡实验时，TBP、Lamin等也不适合作为内参；★做诱导后样本或检测磷酸化等修饰性抗体时，应选择结构蛋白作为内参，如β-Actin 和β-Tubulin。
western 内参选择 大讨论
在western blot 实验中，内参的使用是个很重要的部分，看到很多站友对内参的选择经常有些疑问，鉴于此，希望能在一个帖子里面综合所有相关问题，展开讨论，共同学习。
我先提几个，抛砖引玉，希望大家继续。
1。
为什么一定需要内参？内参的重要性。
2。
常用的几种内参。
3。
不同的情况如何选择不同的内参。
支持一下！1：用内参照是为了评价你的各个上样孔内蛋白的总量是否基本一致，通常使用一些看家蛋白，比如β-actin、GAPDH等等。
这些蛋白在所有细胞中的表达量基本一致，所以用他们来作为你加样量的对照。
这样western结果中你的目的蛋白经过处理后发生变化，而内参的条带基本均匀一致。
这样才有说服力，表明的确是处理因素造成目的蛋白的变化而不是加样误差或是人为造成目的条带浓度的变化。
严格意义上说，内参事必须做的。
2：常用的内参有：b-actin，GAPDH，近2-3 年，更详细的研究发现，β-Tubulin (球管蛋白)，被广泛应用于Western Blotting，β－Tubolin分子量为55KD左右。
3：一般我们选择内参与要检测的目的蛋白的分子量最好相差5KD以上。
因此你要知道你检测的蛋白的分子量来选择合适的内参！个人一些见解，供参考！内参的重要性，必要性：要检测一个基因的表达产物是否正确，或者比较表达产物量的相对变化，首选方法是Western Blot。
因为Western Blot操作相对简单方便，既可以定性分析表达产物，同时还可以指示目的蛋白量的相对变化。
虽然，顺利的时候Western Blot做起来很简单，可不顺的时候也很令人心烦――做不出结果啦、假阳性啦、结果出现多条带啦、到底是一抗有问题还是二抗有问题啦……毕竟，作为一种有活性的生物大分子，抗体和抗原的反应毕竟不象1+1那么明确，而用这种不确定的试剂来测定同样知之甚少的表达产物，确实是有一定的不确定性的。
所以，严谨的Western Blot实验设计中要求有良好的参照体系，对实验结果分析是非常有用。
WesternBlot操作步骤和产品选择指南
WｅｓｔerｎBｌｏt操作步骤和产品选择指南一、Ｗesｔern blｏｔ实验步骤概述二、Weｓterｎ blｏt具体实验步骤ﻫ三、Ｗeｓｔern bl ｏｔ实验注意事项四、 Wｅｓtern bｌｏt关于内参抗体ﻫﻫ一、Ｗｅｓtｅrn blot 实验步骤概述ﻫ１．组织取材:组织块称重２．利用液氮、研钵粉碎组织块ﻫ３．加入RIPA缓冲液（每克组织3ml RIPＡ），PMSＦ（每克组织30μｌ，１0 mg/ｍl PＭＳF）,进一步匀浆(15，000转／分*1分钟）维持４℃ﻫ4。
加入PMSF，冰上孵育30分钟ﻫ5．移入离心管４℃约２0，000ｇ（约15，000转）15分钟ﻫ6。
上清液为细胞裂解液可分装－20℃保存ﻫ7。
进行BCA蛋白定量或者Bｒadforｄ比色法测定蛋白质浓度８．取相同质量的细胞裂解液（体积＊蛋白质浓度），并加等体积的2×电泳加样缓冲液ﻫ９. 沸水浴中11．电泳（浓缩胶２0mA,分离胶3５mＡ)ﻫ１2．电转膜仪转膜(1０0mA４10。
上样ﻫ３分钟ﻫ0分钟)13．膜用超敏可逆蛋白膜染色，胶用考马斯亮蓝染色或者新型快速蛋白染色试剂盒ﻫ１４。
Wｅsternblo 15。
分析比较记录ﻫｔ试剂盒显色ﻫ二、 Weｓtern具体实验步骤ﻫ Weｓteｒn，也称Wｅｓｔeｒｎ bｌｏt、Western ｂｌottinｇ、Wｅｓｔeｒn印迹，是用抗体检测蛋白的重要方法之一.Ｗestern可以参考如下步骤进行操作。
ﻫ1。
收集蛋白样品(Ｐｒotｅiｎｓａｍｐｌｅｐreｐaration）ﻫ可以使用适当的裂解液裂解贴壁细胞、悬浮细胞或组织样品。
对于某些特定的亚细胞组份蛋白,例如细胞核蛋白、细胞浆蛋白、线粒体蛋白等,可以参考相关文献提取这些亚细胞组份蛋白,也可以使用试剂盒进行抽提。
ﻫ收集完蛋白样品后,为确保每个蛋白样品的上样量一致,需要测定每个蛋白样品的蛋白浓度。
根据所使用的裂解液的不同，需要采用适当的蛋白浓度测定方法。
western blot内参选择
内参抗体种类很多，比如β-actin、β-tubunlin、GAPDH、Lamin B等，那么针对自己的实验，我们该如何选择呢?下面简单介绍下选择内参抗体应遵循的原则：一.样本种属来源：首先要考虑的就是实验样本来源于什么物种。
1、哺乳动物的组织或者细胞样本，通常选择β-actin、β-tubulin、GAPDH、Lamin B、Histone H3、Na,K atp ase等。
2、植物来源实验样本，则可以选择plant actin、Rubisco等。
3、其他来源样本研究较少，所以就应该参照文献报导，选择合适的蛋白作为内参。
二.目的蛋白分子量：选择内参抗体时，应该考虑目的蛋白分子量的大小。
通常应该保证目的蛋白与内参蛋白分子量相差5KD以上。
比如目的蛋白分子量为45KD，此时不适宜选择β-actin作为内参，可以考虑选择GAPDH或者β-tubulin作为内参。
三.目的蛋白表达部位：就一般的蛋白检测来说，β-actin、β-Tubulin抗体等就可以了，而针对于核蛋白的定量，特别是样本蛋白就是核蛋白时，选择恰当的核蛋白内参则更能体现内部参照的价值。
常用的核内参抗体有Lamin A、Lamin B、Histone H3，除此之外，其它常见的核蛋白内参还有PCNA、K70、K80等，在一些文献报道中，Erk2、TATA binding protein(TBP)以及c-Jun、c-Fos等都有使用。
而对于膜蛋白检测，常用的内参抗体为Na,K ATPase。
对于线粒体蛋白的检测，常用VDAC1和COX IV 作为内参抗体。
以上几条原则只是针对通常情况，但是需要注意的问题是——内参的选择需要考虑实际的试验环境，比如某些细胞中，由于组织缺氧、糖尿病等因素会导致GAPDH 的表达增高，不适合做内参。
比如在涉及细胞增殖相关试验中，c-Jun由于自身表达变化就不适合做内参;而在凋亡实验时，TBP、Lamin等也不适合作为内参。
wb内参选择标准
wb内参选择标准
内参选择的总体策略如下：
内参在样品中含量相对稳定，不受实验处理的影响。
选择与待检测蛋白在生物学功能上无关的蛋白作为内参。
内参的分子量与目标蛋白质不同，易于区分。
一般建议分子量相差5KD以上。
内参选择的步骤如下：
通过权威的蛋白质数据库查找目的蛋白的信息，包括细胞亚定位（用以选择提取总蛋白、膜蛋白、胞质蛋白、核蛋白还是细胞器蛋白）和分子量（区分内参蛋白的分子量）。
根据查到的信息，确定要提取的蛋白类型（总、膜、胞质、核还是细胞器），按以下建议选择内参：
如果我们提取的是总蛋白或者胞质蛋白，从β-actin、GAPDH和tubulin中选择其中1种。
如果我们提取的是核蛋白，可以选择 Histone H3 或者α-Tubulin 作为内参。
如果我们提取的是线粒体蛋白，可以选择 VDAC 或者 COX IV 作为内参。
具体的实验条件和内参选择，还需要考虑实际实验环境状况。
部分情况下管家基因的表达量也会发生改变，如缺氧、糖尿病等因素会导致GAPDH 的表达量增高，此种状况下 GAPDH 不适合做内参。
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Western Blot内参选择
要检测一个基因的表达产物是否正确，或者比较表达产物量的相对变化，首选方法是Western Blot。
因为Western Blot操作相对简单方便，既可以定性分析表达产物，同时还可以指示目的蛋白量的相对变化。
虽然，顺利的时候Western Blot做起来很简单，可不顺的时候也很令人心烦――做不出结果啦、假阳性啦、结果出现多条带啦、到底是一抗有问题还是二抗有问题啦……毕竟，作为一种有活性的生物大分子，抗体和抗原的反应不象1+1那么明确，而用这种不确定的试剂来测定同样知之甚少的表达产物，确实是有一定的不确定性的。
所以，严谨的Western Blot实验设计中要求有良好的参照体系，对实验结果分析是非常有用。
特别是当实验出现问题时，借助参照体系很容易就可以查出问题所在，而不必抓耳挠腮怨天尤人。
良好的参照体系通常包括分子量Marker(用来确定蛋白条带对应的分子量大小)、空白载体对照(如果是诱导表达体系还应该有诱导前的对照)、已知量标准产物的正对照，另外还有内参。
可是由于经费限制或者偷懒的原因，国内的不少人做Western Blot往往省略参照，导致结果出现问题时无法分析结果，即便有结果也可能影响结果的分析。
内参即是内部参照(Internal Control)，对于哺乳动物细胞表达来说一般是指由管家基因编码表达的蛋白(Housekeeping Proteins)，它们在各组织和细胞中的表达相对恒定，在检测蛋白的表达水平变化时常用它来做参照物。
在Western Blotting 实验中，除了需要进行蛋白抽提、蛋白定量、等量蛋白上样电泳、转膜、靶蛋白抗体孵育、显色等步骤以外，还需要进行内参的检测，以校正蛋白质定量、上样过程中存在的实验误差，保证实验结果的准确性。
实际上内参是最容易被忽略的一项。
我们知道，要用Western Blot 比较不同条件下或者不同组织中，目的蛋白表达量的相对多少，前提条件是等量的细胞上样，才有比较的基础，特别表达量不高时，上样量的差别就很可能影响结果的分析，所以需要内参。
在国外发表的文章中，Western Blotting 实验结果须进行内参校正已成为一种惯例。
但是，国内仍有不少科研人员在Western Blotting实验中忽略了内参的使用，将蛋白浓度测定作为规范需相互比较的各种样品间上样量等同的唯一方法。
然而各种蛋白质浓度定量方法，都存在局限性，不能完全准确的确定各种样品的蛋白浓度。
如UV法直接定量，适合测试较纯净、成分相对单一的蛋白质，相对于比色法来说，操作简单，但是容易受到平行物质如DNA的干扰，且敏感度低，要求蛋白的浓度较高。
比色法测定蛋白浓度一般有BCA、Bradford、Lowry 等几种方法。
BCA法与Lowry法都容易受到蛋白质之间以及去污剂的干扰。
Bradford法敏感度最高，且与一系列干扰Lowry、BCA 反应的还原剂(如DTT，巯基乙醇)相容，但是对去污剂依然是敏感的，其最主要的缺点是不同的标准品会导致同一样品的结果差异较大，无可比性。
另外，蛋白质定量以后进行电泳时需要等量上样，此步骤也存在操作误差。
在Western blotting实验时使用内参，即可简便地对定量和上样步骤产生的误差进行校正。
在Western Blotting中使用内参其实就是在WB过程中另外用内参对应的抗体检测内参，这样在检测目的产物的同时可以检测内参的表达，由于内参在各组织和细胞中的表达相对恒定，借助检测每个样品内参的量就可以用于校正上样误差，这样半定量的结果才更为可信。
此外使用内参可以作为空白对照，检测蛋白转膜情况是否完全、整个Western Blot显色或者发光体系是否正常。
在Western Blotting实验过程中使用内参的方法通常有以下三种。
第一种是超级简便的标记内参使用法，只要在二抗孵育时加入HRP标记内参抗体，按照正常操作即可;
第二种是普通内参，当目的蛋白的分子量大小与选用的内参蛋白分子量相差不大时，可以先进行目的蛋白的抗体温育显色和检测，然后使用Strip缓冲液洗掉膜上的抗体，重新进行内参蛋白的抗体温育、显色检测。
第三种，当目的蛋白的分子量大小与选用的内参蛋白分子量大小相差比较明显情况下，可以在转膜后预染，根据蛋白质Marker的大小将膜剪为大分子量和小分子量两部分，使内参蛋白与目的蛋白分开，然后两块膜分别与内参蛋白抗体以及目的蛋白抗体进行温育，二抗温育以及显色。
常用的蛋白质内参有GAPDH(glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase)和细胞骨架蛋白beta-actin或beta-tubulin。
一般我们选择内参与要检测的目的蛋白的分子量最好相差5KD以上。
因此你要知道你检测的蛋白的分子量来选择合适的内参!
actin即肌动蛋白，是细胞的一种重要骨架蛋白。
actin大致可分为六种，其中四种是不同肌肉组织特异性的，包括alpha-skeletal muscle actin、alpha-cardiac muscle actin、alpha-smooth muscle actin和gamma-smooth muscle actin，其余两种广泛分布于各种组织中，包括beta-actin(β- non-muscle)和gamma-non-muscle actin。
这些不同的亚型组织分布是不一样的，在肌肉组织中的beta-actin分布就很少，心肌主要是alpha-cardiac muscle actin。
因此不同的组织本来就应该选择不同的内参，不能一概而论的。
beta-actin作为内参是得到了公认的，这是针对大多数组织和细胞来说的，它广泛分布于细胞浆内，表达量非常丰富。
尽管最近有一些文章已经开始质疑beta-actin作为内参的有效性(好像是对于上样量>20ug的蛋白区分能力下降，记不清楚了)，但是发文章应该还是没有问题的。
至于其他的内参也是可以考虑用的，GAPDH(甘油醛-3-磷酸脱氢酶)是参与糖酵解的一种关键酶，而tubulin和actin类似，是细胞骨架的组成部分，但是不是肌肉的主要成分，应该是一个代替品。
三种同时发生变化的情况很少，需要具体分析。
一旦出现上述三种内参同时发生变化，如果是总蛋白可以用胞核的内参如PCNA，TATA-box bingding protein(TBP)甚至线粒体的内参来代替，当然一般这种可能性出现的几率微乎其微。
不同异构体表达对蛋白的检测是有很大的影响，买抗体前要好好熟悉自己的目的蛋白，很多抗体杂不出条带其实未必是抗体质量的问题。
很多公司的内参抗体是用抗原片段制备的，不同的公司选择的片段不一样。
以最常用的beta-actin为例，有的公司选择N-端，有的选择C-端。
选用N- 端Ac-Asp-Asp-Asp-Ile-Ala-Ala-Leu-Val-Ile-Asp-Asn-Gly-Ser-Gly-Lys 16aa作为抗原制备抗体(单抗和多抗)的占大多数，主要有santa cruz(Cat#
sc-69879),sigma(Cat# A1978等)，ProSci(Cat# 3779),Cell Signaling(Cat#4967)，Axxora PLATFORM(BET-A300)等，这类抗体均不能检测心肌和横纹肌中的actin条带。
选用C-端16aa短肽作为抗原制备抗体的主要有Axxora PLATFORM(PSC-3777)，
EPITOMICS(1784-1,1854-1等)，这类抗体可以在肌肉细胞中检测到actin阳性信号。
有时候在实验中检测内参时产生“组织特异性”，就是由于抗体选择不对造成的。
actin几种异构体存在组织分布特异性，不同型actin之间具有较高的序列相似性
(>90%)。
β-actin是分布于非肌细胞中的一种骨架蛋白，选择作β-actin内参时首先得保证是组织广泛表达的(尤其是做蛋白的组织表达谱时)。
那么制备β-actin抗体的抗原应该是选用与actin其它异构体一致的氨基酸序列。
公司制备抗体是选用beta-actin的某一段小短肽作为免疫原，可能会因为选取的短肽在不同型actin之间保守与否,而导致所制备抗体具有一定
的组织特异性.如选取的短肽仅在beta型存在,所得抗体就仅能检测非肌细胞中的actin,而选取的短肽在六型中均存在,则此抗体除非肌细胞外,还可以检测cardiac，skeletal，smooth muscle细胞的actin。
来源：生物帮/zt/cell/ 细胞生物学,干细胞研究lb。